JoVE Logo

登录

需要订阅 JoVE 才能查看此. 登录或开始免费试用。

本文内容

  • 摘要
  • 摘要
  • 引言
  • 研究方案
  • 结果
  • 讨论
  • 披露声明
  • 致谢
  • 材料
  • 参考文献
  • 转载和许可

摘要

人工耳蜗植入(CI)的启用在听取了听神经的直接电刺激。然而,可怜的频率和强度的分辨率限制了听觉与独联体的质量。在这里,我们在小鼠中描述的听觉神经的光遗传学刺激作为听觉的研究和制定未来的独联体的替代策略。

摘要

螺旋神经节神经元(SGNS)通过人工耳蜗植入(CI)的直接电刺激使开放式的言语理解中的大部分植入聋者1 6。然而,声音编码与当前的证明书有很差的频率和强度的分辨率,由于目前广泛流传的每个电极接触沿着耳蜗7-9的tonotopic轴激活大量SGNS的。光学刺激,提出作为替代的电刺激,有望在空间上更加狭窄活化SGNS的,因此,编码的更高的频率分辨率。在最近几年中,耳蜗的直接红外照明已被用来唤起应答的听觉神经10。尽管如此,它需要更高的能量比电刺激10,11和不确定性仍然是底层机制12。在这里,我们描述了基于光遗传学的方法来刺激SGNS用低强度蓝光,使用转基因小鼠与channelrhodopsin 2(的ChR2)13或的ChR2变爪14的病毒介导的表达的神经元表达。我们使用的微型发光二极管(μLEDs)和光纤耦合激光器通过一个小的人造口(内耳)或圆窗刺激的ChR2表达SGNS。我们测定的反应由光诱发电位(光遗传学听性脑干反应:oABR)头皮录音或从听觉通道微电极记录和声学和电刺激进行比较。

引言

根据世界卫生组织,3.6亿人在全球遭受听力损失。在聋者,SGNS独联体的直接电刺激能在大部分1,2,4,5开言语理解。尽管独联体已植入超过20万人,因此是最成功的神经假,声音编码由目前的人工耳蜗驱动是有限的。证明书是由一定数目的电极,其中每一个激活的听觉神经从而绕过尔蒂的功能失调感觉器官在耳蜗Âtonotopic区域基于电刺激。听力正常的听众可以区分2000多个频率,但今天的独联体只使用到12-22频道4。这是由于从各刺激电极7,9,激活大量代表许多不同的声音频率8,15 SGNS的广泛的电流流动。这限制可使用多极的刺激,但在更高的功耗16,17为代价得到改善。它们的输出动态范围的声音强度也有限,一般低于6-20分贝4,18。由于这些原因,提高频率和强度分辨率是用于提高CI性能改善语音识别在嘈杂的环境中,韵律理解和音乐的感知重要目标。

不同的选项来刺激听觉神经的光学刺激。光可以很方便地集中针对一个小SGN人口,并承诺更好的空间约束,提高频率分辨率,并扩大动态范围,从而更好的强度分辨率。事实上,耳蜗刺激红外光表明在动物模型10,11,19良好的频率分辨率。这种刺激的一个缺点是,它需要更高的能量比电刺激 10,11。此外,关于该法的直接刺激听觉神经元的能力的担忧已经引发12,20。

作为替代红外线刺激,我们采用光遗传学来呈现SGNS光敏感。光遗传学是一种新颖的方法,结合遗传和光学技术,以非侵入性和特异性对照细胞高时间精度(条21-23)。目前最常用的方式使用莱茵衣藻的微生物channelrhodopsin 2(的ChR2)基因的表达和其变体,编码光门控阳离子通道24。的ChR2是7次跨膜螺旋蛋白质,当变换成神经元和由蓝色光激活时,作为非选择性阳离子通道,从而去极化的细胞24 27。的ChR2已被充分表征24,28- 31和许多的变体已经被开发来修改共同行动Ñ ​​谱,门控和渗透性能32,33。我们工作的目的是建立耳蜗光遗传学的听觉通路的激活。我们注意到,该光遗传学方法来刺激听觉神经需要的螺旋神经节为channelrhodopsin的表达的遗传操作。用小鼠和大鼠的工作允许使用现有的转基因动物13,34,35,提供channelrhodopsin表达沿tonotopic轴线和整个动物36小变异。组合条件基因37与适当的Cre-线提供细胞特异性表达。基因转移到其它动物的螺旋神经节需要使用病毒,如腺伴随病毒也就是在光遗传学38的标准方法,并且我们发现在小鼠36工作良好。基因操作和转基因的不利影响,如IMMU编码外来蛋白质的熊风险的表达NE的反应和/或增殖,破坏状态,甚至死亡基因操作的细胞。对于本演示的目的,我们使用下THY-1启动子13螺旋神经节神经元表达的ChR2基因小鼠光学刺激听觉通路。我们注意到,其他channelrhodopsin变体可以被用于相同的目的,我们证明了使用变爪14的病毒介导的转移进SGNS 39。

虽然人工耳蜗光遗传学,需要遗传操作,它提供了分子调整优化SGN刺激相比,电刺激承诺提高频率和强度分辨率。听觉通路的光遗传学刺激听觉的研究具有很强的针对性。例如,它有望在tonotopy的活性依赖性细化的研究进展发展过程中,在对在声localizat频谱整合需求的分析离子与在中枢听觉系统的频率特异性传入突起之间的相互作用程度的。

研究方案

在这项工作中提出的所有实验进行了由德国法律对实验动物的保护规定的道德标准。哥廷根大学董事会对动物福利和下萨克森州的动物福利办公室批准的实验。

1,准备μLED,刺激的

  1. 对于μLEDs,首先准备μLED刺激器。使用蓝光LED与200由200微米的活性表面(μLED,见材料表)。
  2. 焊接线连接到μLED。然后,封装μLED并用环氧树脂胶的连接。将设备留在一夜之间让环氧固化。
  3. 对于机械稳定性和电绝缘性,通过一个薄的玻璃毛细管漏斗的电线,使用1个外径硼硅酸盐毛细管和用环氧树脂密封的交界处( 图1D),使得所述毛细管可安装在一个机械手。
    注:t这里有一个权衡使得胶囊够厚,以获得良好的电气隔离(避免刺激文物),但足够薄,让LED的自由移动的肺大泡内,以将其定位到内耳开窗。这是一个很好的做法,准备一个以上的LED。
  4. 确认良好的电隔离,首先准备陪替氏培养皿用0.9%NaCl和浸3裸端的铜线到液体中。这是为了模拟与ABR电极的动物。将电线连接到ABR放大器,并从那里来的示波器。
  5. 然后,发光二极管连接到刺激器和浸在该溶液中,直到它被完全覆盖。驱动LED的脉冲(见步骤3.1.1)的最大允许电流的时间超过20分钟,并检查是否有刺激的文物。如果他们出现,放弃了LED,并尝试一个新的。

2,手术过程

  1. 使用4-10周龄的转基因小鼠表达的ChR2在Thy1.2子(9号线在王某等人13)。操纵动物进行手术,一定要使用干净,很好认的外科手术工具。
  2. 麻醉动物用腹腔注射乌拉坦(1.32毫克/千克),甲苯噻嗪(5毫克/千克)的混合物,和丁丙诺啡0.1微克/克稀释在0.9%无菌氯化钠溶液,然后将鼠标上的加热板用于保持体温度在37℃。与此剂量,麻醉通常持续整个实验方案。
    1. 开始后最初的麻醉诱导检查觉醒的缩足反射的迹象10分钟。的情况下的动作,应用维持剂量氨基甲酸酯(0.66毫克/千克)和丁丙诺啡(0.05微克/克)稀释在0.9%无菌氯化钠溶液(不含甲苯噻嗪)的。再次检查缩足反射并继续仅在反射不存在。
  3. 小心刮耳后区,准备切口。使用耳的方法来达到大疱(含气中耳腔)。
    1. 用微型镊子仔细解剖和/或删除颈部肌肉scalenes一部分, 例如,颈阔肌,胸锁乳突肌和。
    2. 发现和揭露泡( 图1A)。识别大疱为骨性结构,其特征球形的泡表面的环表示鼓膜( 图1A)的插入。使用胰岛素针刚刚低于该环的前端的孔。从那里开始,除去覆盖用细咬骨钳(腐食物)或microforceps的泡在这样一种方式,耳蜗岬暴露( 图1B)骨。
  4. 对于内耳开窗,轻轻刮掉骨胶囊,打开一个小窗口(耳蜗:〜500-800微米),同时注意保留完整的膜迷路( 图1B)。在第二耳蜗执行内耳开窗转,因为它是远远不够的镫骨动脉和从顶点。打开顶部可以产生包括耳蜗蜗轴的断裂破裂。
  5. 对于光纤或μLED植入到鼓阶的圆窗插入,小心地用锋利的手术刀尖端划伤骨利基扩大圆窗龛(叶片数11是一个不错的选择)。请务必使用一个新的刀片或手术刀。要非常小心,因为镫骨动脉的运行速度非常接近圆窗( 图1B)。

3,光刺激用两种方法

  1. 对于transcochlear刺激,使用μLEDs或光纤耦合激光器。
    1. 安装毛细管携带μLED上的机械手,小心地将μLED定位到内耳开窗。使用oABR,从电流源(通常为5-40 mA在2.7 V)在1-5赫兹引起由3-10毫秒长的刺激,以优化位置和或装置ientation的μLED的。
    2. 对于激光刺激,用473 nm的连续波激光器和一个250微米光纤(见材料)。耦合光纤的蓝色激光源的理想情况下提供功率的快速模拟控制(否则使用声光器件或较快的快门来定义的光刺激)。利用显微操作,找出光纤的末端直接到内耳开窗,用牙科水泥(transcochlear刺激)修复它。
  2. 为耳蜗内刺激,通过圆窗进入鼓阶插入纤维。然后用10〜30毫瓦(光纤输出的功率)3-10毫秒的激光脉冲在1-5赫兹征求oABR。 oABR的大振幅使实验者观察oABR示波器上诱发由单一刺激来优化发射器的使用oABR振幅作为读出的位置和方向(μLED或纤维)。
  3. 一旦良好的oABR已经实现,解决了cyanoacr纤维ylate胶水或牙科水泥,等到胶水固体。
    注:这是正常的,观察到了一些液体的耳蜗出来。然而,以避免与水泥的聚合,最好是干起来使用细棉灯芯的区域。

4,录音oABR的

  1. 插入耳廓下方针状电极,在顶点和上邻近的腿后面,并将其连接到放大器。
  2. 放大顶点之间的差异潜力及乳突皮下针。样品在50 kHz和过滤器(1-10,000赫兹)的速度。可视化的差异潜力在示波器上理想的记录设置接近最优化的光刺激的位置。使用信号平均(50-1,000x)和数据存储的计算机以供离线分析。

5,录音光学诱发局部场电位

  1. 把动物变成立体定位框架。使用镊子分反弹拉扯皮肤覆盖在颅骨,并用剪刀大致从眉心延伸到这种地步,颈部肌肉附着在头骨进行正中切口。
    1. 侧面反映了皮肤。纵向切开骨膜沿矢状缝,并轻轻揉露出颅骨,用棉签将其删除侧面。
  2. 一个自定义的金属板位置上暴露颅骨离开板和lambda的尾端之间大约为1毫米的空间。用直径0.7毫米钻仔细钻一个孔进入顶骨。
  3. 轻轻地拧在0.85毫米直径的螺杆 - 作为从下丘记录潜能参考(IC) - 持用钳子将螺丝只要螺丝没有拧紧。确保螺丝和硬膜之间的良好接触,但不穿透脑。胶螺丝和金属板到与氰基丙烯酸酯胶的头骨。
  4. 松开n个埃克的肌肉轻轻地从头骨。拉颈部肌肉的尾端大约1-2毫米。确定矢状窦(SSS)和横窦(TS)的交叉点。如果需要,通过润湿用生理氯化钠溶液的骨增加头骨的透明度。
    1. 识别出IC小鼠卧直接尾的同店销售和TS交集。识别IC的位置,慢慢地,仔细地后进行环钻延伸约0.5毫米吻侧为1.5mm尾端到TS和大致3毫米横向。
    2. 以免伤到SSS和TS,因为这些会妨碍成功的实验。在这里,测试trepanned骨是否已经松动了轻推它。使用镊子慢慢抬离骨。
  5. 用适当的适配器连接多声道阵列和探头到显微。为了防止插入到IC中摧毁了多声道录音阵列,小心地取出硬脑膜用小注射器针头的弯曲末端开始接近骨头的边缘。
    1. 从立体框架中取出的动物。固定金属板到一间酒吧,以保持立体定位固定。定位在记录头在集成电路并将其插入下微观控制,使得最上面的信道是在表面处刚刚可见。
  6. 放大的记录阵列和在顶骨的参考螺钉,样品的各个信道之间的差电位在32千赫,低通滤波器(300赫兹),并存储在计算机的脱机分析的速率。
  7. 所有的动物都应该先以麻醉复苏,依照有关安乐死的准则应予以人道安乐死的过程结束。安乐死的合适方法可包括颈脱位或CO 2吸入。

结果

一个最佳的内耳开窗是关键的,增加了成功实验的概率, 意味着该窗口是规则的,小的,并且有内部的耳蜗结构中的无损伤。例如,出血表示血管纹的损坏。一个很好的例子是在图1B。

使用的ChR2-转基因小鼠,的ChR2表达于耳蜗( 图1C)内的SGNS。蓝色光照明,或者通过μLED或激光时,引发大oABR,这从声ABR(AABR)在振幅和波形不同。...

讨论

所描述的实验证明了SGNS的光遗传学刺激,并且可以在原则上,也可以用于刺激内和/或外毛细胞,提供视蛋白的表达。这些实验需要极大的耐心和关怀。如之前所提到的,最重要的步骤是一个很好的内耳开窗/圆窗插入所述光源,以及一个适当的位置和方向。

有使用的ChR2时与光遗传学刺激局限性。与光照强度和脉冲持续时间,但我们的情况oABR振幅增大时,减少刺激的速度提高...

披露声明

作者宣称,他们没有竞争的经济利益。

致谢

这项工作是由德国联邦教育与研究部(伯恩斯坦的焦点神网授予01GQ0810,到T莫泽,和MED-EL德国)的支持;通过中心纳米显微镜和脑分子生理学德国研究基金会(FZT 103,T莫泽),并通过SFB889,为N. Strenzke和T.莫泽)。

材料

NameCompanyCatalog NumberComments
UrethaneSigma AldrichU2500-100GAnesthetic
Xylazine HClRXVSedative and analgesic
BuprenorphineReckitt BenckiserAnalgesic
Dumont #5 ForcepsFine Science Tools11251-10It is used to hold hard tissue, e.g. bone or materials. Never use them to hold soft delicated tissue 
Dumont #5 - Fine ForcepsFine Science Tools11254-20Only to be used to hold soft tissue
Fine Scissors - SharpFine Science Tools14060-09To open the skin and help with the muscle dissection
Lempert Rongeurs Fine Science Tools16004-16They are very useful to easily remove the bone from the bulla
473 nm laser Changchun New IndustriesMLL-III473100 mW solid state 473 nm laser
Laser driver Changchun New IndustriesDPSSL MLL 100 mWTTL operated laser driver
250 µm optical fiberAny comercial ; e.g. ThorlabsM42L05
Acousto-optical modulatorCrystal Technology, Inc.PCAOM VISControl the amount of light coupled into the fiber from the laser
Controller for Acousto-optical modulatorCrystal Technology, Inc.160T1-8SAR-24-0.8Control the acousto-optic modulator
Solo2 laser power & energy meterGentec-EOUsed to measure light intensity of the LED and the fiber coupled laser
Blue µLEDCreeC470UT200It is necessary to build several μLED devices because easily get damaged or the isolation is not good enough
TDT System Tucker-Davis TechnologiesRZ6-A-P1It can be used any system for stimulus generation  presentation and data acquisition
Single-shank, 16-channel silicon probeNeuronexusa1x16-5mm-100-177-CM16LP These are fragile devises, must be handled carefully and cleaned after use
OmnidrillWorld Precision Instruments503598Perform craniotomy for IC recordings and reference screw implantation
Micro Drill Steel Burrsany commercial; e.g. Fine Science Tools19007-07
Self tapping bone screwany commercial; e.g. Fine Science Tools19010-10Reference screw
Micromanipulatorany commercial; e.g. Luigs+NeumannInVivo Unit Junior 4 axisPositioning of recording probe

参考文献

  1. Rubinstein, J. T. Paediatric cochlear implantation: prosthetic hearing and language development. Lancet. 360 (9331), 483-485 (2002).
  2. Middlebrooks, J. C., Bierer, J. A., Snyder, R. L. Cochlear implants: the view from the brain. Current opinion in neurobiology. 15 (4), 488-493 (2005).
  3. Clark, G. M. The multiple-channel cochlear implant: the interface between sound and the central nervous system for hearing, speech, and language in deaf people-a personal perspective. Philosophical transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological sciences. 361 (1469), 791-810 (2006).
  4. Zeng, F. G., Rebscher, S., Harrison, W., Sun, X., Feng, H. Cochlear implants: system design, integration, and evaluation. IEEE reviews in biomedical engineering. 1, 115-142 (2008).
  5. Wilson, B. S., Dorman, M. F. Cochlear implants: a remarkable past and a brilliant future. Hearing research. 242 (1-2), 3-21 (2008).
  6. Moore, D. R., Shannon, R. V. Beyond cochlear implants: awakening the deafened brain. Nature neuroscience. 12 (6), 686-691 (2009).
  7. Shannon, R. V. Multichannel electrical stimulation of the auditory nerve in man. II. Channel interaction. Hearing research. 12 (1), 1-16 (1983).
  8. Fishman, K. E., Shannon, R. V., Slattery, W. H. Speech recognition as a function of the number of electrodes used in the SPEAK cochlear implant speech processor. Journal of speech, language, and hearing research: JSLHR. 40 (5), 1201-1215 (1997).
  9. Kral, A., Hartmann, R., Mortazavi, D., Klinke, R. Spatial resolution of cochlear implants: the electrical field and excitation of auditory afferents. Hearing research. 121 (1-2), 11-28 (1998).
  10. Izzo, A. D., Suh, E., Pathria, J., Walsh, J. T., Whitlon, D. S., Richter, C. P. Selectivity of neural stimulation in the auditory system: a comparison of optic and electric stimuli. Journal of biomedical. 12 (2), 021008 (2007).
  11. Richter, C. P., Rajguru, S. M., et al. Spread of cochlear excitation during stimulation with pulsed infrared radiation: inferior colliculus measurements. Journal of neural engineering. 8 (5), 056006 (2011).
  12. Teudt, I. U., Maier, H., Richter, C. P., Kral, A. Acoustic events and “optophonic” cochlear responses induced by pulsed near-infrared laser. IEEE transactions on bio-medical engineering. 58 (6), 1648-1655 (2011).
  13. Wang, H., et al. High-speed mapping of synaptic connectivity using photostimulation in Channelrhodopsin-2 transgenic mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (19), 8143-8148 (2007).
  14. Kleinlogel, S., Feldbauer, K., et al. Ultra light-sensitive and fast neuronal activation with the Ca2+-permeable channelrhodopsin CatCh. Nature neuroscience. 14 (4), 513-518 (2011).
  15. Friesen, L. M., Shannon, R. V., Baskent, D., Wang, X. Speech recognition in noise as a function of the number of spectral channels: comparison of acoustic hearing and cochlear implants. The Journal of the Acoustical Society of America. 110 (2), 1150-1163 (2001).
  16. Donaldson, G. S., Kreft, H. A., Litvak, L. Place-pitch discrimination of single- versus dual-electrode stimuli by cochlear implant users (L). The Journal of the Acoustical Society of America. 118 (2), 623-626 (2005).
  17. Srinivasan, A. G., Shannon, R. V., Landsberger, D. M. Improving virtual channel discrimination in a multi-channel context. Hearing research. 286 (1-2), 19-29 (2012).
  18. Zeng, F. G., et al. Speech dynamic range and its effect on cochlear implant performance. The Journal of the Acoustical Society of America. 111 (1 Pt 1), 377-386 (2002).
  19. Matic, A. I., Walsh, J. T., Richter, C. P. Spatial extent of cochlear infrared neural stimulation determined by tone-on-light masking. Journal of biomedical. 16 (11), 118002 (2011).
  20. Verma, R., Guex, A. A., et al. Auditory responses to electric and infrared neural stimulation of the rat cochlear nucleus. Hearing research. 310, 69-75 (2014).
  21. Fenno, L., Yizhar, O., Deisseroth, K. The development and application of optogenetics. Annual review of neuroscience. 34, 389-412 (2011).
  22. Hegemann, P., Nagel, G. From channelrhodopsins to optogenetics. EMBO molecular medicine. 5 (2), 173-176 (2013).
  23. Packer, A. M., Roska, B., Häusser, M. Targeting neurons and photons for optogenetics. Nature neuroscience. 16 (7), 805-815 (2013).
  24. Nagel, G., et al. Channelrhodopsin-2, a directly light-gated cation-selective membrane channel. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (24), 13940-13945 (2003).
  25. Nagel, G., Szellas, T., Kateriya, S., Adeishvili, N., Hegemann, P., Bamberg, E. Channelrhodopsins: directly light-gated cation channels. Biochemical Society transactions. 33 (Pt 4), 863-866 (2005).
  26. Nagel, G., Brauner, M., Liewald, J. F., Adeishvili, N., Bamberg, E., Gottschalk, A. Light activation of channelrhodopsin-2 in excitable cells of Caenorhabditis elegans triggers rapid behavioral responses. Current biology: CB. 15 (24), 2279-2284 (2005).
  27. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nature neuroscience. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  28. Bamann, C., Kirsch, T., Nagel, G., Bamberg, E. Spectral characteristics of the photocycle of channelrhodopsin-2 and its implication for channel function. Journal of molecular biology. 375 (3), 686-694 (2008).
  29. Ritter, E., Stehfest, K., Berndt, A., Hegemann, P., Bartl, F. J. Monitoring light-induced structural changes of Channelrhodopsin-2 by UV-visible and Fourier transform infrared spectroscopy. The Journal of biological chemistry. 283 (50), 35033-35041 (2008).
  30. Berndt, A., Prigge, M., Gradmann, D., Hegemann, P. Two open states with progressive proton selectivities in the branched channelrhodopsin-2 photocycle. Biophysical journal. 98 (5), 753-761 (2010).
  31. Kato, H. E., et al. Crystal structure of the channelrhodopsin light-gated cation channel. Nature. 482 (7385), 369-374 (2012).
  32. Hegemann, P., Möglich, A. Channelrhodopsin engineering and exploration of new optogenetic tools. Nature methods. 8 (1), 39-42 (2011).
  33. Mattis, J., Tye, K. M., et al. Principles for applying optogenetic tools derived from direct comparative analysis of microbial opsins. Nature methods. 9 (2), 159-172 (2012).
  34. Arenkiel, B. R., Peca, J., et al. In Vivo Light-Induced Activation of Neural Circuitry in Transgenic Mice Expressing Channelrhodopsin-2. Neuron. 54 (2), 205-218 (2007).
  35. Tomita, H., Sugano, E., et al. Visual Properties of Transgenic Rats Harboring the Channelrhodopsin-2 Gene Regulated by the Thy-1.2 Promoter. PLoS ONE. 4 (11), e7679 (2009).
  36. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  37. Madisen, L., Mao, T., et al. A toolbox of Cre-dependent optogenetic transgenic mice for light-induced activation and silencing. Nature Neuroscience. 15 (5), 793-802 (2012).
  38. Yizhar, O., Fenno, L. E., Davidson, T. J., Mogri, M., Deisseroth, K. Optogenetics in neural systems. Neuron. 71 (1), 9-34 (2011).
  39. Hernandez, V. H., et al. Optogenetic stimulation of the auditory pathway. The Journal of clinical investigation. 124 (3), 1114-1129 (2014).
  40. Gunaydin, L. A., Yizhar, O., Berndt, A., Sohal, V. S., Deisseroth, K., Hegemann, P. Ultrafast optogenetic control. Nature neuroscience. 13 (3), 387-392 (2010).
  41. Klapoetke, N. C., Murata, Y., et al. Independent optical excitation of distinct neural populations. Nature methods. 11 (3), 338-346 (2014).

转载和许可

请求许可使用此 JoVE 文章的文本或图形

请求许可

探索更多文章

92 channelrhodopsin

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

政策

使用条款

隐私

科研

教育

关于 JoVE

版权所属 © 2025 MyJoVE 公司版权所有,本公司不涉及任何医疗业务和医疗服务。