著者は、Electromaterials科学拠点のセンターを通じて、オーストラリア研究評議会の支援を認める。

プロトコルは、ラ·トローブ大学（09-28P）、RMIT大学動物倫理委員会（1315年）によって承認されている。 1。電極の調製と予備的in vitro試験 <ol><li>電極コーティング堆積溶液を調製し、例えば10 mMのは、3,4 -エチレンジオキシチオフェン（EDOT）および0.1 Mナトリウム、パラ -トルエンスルホン酸（ナトリウム2点）は、ポリ-3 -3,4 -エチレンジ-PTS（PEDOT-PTS）を形成する。 </li><li>ポテンショスタットに電極アレイを接続します。 </li><li>慎重に堆積溶液に電極アレイを配置し、所定の位置に固定します。 </li><li>堆積溶液中に白金メッシュ対向電極およびAg / AgCl参照電極を配置し、ポテンシオスタットに接続している。 </li><li>希望の電極上にポテンショスタット、預金コーティングを使用。堆積条件（電位、電流及び時間）は、所望のコーティングに依存して変化する。 PEDOT-PTSコーティングのため、適用されるポテ15、30、45、または60秒間のV 1 ntialが使用されている。アレイ上の4つの電極が互い違い（ 図1）でコーティングで被覆されるべきである。 </li><li>析出溶液から電極アレイを削除して、静かに、脱イオン水ですすいでください。 </li><li>必要に応じて他の材料とコーティング手順を繰り返します。 </li><li> インビトロ試験溶液（脱イオン水中0.3 M二リン酸ナトリウムせ（Na 2 HPO 4））を調製する。 </li><li>ポテンショスタットに電極アレイを接続します。 </li><li>慎重にテスト溶液中に電極アレイを配置し、所定の位置に固定します。 </li><li>試験溶液に白金メッシュ対向電極およびAg / AgCl参照電極を配置し、ポテンシオスタットに接続している。 </li><li>ポテンシオスタットを用いて、逐次電気化学的インピーダンス分光法（EIS）を行い、サイクリックボルタンメトリー（1サイクルは、電位範囲0（電位がV 0、振幅が10mV、周波数範囲10〜100,000 Hzのオフセット）0.8-0.8Vに、スキャン速度は100mV /全ての電極にSEC）。テストされていない電極は、開回路電位に保持され、1秒の静止時間を、各試験の間に使用される。すべての32の電極は、1時間の全試験セッションのための溶液と接触している。 </li><li>テスト溶液から電極アレイを削除して、静かに、脱イオン水ですすいでください。 </li><li>このような光学顕微鏡のような他の任意の所望の分析を行う。 </li><li>電極表面の損傷や劣化を防止するための乾燥防止の容器に保管してプローブ。 </li></ol> 2。電極注入<ol><li>ラットを秤量する。 </li><li> nonrecovery麻酔用ウレタン（20％W / V蒸留水に、1.3グラム/ kgのIP）を注入する。 </li><li>つま先のピンチ引っ込め反射のためにテストすることによって麻酔発症を確認してください。麻酔が十分でない場合、ウレタンの補助的な用量は、（は0.3g /腹腔内）投与すべきである。 </li><li>目の潤滑剤を塗布した後、ANの頭を剃る位側。 </li><li>恒温プレート上腹臥位で動物を置き、直腸プローブ（37.5°C）を挿入します。 </li><li>定位フレーム内で約予想される最終位置に1耳のバーを配置してから、外耳道にある耳のバーを配置するために動物を調整します。 </li><li>対側外耳内に第2の耳バーを合わせます。歯ホルダーと整合するように、耳バーで動物をシフト。 </li><li>ラット歯鉗子を使用して、動物の顎を開き、歯ホルダーの上に上顎をフックし、所定の位置に鼻をクランプします。 </li><li>正中線の右側に10ミリ吻側からラムダの10ミリメートルの尾側へ約1ミリメートル、頭部の皮膚の切開部を作成します。 </li><li> 20％過酸化水素溶液及びガーゼパッドを使用し、壁間の頭頂骨を露出させる切開部から横方向に皮膚および筋肉を引っ込め、露出した骨の表面をスクラブ。 </li><li>約穴を開ける3ミリメートルできるだけラムダや正中線に近い壁間の骨に2と骨プラグを取り外します。滅菌生理食塩水を使用して、電極に損傷を与える可能性のある骨のほこりや断片を除去するための穴をフラッシュします。 </li><li>ブラント鈍いはさみを使用して、首筋の下に解剖し、空洞を作成します。 、脱脂綿で銀/塩化銀ワイヤーをラップ生理食塩水で、それを飽和させた後、空洞の中に参照電極を挿入します。 </li><li>針の先端を使って矢状面上の硬膜の切開を行います。 </li><li>電極マニピュレータに電極アレイを取り付け、19℃の吻側 - 尾角の開口部にその位置を調整します。手動下丘に向かって脳に電極を約2ミリメートルを挿入します。 </li><li>左耳中空バーにスピーカーを取り付けます。 </li><li>アンプがオンになっていることを確認してください。その後、記録チャンバーを密閉する前に、動物の麻酔を確認します。 </li></ol> 3。in vivo試験 <ol><li>ホワイトノイズバースト、（ガウス分布雑音、1から44 kHzの、10ミリ秒立ち上がり立下り時間）を実現し、各電極でのアクティビティを監視します。バーストが配信されるべき最大レートは1バースト毎に200ミリ秒である。 </li><li>電動マイクロドライブを使用して、音響的に駆動する活動は、各シャンクに3最先端の電極上に記録されるまで、徐々に（活動の記録電極の数と位置は電極配置や電極設計と異なる場合があります）電極アレイを挿入します。 </li><li> 50ミリ秒ホワイトノイズバースト（ガウス分布雑音、1〜44 kHzの、10ミリ秒の立上り立下り時間）の300回繰り返し用いた音響刺激プロトコルを実行する70デシベルで1秒の繰り返し率を有する、および（各電極でのマルチユニット活動を記録する24.4 kHzのサンプリングレート）。 </li><li>ゆっくりと目からより遠位の電極とほぼ同じ位置に各電極を配置するためにICに電極アレイを別の200μmを挿入するE初期記録位置。 </li><li>音響刺激と神経記録プロトコルを繰り返します。 </li><li> 200μMステップで電極アレイを挿入し、すべての電極は、少なくとも3つの位置（全体的な一般的に8月12日の電極位置）から音響的に駆動アクティビティを記録したまでは音響刺激と神経記録プロトコルを実行し続ける。 </li><li> 200μmを段階的に電極アレイを後退させると、初期電極アレイ位置が達成されるまで、音響刺激および神経記録プロトコルの実行を継続。 </li><li>丁寧に手作業で電極アレイを撤回。 </li><li>動物を安楽死させるために、ペントバルビタールナトリウム（200 mg / kgのIP Lethobarb）の過剰摂取を注入する。 </li><li>優しく蒸留水で電極アレイをすすぐ。そして、電極表面の損傷や劣化を防止するために、乾燥保護容器内にプローブを保管してください。 </li></ol> 4。 VITにおける移植後ROのテスト<ol><li>穏やかに汚染を除去するために蒸留水で電極アレイをすすぐ。 </li><li>ポテンショスタットに電極アレイを接続します。 </li><li>慎重にテスト溶液中に電極アレイを配置し、所定の位置に固定します。 </li><li>試験溶液に白金メッシュ対向電極およびAg / AgCl参照電極を配置し、ポテンシオスタットに接続している。 </li><li>ポテンショスタットを使用して、連続的な電気化学インピーダンス分光法（EIS）を行う（可能性は振幅、0 Vオフセットは10mV、周波数範囲10〜100,000 Hz）とし、サイクリックボルタンメトリー（1サイクル、電位範囲0.8-0.8Vに、スキャン速度は100mV /秒）は、すべての電極上。テストされていない電極は、開回路電位に保持され、1秒の静止時間を、各試験の間に使用される。すべての32の電極は、1時間の全試験セッションのための溶液と接触している。 </li><li>テスト溶液から電極アレイを削除して、静かに、脱イオン水ですすいでください。 </li><li> P24時間酵素洗浄液に電極アレイレース。 </li><li>溶液から電極アレイを削除し、蒸留水ですすいでください。 </li><li>ポテンショスタットに電極アレイを接続します。 </li><li>慎重にテスト溶液中に電極アレイを配置し、所定の位置に固定します。 </li><li>試験溶液に白金メッシュ対向電極およびAg / AgCl参照電極を配置し、ポテンシオスタットに接続している。 </li><li>ポテンショスタットを使用して、連続的な電気化学インピーダンス分光法（EIS）を行う（可能性は振幅、0 Vオフセットは10mV、周波数範囲10〜100,000 Hz）とし、サイクリックボルタンメトリー（1サイクル、電位範囲0.8-0.8Vに、スキャン速度は100mV /秒）は、すべての電極上。テストされていない電極は、開回路電位に保持され、1秒の静止時間を、各試験の間に使用される。すべての32の電極は、1時間の全試験セッションのための溶液と接触している。 </li><li>テスト溶液から電極アレイを削除し、優しく脱イオン水ですすいでください。 </li><li>電極表面の損傷や劣化を防止するための乾燥防止の容器に保管してプローブ。 </li></ol>

<ol>
	<li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation.">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li><li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus:+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants.">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation.">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li><li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease.">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li><li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays.">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li><li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+neural+electrodes+cause+chronic,+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration.">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes.">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li><li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex.">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li><li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex.">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li><li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes.">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li><li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrochemical Methods. , (2001).</li><li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly(3,4-ethylenedioxythiophene)+(PEDOT)+film.">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

このプロトコルは、1動物内の神経記録電極コーティングを比較するための方法を提供する。使用される電極の設計は、同様の規模の大きさで、ラット下丘（IC）への移植に最適です。長いシャンクと電極との間のより大きなピッチがシャンクのヒントは頭蓋底に接触するリスクを増加させながら、このようなシャンクの間に多くのスペースとしてこの電極の変形は、同時にラットのICにいる?...

ニューラルインプラントは、補綴ならびにパーキンソン病、てんかん、および感覚喪失1,2障害の治療を制御する、研究のためにますます使用されている。測定および/または脳の化学的および電気的成分の両方を制御することは、すべての神経インプラントの基礎となっている。しかしながら、神経組織、副作用を減少させるために3異常な状態にあるときにのみ治療を投与することが重要である。例えば、てんかんの治療のための脳深部刺激装置は、発作時の脳への電気パルスを適用する必要があります。いくつかの副作用は、ジストニア、記憶喪失、見当識障害、認知機能障害、幻覚誘発され、又はうつ病の抗うつ3,4であってもよい。多くのデバイスでは、閉ループシステムは、電気的活動を記録し、異常状態が検出されたときに刺激を誘発することが必要である。記録電極は、プロ制御するために使用されstheticデバイス。これは、最も正確なトリガデバイス制御を達成するために、可能な限り高い信号対雑音比で標的神経活動を記録することが重要である。より信頼性の高いデータがより少ない必要な試験被験者において得られた、得ることができるように、大きな信号対雑音比は、また、研究用途のために非常に望ましい。これはまた、神経刺激と記録に関与する機構および経路をより深く理解できるようになります。 神経移植片は脳内に配置された後、免疫応答は、5,6トリガされる。応答の時間経過は、一般に、各々が異なる生物学的プロセス7からなる、急性および慢性のフェーズに分割される。免疫応答は、そのようなインプラント材料8のグリア性瘢痕または化学的分解のカプセル化による標的ニューロンからの電極の単離などのインプラントの性能に劇的な影響を有することができる。これは、記録電極の信号対雑音比と、刺激電極の電力出力を低減し、故障9、電極につながることができる。インプラントの設計および材料の注意深い選択は​​、インプラントの寿命にわたって失敗を防止する必要がある。 異なる材料およびインプラントの設計の多くは、神経記録用の信号対雑音比およびインプラントの安定性を改善するために開発されている。電極材料は、白金、イリジウム、タングステン、酸化イリジウム、酸化タンタル、グラフェン、カーボンナノチューブ、導電性ポリマードープされ、最近のヒドロゲルを含んでいた。試験された基板材料は、シリコン、酸化ケイ素、窒化ケイ素、絹、テフロン（登録商標）、ポリイミド、及びシリコーンを含む。様々な電極の修飾はまた、ラミニン、ニューロトロフィン、または電気化学的、プラズマと光学技術を用いた自己組織化単分子膜や治療などのコーティングを使用して、研究されてきた。インプラントデザイン一般に、絶縁プローブの先端または電極を貫通するか、皮質表面インプラントのための2次元配列のためのシャンクの端部に沿って又は電極を備えた3次元 - 、2 - sは1であってもよい。関係なく、電極設計や材料の、以前の文献は通常、他のインプラントの構造を参照することなく、新たなインプラントの性能を実証しています。これは彼らの特性の体系的な評価を防ぐことができます。 このプロトコルは、分析的および電気生理学的手法の範囲を介して、異なる電極材料を比較するための方法を提供する。これは、最近発表された（硫酸塩（SO 4）またはパラ -トルエンスルホン酸（PTS）がドープされたポリピロール（のPpy）とポリ-3,4 -エチレンジオキシチオフェン（PEDOT））ポリマーコーティングを4つの異なる導電性のドープされた比較物品と4に基づいている異なるコーティングは、10を厚さ。この記事では、45秒の堆積時間で1材料、PEDOT-PTSを見つけました最小のバックグラウンドノイズと最も高い信号対雑音比とスパイクカウントを有し、これらのパラメータは、電極のインピーダンスに依存していたこと。 PEDOT-PTSは、他のドープ導電性ポリマーと裸イリジウム電極と比較して、優れた急性生体安定性を示した。プロトコルは、信号対雑音比および安定性を制御する重要なパラメータを決定し、さらに、神経記録電極の性能を改善するために使用されることを可能にする。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1217">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Programmable Attenuator</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PA5</td>
			<td style="width:600px;">Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Electrostatic speaker driver</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">ED1</td>
			<td>Drives the electrostatic speakers (EC1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Coupled electrostatic speaker</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">EC1</td>
			<td>Delivers sound to the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Processing base station</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RZ2</td>
			<td>Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PZ2-256</td>
			<td>256-channel high impedance preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multifunction Processor</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RX6</td>
			<td>Used to generate acoustic stimuli</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">Multichannel electrode</td>
			<td style="width:195px;">NeuroNexus Technologies</td>
			<td style="width:179px;">A4 &#215; 8&#8211;5mm-200-200-413</td>
			<td>4-shank 32-channel electrode array</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Potentiostat</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI660B</td>
			<td>Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multiplexer</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI684</td>
			<td>Switches between electrodes on the potentiostat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">di-sodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:179px;">71644</td>
			<td>Used in the test solution</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">483028</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:244px;">para-toluene sulfonate (Na2pTS)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">152536</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Urethane</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">U2500</td>
			<td>Used to anaesthetise the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Silver/Silver chloride electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI111</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Platinum electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">MW4130</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Motorized microdrive</td>
			<td style="width:195px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:179px;">DR1000</td>
			<td>To control the electrode array position during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Enzymatic cleaner</td>
			<td style="width:195px;">Advanced Medical Optics</td>
			<td style="width:179px;">Ultrazyme</td>
			<td>Cleans the protein off the electrode array after implantation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Acoustic enclosure</td>
			<td style="width:195px;">TMC Ametek</td>
			<td style="width:179px;">83-501</td>
			<td>Isolates the animal from acoustic and electrical noise</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:195px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:179px;">1430</td>
			<td>Secures and positions the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Temperature controller</td>
			<td style="width:195px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:179px;">ATC1000</td>
			<td>Controls the animal temperature</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Bone drill</td>
			<td style="width:195px;">KaVo Dental</td>
			<td style="width:179px;">K5Plus</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Aspirator</td>
			<td style="width:195px;">Flaem</td>
			<td style="width:179px;">Suction pro</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for systematic electrochemical and electrophysiological evaluation of neural recording electrodes

神経インプラントのための新素材とデザインは、一般的にパフォーマンスのデモではなく、他のインプラントの特性を参照することなく、別々に試験されています。これは、最も重要な性能パラメータに基づいて、特定のアプリケーション及び新材料の開発のための最適なように、特定のインプラントの合理的な選択を妨げる。この記事では、in vitroおよび神経記録電極のin vivo試験のためのプロトコルを開発しています。電気化学的および電気生理学的検査のための推奨パラメータが議論の重要なステップと潜在的な問題に文書化されています。この方法は、in vivo試験パラダイムが簡単に存在する多くの系統誤差、電極/ニューロン距離および動物モデルの間で、特に変動の影響を排除または低減します。結果は、 インビトロおよびそのようなインピーダンスおよびSiなどのインビボ応答において重要なの間には強い相関であるgnal対雑音比。このプロトコルは、簡単に他の電極材料および設計をテストするように適合させることができる。 インビトロ技術は、さらに、重要な性能指標を決定するために、任意の他の非破壊的方法に拡張することができる。聴覚路内の外科的アプローチのために使用される原理は、他​​の領域の神経または組織に改変することができる。

この実験プロトコルのために使用される典型的な電極アレイは、 図1に示されている。 413μm 2に 、名目幾何学的面積および200μMピッチで4シャンク32イリジウム電極があります。アレイ上の各第2の電極は、標識された1〜4つの異なる電極被膜、のいずれかで被覆されている。コー​​ティング材料は、慎重にそれらの化学的、機械的および電気化学的特性のた...

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A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

異なる電極コーティングは、電気化学的、化学的および機械的特性の変化を介して神経記録性能に影響を与える。 in vitroでの電極の比較は、しかし、生体内反応の比較は、通常、電極/神経距離と動物間の変動によって複雑に、比較的簡単です。この記事では、神経記録電極を比較する堅牢な方法を提供する。

神経電位電極の体系的電気化学的および電気生理学的評価方法

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

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Neuroscience

13.3K ビュー.  La Trobe University. 異なる電極コーティングは、電気化学的、化学的および機械的特性の変化を介して神経記録性能に影響を与える。 in vitroでの電極の比較は、しかし、生体内反応の比較は、通常、電極/神経距離と動物間の変動によって複雑に、比較的簡単です。この記事では、神経記録電極を比較する堅牢な方法を提供する。 

ビデオ: A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

単一ユニット活動とElectrocorticographic信号を記録するための慢性神経電極の外科的移植

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

神経科学

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

ホールマウントマッスル分析による再現性のあるマウスの坐骨神経クラッシュと再生のその後の評価

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

神経応答を記録し、トレーサーを注入するための覚醒マウスの作製

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Manufacturing and Using Piggy-back Multibarrel Electrodes for In vivo Pharmacological Manipulations of Neural Responses

In vivo recordings from single neurons allow an investigator to examine the firing properties of neurons, for example in response to sensory stimuli. Neurons typically receive multiple excitatory and inhibitory afferent and/or efferent inputs that integrate with each other, and the ultimate measured response properties of the neuron are driven by the neural integrations of these inputs. To study information processing in neural systems, it is necessary to understand the various inputs to a neuron or neural system, and the specific properties of these inputs. A powerful and technically relatively simple method to assess the functional role of certain inputs that a given neuron is receiving is to dynamically and reversibly suppress or eliminate these inputs, and measure the changes in the neuron's output caused by this manipulation. This can be accomplished by pharmacologically altering the neuron's immediate environment with piggy-back multibarrel electrodes. These electrodes consist of a single barrel recording electrode and a multibarrel drug electrode that can carry up to 4 different synaptic agonists or antagonists. The pharmacological agents can be applied iontophoretically at desired times during the experiment, allowing for time-controlled delivery and reversible reconfiguration of synaptic inputs. As such, pharmacological manipulation of the microenvironment represents a powerful and unparalleled method to test specific hypotheses about neural circuit function.
Here we describe how piggy-back electrodes are manufactured, and how they are used during in vivo experiments. The piggy-back system allows an investigator to combine a single barrel recording electrode of any arbitrary property (resistance, tip size, shape etc) with a multibarrel drug electrode. This is a major advantage over standard multi-electrodes, where all barrels have more or less similar shapes and properties. Multibarrel electrodes were first introduced over 40 years ago 1-3, and have undergone a number of design improvements 2,3 until the piggy-back type was introduced in the 1980s 4,5. Here we present a set of important improvements in the laboratory production of piggy-back electrodes that allow for deep brain penetration in intact in vivo animal preparations due to a relatively thin electrode shaft that causes minimal damage. Furthermore these electrodes are characterized by low noise recordings, and have low resistance drug barrels for very effective iontophoresis of the desired pharmacological agents.

Manufacturing and Using Piggy-back Multibarrel Electrodes for In vivo Pharmacological Manipulations of Neural Responses

Iontophoresis of neural agonists and antagonists during extracellular in vivo recordings is a powerful way to manipulate a neuron&#x2019;s microenvironment. These manipulations can most easily be done via piggy-back multibarrel electrodes. Here we describe how to manufacture them and use them during auditory recordings.

用ピギーバックMultibarrel電極の製造と使用<emインビボ&gt;</em神経反応の&gt;薬理マニピュレーション

In vivo recordings from single neurons allow an investigator to examine the firing properties of neurons, for example in response to sensory stimuli. ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

ゼブラフィッシュ幼生における前脳電気生理学的記録

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

同時電気生理学的記録および視交叉上核ニューロンのカルシウムイメージング

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

無傷アダルトゼブラフィッシュの脳における電気生理学的記録

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

から電気生理学的記録<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt; Labellar味感覚器

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

の記録細胞内の電圧応答のための電気生理学的手法<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;光刺激に感光体と介在ニューロン<em&gt;インビボ</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.