Identifizierung einer Subpopulation Murine Erythroblast Enriched in Enucleating Veranstaltungen durch multispektrale Imaging Durchflusszytometrie

Zusammenfassung

Das vorliegende Protokoll beschreibt ein neuartiges Verfahren zur Identifizierung einer Bevölkerung von orthochromatischen Erythroblasten enucleating durch multispektrale Bildgebung Durchflusszytometrie, die eine Visualisierung der Erythroblasten Enukleation Prozess.

Zusammenfassung

Erythropoese bei Säugetieren schließt mit der dramatischen Prozess der Entkernung, die in Retikulozyten-Bildung führt. Der Mechanismus der Enukleation ist noch nicht vollständig aufgeklärt. Ein gemeinsames Problem, das bei der Untersuchung der Lokalisation von Schlüsselproteinen und Strukturen innerhalb enucleating Erythroblasten durch Mikroskopie ist die Schwierigkeit, eine ausreichende Anzahl von Zellen, die eine Enukleation beobachten. Wir haben eine neue Analyse-Protokoll mit Multi High-Speed-Cell-Imaging in Strom (Multi-Spectral Imaging Durchflusszytometrie), eine Methode, die Immunfluoreszenz-Mikroskopie kombiniert mit Durchflusszytometrie, um effizient eine erhebliche Anzahl von enucleating Ereignisse zu identifizieren entwickelt, die erlaubt zu erhalten, Messungen und statistische Analysen.

Wir beschreiben hier zunächst zwei in-vitro-Kultur, um die Erythropoese verwendet, um Maus Erythroblasten synchronisieren und erhöhen die Wahrscheinlichkeit der Erfassung Enukleation bei th Methodene Zeit der Auswertung. Dann beschreiben wir im Detail die Färbung von Erythroblasten nach Fixierung und Permeabilisierung, um die intrazelluläre Lokalisation von Proteinen oder Lipidflößen in Enukleation durch multispektrale Abbildungs ​​Durchflusszytometrie studieren. Neben Größe und DNA/Ter119 Färbung, die verwendet werden, um die orthochromatischen Erythroblasten zu identifizieren, nutzen wir die Parameter "Seitenverhältnis" einer Zelle, in der Hellfeld-Kanal, der in der Anerkennung des langgestreckten Zellen und "delta Schwerpunkt XY Ter119/Draq5 hilft "ermöglicht, daß die Identifizierung der zellulären Ereignisse, bei denen das Zentrum der TER119-Färbung (naszierenden Retikulozyten) weit von der Mitte der DRAQ5 Färbung (Kern zogen Extrusion), was auf eine Zelle, die enucleate. Die Teilmenge der orthochromatischen Erythroblasten Bevölkerung mit qualitativ Delta Schwerpunkt und niedrigem Aspektverhältnis ist sehr in enucleating Zellen angereichert.

Einleitung

Terminalen Differenzierung innerhalb der erythroiden Abstammungslinie in Säugern schließt mit der drastisch Prozess der Enukleation, durch die der orthochromatischen Erythroblasten treibt seine Membran umhüllten Kern (pyrenocyte) ^1, Erzeugen eines ^{Retikulozyten-2.} Der genaue Mechanismus dieses Prozesses, der auch der geschwindigkeitsbestimmende Schritt für eine erfolgreiche, große Produktion von roten Blutzellen in vitro, ist noch nicht vollständig aufgeklärt. Die Lokalisierung von Schlüsselproteinen und Strukturen innerhalb enucleating Erythroblasten beruht auf der Verwendung von Fluoreszenz-und Elektronenmikroskopie ^3-5. Dieser langwierige Prozess führt typischerweise zur Festlegung einer begrenzten Anzahl von Ereignissen Enukleation und erlaubt nicht immer sinn statistischen Analyse. Aufbauend auf ein Verfahren zur Identifizierung Erythroblast zuvor von McGrath et al. ⁶ beschrieben, haben wir einen neuen Ansatz zur Identifizierung und Untersuchung Enukleation Veranstaltungen von Multi-Spectral Ima entwickeltGing Durchflusszytometrie (Multi High-Speed-Cell-Imaging in Flow, eine Methode, die Fluoreszenzmikroskopie mit Durchflusszytometrie kombiniert) ^7, die eine ausreichende Anzahl von Beobachtungen liefern können, um Messungen zu erhalten und statistische Analysen.

Hier beschreiben wir zwei ersten in vitro Erythropoese Kultur, um Erythroblasten synchronisieren und erhöhen die Wahrscheinlichkeit der Erfassung Enukleation bei der Auswertung verwendeten Methoden. Dann beschreiben wir im Detail die Färbung von Erythroblasten nach Fixierung und Permeabilisierung, um die Lokalisierung der intrazellulären Proteinen oder Lipid-Rafts während Enukleation durch multispektrale Bildgebung Durchflusszytometrie studieren.

Die Proben werden auf einer Bild Durchflusszytometer laufen und die gesammelten Zellen angemessen zu orthochromatischen Erythroblasten gated ⁶ identifizieren. Orthochromatischen Erythroblasten werden dann auf der Basis des Seitenverhältnisses untersucht, wie im Hell ima gemessenGing, gegen deren Wert für den Parameter Delta Zentroid XY TER119-DNA, die als Abstand zwischen den Mittelpunkten der Bereiche für TER119 und DNA angefärbt bzw. definiert ist. Die Population von Zellen mit niedrigen Seitenverhältnis und hohe Delta-Schwerpunkts XY Ter119/DNA ist hoch in enucleating Zellen angereichert. Mit Wildtyp (WT) Erythroblasten gegenüber Erythroblasten mit Mx-Cre vermittelte bedingte Löschung Rac1 auf Rac2 ^{- / -} oder kombiniert Rac2 ^{- / -;} RAC3 ^{- / -} genetischen Hintergrund und das neue Analyse-Protokoll des multispektralen Bildgebung Durchflusszytometrie, haben wir vor kurzem gezeigt, dass Enukleation ähnelt asymmetrische Zellteilung und die Bildung einer Actomyosin Ring teilweise durch Rac GTPasen geregelt ist wichtig für die Enukleation Progression ^7.

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Protokoll

1. Langzeit-In-vitro-Kultur Erythropoese (Ex-vivo-Differenzierung Erythroide Kultur-Protokolls durch Giarratana et al. ^8, modifiziert und für Mouse Cells Angepasst)

Dies ist ein 3-Schritt-Langzeit-in-vitro Erythropoese-Protokoll. Im ersten Schritt (Tag 0-4) 2 x 10 ⁵ Zellen / ml in Wachstumsmedium Erythroblasten mit Stammzellfaktor (SCF), Interleukin-3 (IL-3), Erythropoietin (Epo) ergänzt platziert. Im zweiten Schritt (Tage 5-6), werden die Zellen mit 2 × 10 ⁵ Zellen resuspendiert / ml und co-kultiviert auf adhärenten Stromazellen (MS5) in frischem Wachstumsmedium nur Erythroblasten mit Epo supplementiert. Im dritten Schritt (Tage 7-9), sind Zellen, die auf einer Schicht von MS-5-Zellen in frischem Wachstumsmedium ohne Erythroblasten Cytokine bis zu Enukleation (1A) kultiviert.

Alle Tier Protokolle wurden von der Institutional Animal Care und Verwenden Committee (IACUC) der zugelassenenCincinnati Children s Hospital Medical Center.

1. Ernte von Knochen und Isolierung von Low-Density-Knochenmarkzellen
   1. 2 ml sterile IMDM mit 2% fetales Rinderserum (FBS) in einem 15 ml konischen Röhrchen und auf Eis zu halten.
   2. Euthanize einen 2-6 Monate alten Wildtyp-Maus C57/BL6 (zusammen mit oder ohne gentechnisch gezielt Maus von Interesse) folgende Institutionen genehmigten Protokoll (z. B. CO _{2-Inhalation,} gefolgt durch Genickbruch).
   3. Isolieren Beckenknochen, Oberschenkelknochen, Schienbeinknochen und beider Beine mit Pinzette und Skalpell, fügen sie dem Röhrchen mit IMDM + 2% FBS und auf Eis zu halten.
   4. 1 ml IMDM + 2% FBS in einer sterilen Durchflusszytometrie Rohr und bündig Knochen mit einer Pinzette und eine Tuberkulin-Spritze mit einer 25-G x 5/8 "-Nadel. Flush IMDM + 2% FBS durch die Knochen ein paar Mal sanft ( durch Ansaugen von ~ 500 &mgr; l aus der Zellsuspension und erneut Spülen durch den Knochen) und Sammeln der Knochenmarkzellen in den Strom-cytometry Rohr. Flushing ist beendet, wenn die Knochen weiß erscheinen.
   5. Filterzellensuspension durch ein 40 &mgr; m-Zellsieb Satz auf einem 50 ml konischen Röhrchen. Waschzelle Sieb mit IMDM + 2% FBS und mit dem gleichen Medium einzustellen Endvolumen der Zellsuspension in 5 ml.
   6. Bereiten niedriger Dichte Knochenmarkzellen (LDBM) durch Dichtegradientenzentrifugation: sorgfältig die Schicht 5 ml Zellsuspension auf 5 ml Dichtegradient Zellseparationsmedium 1,083 g / ml in einen 15-ml-Tube und Spin bei 750 g für 25 min bei Raumtemperatur (RT) ohne Bremse / niedriger Beschleunigung.
   7. Überstand (alles bis zu der 2-ml-Marke des 15-ml-Tube, um Buffy-Coat erwerben) in ein neues 15-ml-Tube und führen Sie eine weitere Wäsche mit IMDM + 2% FBS bei 525 g für 5 min bei RT.
   8. Überstand wird abgesaugt und lysieren die verbleibenden roten Blutzellen (RBC) durch Suspendieren des Pellets in 3 ml RBC-Lyse-Puffer für 5 min bei RT. Wenn eine größere Reinheit der Erythroblasten istin der letzten Stufe (zB für biochemische Untersuchungen) erforderlich ist, zu reinigen LDBM Zellen weiter bei diesem Schritt Lin ^neg Zellen durch magnetische Trennung.
2. Ex vivo erythroide Differenzierung Kultur Protokoll ab LDBM oder Lin ^neg Zellen (Fig. 1A)
   1. 7 hinzuzufügen ml IMDM + 2% FBS, Schleudern bei 525 × g für 5 min bei RT und Resuspendieren der pelletierten Zellen in 2 ml Erythroblasten-Wachstumsmedium (EGM), bestehend aus:
      ein. StemPro-34-Medium, das
      b. 2,6% StemPro-34-Medium zu ergänzen,
      c. 20% BIT-9500,
      d. 900 ng / ml Eisensulfat,
      E. 90 ng / ml Eisennitrat,
      f. 100 Einheiten / ml Penicillin / Streptomycin, 2 mM L-Glutamin
      g. ^{10 &supmin; &sup6;} M Hydrocortison
      h. und frisch zuge Zytokine:
      i) 100 ng / ml SCF,
      ii) 5 ng / ml IL-3, und
      iii) 3 IU / ml Epo.
   2. Zählen Sie die Zellen mit Hilfe eines automatisierten Zellzähler oder manuell an ein Mikroskop mit einem Saumocytometer.
   3. Platte in einer 6-Well-Zellkulturplatte in einer Konzentration von 5 x 10 ⁵ Zellen / Vertiefung auf ein Endvolumen von 2,5 ml in EGM (2 x 10 ⁵ LDBM Zellen / ml) und Inkubation bei 37 ° C (dies wird als als Tag der Kultur # 0).
   4. Änderungsmedium durch Absaugen 1,5 ml des Überstandes, Schleudern bei 525 × g für 5 min bei RT, resuspendiert in 1,5 ml frisches Medium, das alle 3 Zytokine und Zugabe täglich zurück in die Vertiefungen an den Tagen Nr. 2, 3, 4, zu optimieren Proliferationsphase. Am Tag 3, entfernen Sie alle Zellen zählen und aufgeteilt in entsprechende Anzahl von Brunnen, um gut zu Zellkonzentrationen von ~ 2 x 10 ⁵ Zellen / ml zu erhalten. Aufrechterhaltung bei 37 C / 5% CO ₂ °.
   5. Am Tag 4 Platte MS5 Zellen (Maus-Stroma-Zelllinie) in die Vertiefungen einer neuen Zellkultur-6-Well-Platte. Die MS5 Zellkulturmedium wird α-MEM mit 20% FBS, 100 Einheiten / ml Penicillin / Streptomycin und 2 mM L-Glutamin.
   6. Am Tag 5 zählen Anzahl derZellen (jetzt deutlich in Erythroblasten angereichert) in jede Vertiefung der ursprünglichen Kulturplatte mit Hilfe eines automatisierten Zellzähler oder manuell bei einem Mikroskop mit einer Zählkammer.
   7. Heben Sie alle Zellen aus jeder Vertiefung und Transfer zum 15-ml konische Röhrchen, drehen bei 525 xg unten für 5 min bei RT, absaugen Überstand und Pellets lösen sich mit frischen EGM, die nur Epo (3 IU / ml) zu einer Konzentration von 2 x 10 ⁵ Zellen / ml.
   8. Absaugen des Überstandes von den Brunnen, wo MS-5-Zellen wurden am Tag zuvor (zu 70-80% Konfluenz bei der Co-Kultur gezielte) plattiert und fügen Sie die erythroiden Zellen in diesen Brunnen in EGM, die nur Epo (wenn auch nicht das Medium ihrer Wahl, MS-5-Zellen überleben auch in EGM über mehrere Tage).
   9. Ändern Zugabe von frischem Medium EPA am Tag # 6.
   10. Ändern Medium an Tag # 7, mit EGM ohne Zusatz von Zytokinen. An den Tagen 7 bis 9, Prüfmuster für Enukleation mit Durchflusszytometrie nach Färbung mit anti-TER119 und Syto 16-Tages-und proceed der Färbung Proben für Multi-Spectral Imaging Durchflusszytometrie (wie in Abschnitt 3 beschrieben).
       Hinweis:. Vor der Beschichtung und an Tag 2, 4, 6, und 7 der Kultur, überwachen kultivierten Zellen für Erythroblast Bereicherung und Differenzierung mit Durchflusszytometrie durch die Beurteilung Oberflächenmarker CD44 und TER119 vs Größe (FSC) ⁹ Alternativ CD71, TER119 und FSC kann auch ^{10, 11} werden.

2. Schneller Enukleation Assay, Nach dem Protokoll von Yoshida et al. Änderungen mit ¹² (Abbildung 1B)

1. Stress-Erythropoese Induktion und Stroma Zellpräparat zur in-vitro-Kultur Erythropoese
   1. Anesthetize einen 2-6 Monate alten Wildtyp-Maus C57/BL6 pro IACUC Richtlinien (zB mit Isofluran Lösung). Stellen Sie sicher, dass die Maus wurde ausreichend durch Prüfung auf Abwesenheit von reflexive Reaktionen auf eine sanfte Hinterpfote Prise und betäubtnormale Atmung während der Prozedur. Verwenden Tierarzt Augensalbe auf die Augen zu Trockenheit während der Narkose zu vermeiden.
   2. Stress ausgelöst werden Erythropoese über Schwanz Blutungen auf ein Gesamtvolumen von 500 ul. Verwendung eines Insulin-Spritze gleichen Volumen physiologischer Kochsalzlösung intraperitoneal Flüssigkeitszufuhr von dem Tier (Tier halten in Trendelenburg-Position vor der Injektion und Injektion in den Unterleib, um nicht innere Organe zu beschädigen) sicherzustellen.
   3. Die Maus nicht unbeaufsichtigt, bis es wieder wie Motorsteuerung durch das Tier angedeutet beginnen, um den Käfig zu bewegen und in der Lage zu stehen und zu gehen, ohne zu fallen. Die Phlebotomized Maus in einem Käfig ohne andere Mäuse platziert.
   4. Nach 2 Tagen wurde die Platte MS-5-Zellen in Vertiefungen einer 24-well-Zellkulturplatte. Inkubieren MS-5-Zellen bei 37 ° C / 5% CO ₂ in Zellmedium MS5 (a-MEM mit 20% FBS, 100 Einheiten / ml Penicillin / Streptomycin und 2 mM L-Glutamin) mit dem Ziel, 70-80 sein % konfluent in Plattenvertiefungen nach 48 Stunden.
2. Ernte der Milz und Verarbeitung von Splenozyten
   1. Vier Tage (96 Stunden) nach Stress Erythropoese Induktion, einschläfern vorher durch IACUC genehmigten Protokoll (zB CO _2-Inhalation durch Genickbruch folgte) blutete Maus.
   2. Ernte Milz und steckte es in einen 15-ml konischen Röhrchen enthält IMDM 2% FBS und auf Eis zu halten.
   3. Zurück im Labor, in der Gewebekultur Haube unter sterilen Bedingungen, invertieren Milz haltige Rohr auf einem 40-um-Zellsieb auf einem 50-ml-Tube eingestellt. Crush Milz mit dem Kolben einer 5-ml-Plastikspritze.
   4. Waschzelle Sieb mit IMDM + 2% FBS und mit dem gleichen Medium, Einstellen des Endvolumens der Zellsuspension in 5 ml.
   5. Vorsichtig Schicht die 5 ml Suspension Splenozyten auf 5 ml Dichtegradient Zellseparationsmedium 1,083 g / ml in einen 15-ml-Tube und Spin bei 750 g für 25 min bei RT ohne Bremse / low Beschleunigung.
   6. ÜberweisungÜberstand (Lösung auf etwa 2-ml-Marke des 15-ml-Tube, um Buffy-Coat erwerben) in ein neues 15-ml-Tube und führen Sie eine weitere Wäsche mit IMDM + 2% FBS bei 525 g für 5 min bei RT .
   7. Überstand wird abgesaugt und die Lyse der roten Blutzellen durch Suspendieren des Pellets in 3 ml RBC-Lyse-Puffer für 5 min bei RT.
   8. 7 ml IMDM + 2% FBS zu den Zellen zu waschen und zu verdünnen und neutralisieren die RBC-Lyse-Puffer und Schleudern bei 525 × g für 5 min bei 4 ° C.
   9. Überstand wird abgesaugt und pelletiert Zellen aussetzen in 2 ml Erythroblast Wachstumsmedium (EGM).
3. Kultur der isolierten niedriger Dichte Splenozyten in Erythroblasten angereichert, auf Kunststoff (erste Stufe des schnellen in vitro Erythropoese Kultur)
   1. Zählen von Zellen an einem automatisierten Zellzähler oder manuell mit einem Hämozytometer. Übliche Anzahl von Zellen pro Milz isoliert in dieser Phase ist ~ 15 x 10 ^6.
   2. Suspend-Zellen weiter in EGM, die die Zytokine (bei final Konzentrationen): SCF 50 ng / ml IL-3 5 ng / ml, und Epo 2 U / ml.
   3. Platte 1-5 x 10 ⁶ Zellen in einem Endvolumen von 1 ml / well (gleiche Anzahl von Zellen pro Vertiefung je Gesamtzahl der Zellen) einer 24-Well-Zellkultur-Platte und Inkubation O / N bei 37 ° C / 5% CO _2.
4. Kultur von Erythroblasten auf MS5 Zellen (zweite Stufe des schnellen in vitro Erythropoese Kultur
   1. Absaugen des Überstandes aus dem Kunststoff gut und heben die Zellen (in Erythroblasten hochangereichertes) durch Zugabe von 2 ml kaltem 10 mM EDTA in PBS für 5 min auf Eis zu jeder Vertiefung.
   2. Setzen Zellen in frische Röhrchen, einmal in EGM waschen (ohne Zytokine) und resuspendieren in der gleichen.
   3. Platte 5 × 10 ⁵ -1 × 10 ⁶ Zellen in einer 1-2 ml Volumen jeder Zelle MS5 beschichteten Vertiefung einer 24-Well-Platte. Wenn pharmakologische Inhibitoren werden in dem Experiment verwendet, fügen Sie sie in geeigneten Konzentrationen jetzt.
   4. Inkubation für 6 bis 8 h (Zeit geführtmikroskopische Beobachtung von etwa 30% -40% Enukleation in der unbehandelten Probe WT). Die Bindung von Erythroblasten zu MS-5-Zellen beschleunigt die Enukleation.
   5. Heben Zellen aus jeder Vertiefung durch Zugabe von 2 ml kaltem PBS + 10 mM EDTA, 5 min auf Eis. Zusammen mit den Erythroblasten, wird MS-5-Zellen auch gesammelt werden, aber diese können später leicht während Durchflusszytometrieanalyse FSC ^hallo TER119 ausgeschlossen werden ^- Zellen.
   6. In diesem Stadium können die Zellen fixiert und gefärbt werden, zur Analyse durch Multi-Spectral Imaging Durchflusszytometrie.

3. Färbung der Erythroblasten für die Lokalisierung von intrazellulären Proteinen oder Lipid Rafts Während Enukleation von Multi-spektrale Imaging Durchflusszytometrie

1. Waschen der Zellen in PBS, Spin 525 × g für 5 min bei RT und Absaugen des Überstandes.
2. Fix Zellen durch Resuspendieren Zellpellets in 500 &mgr; l 3,7% Formaldehyd in PBS für 15 min (Fixierungszeit je nach anti variierengen, die geprüft wird) und Pipettieren sanft.
3. Übertragen auf 1,5-ml-Kunststoffzentrifugenröhrchen und Inkubation für 15 min bei RT.
4. Spin auf einer Bank Mikro 2.000 g für 20 sec, Stand absaugen und führen Sie eine Wasch durch Zugabe von 500 ul PBS in jedes Röhrchen und Pipettieren sanft.
5. Spin auf einer Bank Mikro 2.000 g für 20 sec, absaugen Überstand und halten Röhrchen auf Eis für mindestens 15 min. Permeabilisierung Schritte 3,6-3,9 sollte schnell und effizient durchgeführt werden und nach Spinn / Aspiration bei RT Zellpellets sofort wieder auf Eis gelegt werden, um für die Zellen, um besser ihre Integrität behalten.
6. Nehmen Aceton-Lösungen aus -20 ° C Gefrierschrank und setzen auf Eis. Durchdringbar Zellen durch Resuspendieren Zellpellets zuerst in 500 ul eiskaltem 50% igem Aceton (1:1 mit dH ₂ O) und Pipettieren schonend.
7. Spin auf der Bank Mikro 2.000 g für 20 sec, absaugen Überstand und resuspendieren Zellpellets in 500 ul60; eiskaltem 100% Aceton durch Pipettieren vorsichtig.
8. Spin auf der Bank Mikro 2.000 g für 20 sec, absaugen Überstand und resuspendieren Zellpellets noch einmal in 500 ul eiskaltem 50% Aceton durch Pipettieren vorsichtig.
9. Spin auf der Bank Mikro 2.000 g für 20 sec, Stand absaugen und waschen die Zellen einmal in kaltem FACS-Puffer (PBS + 0,5% BSA) durch Pipettieren vorsichtig.
10. Bereiten Kennzeichnung Cocktail mit Antikörpern oder Marker für die Moleküle von Interesse: 0.1 U/100 ul AF488-Phalloidin für F-Actin-Färbung und ein μl/100 ul TER119-PECy7 für erythroiden Zellfärbung. Alternative oder zusätzliche Färbung kann auch mit AF-488-Anti-β-Tubulin-Antikörper (1:50), AF-594-konjugierten Choleratoxin-Untereinheit B der Lipidflöße kenn (1:200), anti-pMRLC (Ser19) durchgeführt werden Primäre Antikörper für das phosphorylierte Myosin regulatorische leichte Kette (1:50), gefolgt von anti-Kaninchen-AF-488-konjugierten sekundären Antikörper (1:400) und anti-γ-rohrlin primären Kaninchen-Antikörper (1:100), gefolgt von anti-Kaninchen-AF-555-konjugierten sekundären Antikörper (1:300).
11. Nach der Überstand Aspiration, resuspendieren Zellpellets in 100 ul des Markers Cocktail, Pipetten sanft und Inkubation für 30 min bei RT.
12. Bereiten FACS-Puffer mit 2,5 uM der Kernfärbung DRAQ5.
13. Waschen der Zellen in FACS-Puffer, Spin-down auf der Bank Mikro 2.000 g für 20 sec, absaugen Überstand und resuspendieren in 60 ul FACS-Puffer mit DRAQ5.
14. Proben laufen auf der Abbildungs ​​Durchflusszytometer mindestens 10.000 Ereignisse pro Experiment sammeln, kompensieren die Rohdaten, wie zuvor veröffentlicht ^13, und wie in Fig. 2 gezeigt Ergebnisse analysieren, unter Verwendung der Analyse-Software spezifische Abbildungs ​​Durchflusszytometer.

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Ergebnisse

Zunächst werden die Zellen auf der Basis ihrer Hellseitenverhältnis (das Verhältnis der Länge der kleineren gegen ihre Hauptachse) und ihre Hellbereich (Durch ihrer Größe) analysiert. Ereignisse mit einem Hellbereich-Wert niedriger als 20 und mehr als 200 sind meist Trümmer und Zellaggregate sind, und werden aus der Analyse (2A) ausgeschlossen. Einzelne Zellen (Gate "R1") sind dann basierend auf ihren Wert für den Parameter Gradient RMS, die Schärfe des Bildes zeigt analysiert. Gate &...

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Diskussion

In den letzten Jahren das Studium der Erythroblasten Enukleation zunehmend an Dynamik gewonnen, da ist der Schritt in die Erythropoese in vitro-Kulturen, die am schwierigsten ist es, effizient, um erfolgreiche, groß angelegte Produktion von roten Blutzellen ex vivo zu erreichen reproduzieren. Bis vor kurzem war die Untersuchung von Erythroblasten Enukleation verwendet hauptsächlich Fluoreszenzmikroskopie und Durchflusszytometrie Methoden. Fluoreszenzmikroskopieverfahren, wenn auch hilfreich bei der E...

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Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
αMEM medium	CellGro	15-012-CV
IMDM medium	Hyclone (Thermo Scientific)	SH30228.01
Stempro-34 SFM	GIBCO (Life Tech)	10640
Stempro-34 nutrient supplement	GIBCO (Life Tech)	10641-025
Fetal Bovine Serum (FBS)	Atlanta Biologicals	512450
BIT9500	Stemcell Technologies	09500
Bovine Serum Albumin (BSA)	Fisher Scientific	BP-1600-100
Phosphate buffered saline (PBS)	Hyclone (Thermo Scientific)	SH30028.02
Penicillin/Streptomycin	Hyclone (Thermo Scientific)	SV30010
L-glutamine	Hyclone (Thermo Scientific)	SH30590.01
Isothesia (Isoflurane)	Butler-Schein	029405
Histopaque 1.083 mg/ml	Sigma	10831
BD Pharmlyse (RBC lysis buffer)	BD Biosciences	555899
Acetone	Sigma-Aldrich	534064
Formaldehyde	Fisher Scientific	BP 531-500
Hydrocortisone	Sigma	H4001
Stem Cell Factor (SCF)	Peprotech	250-03
Interleukin-3 (IL-3)	Peprotech	213-13
EPOGEN Epoetin Alfa (Erythropoietin, EPO)	AMGEN	available by pharmacy
CD44-FITC antibody	BD Pharmingen	553133
CD71-FITC antibody	BD Pharmingen	553266
Ter119-PECy7 antibody	BD Pharmingen	557853
Phalloidin-AF488	Invitrogen (Life Technologies)	A12379
β-tubulin-AF488 antibody	Cell Signaling	#3623
anti-rabbit AF488-secondary antibody	Invitrogen (Life Technologies)	A11008
anti-rabbit AF555-secondary antibody	Invitrogen (Life Technologies)	A21428
AF594-cholera toxin B subunit	Invitrogen (Life Technologies)	C34777
pMRLC (Ser19) antibody	Cell Signaling	#3671
γ-tubulin antibody	Sigma	T-3559
Syto16	Invitrogen (Life Technologies)	S7578
Draq5	Biostatus	DR50200
Ferrous sulfate	Sigma	F7002
Ferric nitrate	Sigma	F3002
EDTA	Fisher Scientific	BP120500
15-ml tubes	BD Falcon	352099
50-ml tubes	BD Falcon	352098
6-well plates	BD Falcon	353046
24-well plates	BD Falcon	351147
Flow tubes	BD Falcon	352008
Tuberculin syringe	BD	309602
Insulin syringe	BD	329461
Syringe needle 25-G 5/8	BD	305122
Capped flow tubes	BD	352058
40-μm cell strainer	BD Falcon	352340
Scalpel (disposable)	Feather	2975#21
FACS Canto Flow Cytometer	BD
ImagestreamX Mark II Imaging Flow Cytometer	AMNIS (EMD Millipore)
Image Data Exploration and Analysis Software (IDEAS) version 4.0 and up.	AMNIS (EMD Millipore)
Hemavet 950 Cell Counter	Drew Scientific	CDC-9950-002
NAPCO series 8000WJ Incubator	Thermo scientific
Allegra X-15R Centrifuge	Beckman Coulter	392932
Mini Mouse Bench centrifuge	Denville	C0801