树突状细胞或DC是连接先天性和适应性免疫系统的关键免疫细胞。虽然DC是异质的，但这种方法可以帮助我们了解哪些基因（包括转录因子）可以调节DC的发展。该技术提供了一种简单快捷的方法来鉴定从其祖体中控制DC发育的基因。
首先，在完整的RPMI 1640培养基中维持永生化的造血干细胞和祖细胞或iHSPCs，补充每毫升100纳克FLT3配体和一个微摩尔β雌二醇。对于慢病毒转导，将iHSPCs以每孔10至第五个细胞的密度和一毫升含有FLT3配体，β雌二醇和聚苯乙烯的密度接种12孔板。然后，在每个孔中加入携带短发夹RNA的慢病毒，感染次数为100。
接下来，将板以1100次g和37摄氏度旋转90分钟，然后在37摄氏度下孵育受感染的细胞过夜。第二天，通过将细胞收集到离心中的15毫升管中来除去聚苯乙烯，然后用含有FLT3配体和β雌二醇的新鲜完整培养基替换培养基。再过24小时，向培养基中每毫升加入6微克嘌呤霉素以选择感染的细胞。
每三天更换一次选择培养基，并保持细胞至少一周以扩增稳定转导的iHSPCs。在补充有FLT3配体和β雌二醇的完整培养基中产生并保持LacZ，Tcf4和Id2的稳定敲低iHSPCs。为了启动体外分化，将未分化的iHSPCs收集到15毫升管中并通过离心沉淀细胞。
离心后，弃去上清液并用10毫升PBS洗涤细胞两次。第二次洗涤后，将细胞重悬于仅含有FLT3配体的完整培养基中，然后以每毫升10至50的密度将它们接种到12孔板中。三天后，加入一毫升含有FLT3配体的新鲜完全培养基。
再过两天后，继续通过流式细胞术分析分化细胞。对于流式细胞术分析，在板中上下移液细胞两到三次，然后将细胞收集到1.5毫升管中。离心管并弃去上清液，然后将细胞重悬于50微升的传真缓冲液中。
接下来，加入50微升抗CD16的32个杂交瘤上清液，并在冰上孵育5至10分钟。然后，将荧光染料偶联抗体直接加入细胞中，并在黑暗中的冰上孵育15分钟。孵育后，用一毫升传真缓冲液洗涤细胞并离心样品。
离心后，将细胞重悬于100微升的传真缓冲液中，并通过流式细胞术分析样品。在短发夹RNA介导的iHSPCS中LacZ，Tcf4和Id2敲低后，RTQ-PCR对敲低效率的确认表明，与LacZ敲低iHSPCs相比，Tcf4和Tcf4敲低iHSPCs的表达降低。在Id2敲低iHSPCs中观察到Id2表达的类似结果。
在培养LacZ敲低iHSPCs五天后，代表树突状细胞群的CD11c阳性细胞的频率约为95%，然而，敲低Tcf4或Id2略微降低了CD11c阳性树突状细胞的产生。对来自LacZ敲低iHSPCs的CD11c阳性树突状细胞的进一步分析显示，70%是常规树突状细胞，而22%是浆细胞样树突状细胞。Tcf4敲低iHSPCs产生的LacZ敲低控制的浆细胞样树突状细胞百分比显着降低。
相比之下，Id2敲低iHSPCs产生的常规树突状细胞百分比明显低于LacZ敲低对照，但浆细胞样树突状细胞的百分比更高。自旋感染增加了携带慢病毒的shRNA进入iHSPCs的转导效率。该技术解决了转录因子的作用，并促进了细胞因子信号转导或代谢中其他基因的研究，这些基因可能参与DC的发展。
