Identificação de um Murino eritroblasto subpopulação enriquecido em enucleação Eventos da Multi-espectral de imagem de Citometria de Fluxo

Resumo

O presente protocolo descreve um novo método para a identificação de uma população de enuclear eritroblastos ortocromaticos pelo fluxo de imagem multi-espectral citometria, proporcionando uma visualização do processo de enucleação dos eritroblastos.

Resumo

Eritropoiese em mamíferos conclui com o processo dramático da enucleação, que resulta na formação de reticulócitos. O mecanismo de enucleação ainda não foi totalmente elucidado. Um problema comum encontrado quando se estuda a localização de proteínas-chave e estruturas dentro eritroblastos enucleação por microscopia é a dificuldade de observar um número suficiente de células em enucleação. Desenvolvemos um novo protocolo de análise de imagem usando multiparamétrica de alta velocidade em células de fluxo (multi-espectral de imagem de Citometria de Fluxo), um método que combina a microscopia de imunofluorescência com citometria de fluxo, de modo a identificar de forma eficiente um número significativo de eventos de enucleação, que permite obter medidas e realizar análises estatísticas.

Primeiro, descrever aqui dois in vitro da eritropoiese métodos de cultura utilizados para sincronizar eritroblastos murino e aumentar a probabilidade de captura de enucleação no the tempo de avaliação. Em seguida, descrevem em detalhe a coloração de eritroblastos após fixação e permeabilização, a fim de estudar a localização de proteínas intracelulares ou jangadas lipídicas durante enucleação por citometria de fluxo de imagem multi-espectral. Juntamente com o tamanho e coloração DNA/Ter119 que são usados ​​para identificar os eritroblastos ortocromaticos, que utilizam os parâmetros "relação de aspecto" de uma célula no canal de campo brilhante que ajuda no reconhecimento de células alongadas e "delta centróide XY Ter119/Draq5 "que permite a identificação de eventos celulares em que o centro de coloração Ter119 (reticulócitos nascente) é muito distante do centro de coloração DRAQ5 (núcleo passando por extrusão), indicando, assim, uma célula prestes a enuclear. O subconjunto da população eritroblasto ortocromático com alta centroid delta e baixa relação de aspecto é altamente enriquecido em enuclear células.

Introdução

Diferenciação terminal na linhagem eritróide em mamíferos conclui com o processo dramático da enucleação, através do qual o eritroblastos ortocromático expele o seu núcleo envolto por uma membrana (pyrenocyte) ^1, gerando um reticulócito ^2. O mecanismo exacto deste processo, o qual também é o passo limitante da taxa de sucesso de, em larga escala, a produção de células vermelhas do sangue in vitro, ainda não está completamente elucidado. A localização de proteínas-chave e estruturas dentro eritroblastos enucleação depende da utilização de lâmpadas fluorescentes e microscopia eletrônica ^3-5. Este processo tedioso resulta tipicamente na identificação de um número limitado de eventos de enucleação e nem sempre permitem uma análise estatística significativa. Expandindo um método de identificação eritroblasto descrito anteriormente por McGrath et al. ^6, desenvolvemos uma nova abordagem de identificar e estudar os eventos de enucleação por Multi-espectral Imalagem Citometria de Fluxo (multiparamï imagens de células de alta velocidade do fluxo, um método que combina a microscopia de fluorescência, citometria de fluxo) ^7, que pode proporcionar um número suficiente de observações para obter medições e análise estatística.

Aqui, nós descrevemos dois primeiros métodos in vitro da eritropoiese cultura utilizadas, a fim de sincronizar os eritroblastos e aumentar a probabilidade de captura de enucleação, no momento da avaliação. Em seguida, descrevem em detalhe a coloração de eritroblastos após fixação e permeabilização, a fim de estudar a localização de proteínas intracelulares ou jangadas lipídicas durante enucleação por citometria de fluxo de imagem multi-espectral.

As amostras são executados em um fluxo de imagens citômetro e as células coletadas são fechadas de forma adequada para identificar eritroblastos ortocromáticos ^6. Eritroblastos ortocromático são então analisados ​​com base em sua relação de aspecto, como medido em campo claro imalagem, contra o seu valor para o parâmetro do delta centróide XY Ter119-ADN, a qual é definida como a distância entre os centros das áreas manchadas para Ter119 e de ADN, respectivamente. A população de células com baixa relação de aspecto alta e centróide delta XY Ter119/DNA é altamente enriquecida em enuclear células. Usando o tipo selvagem (WT) eritroblastos contra eritroblastos com deleção Mx-Cre mediada condicional de Rac1 em Rac2 ^{- / -} ou Rac2 combinado ^{- / -;} RAC3 ^{- / -} base genética e este protocolo nova análise de fluxo de imagem multi-espectral citometria, demonstramos recentemente que se assemelha a enucleação citocinese assimétrico e que a formação de um anel de actomiosina regulada em parte por Rac GTPases é importante para a progressão da enucleação ^7.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

1. Longo prazo o cultivo in vitro eritropoiese (Ex vivo Erythroid Diferenciação Cultura Protocolo por Giarratana et al. ^8, modificados e adaptados para rato Células)

Este é um longo prazo de 3 etapas no protocolo eritropoiese vitro. Na primeira etapa (dias 0-4) 2 x 10 ⁵ células / ml, são colocados em meio de crescimento de eritroblastos suplementado com factor de células estaminais (SCF), a interleucina-3 (IL-3), e a eritropoietina (Epo). Na segunda etapa (dias 5-6), as células são suspensas de novo a 2 x 10 ⁵ células / ml e co-cultivadas com células aderentes do estroma (MS5) em meio de crescimento de eritroblastos fresco suplementado apenas com Epo. No terceiro passo (7-9 dias), as células são cultivadas sobre uma camada de MS-5 células em meio de crescimento de eritroblastos fresco sem citocinas até enucleação (Figura 1A).

Todos os protocolos de animais foram aprovados pelo Animal Care e Use Comitê Institucional (IACUC) deHospital Centro Médico Infantil de Cincinnati.

1. Colheita de ossos e isolamento de células de medula óssea de baixa densidade
   1. Adicionar 2 ml de IMDM estéril contendo 2% de soro fetal bovino (FBS) em um tubo cónico de 15 ml e guardar em gelo.
   2. Eutanásia um 2-6 meses de idade do tipo selvagem C57/BL6 rato (junto com ou sem rato geneticamente alvo de interesse) seguindo o protocolo aprovado pela instituição (por exemplo, inalação de CO _2, seguido por deslocamento cervical).
   3. Isolar ossos pélvicos, fêmures e tíbias de ambas as pernas com a pinça e bisturi, adicioná-los ao tubo contendo IMDM 2% FBS e manter em gelo.
   4. Adicionar 1 ml de IMDM 2% de FBS num tubo de citometria de fluxo estéril e lavar ossos usando uma pinça e uma seringa de tuberculina com uma 25-L x 5/8 "agulha. Lave IMDM 2% de FBS, através dos ossos, algumas vezes suavemente ( aspirando ~ 500 ul da suspensão de células e enxaguando-o de novo através do osso), e recolher as células da medula óssea para o fluxo cytometrtubo y. Flushing é completa quando os ossos aparecem em branco.
   5. Filtrar célula-suspensão através de um conjunto de 40 mícrons coador de células na parte superior de um tubo cónico de 50 ml. Lavar filtro celular com IMDM 2% de FBS e utilizando o mesmo meio de ajustar o volume final da suspensão de células para 5 ml.
   6. Prepare células da medula óssea de baixa densidade (ldbm) por centrifugação em gradiente de densidade: camada cuidadosamente os 5 ml de células-suspensão em 5 ml de separação celular gradiente de densidade média 1,083 g / ml em um tubo de 15 ml e rotação a 750 xg por 25 min à temperatura ambiente (RT) com nenhuma aceleração freio / baixo.
   7. Transferência do sobrenadante (tudo até cerca da marca de 2 ml de o tubo de 15 ml, a fim de adquirir buffy coat) para um novo tubo de 15 ml e um desempenho mais uma lavagem com IMDM 2% de FBS a 525 xg durante 5 min a RT.
   8. Sobrenadante aspirado e lisar quaisquer restantes glóbulos vermelhos (RBC) com a suspensão do sedimento em 3 ml de tampão de lise de RBC, durante 5 min à TA. Se uma maior pureza de eritroblastos érequerido na etapa final (por exemplo, para estudos bioquímicos), purificar células ldbm ainda neste passo para células ^neg Lin por separação magnética.
2. Ex vivo eritróide protocolo de cultura de diferenciação a partir de células ou LDBM ^neg Lin (Figura 1A)
   1. Adicionar 7 ml de IMDM 2% de FBS, centrifugação a 525 xg durante 5 min à temperatura ambiente e ressuspender as células peletizadas em 2 ml de meio de crescimento de eritroblastos (AGE), que consiste em:
      a. Médio StemPro-34, contendo
      b. 2,6% StemPro-34 suplemento médio,
      c. 20% de BIT-9500,
      d. Sulfato ferroso de 900 ng / ml,
      e. Nitrato férrico de 90 ng / ml,
      f. 100 unidades / ml de penicilina / estreptomicina, 2 mM de L-glutamina
      g. 10 ^-6 M de hidrocortisona
      h. e citocinas recém-adicionado:
      i) 100 ng / ml SCF,
      ii) 5 ng / ml de IL-3, e
      iii) 3 UI / ml de Epo.
   2. Contar as células usando um contador de células automatizado ou manual em um microscópio usando uma bainhaocytometer.
   3. Placa numa placa de 6 poços de cultura de células a uma concentração de 5 x 10 ⁵ células / poço para um volume final de 2,5 ml em EGM (2 x 10 ⁵ ldbm células / ml) e incubar a 37 ° C (isto é considerado como o dia # 0 da cultura).
   4. Mudança de meio por aspiração de 1,5 ml do sobrenadante, girando a 525 xg durante 5 min à temperatura ambiente, ressuspensão em 1,5 ml de meio fresco, contendo todos os três citocinas e voltar a adicionar aos poços cada dia em dias # 2, 3, 4, para optimizar fase proliferativa. No dia três, remover todas as células, e contagem dividido em número adequado de poços de forma a manter as concentrações de células assim de 2 x 10 ~ ⁵ células / ml. Manter a cultura a 37 ° C / 5% de CO ₂ °.
   5. No dia 4, as células placa MS5 (linha de células de estroma murino) para poços de uma nova cultura de células de 6 poços da placa. O meio de cultura de células é MS5 α-MEM contendo 20% FBS, 100 unidades / ml de penicilina / estreptomicina, e 2 mM de L-glutamina.
   6. No dia 5, contar o número decélulas (agora enriquecido significativamente em eritroblastos) em cada poço da placa de cultura original, usando um contador de células automático ou manualmente em um microscópio usando um hemocitómetro.
   7. Levantar todas as células de cada poço e transferidos para tubos cónicos de 15 ml, girar a 525 xg durante 5 min à temperatura ambiente, aspirar o sobrenadante e dissolvem-se peletes com EGM fresco contendo apenas Epo (3 UI / ml) para uma concentração de 2 x 10 ⁵ células / ml.
   8. Aspirar o sobrenadante dos poços em que o MS-5 células foram plaqueadas no dia anterior (alvejado a 70-80% de confluência no momento da co-cultura) e adicionar as células eritróides nestes poços em EGM contendo apenas Epo (embora não o seu meio de escolha, MS-5 células sobreviver bem em EGM durante vários dias).
   9. Mude médio acrescentando fresco EPO no dia # 6.
   10. Mude médio no dia # 7, utilizando AGE sem citocinas adicionais. Nos dias 7 a 9, as amostras de teste para enucleação com citometria de fluxo após coloração com anti-Ter119 e Syto-16 diariamente e proceed a coloração de amostras para Multi-espectral de imagem de Citometria de Fluxo (conforme detalhado na seção 3).
       Nota:. Antes do plaqueamento e no dia 2, 4, 6, e 7 de cultura, as células cultivadas para monitorizar o enriquecimento de eritroblastos e diferenciação com citometria de fluxo por meio da avaliação de marcadores de superfície CD44 e Ter119 vs tamanho (FSC) ⁹ Alternativamente CD71, Ter119, e FSC Também pode ser utilizado ^{10, 11.}

2. Rápida enucleação Ensaio, de acordo com o protocolo descrito por Yoshida et al. ¹² com modificações (Figura 1B)

1. Indução da eritropoiese Stress e estroma preparação de células para o cultivo in vitro eritropoiese
   1. Anestesiar a 2-6 meses de idade rato C57/BL6 tipo selvagem por diretrizes IACUC (por exemplo, com a solução de isoflurano). Certifique-se de que o rato foi anestesiado adequadamente, verificando a ausência de respostas reflexas a uma delicada pitada hind-pata e pararespirações regulares durante o procedimento. Use veterinário pomada oftálmica nos olhos para evitar a secura sob anestesia.
   2. Induzir o estresse eritropoiese via cauda sangrando até a um volume final de 500 mL. Usando uma seringa de insulina, injetam igual volume de soro fisiológico por via intraperitoneal para garantir reposição volêmica do animal (segure animal em posição de Trendelenburg antes de injetar e injetar no abdome inferior, de modo a não danificar os órgãos internos).
   3. Não deixe o mouse autônoma até que ele recuperou o controle motor, como indicado pelo animal começando a se mover ao redor da gaiola e ser capaz de ficar em pé e andar sem cair. O mouse Phlebotomized é colocado em uma gaiola sem outros ratos.
   4. Após 2 dias, a placa de MS-5 células em cavidades de uma placa de 24 poços de cultura de células. Incubar MS-5 células a 37 ° C / 5% de CO ₂ em meio de células MS5 (a-MEM contendo 20% FBS, 100 unidades / ml de penicilina / estreptomicina, e 2 mM de L-glutamina) com o objectivo de ser 70-80 % confluentes ipoços n placa após 48 horas.
2. Colheita de baço e processamento de esplenócitos
   1. Quatro dias (96 horas) após a indução do estresse eritropoiese, eutanásia anteriormente sangrou mouse através de protocolo IACUC-aprovado (por exemplo, inalação de CO ₂ seguido por deslocamento cervical).
   2. Baço Colheita e colocá-lo em um tubo cônico de 15 ml contendo IMDM 2% FBS e manter em gelo.
   3. De volta ao laboratório, em cultura de tecidos sob as condições de cobertura estéreis, inverter tubo contendo baço sobre um filtro de células de 40 mícrons situado no topo de um tubo de 50 ml. Esmagar baço usando o êmbolo de uma seringa de plástico de 5 ml.
   4. Lavar filtro celular com IMDM 2% de FBS e utilizando o mesmo meio, ajustar o volume final da suspensão de células para 5 ml.
   5. Camada cuidadosamente a suspensão de esplenócitos em 5 ml de 5 ml de separação de células por gradiente de densidade média 1,083 g / ml num tubo de 15 mL e centrifugação a 750 xg durante 25 min à temperatura ambiente com ausência de aceleração freio / baixo.
   6. Transferênciasobrenadante (solução para baixo para sobre a marca de 2 ml de o tubo de 15 ml, a fim de adquirir buffy coat) para um novo tubo de 15 ml e um desempenho mais uma lavagem com IMDM 2% de FBS a 525 xg durante 5 min à TA .
   7. Sobrenadante aspirado e as células vermelhas do sangue lisar por suspensão do sedimento em 3 ml de tampão de lise de RBC, durante 5 min à TA.
   8. Adicionar 7 ml de IMDM 2% FBS para lavar as células e para diluir e neutralizar o tampão de lise dos glóbulos vermelhos e centrifugação a 525 xg durante 5 min a 4 ° C.
   9. Aspirar o sobrenadante e suspender as células precipitadas em 2 ml de meio de crescimento de eritroblastos (AGE).
3. Cultura dos esplenócitos isolados de baixa densidade, enriquecidos em eritroblastos, em plástico (primeira fase de rápido cultura in vitro eritropoiese)
   1. Contagem de células em um contador de células automatizado ou manualmente por um hemocitômetro. Número habitual de células isoladas por baço nesta fase é de aproximadamente 15 x 10 ^6.
   2. Suspender as células ainda em EGM contendo as citocinas (em fconcentrações inal): SCF 50 ng / ml, IL-3, 5 ng / ml, e Epo 2 U / ml.
   3. Placa de 1-5 x 10 ⁶ células, num volume final de 1 ml / poço (o mesmo número de células por poço, dependendo do número total de células) de uma placa de cultura celular de 24 poços e incubam O / N a 37 ° C / 5% de CO _2.
4. Cultura de eritroblastos em células MS5 (segunda fase de rápido cultura in vitro eritropoiese
   1. Aspirar o sobrenadante do poço de plástico e levantar as células (altamente enriquecidos em eritroblastos) por adição de 2 ml de frio EDTA 10 mM em PBS durante 5 min, em gelo a cada poço.
   2. Colocar as células em tubos frescos, lavar uma vez em EGM (sem citocinas) e ressuspender na mesma.
   3. Placa de 5 x 10 ⁵ x 10 -1 ⁶ células num volume de 1-2 ml a cada MS5 poço de uma placa de 24 poços revestidas com células. Se os inibidores farmacológicos estão sendo utilizados na experiência, adicioná-las em concentrações adequadas agora.
   4. Incubar durante 6 a 8 horas (tempo guiado pelaobservação microscópica de aproximadamente 30% -40% de enucleação na amostra não tratada WT). A ligação de eritroblastos para MS-5 células acelera sua enucleação.
   5. Elevador células de cada poço pela adição de 2 ml de PBS frio + EDTA 10 mM, durante 5 minutos, em gelo. Junto com os eritroblastos, MS-5 células também serão coletados, mas isso mais tarde pode ser facilmente excluídos durante a análise por citometria de fluxo como FSC ^oi Ter119 ^- células.
   6. Nesta fase, as células podem ser fixadas e coradas para a análise por multi-espectral de imagem de Citometria de Fluxo.

3. Coloração de Erythroblasts para localização de proteínas intracelulares ou lipídicas Balsas Durante enucleação por Multi-espectral de imagem de Citometria de Fluxo

1. Lavar as células com PBS, girar 525 xg durante 5 min à temperatura ambiente e aspirar o sobrenadante.
2. Fixar as células por ressuspensão sedimentos celulares em 500 ul de 3,7% de formaldeído em PBS, durante 15 minutos (tempo de fixação pode variar, dependendo do antigen sendo sondado) e pipetar suavemente.
3. Transferir 1,5 ml de tubos de centrífuga de plástico e incubar durante 15 min à temperatura ambiente.
4. Rotação sobre um banco de microcentrífuga 2000 xg durante 20 seg, aspirar o sobrenadante e realizar uma lavagem através da adição de 500 ul de PBS a cada tubo e pipetando suavemente.
5. Gire em um banco microcentrifuge 2.000 xg por 20 segundos, o sobrenadante aspirado e manter os tubos no gelo por pelo menos 15 min. Permeablization passos 3,6-3,9 deve ser feito de forma rápida e eficiente, e seguindo fiação / aspiração à temperatura ambiente, pelotas de células deve ser imediatamente colocada de volta no gelo, a fim de que as células para melhor conservar a sua integridade.
6. Tomar as soluções de acetona para fora do freezer -20 ° C e colocar no gelo. Permeabilizar as células por ressuspensão sedimentos celulares em primeiro lugar 500 mL de gelo frio de 50% de acetona (1:1 com dH ₂ O) e de pipetagem suave.
7. Giro no banco microcentrifuge 2.000 xg por 20 segundos, o sobrenadante aspirado e células ressuspender pelotas em 500 mL60; gelada 100% de acetona com cuidado pipetando.
8. Giro no banco microcentrifuge 2.000 xg por 20 segundos, o sobrenadante aspirado e células ressuspender pelotas mais uma vez em 500 mL gelada 50% de acetona com cuidado pipetando.
9. Rotação no banco de microcentrífuga 2000 xg durante 20 seg, aspirar o sobrenadante e lava-se as células uma vez em tampão frio de FACS (PBS + 0,5% BSA), pipetando suavemente.
10. Prepare rotulagem cocktail com anticorpos ou marcadores para as moléculas de interesse: 0,1 mL U/100 AF488-phalloidin para coloração F-actina e 1 μl/100 mL Ter119-PECy7 para coloração de células eritróides. Coloração alternativa ou adicional, também pode ser feita utilizando AF-488-anti-β-tubulina de anticorpos (1:50), o AF-594 conjugado com a toxina da cólera subunidade B para rotular jangadas lipídicas (1:200), anti-pMRLC (Ser19) anticorpo primário para a cadeia leve da miosina reguladora fosforilada (1:50), seguido de anti-coelho de AF-488 conjugado com anticorpo secundário (1:400), e anti-γ-tubulin anticorpo primário de coelho (1:100), seguido por anticorpo anti-coelho secundário de AF-555-conjugado (1:300).
11. Após a aspiração do sobrenadante, os sedimentos celulares ressuspender em 100 ul de o marcador de cocktail, pipeta gentilmente e incubar durante 30 min à temperatura ambiente.
12. Preparar tampão de SCAF que continha 2,5 pM de DRAQ5 corante nuclear.
13. Lave as células em tampão FACS, girar no banco microcentrifuge 2.000 xg por 20 s, aspirar o sobrenadante e ressuspender em 60 mL de tampão FACS contendo DRAQ5.
14. As amostras são executados sobre o citómetro de fluxo de imagem para recolher, pelo menos, 10.000 acontecimentos por experiência, compensar os ficheiros de dados brutos, tal como publicado anteriormente ^13, e analisar os resultados, como mostrado na Figura 2, utilizando o software de análise de imagem específico para a citometria de fluxo.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

Em primeiro lugar, as células são analisadas quanto a sua Brightfield Aspect Ratio (a razão entre o comprimento da sua menor contra o seu eixo maior) e os seus arredores Brightfield (indicativo do seu tamanho). Eventos com um valor Brightfield Área inferiores a 20 e superiores a 200 são na maior parte dos restos celulares e agregados, respectivamente, e são excluídos da análise (Figura 2A). Células individuais (gate "R1") são analisados ​​de acordo com o seu valor para o parâmet...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussão

Nos últimos anos, no estudo de enucleação eritroblastos ganhou força crescente, uma vez que é o passo em culturas in vitro da eritropoiese que é mais difícil de reproduzir de forma eficiente, a fim de alcançar, a produção em larga escala bem sucedida de células vermelhas do sangue ex vivo. Até recentemente, o estudo de enucleação eritroblasto utilizada microscopia de fluorescência, principalmente, e citometria de fluxo métodos. Métodos de microscopia de fluorescência, embora útil na ...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiais

Name	Company	Catalog Number	Comments
αMEM medium	CellGro	15-012-CV
IMDM medium	Hyclone (Thermo Scientific)	SH30228.01
Stempro-34 SFM	GIBCO (Life Tech)	10640
Stempro-34 nutrient supplement	GIBCO (Life Tech)	10641-025
Fetal Bovine Serum (FBS)	Atlanta Biologicals	512450
BIT9500	Stemcell Technologies	09500
Bovine Serum Albumin (BSA)	Fisher Scientific	BP-1600-100
Phosphate buffered saline (PBS)	Hyclone (Thermo Scientific)	SH30028.02
Penicillin/Streptomycin	Hyclone (Thermo Scientific)	SV30010
L-glutamine	Hyclone (Thermo Scientific)	SH30590.01
Isothesia (Isoflurane)	Butler-Schein	029405
Histopaque 1.083 mg/ml	Sigma	10831
BD Pharmlyse (RBC lysis buffer)	BD Biosciences	555899
Acetone	Sigma-Aldrich	534064
Formaldehyde	Fisher Scientific	BP 531-500
Hydrocortisone	Sigma	H4001
Stem Cell Factor (SCF)	Peprotech	250-03
Interleukin-3 (IL-3)	Peprotech	213-13
EPOGEN Epoetin Alfa (Erythropoietin, EPO)	AMGEN	available by pharmacy
CD44-FITC antibody	BD Pharmingen	553133
CD71-FITC antibody	BD Pharmingen	553266
Ter119-PECy7 antibody	BD Pharmingen	557853
Phalloidin-AF488	Invitrogen (Life Technologies)	A12379
β-tubulin-AF488 antibody	Cell Signaling	#3623
anti-rabbit AF488-secondary antibody	Invitrogen (Life Technologies)	A11008
anti-rabbit AF555-secondary antibody	Invitrogen (Life Technologies)	A21428
AF594-cholera toxin B subunit	Invitrogen (Life Technologies)	C34777
pMRLC (Ser19) antibody	Cell Signaling	#3671
γ-tubulin antibody	Sigma	T-3559
Syto16	Invitrogen (Life Technologies)	S7578
Draq5	Biostatus	DR50200
Ferrous sulfate	Sigma	F7002
Ferric nitrate	Sigma	F3002
EDTA	Fisher Scientific	BP120500
15-ml tubes	BD Falcon	352099
50-ml tubes	BD Falcon	352098
6-well plates	BD Falcon	353046
24-well plates	BD Falcon	351147
Flow tubes	BD Falcon	352008
Tuberculin syringe	BD	309602
Insulin syringe	BD	329461
Syringe needle 25-G 5/8	BD	305122
Capped flow tubes	BD	352058
40-μm cell strainer	BD Falcon	352340
Scalpel (disposable)	Feather	2975#21
FACS Canto Flow Cytometer	BD
ImagestreamX Mark II Imaging Flow Cytometer	AMNIS (EMD Millipore)
Image Data Exploration and Analysis Software (IDEAS) version 4.0 and up.	AMNIS (EMD Millipore)
Hemavet 950 Cell Counter	Drew Scientific	CDC-9950-002
NAPCO series 8000WJ Incubator	Thermo scientific
Allegra X-15R Centrifuge	Beckman Coulter	392932
Mini Mouse Bench centrifuge	Denville	C0801