המחברים מודים לתמיכה של המועצה למחקר האוסטרלי באמצעות המרכז למצוינות לElectromaterials מדע.

הפרוטוקול אושר על ידי אוניברסיטת La Trobe (09-28P) וועדות אוניברסיטת RMIT בעלי החיים אתיקה (1315). 1. בדיקת אלקטרודה הכנה וראשונית במבחנה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הפתרונות בתצהיר ציפוי האלקטרודה, למשל 10 מ&quot;מ 3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT) ו0.1 sulfonate para-טולואן M נתרן (Na 2 נק &#39;) כדי ליצור poly-3 ,4-ethylenedioxythiophene-נק&#39; (PEDOT-נק &#39;). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את מערך אלקטרודות לpotentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח בזהירות את מערך אלקטרודות לפתרון בתצהיר ומהדק למקומו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח אלקטרודה נגדית רשת פלטינה ואלקטרודה השוואתית Ag / AgCl לפתרון בתצהיר ולהתחבר לpotentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות potentiostat, הפקדת הציפויים על גבי אלקטרודות הרצויות. תנאי הפקדת (פוטנציאליים, והשעה נוכחית) משתנים בהתאם לציפוי הרצוי. עבור ציפויי PEDOT-נק &#39;, שורר מיושםntial של V 1 ל15, 30, 45, או 60 שניות כבר בשימוש. ארבע אלקטרודות על המערך צריכה להיות מצופים בציפוי בתצורה מדורגת (איור 1). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מערך אלקטרודות מהפתרון בתצהיר ולשטוף בעדינות עם מים deionized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על תהליך הציפוי עם חומרים אחרים בהתאם לצורך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הכן את הפתרון במבחנה בדיקה (פוספט 0.3 M di-נתרן (Na 2 HPO 4) במי deionized). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את מערך אלקטרודות לpotentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח בזהירות את מערך אלקטרודות לפתרון הבדיקות ומהדקים למקומו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח אלקטרודה נגדית רשת פלטינה ואלקטרודה השוואתית Ag / AgCl לפתרון הבדיקות ולהתחבר לpotentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות potentiostat, לבצע ספקטרוסקופיה עכבה אלקטרוכימיים רציפה (EIS) (פוטנציאל לקזז 0 V, משרעת 10 mV, הרץ 10-100,000 טווח תדרים) וvoltammetry המחזורית (מחזור 1, טווח פוטנציאל 0.8 ל-0.8 V, קצב סריקת 100 mV / sec) בכל האלקטרודות. אלקטרודות שלא נבדקו נשמרות בפוטנציאל במעגל פתוח וזמן שקט של 1 שניות משמש בין כל בדיקה. כל 32 אלקטרודות נמצאות בקשר עם הפתרון לפגישת בדיקות המלאה של 1 שעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מערך אלקטרודות מפתרון הבדיקות ולשטוף בעדינות עם מים deionized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע כל ניתוח אחר רצוי כגון מיקרוסקופיה אופטית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדיקות חנות במכל מגן יבש כדי למנוע נזק והשפלה של משטחי האלקטרודה. </li></ol> 2. השתלת האלקטרודה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשקול את החולדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק urethane (20% w / v במים מזוקקים, 1.3 גרם / ip קילוגרם) עבור ההרדמה nonrecovery. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא תחילת הרדמה על ידי בדיקת רפלקס נסיגת קמצוץ הבוהן. אם ההרדמה לא מספיק, מנות משלימות של urethane צריכה להינתן (IP 0.3 גר &#39;/ קילוגרם). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> החל סיכה העין, ולאחר מכן לגלח את ראשimal. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה במצב נוטה על צלחת homeothermic והכנס בדיקה רקטלית (37.5 מעלות צלזיוס). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח אוזן בר אחד לעמדתו הסופית הצפויה כ בתוך המסגרת stereotaxic, ולאחר מכן להתאים את בעלי החיים כדי למקם את האוזן בר בmeatus אקוסטית החיצוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יישר את בר האוזן השני לתוך meatus אקוסטית החיצוני הנגדי. Shift בעלי החיים בברים האוזן כדי להתיישר עם בעל השן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים עכברוש שיניים, לפתוח את הלסת של החיה, להתחבר החותכות העליונות מעל בעל השן ומהדק את האף במקום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> יצירת חתך בעור של הראש, כ 1 מ&quot;מ בצד הימין של קו האמצע וממקורי 10 מ&quot;מ ל10 הזנב מ&quot;מ של למבדה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחזור בו העור ושריר רוחבי מהחתך כדי לחשוף את הקודקודית ועצמות interparietal שימוש 20% פתרון מי חמצן ופד גזה, לשפשף את פני השטח של העצם החשוף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקדוח חור כ3 מ&quot;מ 2 בעצמות interparietal קרובות למבדה וקו האמצע ככל האפשר וניתקתי את תקע העצם. שימוש בתמיסת מלח סטרילית, שטוף את החור כדי להסיר כל אבק עצם או שברים שעלולות לפגוע באלקטרודה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות מספריים קהה קהים, לנתח מתחת לעורף וליצור חלל. לעטוף את חוט Ag / AgCl בצמר גפן, להרוות אותו עם מלח ולאחר מכן להכניס את האלקטרודה ההתייחסות לתוך החלל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> עושה חתך במאטר הדורה במישור הסגיטלי באמצעות קצה מחט. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את מערך אלקטרודות למניפולטור האלקטרודה ולהתאים את עמדתה על הפתיחה עם זווית rostro-הזנב 19 °. באופן ידני להכניס את האלקטרודה כ -2 מ&quot;מ לתוך המוח לכיוון colliculus הנחותים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> צרף את הרמקול לאוזן בר החלולה השמאל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להבטיח את המגבר דולק. לאחר מכן ודא הרדמה חיה לפני איטום תא ההקלטה. </li></ol> 3.בבדיקת vivo <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לספק פרצי רעש לבנים, (רעש גאוס להפיץ, 1-44 kHz; זמן עליית נפילה 10 אלפיות שני) ולנטר את הפעילות בכל אלקטרודה. השיעור המרבי שבו פורץ צריך להיות מועברים הוא פרץ אחד כל 200 אלפיות שניים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שימוש בדיסק הקשיח הזעיר הממונע, כנס באיטיות את מערך אלקטרודות עד פעילות מונעת אקוסטית נרשמת על 3 אלקטרודות הדיסטלי ביותר בכל שוק (המספר והמיקום של פעילות הקלטת אלקטרודות עשויים להשתנות עם מיקום האלקטרודה או עיצוב אלקטרודה). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבצע את פרוטוקול גירוי אקוסטי באמצעות 300 חזרות של 50 פרצי רעש לבן אלפיות (רעש גאוס להפיץ, 1-44 kHz; 10 זמן עליית נפילה אלפיות שני) עם שיעור החזרה שניות 1 ב70 dB, ולהקליט את פעילות multiunit בכל אלקטרודה ( 24.4 דגימת קילוהרץ קצב). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאט לאט להכניס את מערך אלקטרודות 200 μ מ &#39;נוסף אל תוך המעגל המשולב למצב את כל אלקטרודה בערך באותה העמדה כמו האלקטרודה דיסטלי יותר מהדואר עמדת רישום ראשוני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חזור על גירוי אקוסטי ופרוטוקול הקלטה עצבי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> המשך החדרת מערך אלקטרודות ב200 μ צעדים מ &#39;וביצוע גירוי אקוסטי ופרוטוקול הקלטה עצבי עד שכל האלקטרודות רשמו את פעילות מונעת אקוסטית מלפחות 3 עמדות (בדרך כלל 8-12 עמדות אלקטרודה כוללת). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחזור בו מערך אלקטרודות ב200 μ צעדים מ &#39;ולהמשיך בביצוע גירוי אקוסטי ופרוטוקול הקלטה עצבי עד עמדת מערך אלקטרודות הראשונית מושגת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחזור בו מערך אלקטרודות בקפידה באופן ידני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הזרק מנת יתר של pentobarbitone נתרן (Lethobarb; 200 מ&quot;ג / קילוגרם ip) להרדימו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף בעדינות את מערך האלקטרודה עם מים מזוקקים. לאחר מכן בדיקות חנות במכל מגן יבש כדי למנוע נזק והשפלה של משטחי האלקטרודה. </li></ol> 4. לאחר ההשתלה בvitro בדיקה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשטוף בעדינות את מערך האלקטרודה עם מים מזוקקים כדי להסיר כל זיהום. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את מערך אלקטרודות לpotentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח בזהירות את מערך אלקטרודות לפתרון הבדיקות ומהדקים למקומו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח אלקטרודה נגדית רשת פלטינה ואלקטרודה השוואתית Ag / AgCl לפתרון הבדיקות ולהתחבר לpotentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות potentiostat, לבצע ספקטרוסקופיה עכבה אלקטרוכימיים רציפה (EIS) (פוטנציאל לקזז 0 V, משרעת 10 mV, טווח תדרים 10-100,000 הרץ) וvoltammetry המחזורית (מחזור 1, טווח פוטנציאל 0.8 ל-0.8 V, קצב סריקה 100 mV / sec ) על כל האלקטרודות. אלקטרודות שלא נבדקו נשמרות בפוטנציאל במעגל פתוח וזמן שקט של 1 שניות משמש בין כל בדיקה. כל 32 אלקטרודות נמצאות בקשר עם הפתרון לפגישת בדיקות המלאה של 1 שעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מערך אלקטרודות מפתרון הבדיקות ולשטוף בעדינות עם מים deionized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> Pתחרה מערך אלקטרודה לתוך תמיסת ניקוי אנזימטי ל24 שעות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מערך אלקטרודות מהפתרון ולשטוף עם מים מזוקקים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את מערך אלקטרודות לpotentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח בזהירות את מערך אלקטרודות לפתרון הבדיקות ומהדקים למקומו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח אלקטרודה נגדית רשת פלטינה ואלקטרודה השוואתית Ag / AgCl לפתרון הבדיקות ולהתחבר לpotentiostat. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות potentiostat, לבצע ספקטרוסקופיה עכבה אלקטרוכימיים רציפה (EIS) (פוטנציאל לקזז 0 V, משרעת 10 mV, טווח תדרים 10-100,000 הרץ) וvoltammetry המחזורית (מחזור 1, טווח פוטנציאל 0.8 ל-0.8 V, קצב סריקה 100 mV / sec ) על כל האלקטרודות. אלקטרודות שלא נבדקו נשמרות בפוטנציאל במעגל פתוח וזמן שקט של 1 שניות משמש בין כל בדיקה. כל 32 אלקטרודות נמצאות בקשר עם הפתרון לפגישת בדיקות המלאה של 1 שעה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר את מערך אלקטרודות מפתרון הבדיקות ולשטוף בעדינות עם מים deionized. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדיקות חנות במכל מגן יבש כדי למנוע נזק והשפלה של משטחי האלקטרודה. </li></ol>

<ol>
	<li>Oluigbo, C. O., Rezai, A. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Addressing+Neurological+Disorders+With+Neuromodulation.">Addressing Neurological Disorders With Neuromodulation.</a> IEEE Trans. Biomed. Eng. 58, 1907-1917 (2011).</li><li>Shivdasani, M. N., Mauger, S. J., Rathbone, G. D., Paolini, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inferior+Colliculus+Responses+to+Multichannel+Microstimulation+of+the+Ventral+Cochlear+Nucleus:+Implications+for+Auditory+Brain+Stem+Implants.">Inferior Colliculus Responses to Multichannel Microstimulation of the Ventral Cochlear Nucleus: Implications for Auditory Brain Stem Implants.</a> J. Neurophysiol. 99, 1-13 (2008).</li><li>Perlmutter, J. S., Mink, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deep+Brain+Stimulation.">Deep Brain Stimulation.</a> Ann. Rev. Neurosci. 29, 229 (2006).</li><li>Weaver, F. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bilateral+Deep+Brain+Stimulation+vs+Best+Medical+Therapy+for+Patients+With+Advanced+Parkinson+Disease.">Bilateral Deep Brain Stimulation vs Best Medical Therapy for Patients With Advanced Parkinson Disease.</a> J. Am. Med. Assoc. 301, 63-73 (2009).</li><li>Biran, R., Martin, D. C., Tresco, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+cell+loss+accompanies+the+brain+tissue+response+to+chronically+implanted+silicon+microelectrode+arrays.">Neuronal cell loss accompanies the brain tissue response to chronically implanted silicon microelectrode arrays.</a> Exp. Neurol. 195, 115-126 (2005).</li><li>McConnell, G. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Implanted+neural+electrodes+cause+chronic,+local+inflammation+that+is+correlated+with+local+neurodegeneration.">Implanted neural electrodes cause chronic, local inflammation that is correlated with local neurodegeneration.</a> J. Neural Eng. 6, (2009).</li><li>Liu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stability+of+the+interface+between+neural+tissue+and+chronically+implanted+intracortical+microelectrodes.">Stability of the interface between neural tissue and chronically implanted intracortical microelectrodes.</a> IEEE Trans. Rehab. Eng. 7, 315-326 (1999).</li><li>Rousche, P. J., Normann, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+recording+capability+of+the+Utah+Intracortical+Electrode+Array+in+cat+sensory+cortex.">Chronic recording capability of the Utah Intracortical Electrode Array in cat sensory cortex.</a> J. Neurosci. Methods. 82, 1-15 (1998).</li><li>Williams, J. C., Rennaker, R. L., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Long-term+neural+recording+characteristics+of+wire+microelectrode+arrays+implanted+in+cerebral+cortex.">Long-term neural recording characteristics of wire microelectrode arrays implanted in cerebral cortex.</a> Brain Res. Protoc. 4, 303-313 (1999).</li><li>Harris, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conducting+polymer+coated+neural+recording+electrodes.">Conducting polymer coated neural recording electrodes.</a> J. Neural Eng. 10, (2013).</li><li>Bard, A. J., Faulkner, L. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Electrochemical Methods. , (2001).</li><li>Ludwig, K. A., Uram, J. D., Yang, J., Martin, D. C., Kipke, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chronic+neural+recordings+using+silicon+microelectrode+arrays+electrochemically+deposited+with+a+poly(3,4-ethylenedioxythiophene)+(PEDOT)+film.">Chronic neural recordings using silicon microelectrode arrays electrochemically deposited with a poly(3,4-ethylenedioxythiophene) (PEDOT) film.</a> J. Neural Eng. 3, 59 (2006).</li></ol>

פרוטוקול זה מספק שיטה להשוואה בין ציפוי האלקטרודה הקלטה עצבי בתוך חיה אחת. עיצוב אלקטרודה המשמש הוא אידיאלי להשתלה לתוך colliculus נחותים עכברוש (IC), עם ממדים של קנה מידה דומה. וריאציות של אלקטרודה זו כגון מקום רב יותר בין שאנקס ימנעו כל אנקס להיות בחולדה IC באותו הזמן, בעוד ...

שתלים עצביים נמצאים בשימוש יותר ויותר למחקר, שליטה תותבות וטיפול בהפרעות כגון מחלת פרקינסון, אפילפסיה, ו1,2 אובדן חושים. מדידה ו / או שליטה הן כימית והרכב חשמלי של המוח היא הבסיס לכל שתלים העצביים. עם זאת, חשוב לנהל את טיפול רק כאשר הרקמה העצבית נמצאת במצב החריג כדי להפחית את תופעות הלוואי 3. לדוגמא, לגירוי מוחי עמוק לטיפול באפילפסיה צריך לחול רק פולס חשמלי למוח במהלך התקף. תופעות לוואי מסוימים עשויות להיות דיסטוניה, אובדן הזיכרון, בלבול, תפקוד הקוגניטיבי לקוי, הזיות מושרה, דיכאון או אנטי הדיכאון 3,4. במכשירים רבים, מערכת לולאה סגורה לכן יש צורך להקליט את הפעילות חשמלית וכדי לעורר גירוי כאשר מדינה נורמלית הוא זוהה. אלקטרודות הקלטה משמשות גם כדי לשלוט בפרומכשירי sthetic. זה קריטי כדי להקליט את הפעילות העצבית היעד עם היחס הגבוה ביותר אפשרי אות לרעש כדי להשיג מפעילה מדויק ביותר ובקרה של התקן. יחס אות לרעש גדול הוא גם רצוי מאוד עבור יישומי מחקר, כפי שניתן לקבל נתונים אמינים יותר, וכתוצאה מנבדקים נדרשו פחות. זה גם יאפשר הבנה טובה יותר של המנגנונים ומסלולים מעורבים בגירוי והקלטה עצביים. לאחר שתל עצבי הושם לתוך המוח, תגובה חיסונית מופעלת על 5,6. במהלך זמן התגובה מחולק בדרך כלל לשלבים אקוטיים וכרוניים, כל אחת בהיקף של תהליכים ביולוגיים שונים 7. התגובה החיסונית יכולה להיות השפעה דרמטית על הביצועים של השתל, כגון בידוד של אלקטרודות מהנוירונים היעד ידי אנקפסולציה בצלקת או השפלה כימית גליה של חומרי שתל 8.זה יכול להפחית את יחס אות לרעש של האלקטרודה הקלטה ותפוקת החשמל של האלקטרודה מגרה, ולהוביל לאלקטרודה כישלון 9. בחירה קפדנית של עיצוב שתל וחומרים נחוץ כדי למנוע כישלון לאורך חיי השתל. רבים חומרים שונים ועיצובים שתל פותחו לאחרונה כדי לשפר את יחס אות לרעש ויציבות שתל להקלטה עצבית. חומרי אלקטרודה כללו פלטינה, אירידיום, טונגסטן, תחמוצת אירידיום, תחמוצת טנטלום, גרפן, צינורות פחמן, מסוממים פולימרים מוליכים, ולאחרונה הידרוג. חומרי מצע שנבדקו כוללים גם סיליקון, תחמוצת סיליקון, סיליקון ניטריד, משי, טפלון, polyimide, וסיליקון. שינויי אלקטרודה שונים גם נחקרו, תוך שימוש בציפויים כגון laminin, neurotrophins, או monolayers עצמי התאספו וטיפולים באמצעות אלקטרוכימיים, פלזמה ושיטות אופטיות. עיצוב שתלים יכול להיות 1 -, 2 - או 3 ממדים עם אלקטרודות בדרך כלל בקצה של חללית בידוד או בשולי שוק חודר אלקטרודות או במערך 2 ממדים לשתלי משטח קליפת המוח. ללא קשר לעיצוב האלקטרודה או חומר, הספרות קודמת יש בדרך כלל הוכיחה את הביצועים של השתל החדש ללא התייחסות למבני שתל אחרים. זה מונע הערכה שיטתית של הנכסים שלהם. פרוטוקול זה מספק שיטה להשוואה בין חומרי אלקטרודה שונים באמצעות מגוון של שיטות אנליטיות ואלקטרו. הוא מבוסס על מאמר שפורסם לאחרונה אשר לעומת 4 מסוממים שונה ביצוע ציפוי פולימר (polypyrrole (PPy) ופולי-3 ,4-ethylenedioxythiophene (PEDOT) מסומם עם סולפט (SO 4) או sulfonate para-טולואן (נק &#39;)) ו -4 ציפוי שונה בעוביי 10. מאמר זה מצא חומר אחד, PEDOT-נק &#39;עם זמן בתצהיר 45 שניות,היה לי ספירת היחס וספייק הגבוהה ביותר אות לרעש עם רעש הרקע הקטן ביותר וכי הפרמטרים אלה היו תלויים בעכבת אלקטרודה. PEDOT-נק &#39;מוצג גם biostability החריף מעולה לעומת הפולימרים מסוממים ניהול האחרים ואלקטרודות אירידיום חשופות. הפרוטוקול מאפשר הפרמטרים הקריטיים שליטה יחס אות לרעש ויציבות שייקבע ומשמש כדי לשפר את הביצועים של האלקטרודות הקלטה עצביות נוסף.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1217">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Programmable Attenuator</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PA5</td>
			<td style="width:600px;">Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Electrostatic speaker driver</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">ED1</td>
			<td>Drives the electrostatic speakers (EC1)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Coupled electrostatic speaker</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">EC1</td>
			<td>Delivers sound to the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Processing base station</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RZ2</td>
			<td>Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">PZ2-256</td>
			<td>256-channel high impedance preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multifunction Processor</td>
			<td style="width:195px;">TDT</td>
			<td style="width:179px;">RX6</td>
			<td>Used to generate acoustic stimuli</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">Multichannel electrode</td>
			<td style="width:195px;">NeuroNexus Technologies</td>
			<td style="width:179px;">A4 &#215; 8&#8211;5mm-200-200-413</td>
			<td>4-shank 32-channel electrode array</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Potentiostat</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI660B</td>
			<td>Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Multiplexer</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI684</td>
			<td>Switches between electrodes on the potentiostat</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">di-sodium phosphate</td>
			<td style="width:195px;">Fluka</td>
			<td style="width:179px;">71644</td>
			<td>Used in the test solution</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:244px;">3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">483028</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:244px;">para-toluene sulfonate (Na2pTS)</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">152536</td>
			<td>An electrode coating material</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Urethane</td>
			<td style="width:195px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:179px;">U2500</td>
			<td>Used to anaesthetise the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Silver/Silver chloride electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">CHI111</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Platinum electrode</td>
			<td style="width:195px;">CH Instruments</td>
			<td style="width:179px;">MW4130</td>
			<td>Used for testing the electrode in vitro</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Motorized microdrive</td>
			<td style="width:195px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:179px;">DR1000</td>
			<td>To control the electrode array position during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Enzymatic cleaner</td>
			<td style="width:195px;">Advanced Medical Optics</td>
			<td style="width:179px;">Ultrazyme</td>
			<td>Cleans the protein off the electrode array after implantation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Acoustic enclosure</td>
			<td style="width:195px;">TMC Ametek</td>
			<td style="width:179px;">83-501</td>
			<td>Isolates the animal from acoustic and electrical noise</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Stereotaxic frame</td>
			<td style="width:195px;">David Kopf Instruments</td>
			<td style="width:179px;">1430</td>
			<td>Secures and positions the animal</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Temperature controller</td>
			<td style="width:195px;">World Precision Instruments</td>
			<td style="width:179px;">ATC1000</td>
			<td>Controls the animal temperature</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Bone drill</td>
			<td style="width:195px;">KaVo Dental</td>
			<td style="width:179px;">K5Plus</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:244px;">Aspirator</td>
			<td style="width:195px;">Flaem</td>
			<td style="width:179px;">Suction pro</td>
			<td>Used to perform the craniectomy</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a method for systematic electrochemical and electrophysiological evaluation of neural recording electrodes

חומרים ועיצובים לשתלים עצביים חדשים הם בדרך כלל נבדקו בנפרד, עם הפגנה של ביצועים, אך ללא התייחסות למאפייני שתל אחרים. זה מונע בחירה רציונלית של שתל מסוים כאופטימלי עבור יישום מסוים והפיתוח של חומרים חדשים המבוססים על הפרמטרים של ביצועים הקריטיים ביותר. מאמר זה עוסק בפיתוח פרוטוקול במבחנה בבדיקת vivo של אלקטרודות הקלטה עצביות. פרמטרים מומלצים לבדיקות אלקטרו ואלקטרו מתועדים עם השלבים העיקריים ובעיות פוטנציאליות שנדונו. שיטה זו מבטלת או מצמצמת את ההשפעה של הרבה שגיאות שיטתיות הווה בin vivo פרדיגמות בדיקות פשוטות יותר, וריאציות במיוחד במרחק אלקטרודה / נוירון ובין מודלים של בעלי החיים. התוצאה היא מתאם חזק בין קריטי במבחנה בתגובות vivo, כגון עכבה וsiיחס gnal לרעש. פרוטוקול זה יכול בקלות להיות מותאם לבדיקת חומרי האלקטרודה אחרים ועיצובים. ניתן להרחיב במבחנה הטכניקות לכל שיטה הרסנית אחרת כדי לקבוע מדדי ביצוע חשובים נוסף. העקרונות המשמשים לגישה הניתוחית במסלול השמיעה יכולים גם להיות שונה כדי אזורים עצביים אחרים או רקמה.

מערך אלקטרודות טיפוסי המשמש לפרוטוקול ניסוי זה מוצג באיור 1. ישנן 32 אלקטרודות אירידיום ב -4 באנקס עם 413 μ מ &#39;2 באזור גיאומטרי נומינלי ומגרש μ מ&#39; 200. כל אלקטרודה שנייה על המערך כבר מצופה באחת מארבעה ציפוי האלקטרודה שונה, שכותרתו 1-4. חומרי הציפוי...

Watch this Scientific Journal Video about A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes at JoVE.com

A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

ציפוי האלקטרודה שונה משפיע על ביצועי הקלטה עצביים דרך שינויים במאפיינים אלקטרוכימיים, כימיים ומכאניים. השוואה של אלקטרודות במבחנה היא פשוטה יחסית, עם זאת השוואה של תגובת in vivo היא מסובכת בדרך כלל על ידי שינויים במרחק אלקטרודה / נוירון ובין בעלי החיים. מאמר זה מספק שיטה חזקה כדי להשוות אלקטרודות הקלטה עצביות.

שיטה לאלקטרוכימי שיטתי ואלקטרו הערכה של אלקטרודות הקלטה עצביות

New materials and designs for neural implants are typically tested separately, with a demonstration of performance but without reference to other implant ...

a-method-for-systematic-electrochemical-electrophysiological

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.3K Views.  La Trobe University.  ציפוי האלקטרודה שונה משפיע על ביצועי הקלטה עצביים דרך שינויים במאפיינים אלקטרוכימיים, כימיים ומכאניים. השוואה של אלקטרודות במבחנה היא פשוטה יחסית, עם זאת השוואה של תגובת in vivo היא מסובכת בדרך כלל על ידי שינויים במרחק אלקטרודה / נו?...

Video: A Method for Systematic Electrochemical and Electrophysiological Evaluation of Neural Recording Electrodes

Surgical Implantation of Chronic Neural Electrodes for Recording Single Unit Activity and Electrocorticographic Signals

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery. Here we provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting electrode systems. We demonstrate the implantation procedure of both a penetrating and a surface electrode. The surgical process is described from start to finish, including detailed descriptions of each step throughout the procedure. It should also be noted that this video guide is focused towards procedures conducted in rodent models and other small animal models. Modifications of the described procedures are feasible for other animal models.

We provide useful information for surgeons who are learning the process of implanting chronic neural recording electrodes. Techniques for both penetrating and surface electrode systems are described in a rodent animal model.

השרשה כירורגית של אלקטרודות עצביות כרוניות להקלטת פעילות יחידה אחת אותות Electrocorticographic

The success of long-term electrophysiological recordings often depends on the quality of the implantation surgery.  Here we provide useful information for ...

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

עכבר לשחזור Sciatic עצב קראש והערכה לאחר ההתחדשות של ניתוח הר שלם שריר

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13. In the auditory system, fundamental response properties of brainstem neurons including threshold, frequency specificity, and inhibitory sidebands are altered in significant ways under anesthesia1-2. These observations prompted physiologists to seek ways to record from single neurons without the contaminating effects of anesthesia. One result was a decerebrate preparation, where the brainstem was completely transected at the level of the midbrain4. The drawbacks of this preparation are a formidable surgery, the elimination of descending projections from the forebrain, and an inability to use sensory stimulation to examine structures above the midbrain. A different strategy has been to implant electrode arrays chronically to record from single neurons and multiunit clusters while the animal is awake and/or behaving5,6. These techniques however are not compatible with injecting tracer dyes after first electrophysiologically characterizing a brain structure. To avoid altering neural response properties with anesthetics while recording electrophysiological response properties from single neurons, we have adapted a head restraint technique long used in bats7-9 to mouse10-12. Using this method, we are able to conduct electrophysiological recordings over several days in the unanesthetized mouse. At the end of the recording sessions, we can then inject a dye to reconstruct electrode positions and recording sites or inject a tracer so that pathways to and from the recording loci can be determined. This method allows for well isolated single neuron recordings over multiple days without the use anesthetics.

Electrophysiological characterization of neuronal responses is important for understanding brain function and for guiding the placement of dyes for pathway tracing. However, many studies are performed in anesthetized animals. To understand brain function without anesthetics, we developed a method to record neuronal response properties and inject dyes in awake mouse.

הכנת עכבר ער להקלטת תגובות עצביות והזרקת קליעים נותבים

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

Forebrain Electrophysiological Recording in Larval Zebrafish

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked seizures, epilepsy can be acquired as a result of an insult to the brain or a genetic mutation. Efforts to model seizures in animals have primarily utilized acquired insults (convulsant drugs, stimulation or brain injury) and genetic manipulations (antisense knockdown, homologous recombination or transgenesis) in rodents. Zebrafish are a vertebrate model system1-3 that could provide a valuable alternative to rodent-based epilepsy research. Zebrafish are used extensively in the study of vertebrate genetics or development, exhibit a high degree of genetic similarity to mammals and express homologs for ~85% of known human single-gene epilepsy mutations. Because of their small size (4-6 mm in length), zebrafish larvae can be maintained in fluid volumes as low as 100 &mu;l during early development and arrayed in multi-well plates. Reagents can be added directly to the solution in which embryos develop, simplifying drug administration and enabling rapid in vivo screening of test compounds4. Synthetic oligonucleotides (morpholinos), mutagenesis, zinc finger nuclease and transgenic approaches can be used to rapidly generate gene knockdown or mutation in zebrafish5-7. These properties afford zebrafish studies an unprecedented statistical power analysis advantage over rodents in the study of neurological disorders such as epilepsy. Because the "gold standard" for epilepsy research is to monitor and analyze the abnormal electrical discharges that originate in a central brain structure (i.e., seizures), a method to efficiently record brain activity in larval zebrafish is described here. This method is an adaptation of conventional extracellular recording techniques and allows for stable long-term monitoring of brain activity in intact zebrafish larvae. Sample recordings are shown for acute seizures induced by bath application of convulsant drugs and spontaneous seizures recorded in a genetically modified fish.

A simple method to record extracellular field potentials in the larval zebrafish forebrain is described. The method provides a robust in vivo read-out of seizure-like activity. This technique can be used with genetically modified zebrafish larvae carrying epilepsy-related genes or seizures evoked by administration of convulsant drugs.

הקלטת אלקטרו מוח קדמי בזחל דג זברה

Epilepsy affects nearly 3 million people in the United States and up to 50 million people worldwide. Defined as the occurrence of spontaneous unprovoked ...

Simultaneous Electrophysiological Recording and Calcium Imaging of Suprachiasmatic Nucleus Neurons

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in regulating the intracellular calcium concentration. Changing environmental conditions, such as the light-dark cycle, can modify neuronal and neural network activity and the expression of a family of circadian clock genes within the suprachiasmatic nucleus (SCN), the location of the master circadian clock in the mammalian brain. Excitatory synaptic transmission leads to an increase in the postsynaptic Ca2+ concentration that is believed to activate the signaling pathways that shifts the rhythmic expression of circadian clock genes. Hypothalamic slices containing the SCN were patch clamped using microelectrodes filled with an internal solution containing the calcium indicator bis-fura-2. After a seal was formed between the microelectrode and the SCN neuronal membrane, the membrane was ruptured using gentle suction and the calcium probe diffused into the neuron filling both the soma and dendrites. Quantitative ratiometric measurements of the intracellular calcium concentration were recorded simultaneously with membrane potential or current. Using these methods it is possible to study the role of changes of the intracellular calcium concentration produced by synaptic activity and action potential firing of individual neurons. In this presentation we demonstrate the methods to simultaneously record electrophysiological activity along with intracellular calcium from individual SCN neurons maintained in brain slices.

Procedures are described to perform simultaneous recordings of membrane potential or current and changes of intracellular calcium concentration. Suprachiasmatic nucleus neurons are filled with the calcium indicator bis-fura-2 using a patch clamp electrode in the whole cell patch clamp configuration.

אלקטרו הקלטה בו זמנית ובסידן הדמיה של suprachiasmatic גרעין נוירונים

Simultaneous electrophysiological and fluorescent imaging recording methods were used to study the role of changes of membrane potential or current in ...

Electrophysiological Recording in the Brain of Intact Adult Zebrafish

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram recordings. This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments, allowing recording of neural activity. Immobilization of the adult requires a mechanism to deliver dissolved oxygen to the gills in lieu of buccal and opercular movement. With our technique, animals are immobilized and perfused with habitat water to fulfill this requirement. A craniotomy is performed under tricaine methanesulfonate (MS-222; tricaine) anesthesia to provide access to the brain. The primary electrode is then positioned within the craniotomy window to record extracellular brain activity. Through the use of a multitube perfusion system, a variety of pharmacological compounds can be administered to the adult fish and any alterations in the neural activity can be observed. The methodology not only allows for observations to be made regarding changes in neurological activity, but it also allows for comparisons to be made between larval and adult zebrafish. This gives researchers the ability to identify the alterations in neurological activity due to the introduction of various compounds at different life stages.

This paper describes how an adult zebrafish can be immobilized, intubated, and used for in vivo electrophysiological experiments to allow recordings and manipulation of neural activity in an intact animal.

הקלטת אלקטרו במוח של דג הזברה למבוגר שלמה

Previously, electrophysiological studies in adult zebrafish have been limited to slice preparations or to eye cup preparations and electrorentinogram ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

הקלטה תאית של העצבית פעילות משולבת עם Microiontophoretic יישום של חומרי Neuroactive עכברי Awake

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

שיטת אלקטרו עבור תגובות מתח תאיים הקלטה של<em&gt; תסיסנית</em&gt; קולטני אור ו interneurons יאירו גירויים<em&gt; In vivo</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.

המצאה של צפיפות לתקשר גבוהה, אלקטרודות עצב שטוח ממשק עבור יישומי הקלטת הגירוי

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

A Micro-CT-based Method for Characterizing Lesions and Locating Electrodes in Small Animal Brains

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that requires manual estimation. Here, we describe a simple, straightforward method for quantifying lesions and locating electrodes in the brain that is less laborious and yields more detailed results. Whole brains are stained with osmium tetroxide, embedded in resin, and imaged with a micro-CT scanner. The scans result in 3D digital volumes of the brains with resolutions and virtual section thicknesses dependent on the sample size (12&#8211;15 and 5&#8211;6 &#181;m&#160;per voxel for rat and zebra finch brains, respectively). Surface and deep lesions can be characterized, and single tetrodes, tetrode arrays, electrolytic lesions, and silicon probes can also be localized. Free and proprietary software allows experimenters to examine the sample volume from any plane and segment the volume manually or automatically. Because this method generates whole brain volume, lesions and electrodes can be quantified to a much higher degree than in current methods, which will help standardize comparisons within and across studies.

This article describes a straightforward method to prepare small animal brains for micro-CT imaging, in which lesions can be quantified and electrodes located with high precision in the context of the whole brain.

שיטה המבוססות על מיקרו-CT אפיון נגעים ואיתור אלקטרודות במוח בעלי חיים קטנים

Lesion and electrode location verification are traditionally done via histological examination of stained brain slices, a time-consuming procedure that ...