Supported by grants from the National Institute of Health grants CA133085, CA182518 and CA185909 (to KL) and VA Merit Review Award BX001962 (to KL).

جميع إجراءات تتبع مبادئ توجيهية وبروتوكولات المعتمدة من قبل جامعة جورجيا الحكام استخدام الحيوان ولجنة الرعاية. 1. إنشاء مثلي ورم سرطان الثدي <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> قبل يوم واحد من التجربة والثقافة ما يقرب من 2 × 10 6 خلايا الورم 4T1 لوك ​​في طبق ثقافة 10 سم في 10 مل RPMI المتوسطة التي تحتوي على 10٪ FBS. احتضان الطبق الثقافة في حاضنة CO 2 عند 37 درجة مئوية و 5٪ CO 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في يوم من حقن الخلايا السرطانية، وإزالة مستنبت من صحن ثقافة مع فراغ، إضافة 5 مل الفوسفات العقيمة مخزنة المالحة (PBS)، ودرجة الحموضة 7.4 إلى الطبق الثقافة، ويهز بلطف الطبق لغسل سطح الثقافة، وإزالة برنامج تلفزيوني من فراغ. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إضافة 2 مل التربسين-EDTA (0.05٪ التربسين و 0.53 ملي EDTA) إلى الطبق الثقافة واحتضان في حاضنة CO 2 عند 37 درجة مئوية لمدة 5 دقائق. تحقق الخلايا على مجهر مقلوب للتأكد من أن كل الخلايا فصل من الجزء السفلي من صحن الثقافة. &lt;/ لى&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> إخماد التربسين بإضافة 8 مل المتوسطة المحتوية على مصل، نقل الخلايا إلى أنبوب مخروطي 15 مل وأجهزة الطرد المركزي الخلايا في حوالي 450 x ج لمدة 3 دقائق على RT. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة طاف بواسطة خلايا الفراغ وresuspend في 10 مل برنامج تلفزيوني. خلايا الطرد المركزي في حوالي 450 x ج لمدة 3 دقائق. إزالة طاف بواسطة فراغ، و resuspend الخلايا في 10 مل برنامج تلفزيوني. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ماصة 10 ميكرولتر من تعليق الخلية على عدادة الكريات تحت غطاء زجاجي. عد الخلايا لتحديد تركيز الخلية. Resuspend الخلايا في برنامج تلفزيوني في مناطق ذات كثافة من 2 × 10 5 خلية / مل HBSS. نقل الخلايا إلى 1.5 مل microfuge أنبوب معقم والحفاظ على الخلايا على الجليد حتى الاستخدام. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام النساء BALB / ج الفئران من 6-8 أسبوع لحقن الخلايا السرطانية. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حلاقة الشعر بالقرب المحيطة الحلمة # 3 باستخدام الانتهازي الشعر الإلكترونية. حقن 4T1 الخلايا في الغدة الثديية 3 سادة من الدهون يولد بتكاثر ورم خبيث في الرئة. تنظيف منطقة حلق باستخدام قطعة من القطن مغموسة في ethano 70٪ل. و resuspend الخلايا للقلب أنبوب microcentrifuge 2-3 مرات. بلطف نضح 50 ميكرولتر من تعليق خلية إلى CC ½ 27 G 1/2 حقنة السلين. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حقن الخلايا السرطانية في لوحة الدهون الثديية تحت رقم 3 الغدة الثديية من BALB / ج الماوس. ضع الماوس في قفص نظيفة والعودة إلى القفص لمنشأة سكنية الحيوان. انتظر حوالي 21-30 يوما لنمو الورم. يجب مراقبة نمو الورم على أساس منتظم وفقا لسياسات المؤسسة للدراسات السرطانية. </li></ol></li></ol> 2. لايف ماوس ضوء بارد التصوير من نمو الأورام <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الفئران الصورة بعد كل 3 أيام الفئران نقل حقن الورم إلى مرفق التصوير. ضخ 100 وسيفيرين ميكرولتر (30 ملغ / مل في برنامج تلفزيوني) داخل الصفاق (IP) للفئران قبل التصوير. بعد ما يقرب من 10 دقيقة، تخدير الفئران في غرفة الاستقراء مع 2٪ الأيزوفلورين O 2 تدفق /. استخدام ملقط للمس الساق من الفأرة. لا استجابة لمسة تؤكد ثار الماوس هو فاقد الوعي تماما. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الفئران في غرفة التصوير مع المستمر 2٪ الأيزوفلورين وO 2 بمعدل تدفق 2 لتر / دقيقة. ضع الماوس مثل أن المنطقة ذات الاهتمام (أي لوحة الثديية من حقن الورم الأولي) تواجه الكاميرا من نظام التصوير. ضمان الأنف والفم من الفأرة ترد بقوة داخل أنابيب مخدر. يجب أن يكون تخدير الحيوانات في المعايير البيطرية في المؤسسة. </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الحصول التصوير تلألؤ بيولوجي مع مجموعة من مختلف التعرض الوقت. على سبيل المثال، تعيين التعرض ل30، مجال الرؤية (فوف) إلى 25، ارتفاع الكائن إلى 1.5 سم، والحصول على صور فوتوغرافية الانارة مع انخفاض القوة الأشعة السينية. تعيين وحدات القياس إلى &quot;الإشراق&quot;. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مجموعة التلقائي لون خطي مع كحد أقصى حوالي حدات 2.4 × 10 7 إشعاع. بعد الحصول على الصور الأولية، وضبط الإعدادات والحصول على أمثل صورة (الشكلالصورة 3 و 4). </li></ol></li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> عودة الفئران لتنظيف الأقفاص وضمان الفئران على استعادة وعيه مع التمشي قبل أن تعود الحيوانات إلى منشأة سكنية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تحليل البيانات مع برنامج التصوير المعيشة المرتبطة أداة التصوير. باستخدام برنامج التصوير، ورسم خط المغلقة في جميع أنحاء المنطقة ذات الاهتمام (ROI). استخدام برامج التصوير لتحديد شدة الاشعاع من العائد على الاستثمار. تسجيل شدة النسبية لكل العائد على الاستثمار لكل الماوس. ملاحظة: ارتفاع شدة الاشعاع وتشير مستويات أعلى من الخلايا الانارة، وبالتالي مزيد من نمو الورم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> فحص البصر الماوس كل 3 أيام عن الآثار السلبية. توزن الفئران مرة واحدة في الأسبوع: ملاحظة. سيتم النظر في فقدان الوزن من 15٪ من وزن الجسم تأثير سلبي، وسوف يتم التخلص من الفئران الحاملة للورم كما هو موضح في الخطوة سوف يتم التخلص أيضا 5. الفئران بأورام متقرحة. </li></ol> 3. الاستئصال الجراحي للأورام الابتدائية لاالشركة المصرية للاتصالات: مقص الأوتوكلاف، ملقط ومقاطع الجرح والجرح مطبق كليب (الشكل 1). <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إجراء عملية جراحية في غطاء العقيمة للحفاظ على حالة معقمة للحد من خطر العدوى. يوم واحد قبل الجراحة، حلق المنطقة المحيطة أورام الفئران الحاملة للورم مع الانتهازي الشعر الكهربائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ما يقرب من 2-4 ساعة قبل الجراحة، وإطعام الفئران أقراص للمضغ كاربروفين المعدة لالفئران بجرعة 5 ملغ / كغ من وزن الجسم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وضع الفئران في غرفة تحتوي على 2٪ الأيزوفلورين في الأكسجين لمدة 30 ثانية. باستمرار تخدير الماوس باستخدام جهاز التخدير خلال الفترة الجراحية بأكملها. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام عصا القطن المعقم لتطبيق التعليم والتدريب المهني مرهم للعيون من الماوس لمنع جفاف بينما تحت التخدير. استخدام ملقط للمس الساق من الفأرة. لا استجابة لمسة تؤكد أن الفأر هو فاقد الوعي تماما. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> تطهير منطقة الجلد حول موقع الورم مع ثلاثة بالتناوبتمسح من فرك الصابون المطهر. مسح منطقة العمليات الجراحية بنسبة 70٪ كحول مسح. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام مشرط معقم (الشكل 1) لقطع شق صغير بالقرب من الورم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدراج غيض من زوج من مقص معقم إلى شق إلى قطع الجلد حول الورم لفضح عقيدة ورم (الشكل 2A). عقد الورم مع ملقط معقم واستخدام المقص لفصل الورم من الجلد (الشكل 2B). حفظ عينة الورم عن طريق تجميد في الثلاجة -80 درجة مئوية أو عن طريق تحديد في 10٪ من محلول الفورمالين لاستخدامها في المستقبل. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إغلاق موقع الجراحية مع مقاطع الجرح 9 ملم باستخدام مطبق السيارات كليب (الشكل 1). عودة الماوس إلى قفص نظيفة مع الفراش تعقيمها. يجب مراقبة الحيوانات في المبادئ التوجيهية المؤسسية. ملاحظة: الماوس عادة يستعيد وعيه كافية ويبدأ في التحرك في القفص حوالي 10-30 دقيقة بعد الجراحة. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إدارة كاربروفين لالفئران مرة أخرى 24 ساعة بعد الجراحة. كاربروفين هو لتسكين الألم بعد الجراحة ووصف لتسكين الألم بعد الجراحة ينبغي التحقق منها من خلال التشاور المباشر مع الموظفين البيطريين المؤسسة. إزالة مقاطع الجرح بعد يشفى الجرح (عادة في غضون 5 - 7 أيام بعد الجراحة). إزالة مقاطع الجرح باستخدام مزيل السيارات كليب. </li></ol> 4. لايف ماوس ضوء بارد التصوير من ورم خبيث ورم <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> الفئران صورة كل 3 أيام بعد الجراحة كما هو موضح في الخطوة 2. </li></ol> 5. التحقق من صحة الرئة الانبثاث عن طريق التضخم الحبر الهند من الرئتين الحاملة للورم ملاحظة: للتحقق من صحة وسيفيراز الحية النتائج ورم التصوير، وأداء التضخم الحبر الهند من الرئتين الورم الحاملة الماوس لتحديد العقيدات الورم. metastasize الخلايا 4T1 أيضا إلى الأعضاء والأنسجة (الشكل 5)، وبالتالي، ينبغي إجراء الفحص النسيجي لهذه الأجهزة للتحقق من ورم خبيث إذا لزم الأمر أخرى. هذا الاستخدام بروتوكول منطقيةز ورم خبيث كمثال. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> حافظ على الفئران في القائمة بينهما قفص المنزل للقتل الرحيم. عندما يضم مع الحيوانات الأخرى، انتقال تلك الفئران لا يجري الموت الرحيم إلى قفص مختلف. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> إزالة عامل التصفية قفص أعلى واستبدال فلتر أعلى CO 2. تشغيل مضغوط CO 2 اسطوانة الغاز (100٪) التي يتصل بها مرشح أعلى CO 2. تعيين معدل التدفق في 2 لتر / دقيقة والحفاظ CO 2 لمدة 10 دقيقة على الأقل. إذا كانت الفئران لا تزال تتنفس في نهاية مدة 10 دقيقة، وترك CO 2 على حتى 1 دقيقة على الأقل بعد التوقف عن الفئران التنفس. إيقاف CO 2 السيطرة اسطوانة وتدفق متر. الانتظار لمدة 3 دقائق أخرى وإزالة عامل التصفية أعلى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ضع الماوس ضحى على ظهرها على لوحة البوليسترين. دبوس الساقين لضمان الوصول دون عائق الى القصبة الهوائية. رش الفئران مع 70٪ من الإيثانول. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> باستخدام زوج من مقص، وقطع على طول خط الوسط من منتصف البطن من الفأرة من خلال القفص الصدري وتصل نحو ساليتختلف الغدد. مراقبة القصبة الهوائية. استخدام الملقط لإزالة الأنسجة المحيطة القصبة الهوائية لفضح القصبة الهوائية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> كاتب الموضوع طرف ماصة تحت القصبة الهوائية. عقد قمة مع يد واحدة، ورفع بلطف القصبة الهوائية وحتى بعيدا عن الجسم. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> وتناوب على منصة عقد الماوس 180 درجة. استخدام CC ½ 27 G 1/2 حقنة السلين لحقن الحبر الهند (10٪ الحبر الهند و 0.1٪ الأمونيوم هيدروكسيد) إلى الرئتين عبر القصبة الهوائية. تماما تضخيم الرئتين مع الحبر حتى يشعر مقاومة قوية. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> استخدام زوج من مقص لقطع القصبة الهوائية. استخدام ملقط لعقد الماوس وإدراج مجموعة أخرى من ملقط تحت الرئتين وسحب فصوص الرئة من الماوس. شطف لفترة وجيزة الرئتين في المياه دورق يحتوي على. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> في غطاء الدخان الكيميائية، ونقل الرئتين إلى قارورة زجاجية التلألؤ تحتوي على 3 مل من محلول فيكيت من (50٪ إيثانول، 6٪ الفورمالديهايد، و 3٪ حامض الخليك الجليدي). تتويج القارورة لمنع الحل من التبخر. ملاحظة: الأنسجة يمكن تخزينها في حل فيكيت الى أجل غير مسمى. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> بعد بضع دقائق، ومراقبة العقيدات الورم كما بقع بيضاء على الرئتين سوداء (الشكل 5). الورم العقيدات الأبيض مرئيا بالعين. نقل الرئتين إلى طبق في غطاء الدخان والاعتماد على عدد من بقع بيضاء. وتمثل كل بقعة بيضاء واحدة العقيدات الورم النقيلي. </li></ol>

<ol>
	<li>Fantozzi, A., Christofori, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mouse+models+of+breast+cancer+metastasis.">Mouse models of breast cancer metastasis.</a> Breast Cancer Res. 8, 212 (2006).</li><li>Weigelt, B., Peterse, J. L., van 't Veer, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Breast+cancer+metastasis:+markers+and+models.">Breast cancer metastasis: markers and models.</a> Nat Rev Cancer. 5, 591-602 (2005).</li><li>Kocaturk, B., Versteeg, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Orthotopic+injection+of+breast+cancer+cells+into+the+mammary+fat+pad+of+mice+to+study+tumor+growth.">Orthotopic injection of breast cancer cells into the mammary fat pad of mice to study tumor growth.</a> J Vis Exp. , (2015).</li><li>Stewart, T. J., Abrams, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+tumours+escape+mass+destruction.">How tumours escape mass destruction.</a> Oncogene. 27, 5894-5903 (2008).</li><li>Lopez, J. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD44+attenuates+metastatic+invasion+during+breast+cancer+progression.">CD44 attenuates metastatic invasion during breast cancer progression.</a> Cancer Res. 65, 6755-6763 (2005).</li><li>Khanna, C., Hunter, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+metastasis+in+vivo.">Modeling metastasis in vivo.</a> Carcinogenesis. 26, 513-523 (2005).</li><li>Cuevas, B. D., Winter-Vann, A. M., Johnson, N. L., Johnson, G. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=MEKK1+controls+matrix+degradation+and+tumor+cell+dissemination+during+metastasis+of+polyoma+middle-T+driven+mammary+cancer.">MEKK1 controls matrix degradation and tumor cell dissemination during metastasis of polyoma middle-T driven mammary cancer.</a> Oncogene. 25, 4998-5010 (2006).</li><li>Danna, E. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surgical+removal+of+primary+tumor+reverses+tumor-induced+immunosuppression+despite+the+presence+of+metastatic+disease.">Surgical removal of primary tumor reverses tumor-induced immunosuppression despite the presence of metastatic disease.</a> Cancer Res. 64, 2205-2211 (2004).</li><li>Tao, K., Fang, M., Alroy, J., Sahagian, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imagable+4T1+model+for+the+study+of+late+stage+breast+cancer.">Imagable 4T1 model for the study of late stage breast cancer.</a> BMC Cancer. 8, 228 (2008).</li><li>Hu, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deregulation+of+apoptotic+factors+Bcl-xL+and+Bax+confers+apoptotic+resistance+to+myeloid-derived+suppressor+cells+and+contributes+to+their+persistence+in+cancer.">Deregulation of apoptotic factors Bcl-xL and Bax confers apoptotic resistance to myeloid-derived suppressor cells and contributes to their persistence in cancer.</a> J Biol Chem. 288, 19103-19115 (2013).</li><li>Kwan, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transgenes+expressing+the+Wnt-1+and+int-2+proto-oncogenes+cooperate+during+mammary+carcinogenesis+in+doubly+transgenic+mice.">Transgenes expressing the Wnt-1 and int-2 proto-oncogenes cooperate during mammary carcinogenesis in doubly transgenic mice.</a> Mol Cell Biol. 12, 147-154 (1992).</li><li>Guy, C. T., Cardiff, R. D., Muller, W. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+mammary+tumors+by+expression+of+polyomavirus+middle+T+oncogene:+a+transgenic+mouse+model+for+metastatic+disease.">Induction of mammary tumors by expression of polyomavirus middle T oncogene: a transgenic mouse model for metastatic disease.</a> Mol Cell Biol. 12, 954-961 (1992).</li><li>Almholt, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reduced+metastasis+of+transgenic+mammary+cancer+in+urokinase-deficient+mice.">Reduced metastasis of transgenic mammary cancer in urokinase-deficient mice.</a> Int J Cancer. 113, 525-532 (2005).</li><li>Gallego, M. I., Bierie, B., Hennighausen, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Targeted+expression+of+HGF/SF+in+mouse+mammary+epithelium+leads+to+metastatic+adenosquamous+carcinomas+through+the+activation+of+multiple+signal+transduction+pathways.">Targeted expression of HGF/SF in mouse mammary epithelium leads to metastatic adenosquamous carcinomas through the activation of multiple signal transduction pathways.</a> Oncogene. 22, 8498-8508 (2003).</li><li>Lin, S. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Somatic+mutation+of+p53+leads+to+estrogen+receptor+alpha-positive+and+-negative+mouse+mammary+tumors+with+high+frequency+of+metastasis.">Somatic mutation of p53 leads to estrogen receptor alpha-positive and -negative mouse mammary tumors with high frequency of metastasis.</a> Cancer Res. 64, 3525-3532 (2004).</li><li>Ridgeway, A. G., McMenamin, J., Leder, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=P53+levels+determine+outcome+during+beta-catenin+tumor+initiation+and+metastasis+in+the+mammary+gland+and+male+germ+cells.">P53 levels determine outcome during beta-catenin tumor initiation and metastasis in the mammary gland and male germ cells.</a> Oncogene. 25, 3518-3527 (2006).</li><li>Zimmerman, M., Hu, X., Liu, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+metastasis+and+CTL+adoptive+transfer+immunotherapy+mouse+model.">Experimental metastasis and CTL adoptive transfer immunotherapy mouse model.</a> J Vis Exp. , (2010).</li></ol>

Mice were purchased from the Jackson Laboratory and housed in the Georgia Regents University animal facility. Experiments and care/welfare were in agreement with federal regulations and an approved protocol by the Georgia Regents University IACUC committee. The authors have nothing to disclose.

وقد وضعت العديد من أنواع نماذج الماوس المعدلة وراثيا من ورم خبيث من سرطان الثدي. 1 هذه الفئران المعدلة وراثيا لدى حدوث الأورام عالية تتراوح 60-100٪. ومع ذلك، فإن حدوث ورم خبيث من هذه الفئران المعدلة وراثيا هو أقل بكثير من حدوث الأورام (14 - 100٪). الخلايا السرطانية metastas...

وفقا لجمعية السرطان الأمريكية، وسرطان الثدي هو الشكل الأكثر تشخيص كثيرا من السرطان بين النساء في الولايات المتحدة. الكشف المبكر في تركيبة مع العلاجات المستهدفة التي تم تطويرها مؤخرا أدى إلى انخفاض كبير في وفيات سرطان الثدي في العقدين الماضيين. ومع ذلك، وسرطان الثدي لا يزال السبب الرئيسي الثاني للوفاة المتصلة بالسرطان عند النساء في الولايات المتحدة 1. ومن المقرر أن ورم خبيث الخلايا السرطانية غالبية الوفيات من مرضى سرطان الثدي. لسوء الحظ، فإن معظم سرطان الثدي الغازية، وكثيرا ما مستطير إلى العقدة الليمفاوية، وبعد ذلك إلى أعضاء بعيدة، بما في ذلك العظام والرئة والكبد والدماغ. 1،2 يوجد حاليا أي علاج فعال لسرطان الثدي النقيلي. لذلك، وتطوير العلاج الكيميائي وimmunotherapeutic وكلاء لقمع سرطان الثدي النقيلي له أهمية كبيرة. وب مختلف سرطان الثدي نماذج ورم خبيث عفوية الماوسوضعت التابعين لدراسة الآليات الجزيئية الكامنة وراء ورم الثدي تطور الخلايا والانبثاث ولاستخدامها كنماذج لتطوير العوامل العلاجية. 1،3-5 ومع ذلك، فإن معظم هذه النماذج الماوس هي نماذج ورم الوراثية التي، في حين أن النماذج ممتازة لميكانيكي الدراسات، ليست مناسبة لاختبار العوامل العلاجية منذ ورم خبيث يأخذ أشهر لوضع في هذه النماذج الوراثية، وبالتالي تتطلب إدارة مكلفة على المدى الطويل من وكلاء المضادة للسرطان. 6،7 رصد تطور الورم في الفئران الحية هو أيضا تحديا تقنيا. في المقابل، الثدي نموذج سرطان خبيث زرع يحتوي على مزايا قصيرة المدى تطور الورم وتتبع السهل تطور الورم في الفئران الحية. و4T1 مثلي سرطان الثدي النقيلي عفوية نموذج الفأر هو هذا النموذج السرطانية المزروعة. 8 في هذا النموذج، يتم زرع الخلايا السرطانية الثدي في لوحة الدهون الثديية لإنشاء العقيدات الورم الرئيسي. الورم الرئيسيومن ثم يمكن ازالتها جراحيا كما هو الحال في مرضى سرطان الثدي البشري. الخلايا السرطانية 4T1 هي الغازية للغاية. 8،9، 3،10 تقريبا جميع الفئران تطوير ورم خبيث في غضون 30 يوما بعد زرع ورم في لوحة الدهون الثديية الحاملة للورم. ومع ذلك، وأورام 4T1 تنمو بقوة في المواقع الأساسية وغالبا ما تتجاوز أحجام الورم الحدود التي يسمح في معظم البروتوكولات الحيوانية. في هذه المرحلة، والانبثاث هي في كثير من الأحيان micrometastases. وبالتالي، فمن الضروري إزالة الأورام الأولية للسماح التقدم ورم خبيث لاختبار العوامل العلاجية. هنا، نحن تقرير وضع إجراء بسيط وبعد حساسة من زرع الورم الرئيسي، الاستئصال الجراحي للورم الابتدائي وتلألؤ بيولوجي الكمي القائم على التصوير من نمو الورم 4T1 والتقدم في الجسم الحي.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="973">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Ami-X Imaging System&#160;</td>
			<td style="width:437px;">Spectral Instruments Imaging Inc. Tucson, AZ</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">IsoTec SurgiVet</td>
			<td style="width:437px;">Anesthesia Service &#38; Equipment , Inc., Atlanta, GA</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">AutoClip Physicians Kit</td>
			<td style="width:437px;">Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD</td>
			<td style="width:119px;">427638</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">9 MM AutoClip Applier&#160;</td>
			<td style="width:437px;">Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD</td>
			<td style="width:119px;">427630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">9 MM AutoClip Remover</td>
			<td style="width:437px;">Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD</td>
			<td style="width:119px;">427637</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">9 MM AutoClip Wound Clip</td>
			<td style="width:437px;">Becton Dickinson Primary Care Diagnostics. Sparks, MD</td>
			<td style="width:119px;">427631</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Sharp-Pointed Dissecting Scissors</td>
			<td style="width:437px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">8940</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissecting Fine-Pointed Forceps</td>
			<td style="width:437px;">Fisher</td>
			<td style="width:119px;">8875</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1/2 CC 27G1/2 tuberculin syringe&#160;</td>
			<td style="width:437px;">Becton Dickinson and Co. NJ&#160;</td>
			<td style="width:119px;">305620</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">RPMI 1640 medium</td>
			<td style="width:437px;">Mediatech Inc</td>
			<td style="width:119px;">10-040-CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">PBS</td>
			<td style="width:437px;">Mediatech Inc</td>
			<td style="width:119px;">21-040-CV</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">70% Ethanol</td>
			<td style="width:437px;">Ultrapure-usa.com</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Trypsin-EDTA</td>
			<td style="width:437px;">Mediatech Inc</td>
			<td style="width:119px;">25-040-CI</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

an orthotopic mouse model of spontaneous breast cancer metastasis

ورم خبيث هو السبب الرئيسي للوفيات من مرضى سرطان الثدي. الآلية الكامنة وراء ورم خبيث الخلايا السرطانية، بما في ذلك الانبثاث سرطان الثدي، غير معروفة إلى حد كبير وهو التركيز في أبحاث السرطان. وقد وضعت مختلف سرطان الثدي عفوية نماذج ورم خبيث الماوس. هنا، ونحن التقرير إجراءات مبسطة لإنشاء مثلي زرع الورم الرئيسي سرطان الثدي والناتجة عن ورم خبيث عفوية التي تحاكي الإنسان الانبثاث سرطان الثدي. جنبا إلى جنب مع تلألؤ بيولوجي التصوير الورم مباشرة، وهذا نموذج الفأر يسمح ليتم رصد نمو الورم وحركية التقدم وكميا. في هذا النموذج، تم حقن جرعة منخفضة (1 × 10 4 خلايا) من خلايا سرطان الثدي 4T1 لوك ​​في BALB / ج الماوس الثدي منصة الدهون باستخدام حقنة السلين. تم حقن الفئران مع وسيفيرين وتصوير في نقاط زمنية مختلفة باستخدام نظام التصوير إضاءة الحيوية. عندما نمت الأورام الأولية إلى الحد الأقصى لحجم كما في بروتوكول افق IACUC (approximately 30 يوما)، وتخدير الفئران تحت تدفق مستمر من 2٪ الأيزوفلورين والأكسجين. تم تعقيم منطقة الورم مع 70٪ من الإيثانول. ويستأصل الجلد الماوس حول الورم لفضح الورم الذي أزيل مع زوج من مقص العقيمة. إزالة الورم الرئيسي تمتد بقاء 4T-1 الفئران الورم الحاملة لمدة شهر واحد. ثم تم تصويرها الفئران مرارا وتكرارا عن الورم النقيلي الانتشار إلى أعضاء بعيدة. يمكن أن تدار العوامل العلاجية لقمع ورم خبيث في هذه المرحلة. هذا نموذج بسيط وبعد حساسة في قياس نمو خلايا سرطان الثدي في الموقع الأساسي وحركية التقدم إلى أعضاء بعيدة، وبالتالي هو نموذج ممتاز لدراسة نمو سرطان الثدي والتقدم، ولاختبار وكلاء المضادة للورم خبيث العلاجي وimmunotherapeutic في الجسم الحي .

<html> إنشاء الثدي مثلي سرطان الفأر نموذج 4T1 هو الثديية خط خلية سرطان عدوانية. حقن اقل من 1 × 10 4 خلايا في لوحة الدهون الثديية يمكن أن يؤدي إلى إنشاء العقيدات الورم واحدة في موقع الحقن (الشكل 2A). ولذلك، فإن الورم يقلد سرطان الثدي...

Watch this Scientific Journal Video about An Orthotopic Mouse Model of Spontaneous Breast Cancer Metastasis at JoVE.com

An Orthotopic Mouse Model of Spontaneous Breast Cancer Metastasis

ومثلي سرطان الثدي نموذج الورم الرئيسي والاستئصال الجراحي للورم الأساسي لإطالة عمر الفأر لتوليد الانبثاث عفوية موصوفة. وتتم مراقبة نمو الورم والتقدم وكميا بواسطة التصوير مضان وسيفيراز.

ونموذج الفأر مثلي من الثدي العفوي السرطان ورم خبيث

Metastasis is the primary cause of mortality of breast cancer patients. The mechanism underlying cancer cell metastasis, including breast cancer ...

an-orthotopic-mouse-model-of-spontaneous-breast-cancer-metastasis

Research

JoVE Journal

Medicine

30.5K Views.  Augusta University.  ومثلي سرطان الثدي نموذج الورم الرئيسي والاستئصال الجراحي للورم الأساسي لإطالة عمر الفأر لتوليد الانبثاث عفوية موصوفة. وتتم مراقبة نمو الورم والتقدم وكميا بواسطة التصوير مضان وسيفيراز. 

Video: An Orthotopic Mouse Model of Spontaneous Breast Cancer Metastasis

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

نموذج مثلي من سرطان المثانة الفئران

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

Quantitative Analysis of Cancer Metastasis using an Avian Embryo Model

During metastasis cancer cells disseminate from the primary tumor, invade into surrounding tissues, and spread to distant organs. Metastasis is a complex process that can involve many tissue types, span variable time periods, and often occur deep within organs, making it difficult to investigate and quantify. In addition, the efficacy of the metastatic process is influenced by multiple steps in the metastatic cascade making it difficult to evaluate the contribution of a single aspect of tumor cell behavior. As a consequence, metastasis assays are frequently performed in experimental animals to provide a necessarily realistic context in which to study metastasis. Unfortunately, these models are further complicated by their complex physiology. The chick embryo is a unique in vivo model that overcomes many limitations to studying metastasis, due to the accessibility of the chorioallantoic membrane (CAM), a well-vascularized extra-embryonic tissue located underneath the eggshell that is receptive to the xenografting of tumor cells (figure 1). Moreover, since the chick embryo is naturally immunodeficient, the CAM readily supports the engraftment of both normal and tumor tissues. Most importantly, the avian CAM successfully supports most cancer cell characteristics including growth, invasion, angiogenesis, and remodeling of the microenvironment. This makes the model exceptionally useful for the investigation of the pathways that lead to cancer metastasis and to predict the response of metastatic cancer to new potential therapeutics. The detection of disseminated cells by species-specific Alu PCR makes it possible to quantitatively assess metastasis in organs that are colonized by as few as 25 cells. Using the Human Epidermoid Carcinoma cell line (HEp3) we use this model to analyze spontaneous metastasis of cancer cells to distant organs, including the chick liver and lung. Furthermore, using the Alu-PCR protocol we demonstrate the sensitivity and reproducibility of the assay as a tool to analyze and quantitate intravasation, arrest, extravasation, and colonization as individual elements of metastasis.

Using quantitative PCR, we demonstrate how the well-established chick CAM model can be used to quantitatively analyze the metastasis of human tumor cells to distant organs.

تحليل الكمي الإنبثاث السرطان باستخدام الأجنة النموذجي الطيور

During metastasis cancer cells disseminate from the primary tumor, invade into surrounding tissues, and spread to distant organs. Metastasis is a complex ...

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

متعدد الفوتون التصوير من غزو خلايا الورم في الفأر نموذج مثلي الفم سرطان الخلايا الحرشفية

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

In vivo Bioluminescence Imaging of Tumor Hypoxia Dynamics of Breast Cancer Brain Metastasis in a Mouse Model

It is well recognized that tumor hypoxia plays an important role in promoting malignant progression and affecting therapeutic response negatively. There is little knowledge about in situ, in vivo, tumor hypoxia during intracranial development of malignant brain tumors because of lack of efficient means to monitor it in these deep-seated orthotopic tumors. Bioluminescence imaging (BLI), based on the detection of light emitted by living cells expressing a luciferase gene, has been rapidly adopted for cancer research, in particular, to evaluate tumor growth or tumor size changes in response to treatment in preclinical animal studies. Moreover, by expressing a reporter gene under the control of a promoter sequence, the specific gene expression can be monitored non-invasively by BLI. Under hypoxic stress, signaling responses are mediated mainly via the hypoxia inducible factor-1&alpha; (HIF-1&alpha;) to drive transcription of various genes. Therefore, we have used a HIF-1&alpha; reporter construct, 5HRE-ODD-luc, stably transfected into human breast cancer MDA-MB231 cells (MDA-MB231/5HRE-ODD-luc). In vitro HIF-1&alpha; bioluminescence assay is performed by incubating the transfected cells in a hypoxic chamber (0.1% O2) for 24 hr before BLI, while the cells in normoxia (21% O2) serve as a control. Significantly higher photon flux observed for the cells under hypoxia suggests an increased HIF-1&alpha; binding to its promoter (HRE elements), as compared to those in normoxia. Cells are injected directly into the mouse brain to establish a breast cancer brain metastasis model. In vivo bioluminescence imaging of tumor hypoxia dynamics is initiated 2 wks after implantation and repeated once a week. BLI reveals increasing light signals from the brain as the tumor progresses, indicating increased intracranial tumor hypoxia. Histological and immunohistochemical studies are used to confirm the in vivo imaging results. Here, we will introduce approaches of in vitro HIF-1&alpha; bioluminescence assay, surgical establishment of a breast cancer brain metastasis in a nude mouse and application of in vivo bioluminescence imaging to monitor intracranial tumor hypoxia.

In vivo Bioluminescence Imaging of Tumor Hypoxia Dynamics of Breast Cancer Brain Metastasis in a Mouse Model

Bioluminescence imaging of hypoxia inducible factor-1&alpha; activity is applied to monitor intracranial tumor hypoxia development in a breast cancer brain metastasis mouse model.

في ضوء بارد التصوير حيوية الجسم الحي من نقص الأكسجة ورم من الدماغ الانبثاث سرطان الثدي في نموذج الفأر

It is well recognized that tumor hypoxia plays an important role in promoting malignant progression and affecting therapeutic response negatively. There ...

Combination Radiotherapy in an Orthotopic Mouse Brain Tumor Model

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the understanding of the mechanics of tumor invasion, and direct intracerebral inoculation of tumor provides the opportunity of observing the invasive process in a physiologically appropriate environment2. As far as human brain tumors are concerned, the orthotopic models currently available are established either by stereotaxic injection of cell suspensions or implantation of a solid piece of tumor through a complicated craniotomy procedure3. In our technique we harvest cells from tissue culture to create a cell suspension used to implant directly into the brain. The duration of the surgery is approximately 30 minutes, and as the mouse needs to be in a constant surgical plane, an injectable anesthetic is used. The mouse is placed in a stereotaxic jig made by Stoetling (figure 1). After the surgical area is cleaned and prepared, an incision is made; and the bregma is located to determine the location of the craniotomy. The location of the craniotomy is 2 mm to the right and 1 mm rostral to the bregma. The depth is 3 mm from the surface of the skull, and cells are injected at a rate of 2 &mu;l every 2 minutes. The skin is sutured with 5-0 PDS, and the mouse is allowed to wake up on a heating pad. From our experience, depending on the cell line, treatment can take place from 7-10 days after surgery. Drug delivery is dependent on the drug composition. For radiation treatment the mice are anesthetized, and put into a custom made jig. Lead covers the mouse's body and exposes only the brain of the mouse. The study of tumorigenesis and the evaluation of new therapies for GBM require accurate and reproducible brain tumor animal models. Thus we use this orthotopic brain model to study the interaction of the microenvironment of the brain and the tumor, to test the effectiveness of different therapeutic agents with and without radiation.

The purpose of this article is to describe the use of an orthotopic glioblastoma model for chemoradiation studies. This article will go though cell processing, implanting, and radiotherapy of the mouse using an intracranial model.

العلاج الإشعاعي مجموعة في نموذج الفأر Orthotopic استئصال ورم من الدماغ

Glioblastoma multiforme (GBM) are the most common and aggressive adult primary brain tumors1. In recent years there has been substantial progress in the ...

An Orthotopic Mouse Model of Anaplastic Thyroid Carcinoma

Several types of animal models of human thyroid carcinomas have been established, including subcutaneous xenograft and orthotopic implantation of cancer cells into immunodeficient mice. Subcutaneous xenograft models have been valuable for preclinical screening and evaluation of new therapeutic treatments. There are a number of advantages to using a subcutaneous model; 1) rapid, 2) reproducible, and 3) tumor establishment, growth, and response to therapeutic agents may be monitored by visual inspection. However, substantial evidence has shed light on the short-comings of subcutaneous xenograft models1-3. For instance, medicinal treatments demonstrating curative properties in subcutaneous xenograft models often have no notable impact on the human disease. The microenvironment of the site of xenographic transplantation or injection lies at the heart of this dissimilarity.
Orthotopic tumor xenograft models provide a more biologically relevant context in which to study the disease. The advantages of implanting diseased cells or tissue into their anatomical origin equivalent within a host animal includes a suitable site for tumor-host interactions, development of disease-related metastases and the ability to examine site-specific influence on investigational therapeutic remedies. Therefore, orthotopic xenograft models harbor far more clinical value because they closely reproduce human disease. For these reasons, a number of groups have taken advantage of an orthotopic thyroid cancer model as a research tool4-7.
Here, we describe an approach that establishes an orthotopic model for the study of anaplastic thyroid carcinoma (ATC), which is highly invasive, resists treatment, and is virtually fatal in all diagnosed patients. Cultured ATC cells are prepared as a dissociated cellular suspension in a solution containing a basement membrane matrix. A small volume is slowly injected into the right thyroid gland. Overall appearance and health of the mice are monitored to ensure minimal post-operative complications and to gauge pathological penetrance of the cancer. Mice are sacrificed at 4 weeks, and tissue is collected for histological analysis. Animals may be taken at later time-points to examine more advance progression of the disease. Production of this orthotopic mouse model establishes a platform that accomplishes two objectives: 1) further our understanding of ATC pathology, and 2) screen current and future therapeutic agents for efficacy in combating ATC.

Generation of an orthotopic mouse model of anaplastic thyroid carcinoma is described here. This technique employs surgical placement of human anaplastic thyroid cancer cells into the thyroid of immunodeficient mice, thus creating a more clinically relevant setting to study disease progression as well as screen innovative therapeutic interventions.

ماوس نموذج مثلي من سرطان الغدة الدرقية كشمي

Several types of animal models of human thyroid carcinomas have been established, including subcutaneous xenograft and orthotopic implantation of cancer ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

وسرطان المثانة نموذج مثلي للدراسات توصيل الجينات

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

نموذج مثلي إضاءة الحيوية من سرطان البنكرياس التقدم

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

An Orthotopic Murine Model of Human Prostate Cancer Metastasis

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but rather the formation of distinct metastasis, the ability to effectively model this progression pre-clinically is of high value. In this model, cells are directly implanted into the ventral lobe of the prostate in Balb/c athymic mice, and allowed to progress for 4-6 weeks. At experiment termination, several distinct endpoints can be measured, such as size and molecular characterization of the primary tumor, the presence and quantification of circulating tumor cells in the blood and bone marrow, and formation of metastasis to the lung. In addition to a variety of endpoints, this model provides a picture of a cells ability to invade and escape the primary organ, enter and survive in the circulatory system, and implant and grow in a secondary site. This model has been used effectively to measure metastatic response to both changes in protein expression as well as to response to small molecule therapeutics, in a short turnaround time.

This orthotopic model of human prostate cancer allows for quantification of tumor size, circulating tumor cells, and formation of distinct metastasis to the lung. As cells must escape the primary organ, enter the blood stream, and implant into a secondary site, this model effectively recapitulates the scenario in humans.

على الفئران نموذج مثلي من سرطان البروستاتا البشرية الانبثاث

Our laboratory has developed a novel orthotopic implantation model of  human prostate cancer (PCa). As PCa death is not due to the primary tumor, but  ...

Initiation of Metastatic Breast Carcinoma by Targeting of the Ductal Epithelium with Adenovirus-Cre: A Novel Transgenic Mouse Model of Breast Cancer

Breast cancer is a heterogeneous disease involving complex cellular interactions between the developing tumor and immune system, eventually resulting in exponential tumor growth and metastasis to distal tissues and the collapse of anti-tumor immunity. Many useful animal models exist to study breast cancer, but none completely recapitulate the disease progression that occurs in humans. In order to gain a better understanding of the cellular interactions that result in the formation of latent metastasis and decreased survival, we have generated an inducible transgenic mouse model of YFP-expressing ductal carcinoma that develops after sexual maturity in immune-competent mice and is driven by consistent, endocrine-independent oncogene expression. Activation of YFP, ablation of p53, and expression of an oncogenic form of K-ras was achieved by the delivery of an adenovirus expressing Cre-recombinase into the mammary duct of sexually mature, virgin female mice. Tumors begin to appear 6 weeks after the initiation of oncogenic events. After tumors become apparent, they progress slowly for approximately two weeks before they begin to grow exponentially. After 7-8 weeks post-adenovirus injection, vasculature is observed connecting the tumor mass to distal lymph nodes, with eventual lymphovascular invasion of YFP+ tumor cells to the distal axillary lymph nodes. Infiltrating leukocyte populations are similar to those found in human breast carcinomas, including the presence of &#945;&#946; and &#947;&#948; T cells, macrophages and MDSCs. This unique model will facilitate the study of cellular and immunological mechanisms involved in latent metastasis and dormancy in addition to being useful for designing novel immunotherapeutic interventions to treat invasive breast cancer.

Activation of latent mutations with adenovirus-Cre into the mammary ductal system results in a clinically relevant metastatic breast cancer. Incorporation of a YFP promoter allows tracking of distal metastatic tumor cells. This model is useful to study latent metastasis, anti-tumor immunity, and for designing novel immunotherapies to treat breast cancer.

بدء النقيلي سرطان الثدي عن طريق استهداف ظهارة الأقنية مع اتش، لجنة المساواة العرقية: رواية المعدلة وراثيا نموذج الفأر من سرطان الثدي

Breast cancer is a heterogeneous disease involving complex cellular interactions between the developing tumor and immune system, eventually resulting in ...