저자는 Electromaterials 과학 우수의 센터를 통해 호주 연구위원회의 지원을 인정합니다.

프로토콜은 라트 로브 대학 (09-28P)와 RMIT 대학 동물 윤리위원회 (1315)에 의해 승인되었습니다. 1. 전극 준비 및 예비 시험 관내 시험 <ol><li> 전극 코팅 증착 용액을 준비] 예 10 밀리 3,4 - 에틸렌 디옥 시티 오펜 (EDOT) 및 0.1 M 나트륨, 파라 - 톨루엔 술폰산 (나 2 PTS는) 폴리 (3) -3,4 - 에틸렌-PTS (PEDOT-PTS)을 형성. </li><li> 텐쇼에 전극 배열을 연결합니다. </li><li> 조심스럽게 증착 용액에 전극 배열을 놓고 제자리에 클램프. </li><li> 증착 용액에 백금 메쉬 상대 전극 및 Ag / AgCl 기준 전극을 배치하고 텐쇼에 연결한다. </li><li> 원하는 전극에 텐쇼, 예금 코팅을 사용. 증착 조건 (가능성, 현재와 시간)이 원하는 코팅에 따라 달라집니다. PEDOT-PTS 코팅을위한,인가 pote15, 30, 45, 또는 60 초 동안 1 V의 ntial가 사용되었습니다. 배열에 네 개의 전극을 엇갈리게의 코팅 (그림 1)로 코팅되어야한다. </li><li> 증착 용액에서 전극 배열을 제거하고 부드럽게 탈 이온수로 씻어냅니다. </li><li> 원하는대로 다른 재료로 코팅 절차를 반복합니다. </li><li> 시험 관내 시험 용액 (증류수에 0.3 M 디 나트륨 인산염 (Na 2 HPO 4))를 준비한다. </li><li> 텐쇼에 전극 배열을 연결합니다. </li><li> 조심스럽게 시험 용액에 전극 배열을 놓고 제자리에 클램프. </li><li> 시험 용액에 백금 메쉬 상대 전극 및 Ag / AgCl 기준 전극을 배치하고 텐쇼에 연결한다. </li><li> 텐쇼를 사용하여, 연속 전기 화학적 임피던스 분광법 (EIS)을 수행하고, 순환 전압 전류 법 (1주기, 잠재적 인 범위 0 (가능성은 0 V, 폭 10 MV, 주파수 범위 10-100,000 Hz에서 오프셋)0.8 V -0.8로, 스캔 속도 100 MV / 모든 전극에 초). 검증되지 않은 전극은 개방 회로 전위로 유지되고, 1 초의 조용한 시간은 각 시험 사이에 사용됩니다. 모든 전극 (32)을 1 시간의 전체 테스팅 세션 용액과 접촉하고있다. </li><li> 테스트 솔루션에서 전극 배열을 제거하고 부드럽게 탈 이온수로 헹군다. </li><li> 광 현미경 등 기타 원하는 분석을 수행합니다. </li><li> 전극 표면의 손상과 저하를 방지하기 위해 건조 보호 용기에 보관 프로브. </li></ol> 2. 전극 이식 <ol><li> 쥐의 무게를 측정. </li><li> (증류수 / V W, 1.3 g / kg IP 20 %) nonrecovery 마취 우레탄을 주입한다. </li><li> 발가락 핀치 철수 반사 테스트하여 마취 발병을 확인합니다. 마취가 충분하지 않은 경우, 우레탄의 보충 복용 (0.3 g / kg의 IP)을 투여해야한다. </li><li> 눈 윤활제를 적용하고의 머리를 면도근위. </li><li> homeothermic 접시에 발생하기 쉬운 위치에 동물을 배치하고 직장 프로브 (37.5 °의 C)를 삽입합니다. </li><li> 고정대에서 약 예상 최종 위치에 하나 귀 줄을 놓은 다음, 외부 음향 (外耳道)에 귀 막대를 배치하는 동물을 조정합니다. </li><li> 반대측 외부 음향 (外耳道)에 두 번째 귀 줄을 맞 춥니 다. 치아 홀더에 맞도록 귀 바에서 동물을 이동. </li><li> 쥐 이빨 집게를 사용하여, 동물의 턱을 열고 치아 홀더에 상단 앞니를 연결하고 그 자리에 코를 클램프. </li><li> 약 1 정중선의 오른쪽에있는 MM 10 ㎜의 주동이에서 람다의 10mm의 꼬리에, 머리의 피부 절개를 만듭니다. </li><li> 20 % 과산화수소 용액 및 가제 패드를 사용하고 정수리 interparietal 뼈를 노출로부터 피부를 절개하고 측방 근육 후퇴, 노출 된 뼈의 표면을 문질러. </li><li> 약 구멍을 드릴3mm 가능한 람다 및 중간 선에 가깝게 interparietal 뼈에있는 뼈의 플러그를 제거합니다. 멸균 식염수를 사용하여, 전극에 손상을 줄 수있는 뼈 먼지 또는 파편을 제거하기 위해 구멍을 플러시. </li><li> 무딘 무딘 가위를 사용하여 목의 목덜미 아래 해부 충치를 만들 수 있습니다. , 탈지면에 자세 / AgCl을 와이어를 감싸 식염수로 포화 한 후 공동으로 기준 전극을 삽입합니다. </li><li> 바늘의 끝 부분을 사용하여 시상면에서 경막의 절개를합니다. </li><li> 전극 조작에 전극 배열을 연결하고 19 °의 rostro - 꼬리 각도 입구에 위치를 조정합니다. 수동으로 열등 둔덕으로 뇌에 전극에게 약 2mm를 삽입합니다. </li><li> 왼쪽 빈 귀 줄에 스피커를 연결합니다. </li><li> 확인 앰프가 켜져 있습니다. 그런 다음, 기록 챔버를 밀봉하기 전에 동물을 마취 확인. </li></ol> 3.생체 내 시험에서 <ol><li> 백색 잡음 버스트 (가우스 분포 소음, 1-44 kHz에서, 10 밀리 초 상승 - 하강 시간)을 제공하고, 각 전극의 활동을 모니터링 할 수 있습니다. 버스트가 전달되어야하는 최대 속도는 하나의 버스트마다 200 밀리 초입니다. </li><li> 음향 구동 활성 (전극 기록 활동의 개수와 위치는 전극 배치 나 전극 설계에 따라 달라질 수있다) 각 생크에 3 가장 원위 전극 상에 기록 될 때까지 동력 마이크로 드라이브를 사용하여 천천히 전극 배열을 삽입한다. </li><li> 50 밀리 초 백색 잡음 버스트 (가우스 분포 소음, 1-44 kHz에서, 10 밀리 초 상승 - 하강 시간) 300 반복 사용하여 음향 자극 프로토콜을 수행 70dB에서 1​​ 초 반복 속도를, 그리고 (각 전극에서 multiunit 활동을 기록 24.4 kHz 샘플링 속도). </li><li> 천천히 일에서 더 말단 전극으로 거의 같은 위치에있는 각 전극의 위치를 전극 배열에게 IC에 또 다른 200 μ m를 삽입전자 최초의 기록 위치. </li><li> 음향 자극과 신경 기록 프로토콜을 반복합니다. </li><li> 200 μ m 단계에서 전극 배열을 삽입하고 모든 전극은 적어도 3 위치 (일반적으로 8-12 전체적인 전극 위치)으로부터 음향 적으로 구동되는 활동을 기록 할 때까지 음향 자극과 신경 기록 프로토콜을 계속 수행. </li><li> 200 μ m 단계에서 전극 어레이 후퇴하고 초기 전극 배열 위치가 달성 될 때까지 음향 자극과 신경 기록 프로토콜을 계속 수행. </li><li> 조심스럽게 직접 전극 배열을 철회. </li><li> 나트륨 펜토 바르비의 과다 주입 (Lethobarb을, 200 ㎎ / ㎏ IP) 동물을 안락사 할 수 있습니다. </li><li> 부드럽게 증류수 전극 어레이를 헹군다. 그런 다음 마른 보호 용기에 보관 프로브는 전극 표면의 손상과 저하를 방지합니다. </li></ol> 4. VIT에 착상RO 테스트 <ol><li> 온화하게 어떤 오염을 제거하기 위해 증류수로 전극 어레이를 헹군다. </li><li> 텐쇼에 전극 배열을 연결합니다. </li><li> 조심스럽게 시험 용액에 전극 배열을 놓고 제자리에 클램프. </li><li> 시험 용액에 백금 메쉬 상대 전극 및 Ag / AgCl 기준 전극을 배치하고 텐쇼에 연결한다. </li><li> 텐쇼를 사용하여, 연속 전기 화학적 임피던스 분광법 (EIS)을 수행 (가능성은 오프셋 0 V, 폭 10 MV, 주파수 범위 10-100,000 Hz에서) 및 순환 전압 전류 법 (1주기, 잠재적 인 범위 0.8 -0.8 V, 스캔 속도 100 MV / 초 ) 모든 전극에. 검증되지 않은 전극은 개방 회로 전위로 유지되고, 1 초의 조용한 시간은 각 시험 사이에 사용됩니다. 모든 전극 (32)을 1 시간의 전체 테스팅 세션 용액과 접촉하고있다. </li><li> 테스트 솔루션에서 전극 배열을 제거하고 부드럽게 탈 이온수로 헹군다. </li><li> 피24 시간 동안 효소 세척 용액에 전극 배열을 끈으로 묶는다. </li><li> 용액에서 전극 배열을 제거하고 증류수로 씻어. </li><li> 텐쇼에 전극 배열을 연결합니다. </li><li> 조심스럽게 시험 용액에 전극 배열을 놓고 제자리에 클램프. </li><li> 시험 용액에 백금 메쉬 상대 전극 및 Ag / AgCl 기준 전극을 배치하고 텐쇼에 연결한다. </li><li> 텐쇼를 사용하여, 연속 전기 화학적 임피던스 분광법 (EIS)을 수행 (가능성은 오프셋 0 V, 폭 10 MV, 주파수 범위 10-100,000 Hz에서) 및 순환 전압 전류 법 (1주기, 잠재적 인 범위 0.8 -0.8 V, 스캔 속도 100 MV / 초 ) 모든 전극에. 검증되지 않은 전극은 개방 회로 전위로 유지되고, 1 초의 조용한 시간은 각 시험 사이에 사용됩니다. 모든 전극 (32)을 1 시간의 전체 테스팅 세션 용액과 접촉하고있다. </li><li> 테스트 솔루션에서 전극 배열을 제거하고부드럽게 탈 이온수로 헹군다. </li><li> 전극 표면의 손상과 저하를 방지하기 위해 건조 보호 용기에 보관 프로브. </li></ol>

<ol>
	<li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation.">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li><li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus:+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants.">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation.">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li><li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease.">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li><li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays.">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li><li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+neural+electrodes+cause+chronic,+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration.">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes.">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li><li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex.">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li><li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex.">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li><li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes.">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li><li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrochemical Methods. , (2001).</li><li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly(3,4-ethylenedioxythiophene)+(PEDOT)+film.">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li></ol>

이 프로토콜은 동물 내에서 신경 기록 전극 코팅을 비교하기위한 방법을 제공한다. 사용 된 전극 디자인은 비슷한 규모의 치수, 쥐 열등 둔덕 (IC)에 주입 이상적입니다. 이러한 섕크 사이에 더 많은 공간 등이 전극의 변형 이상 섕크와 전극 사이의 큰 피치 생크 팁 두개골의 염기와 접촉하게 될 위험을 증가하면서 모든 정강이, 동시에 래트 IC에 빠지는 것을 방지 할 삽입시. 작은 전극 피치는 인접?...

신경 임플란트 보철 및 파킨슨 병, 간질, 및 감각 손실 1,2 장애의 치료를 제어하는 연구를 위해 사용이 증가되고있다. 화학 물질과 뇌의 전기적 구성을 모두 측정 및 / 또는 제어하는​​ 모든 신경 임플란트의 기초가된다. 그러나, 신경 조직이 3 부작용을 감소시키는 정도를 벗어난 상태에있는 경우에만 처리를 관리하는 것이 중요하다. 예를 들어, 간질 치료를위한 뇌 심부 자극은 발작 중 뇌에 전기 펄스를 적용해야합니다. 일부 부작용은 근육 긴장 이상, 메모리, 방향 감각 상실,인지 기능 장애, 유도 환각, 우울, 항 우울증 3,4의 손실이있을 수 있습니다. 많은 장치에서, 폐 루프 시스템은 전기 활동을 기록하고, 이상 상태가 검출 될 때 자극을 유발하는 것이 필요하다. 기록 전극은 또한 프로 제어하는​​ 데 사용된다sthetic 장치. 그것은 가장 정확한 트리거링 및 장치 제어를 달성하기 위해 가능한 가장 높은 신호 대 잡음비로 타겟 신경 활동을 기록하는 것이 중요하다. 더 신뢰할 수있는 데이터가 적게 요구되는 시험 대상의 결과를 얻을 수있는 바와 같이 큰 신호 - 대 - 잡음 비는 또한 연구 애플리케이션에 매우 바람직하다. 이것은 또한 신경 자극과 녹음에 관여하는 메커니즘과 경로의 큰 이해를하실 수 있습니다. 신경 이식 뇌에 배치 된 후, 면역 반응은 5,6 트리거된다. 응답의 시간 경과는 일반적으로 서로 다른 생물학적 과정 7 이루어진 급성 및 만성 단계로 구분된다. 면역 반응은 이러한 임플란트 재료 (8)의 아교 흉터 또는 화학적 분해에 의해 밀봉 대상 뉴런으로부터 전극의 분리와 같은 임플란트의 성능에 극적인 효과를 가질 수있다.이것은 기록 전극의 신호 대 잡음비와 자극 전극의 전원 출력 및 오류 9 전극 리드를 줄일 수있다. 임플란트 디자인 및 재료의 신중한 선택은 임플란트 수명 동안 고장을 방지하기 위해 필요하다. 다른 재료 및 임플란트 디자인 많은 신경 기록 용 신호 대 잡음비 및 임플란트의 안정성을 개선하기 위해 최근 개발되어왔다. 전극 재료는 백금, 이리듐, 텅스텐, 산화 이리듐, 산화 탄탈, 그래 핀, 탄소 나노 튜브, 전도성 중합체 도핑, 그리고 더 최근의 하이드로 겔을 포함했다. 시험 기판 재료는 실리콘, 실리콘 산화물, 실리콘 질화물, 실크, 테프론, 폴리이 미드, 및 실리콘을 포함한다. 다양한 전극 수정은 또한 전기, 플라즈마 및 광학 기술을 사용하여 라미닌, neurotrophins과, 또는 자기 조립 단층과 치료 등의 코팅을 사용하여 연구되었다. 임플란트 디자인일반적 절연성 프로브의 선단에 전극 또는 관통하거나 외피 표면 임플란트를위한 2 차원 배열에 대한 생크의 가장자리 또는 전극과 3 차원 -, 2 - 그룹의 1이 될 수있다. 에 관계없이 전극의 디자인이나 소재, 이전의 문학은 일반적으로 다른 임플란트 구조를 참조하지 않고 새로운 임플란트의 성능을 보여 주었다. 이것은 그들의 속성의 체계적인 평가를 방지 할 수 있습니다. 이 프로토콜은 분석 및 전기 생리 기술 범위를 통해 다른 전극 재료를 비교하기위한 방법을 제공한다. 이것은 중합체 코팅 (폴리피롤 (PPY), 폴리 -3,4 - 에틸렌 (PEDOT), 황산으로 도핑 (SO 4) 또는 파라 - 톨루엔 설포 네이트 (PTS)) 및 4 전도성 4 가지 도핑 비해 최근 발표 된 문서에 기초 다른 코팅 (10)은 두께. 이 문서는 45 초 증착 시간에 하나의 재료, PEDOT-PTS 발견작은 배경 잡음과 함께 이들 파라미터는 전극의 임피던스에 의존했고 그 가장 높은 신호 - 대 - 잡음 비 및 스파이크 카운트했다. PEDOT-PTS는 다른 도핑 된 전도성 고분자와 맨 손으로 이리듐 전극에 비해 우수한 급성 생체 안정성을 표시. 프로토콜은 임계 파라미터가 결정되고 상기 뉴럴 기록 전극의 성능을 향상시키기 위해 사용되는 신호 - 대 - 잡음 비 및 안정성을 제어한다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1217">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Programmable Attenuator</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PA5</td>
			<td style="width:600px;">Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Electrostatic speaker driver</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">ED1</td>
			<td>Drives the electrostatic speakers (EC1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Coupled electrostatic speaker</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">EC1</td>
			<td>Delivers sound to the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Processing base station</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RZ2</td>
			<td>Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PZ2-256</td>
			<td>256-channel high impedance preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multifunction Processor</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RX6</td>
			<td>Used to generate acoustic stimuli</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">Multichannel electrode</td>
			<td style="width:195px;">NeuroNexus Technologies</td>
			<td style="width:179px;">A4 &#215; 8&#8211;5mm-200-200-413</td>
			<td>4-shank 32-channel electrode array</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Potentiostat</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI660B</td>
			<td>Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multiplexer</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI684</td>
			<td>Switches between electrodes on the potentiostat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">di-sodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:179px;">71644</td>
			<td>Used in the test solution</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">483028</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:244px;">para-toluene sulfonate (Na2pTS)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">152536</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Urethane</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">U2500</td>
			<td>Used to anaesthetise the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Silver/Silver chloride electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI111</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Platinum electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">MW4130</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Motorized microdrive</td>
			<td style="width:195px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:179px;">DR1000</td>
			<td>To control the electrode array position during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Enzymatic cleaner</td>
			<td style="width:195px;">Advanced Medical Optics</td>
			<td style="width:179px;">Ultrazyme</td>
			<td>Cleans the protein off the electrode array after implantation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Acoustic enclosure</td>
			<td style="width:195px;">TMC Ametek</td>
			<td style="width:179px;">83-501</td>
			<td>Isolates the animal from acoustic and electrical noise</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:195px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:179px;">1430</td>
			<td>Secures and positions the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Temperature controller</td>
			<td style="width:195px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:179px;">ATC1000</td>
			<td>Controls the animal temperature</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Bone drill</td>
			<td style="width:195px;">KaVo Dental</td>
			<td style="width:179px;">K5Plus</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Aspirator</td>
			<td style="width:195px;">Flaem</td>
			<td style="width:179px;">Suction pro</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for systematic electrochemical and electrophysiological evaluation of neural recording electrodes

새로운 재료와 신경 임플란트 디자인은 일반적으로 성능을 시연 그러나 다른 임플란트 특성을 참조하지 않고, 개별적으로 시험한다. 이것은 특정 애플리케이션에 대해 최적의 가장 중요한 성능 파라미터에 기초하여 새로운 재료의 개발과 같은 특정 임플란트의 합리적 선택을 배제한다. 이 문서는 시험 관내 및 신경 기록 전극의 생체 내 시험에 대한 프로토콜을 개발하고 있습니다. 전기 및 전기 생리학 검사에 대한 권장 매개 변수를 설명하는 주요 단계 및 잠재적 인 문제와 함께 설명되어 있습니다. 이 방법은 제거 또는 단순 생체 실험 패러다임, 전극 / 신경 세포의 거리 및 동물 모델과 특히 변동에 존재하는 많은 계통 오차의 영향을 줄일 수 있습니다. 결과는 시험 관내에서와 같은 임피던스 및 Si 등의 생체 내 반응에서 중요한 간의 강한 상관 관계gnal 잡음비. 이 프로토콜은 쉽게 다른 전극 재료 및 설계를 테스트하도록 구성 될 수있다. 시험 관내 기술은 더욱 중요한 성능 지표를 결정하는 임의의 다른 비파괴 방법으로 확장 될 수있다. 청각 경로의 수술 방법에 사용되는 원리는 또한 다른 영역 또는 신경 조직에 변형 될 수있다.

이 실험 프로토콜에 사용되는 통상적 인 전극 어레이는도 1에 도시된다. 413 μ 평방 미터 명목 기하학적 공간과 200 μ m 피치 4 정강이에 32 이리듐 전극이있다. 어레이의 각 제 2 전극은 1-4 개의 다른 표지 된 전극 코팅 중 하나로 코팅되었다. 코팅 재료는 신중하게, 화학 기계 및 전기 화학적 특성에 대한 선택되었습니다. 이전 10 바와 같이 큰 전류 또는 전?...

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A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

다른 전극 코팅은 전기 화학적, 화학적, 기계적 특성 변화를 신경 기록 성능에 영향을 미친다. 체외에서 전극의 비교 그러나 생체 반응의 비교는 일반적으로 전극 / 신경 세포의 거리에서 동물 사이의 변화에 의해 복잡하고, 비교적 간단하다. 이 문서에서는 신경 기록 전극을 비교하는 강력한 방법을 제공한다.

신경 기록 전극의 체계적인 전기 및 전기 생리 평가를위한 방법

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

a-method-for-systematic-electrochemical-electrophysiological

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K 조회수.  La Trobe University.  다른 전극 코팅은 전기 화학적, 화학적, 기계적 특성 변화를 신경 기록 성능에 영향을 미친다. 체외에서 전극의 비교 그러나 생체 반응의 비교는 일반적으로 전극 / 신경 세포의 거리에서 동물 사이의 변화에 의해 복잡하고, 비교적 간단하다. 이 문서에서는 신경 기록 전극을 비교하는 강력한 방법을 제공한다. 

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Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

단일 유닛 활동과 Electrocorticographic 신호를 녹음하기 위해 만성 신경 전극 외과 이식

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

연구

신경과학

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

전체 마운트 근육 분석에 의한 재현성 마우스 좌골 신경 크러시와 중생의 후속 평가

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

신경 응답을 녹음하고 추적하는 주사에 대한 깨어 마우스의 작성

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Manufacturing and Using Piggy-back Multibarrel Electrodes for In vivo Pharmacological Manipulations of Neural Responses

In vivo recordings from single neurons allow an investigator to examine the firing properties of neurons, for example in response to sensory stimuli. Neurons typically receive multiple excitatory and inhibitory afferent and/or efferent inputs that integrate with each other, and the ultimate measured response properties of the neuron are driven by the neural integrations of these inputs. To study information processing in neural systems, it is necessary to understand the various inputs to a neuron or neural system, and the specific properties of these inputs. A powerful and technically relatively simple method to assess the functional role of certain inputs that a given neuron is receiving is to dynamically and reversibly suppress or eliminate these inputs, and measure the changes in the neuron's output caused by this manipulation. This can be accomplished by pharmacologically altering the neuron's immediate environment with piggy-back multibarrel electrodes. These electrodes consist of a single barrel recording electrode and a multibarrel drug electrode that can carry up to 4 different synaptic agonists or antagonists. The pharmacological agents can be applied iontophoretically at desired times during the experiment, allowing for time-controlled delivery and reversible reconfiguration of synaptic inputs. As such, pharmacological manipulation of the microenvironment represents a powerful and unparalleled method to test specific hypotheses about neural circuit function.
Here we describe how piggy-back electrodes are manufactured, and how they are used during in vivo experiments. The piggy-back system allows an investigator to combine a single barrel recording electrode of any arbitrary property (resistance, tip size, shape etc) with a multibarrel drug electrode. This is a major advantage over standard multi-electrodes, where all barrels have more or less similar shapes and properties. Multibarrel electrodes were first introduced over 40 years ago 1-3, and have undergone a number of design improvements 2,3 until the piggy-back type was introduced in the 1980s 4,5. Here we present a set of important improvements in the laboratory production of piggy-back electrodes that allow for deep brain penetration in intact in vivo animal preparations due to a relatively thin electrode shaft that causes minimal damage. Furthermore these electrodes are characterized by low noise recordings, and have low resistance drug barrels for very effective iontophoresis of the desired pharmacological agents.

Manufacturing and Using Piggy-back Multibarrel Electrodes for In vivo Pharmacological Manipulations of Neural Responses

Iontophoresis of neural agonists and antagonists during extracellular in vivo recordings is a powerful way to manipulate a neuron&#x2019;s microenvironment. These manipulations can most easily be done via piggy-back multibarrel electrodes. Here we describe how to manufacture them and use them during auditory recordings.

에 대한 Multibarrel 전극을 제조 및 꽃돼지 - 다시 사용<em&gt; 생체에</em신경 응답&gt; 약리 노는

In vivo recordings from single neurons allow an investigator to examine the firing properties of neurons, for example in response to sensory stimuli. ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

애벌레의 Zebrafish의 Forebrain Electrophysiological 기록

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

온전한 성인 Zebrafish의의 뇌에 전기 생리학 기록

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the researcher to measure gustatory responses directly and quantitatively, reflecting the sensory input that the insect nervous system receives from taste stimuli in its environment. This protocol outlines all key steps in performing this technique. The critical steps in assembling an electrophysiology rig, such as selection of necessary equipment and a suitable environment for recording, are delineated. We also describe how to prepare for recording by making appropriate reference and recording electrodes, and tastant solutions. We describe in detail the method used for preparing the insect by insertion of a glass reference electrode into the fly in order to immobilize the proboscis. We show traces of the electrical impulses fired by taste neurons in response to a sugar and a bitter compound. Aspects of the protocol are technically challenging and we include an extensive description of some common technical challenges that may be encountered, such as lack of signal or excessive noise in the system, and potential solutions. The technique has limitations, such as the inability to deliver temporally complex stimuli, observe background firing immediately prior to stimulus delivery, or use water-insoluble taste compounds conveniently. Despite these limitations, this technique (including minor variations referenced in the protocol) is a standard, broadly accepted procedure for recording Drosophila neuronal responses to taste compounds.

Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla

This protocol describes extracellular recording of the action potential responses fired by labellar taste neurons in Drosophila.

에서 전기 생리학 기록<em&gt; 초파리</em&gt; Labellar는 Sensilla 맛

The peripheral taste response of insects can be powerfully investigated with electrophysiological techniques. The method described here allows the ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

의 기록 세포 내 전압 응답에 대한 전기 생리 방법<em&gt; 초파리</em&gt; 빛 자극에 광수와의 interneurons<em&gt; 생체</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.