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Synthesis of custom plasmids is labor and time consuming. This protocol describes the use of Gibson assembly cloning to reduce the work and duration of custom DNA cloning procedure. The protocol described also produces reliable tagged protein constructs for mammalian expression at similar cost to the traditional cut-and-paste DNA cloning.
Gibson Anordnung (GA) Klonierung bietet eine schnelle, zuverlässige und flexible Alternative zu herkömmlichen DNA-Klonierungsverfahren. Wir verwendeten GA angepasste Plasmide für die Expression von exogenen Genen in mausembryonalen Stammzellen (mESCs) zu erstellen. Expression exogener Gene unter der Kontrolle des SV40 oder menschliche Cytomegalovirus-Promotoren vermindert schnell nach Transfektion in mESCs. Eine Abhilfe für diese verminderte Expression ist es, die menschliche Elongationsfaktor-1 alpha (hEF1α) Promoter zu verwenden, um die Genexpression zu fahren. Plasmidvektoren, die hEF1α sind nicht so weit verbreitet wie SV40 oder CMV-haltigen Plasmide, vor allem jenen, die auch N-terminale 3xFLAG-Tags zur Verfügung. Das hier beschriebene Protokoll ist eine schnelle Methode, um die Plasmide FLAG-markierten CstF-64 und CstF-64-Mutante unter der Ausdrucks Regulierung des hEF1α Promotors erstellen. GA verwendet eine Mischung aus DNA-Exonuclease, DNA-Polymerase und DNA-Ligase, um die Klonierung von überlappenden Enden der DNA-Fragmente zu ermöglichen.Auf der Grundlage der Vorlage DNAs wir zur Verfügung hatten, haben wir unsere Konstrukte in einer einzigen Sequenz zusammengesetzt werden. Unser Design verwendet vier DNA-Fragmente: pcDNA 3.1 Vektor-Rückgrat, hEF1α Promoter Teil 1, Teil 2 hEF1α Promoter entweder CstF-64 oder spezifische CstF-64-Mutante (die 3xFLAG-Tag als doppelsträngige synthetische DNA-Fragment enthielt gekauft), und. Die Sequenzen dieser Fragmente wurden an einen Primer Generierungswerkzeug geeignete PCR-Primer für die Erzeugung der DNA-Fragmente zu entwerfen hochgeladen. Nach der PCR wurden DNA-Fragmente mit dem Vektor, der den Selektionsmarker und die GA Klonierung Reaktion wurde zusammengemischt. Plasmide von einzelnen transformierten bakteriellen Kolonien wurden isoliert. Einstieg der Plasmide wurde durch Restriktionsverdau durchgeführt, gefolgt von einer Sequenzierung. Abschließend erlaubt GA uns, maßgeschneiderte Plasmide für die Genexpression in 5 Tagen zu erstellen, einschließlich konstruieren Bildschirme und Verifikation.
Herkömmliche DNA-Klonierungsverfahren beruhen auf der Verwendung von Restriktionsenzymen, um die DNA und die DNA-Ligase zu spalten, um die DNA-Fragmente miteinander zu verbinden. Erzeugung von benutzerdefinierten Expressionskonstrukte, die verschiedene DNA-Fragmente ist ein sequentielles Verfahren, das die Spaltung der DNA mit einem und / oder mehreren Restriktionsendonukleasen und die anschließende Insertion von DNA-Fragmenten durch Ligation umfasst. Der Hauptnachteil dieses Verfahrens ist, dass geeignete Restriktionsenzyme für eines der DNA-Fragmente können schwer zu identifizieren (dh kann mehrere Spaltstellen) Rendern erfolgreichen DNA-Klonierung der Volllängen-Protein von Interesse möglich. Daher Generation von kundenspezifischen Expressionskonstrukte unter der Transkriptionsregulation der effizienten zelltypspezifische Promotoren mit kundenspezifischen Protein-Tags erfordert eine sehr sorgfältige Gestaltung. Es ist auch ein zeit- und arbeitsaufwendige Technik. Vor kurzem beschrieben Methoden zur multip montieren mehrere Berichtele verschiedenen synthetischen DNA-Fragmenten in einer kontinuierlichen Sequenz gleichzeitig in entweder ein- oder zweistufigen Reaktionen ohne die Verwendung von Restriktionsenzymen 1-3. Das einstufige Klonierung Reaktion (unter Ausschluss aller vorbereitenden Schritte), hängt von der Verwendung einer Mischung von DNA-Exonuclease, DNA-Polymerase, DNA-Ligase 2,3 und die überlappenden Enden der DNA-Fragmente (1). Da es keine Verwendung von Restriktionsenzymen, DNA-Fragmente können von beliebiger Größe und Sequenzzusammensetzung (ohne hoch repetitive Sequenzen) zusammen in einer nahtlosen Konstruktion fusioniert werden. Vor kurzem wurde ein im Handel erhältlichen Kits (Gibson Anordnung; GA) für die Ein-Schritt-Klonierung Reaktionen verfügbar wurde. Dieses Kit ermöglicht eine schnelle und kostengünstige Montage von beliebigen DNA-Fragmente in einem einzigen Vektor mit kundenspezifischen Promotoren und Protein-Tags.
Die verwendet werden, um exogene Proteine in Säugetier-Zellkulturmodellen ausdrücken weithin erhältlichen Plasmid-Expressionsvektoren sind häufig unter der Transkriptions regordnung des viralen Cytomegalovirus (CMV) oder Simian Virus 40 (SV40) Promotoren. Diese viralen Promotoren stellen robuste transiente Expression der exogenen Proteine in den meisten Säugerzellkultur-Modellen. Jedoch ist von Zelllinien, die stabil exogene Proteine oft wegen Transkriptions Silencing der CMV- oder SV40-Promotoren während des Herstellungsvorgangs 4,5 erfolglos. Darüber hinaus sind die SV40 und CMV virale Promo nicht ausreichend die Expression von exogenen Proteinen in Zellen aus der lymphoiden Linie oder embryonale Stammzellen 6,7 fördern. Die Lösung der inhärenten Beschränkungen der viralen Promotoren ist es, starke konstitutive nicht-viralen Promotoren 8-10 zu verwenden. Ein gut charakterisiertes starken konstitutiven nichtviralen Promotor von menschlichem Ursprung ist die Elongationsfaktor 1α (hEF1α) Promotor (hEF1α ist bei der Katalyse des GTP-abhängige Assoziation von Aminoacyl-tRNA an Ribosomen 11 beteiligt sind). JedochExpressionsvektoren, die das hEF1α Promotor nicht so stark wie der virale Promotor-enthaltenden Plasmiden verfügbar, insbesondere solche, ebenfalls enthaltend 3 × FLAG am Amino-terminalen Ende des Proteins von Interesse.
Das 64.000 MW Spaltung Stimulationsfaktor-Protein (CstF-64) wird in das 3'-End-Verarbeitung der meisten mRNAs 12,13 einschließlich replikationsabhängigen Histon-mRNAs 14,15 beteiligt. CstF-64 ist in allen Körpergeweben 12 ausgedrückt. Seine RNA-Erkennungsmotiv bindet an GU-reiche RNA-Sequenzen auf im Entstehen begriffene Transkripte hinter der Spaltung und Polyadenylierung Seite 16. Diese Bindung CstF-64 auf die prä-mRNA fördert die effiziente endonukleolytische Spaltung des entstehenden Niederschrift.
Hier wird ein Protokoll beschrieben, das die PCR-Amplifikation der DNA-Fragmente verwendet, um eine Gibson Anordnung Klonierungskit (das chemisch kompetenten Bakterienzellen enthält) individuelle Vektoren 3xFLAG markierten m herzustellenouse CstF-64 oder eine Mutante CstF-64 ihre aminoterminalen Ende unter dem Ausdruck hEF1α Promotor 1.
1. In Silico Gestaltung der Plasmide und Erzeugung des Überlappungs Grundierungen
HINWEIS: Das Ziel dieses Schrittes ist die vollständige Nucleotidsequenz des Konstrukts zusammen und entwerfen die Primer verwendet werden, um Fragmente mit überlappenden Enden für GA Klonen erzeugen.
2. Verstärkung der DNA-Fragmente durch PCR mit Hot Start Korrektur DNA Polymerase (2x Master Mix)
ANMERKUNG: Das Ziel dieses Schrittes ist es, ausreichend DNA für die Montage mit Hilfe der PCR-Reaktion erhalten.
3. DpnI Verdau der PCR-Produkte
HINWEIS: Das Ziel dieses Schrittes ist es DIGEst Restplasmid Templat-DNA aus den PCRs in Abschnitt 2. DpnI wird Plasmid-DNA zu spalten, wenn es methyliert, wie er bei den in dam + Bakterienstämme gezüchtet Plasmid-DNA. Daher nicht mit DpnI behandelt, wenn die Plasmid-DNA wird als DNA-Fragment in der GA-Reaktion verwendet werden.
4. Reinigung und Konzentration der DNA-Fragmente in DNA Purification Magnetic Beads
ANMERKUNG: Das Ziel dieses Schrittes ist es, zu reinigen und zu konzentrieren, die PCR-Produkte in den Abschnitten 2 und 3. Andere PCR-Reinigungsverfahren erhalten werden, können ebenso verwendet werden.
5. Montage Klonen Reaktion und Transformation der Produkte in E. coli
Hinweis: Das Ziel dieses Schrittes ist die Berechnung 3: 1-Verhältnis von Insert: Vektor und führen Sie die Montage Reaktion.
6. Plasmidisolierung, Restriktionsenzymverdau und Sequenzierung
ANMERKUNG: Das Ziel dieses Schrittes ist die Plasmid-DNA aus E. Isolieren coli, anschließend, um das Konstrukt durch Restriktionsverdau und Sequenzierung verifizieren.
Ein Arbeitsablauf des Protokolls, gefolgt wurde, ist in 2A gezeigt. Wir wollten CstF-64 und mutierten CstF-64 Proteine 3xFLAG-Tag unter dem Ausdrucks Regulierung hEF1α Promotor (2B und 3) fusioniert zu klonen. Ein Plasmid, das hEF1α gefolgt von 3xFLAG-Tag nicht zur Verfügung zu uns. Allerdings waren die folgenden Plasmide verfügbar: pcDNA 3.1 myc-His (A, ein großzügiges Geschenk von Michaela Jansen), hEF1α das Plasmid (ein großzügiges Geschenk von Mladen Yovchev) und Maus CstF-64 Plasmide 12 (Abbildung 3). Die gesamte Sequenz für das Konstrukt (e) wurde mit den Nukleotid-und Textbearbeitungsprogramme (siehe Tabelle der Anlagen Abbildung 3) montiert. Anschließend wurde die Sequenz (en) in vier praktischen Stücke (2B roten Blöcke und Figur 3), die den erhältlichen Plasmid DNAs spalten. Verstärkung primers wurden mit Primer Generierungstool (siehe Tabelle der Anlagen) mit Einschränkungen von 4 entwickelt - 6 Fragmente mit minimaler Überlappung von 25 nt, in der "Change Gibson Assembly-Einstellungen" Popup-Fenster festlegen. NheI und NotI-Restriktionsstellen wurden in die Primer-Design für den Zweck der Identifizierung korrekt montiert Plasmide enthalten. NheI-Stelle in dem Primer-Sequenz zwischen pcDNA 3.1 und 5 'Ende des hEF1α Promotor. NotI-Stelle nach dem Stopp-Codon (UGA) des CstF-64 und pcDNA 3.1 Vektorgerüst entfernt. Bei gleichzeitiger Spaltung mit beide Enzyme DNA-Fragment, bestehend aus hEF1α Promotor 3xFLAG und CstF-64 oder Mutanten CstF-64 wird freigegeben (siehe unten und 2B). Primer wurden auf kleinstem Maßstab bestellt und entsalzt. Der zweite Teil des hEF1α Promotor enthaltenden 3xFLAG-tag-DNA-Fragment (490 bp, 2B, 3) als ein einzelnes sDNA-Fragment (s gekauftee Tabelle der Materialien). DNA-Fragmente in der Versammlung Reaktion verwendet wurden mit DNA pol (siehe Tabelle der Materialien) amplifiziert. DNA-Fragmente von hEF1α Promoter Teil 1, hEF1α Promoter Teil 2, in voller Länge und mutierten CstF-64 wurden gleichzeitig in einem separaten Röhrchen für 28 Zyklen (4A) verstärkt wird, im Anschluss an die Empfehlungen des Lieferanten, der das DNA-pol (siehe Tabelle der Materialien für jeden Zyklus Denaturierung dauerte 7 sec bei 98 ° C, Annealing 45 sec bei 55 ° C, Dehnung von 90 sec bei 72 ° C). Anfänglich wurde die pcDNA 3.1 Rückgrat 22 Zyklen (mit den gleichen Bedingungen wie oben mit der Ausnahme der Dehnung Zeit, die 3 Minuten bei 72 ° C eingestellt war) amplifiziert. Jedoch war das resultierende DNA-Ausbeute nicht ausreichend, um in einem Assoziationsreaktion (4A) verwendet werden. Daher wurde eine zusätzliche Amplifizierung durchgeführt, um ausreichende DNA zu erhalten.
PCR-Produkte zu erhalten,ed aus einem Plasmid Vorlage muss mit DpnI Restriktionsenzym verdaut werden, um die Plasmid-DNA, die sonst die sich ergebende Anordnung Reaktionsprodukte kontaminieren und falsch-positiven Drogen-resistenten Bakterienkolonien produzieren zu entfernen. Daher wurden die PCR-Produkte mit dem Restriktionsenzym DpnI, spaltet, methyliert und Hemi-methylierte Plasmid-DNA aus dam + E. getrennt verdaut coli-Stämmen. Erhaltenen PCR-Produkte unter Verwendung von synthetischen DNA-Fragmente als Matrizen müssen nicht mit DpnI da chemisch synthetisierte DNA verdaut enthält nicht methyliert oder hemi-methylierte Basen.
DNA-Fragmente wurden gereinigt und über DNA-Aufreinigung magnetischen Kügelchen konzentriert (siehe Tabelle der Materialien), wie im Protokoll Schritt 4. Die PCRs für den pcDNA 3.1 Vektor-Rückgrat wurden vereinigt beschrieben, und die Menge der DNA-Reinigung magnetische Kügelchen verwendet wurde entsprechend angepasst. Die DNA-Ausbeute bestimmtVerwendung eines Spektrophotometers (Tabelle 1 und Tabelle Equipment). Aufbaureaktionen zum CstF-64 und mutante CstF-64-Konstrukte wurden auf Eis (Tabelle 1) zusammengesetzt. A 3-fachen molaren Überschuß von den DNA-Fragmenten als "Einsätze" betrachtet wurde (Tabelle 1, Abbildung 3). Das endgültige Volumen der gemischten DNA-Fragmente wurden zu 10 & mgr; l mit Wasser und 10 ul Anordnung Mastermix (2x) wurde zugegeben. Die Reaktionen wurden gemischt und bei 50 ° C für 1 h inkubiert. Positive Kontrollreaktion wurde nach der Empfehlung des Kit manuelle GA montiert und gleichzeitig mit den CstF-64 und mutierten CstF-64 Reaktionen inkubiert. Wie im Protokoll empfohlen wurden 2 ul der jeder der Montage Reaktionen in chemisch kompetente E. transformierten coli geliefert mit der Montage Klonierungskit (siehe Tabelle der Materialien). Die Transformation wurde durchgeführt wie in dem Kit beschriebenHandbuch. Positive Klone wurden auf Ampicillin-Agar / LB-Platten selektiert. 6 Kolonien pro jeder Baugruppe Reaktion wurden zufällig ausgewählt, um vermehrt werden. Plasmid-DNAs wurden unter Verwendung eines Plasmid-Isolation Mini Kit (siehe Tabelle der Materialien) isoliert. In silico Verdauung der Konstrukte mit den Restriktionsenzymen NheI und NotI ergab zwei Fragmente mit Größen von 4590 bp, 3032 bp für CstF-64 und 4.590 bp, 2.711 bp auf mutante CstF-64 (2B und 4B). Verdauung mit den Restriktionsenzymen HindIII und NotI ergab drei Fragmente mit den Größen: 5.872 bp, 1005 bp und 745 bp (CstF-64) und 5.872 bp, 1005 bp und 424 bp (Mutante CstF-64, Figur 2B und 4C). Tatsächlich Verdau der isolierten Plasmide zeigten die erwarteten charakteristischen Mustern (4B, C). Man beachte, dass die durch Spaltung mit HindIII und NotI des CstF-64-Mutante produziert 424 bp DNA-Fragment,Plasmide auf 4C schwach aufgrund seiner geringen Größe gefärbt. 2 der 6 isolierten Plasmide wurden für die Sequenzierung gesandt. Wir sequenzierten das hEF1α Promotor und CstF-64 oder eine Mutante CstF-64 Teile des Konstrukts, um zu überprüfen, dass es keine Deletionen, Insertionen oder Substitutionen. Wir empfehlen die Sequenzierung der DNA-Konstrukte hieraus resultierenden oder einer PCR-basiertes Protokoll. Die Sequenzierung zeigte, dass eines von jedem Plasmid sequenziert die erwartete Sequenz im Bereich von hEF1α, 3xFLAG-tag und CstF-64 oder eine Mutante CstF-64 enthielt. Jede der anderen Plasmide hatten eine Punktmutation in der Verstärkung des entsprechenden DNA-Fragment eingeführt wird. Expression des Plasmids, welches CstF-64 in embryonale Stammzellen der Maus, hergestellt reichliche Menge an exogenem Protein vergleichbar mit Wildtyp-Expressions 17.
Abbildung 1. Schematische Darstellung der Gibson Assembly-Mechanismus. DNA-Fragmente mit überlappenden Enden wurden isotherm in einem einzigen kontinuierlichen Abfolge zusammengesetzt. Die überlappenden Enden zuerst zurück durch 5'-Exonuclease, die allmählich durch Hitze inaktiviert gekaut. Folglich werden verschiedene DNA-Fragmente mit überlappenden Enden annealen isotherm. DNA-Polymerase wird in die Lücken und thermostabilen DNA-Ligase Ligaten der Kerben zu füllen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.
Abbildung 2. (A) Flussdiagramm des Protokolls beschriebenen Montage Klonen. (B) Darstellung der Plasmid pGA-CstF-64 erzeugt unter Verwendung von GA-Kit Red - DNA-Fragmente in der Bindungsreaktion verwendet. PcDNA3.1; hEF1α Promoter Teil 1 (hEF1a - 1); hEF1α Promoter Teil 2 (hEF1a - 2) bestellt als synthetische DNA; Maus CstF-64 (mCstF-64). Blue - offene Leserahmen. Violet - virale und nicht-virale Promotoren. Grün -. Spaltung und Polyadenylierung Regionen Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.
Abbildung 3: Aufbau des Gibson Montage CstF-64-Plasmid. Schwarz Kästchen stellen die DNA-Fragmente, die für einen einzelnen Gibson Montage CstF-64 in silico Sequenz entwerfen waren. Anschließend wurde die Sequenz in vier DNA-Stücken, die durch PCR amplifiziert wurden aufgeteilt. Beachten Sie, dass aufgrund der geringen Größe des 3xFLAG-Tag die Sequenz als sDNA zusammen mit dem hEF1α pr konzipiert omoter Teil 2. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.
Abbildung 4. PCR der DNA-Fragmente in den Klonen Reaktionen und Vertreter Restriktionsenzymverdau der erhaltenen Plasmide (A) Vertreter PCRs mit heißem starten High-Fidelity-2x Mastermix für die DNA-Fragmente in der Montage Reaktionen eingesetzt:. (B) Vertreter Plasmide hEF1α, in voller Länge CstF-64, pcDNA 3.1-Konstrukt (PGA-CstF-64) und hEF1α, mutierte CstF-64, pcDNA 3.1-Konstrukt (PGA-mutCstF-64) mit NheI und NotI verdaut. (C) die gleichen Plasmide wie in B, gespalten mit HindIII und NotI Enzyme."_blank"> Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.
Namen von DNA-Fragmenten | Erwartete Größe (bp) | Konz. (Ng / ul) | Verdünnt (ng / ul) | ul in GA CstF-64 verwendet, von verwässerte | ul verwendet in GA mutCstF-64, aus verdünnten | Molverhältnis (Ins: vec) |
pcDNA 3.1 (Vektor) | 4618 | 158 | unverdünnt | 1 | 1 | |
hEF1_ Promoter Teil 1 | 825 | 213 | 75 | 1 | 1 | 3: 1 |
hEF1_ Promoter Teil 2 für CstF-64 | 516 | 229 | 50 | 1 | 3: 1 | |
CstF-64 | 1796 | 161 | unverdünnt | 1 | 3: 1 | |
hEF1_ Promoter Teil 2 für die Mutante CstF-64 | 516 | 199 | 50 | 1 | 3: 1 | |
Mutante CstF-64 | 1448 | 201 | 171 | 1 | 3: 1 |
Tabelle 1. Ausbeute von DNA-Fragmenten nach der Konzentration auf magnetische Kügelchen, Verdünnung und aus der Montage Reaktionen einstellen.
Der erfolgreiche Einsatz der GA Klonierung stets durch eine sorgfältige Konstruktion der gesamten Konstrukt (Abbildung 2 und Abbildung 3) vorausgehen.
Eine sorgfältige Überprüfung der Primersequenzen durch den Primer Werkzeuggeneration konzipiert ist auch sehr zu empfehlen. Primer für GA kann ohne die Verwendung des Primers Werkzeuggeneration erzeugt werden. Jedoch ist die Verwendung des Werkzeugs sehr empfehlen, da es den Prozess vereinfacht. Im Allgemeinen muss die Grundierung für GA Klonen zwei funktionell verschiedene Sequenzen. Die erste Sequenz-DNA-Fragment-spezifisch, und erlaubt die Amplifikation des Fragments unter Verwendung von PCR. Die zweite Sequenz überlappt mit der angrenzenden Fragment, das für GA Montage notwendig ist. Eine typische DNA-Fragment-spezifische Sequenz würde 18-22 nt lang. DNA-Fragment-spezifischen Sequenzen verwendet werden, um die gleiche DNA amplifizieren müssen ähnliche Schmelztemperaturen und dem GC-Gehalt. Überlappende Sequenz sollte mindestens 15nt in der Länge mit einer Schmelztemperatur von mindestens 48 ° C. Die Anordnung von mehr als 4 DNA-Fragmente wird die überlappende Sequenz erfordern mindestens 20 nt betragen. Mehr Überschneidungen wird eine erhöhte Spezifität des Glühen was zu mehr richtig zusammengebaut DNA-Fragmente zu ermöglichen. Es wird empfohlen, um Sequenzen, die in ihrer GC- oder AT-Gehalt in den Entwicklungs überlappende Sequenzen verzerrt werden, da schräg Sequenzen möglicherweise richtige DNA Anordnung beeinträchtigen vermeiden.
Wir empfehlen die Verwendung als negative Kontrolle, die keine Arzneimittel-resistente Bakterienkolonien, nur die DNA-Fragment, das dem Vektor-Rückgrat in einem GA Reaktion nicht produzieren sollten. Alternativ kann eines der DNA-Fragmente, umfassend die "Einsätze" kann aus der GA-Reaktion, die auch in nicht Arzneimittel-resistente Bakterienkolonien führen soll weggelassen werden. Der Grund, keine Kolonien wachsen wird das Fehlen von überlappenden Enden der benachbarten DNA-Fragmente sein, welche den Zusammenbau eines kompl rendertete Plasmid.
Beschrieben in der Protokoll überlappende Sequenzen von 25 nt zur Erzeugung der Primersätze verwendet wurden, da die Anzahl der DNA-Fragmente verwendet (Abbildung 3). Die Empfehlung des Werkzeugs Website Primer Generation (siehe Tabelle der Ausrüstung) ist es, mindestens 20 nt überlappende Sequenzen zu verwenden, um 4 zu montieren - 6 DNA-Fragmente. Außerdem mehr überlappende Sequenz die richtige Komplementation der DNA-Stränge zu gewährleisten (siehe Abbildung 1) Erhöhung der Anzahl der genau zusammengesetzten Produkte.
Derzeit mehrere Systeme für die nahtlose Klonen zur Verfügung. Jedoch verwenden einige dieser Systeme noch Restriktionsenzymen (dh Golden Gate Klonen 18). Andere verwenden eigene Mischungen der Enzyme auf Vaccinia-Virus-DNA-Polymerase und DNA-Einzelstrangbindeprotein aus derselben biologischen Quelle 19. Beide Systeme sind im Vergleich zu GA vom Shor begrenztter Länge der überlappenden Sequenzen. Weil kürzere überlappende Sequenzen stellt möglicherweise ausreichende Spezifität zu dem Glühschritt benachbarter DNA-Fragmente, wodurch die korrekte Montage von mehr als 23-DNA-Fragmente problematisch. Diese Mängel sind nicht in der GA-System vorhanden ist.
Die Grße der DNA-Fragmente, die amplifiziert werden soll auch berücksichtigt, um nicht die Größe von PCR zuverlässig amplifizierbare (dh weniger als 8 kbp Länge) überschritten wird. Selbst mit den Verbesserungen in der Funktion der DNA-Polymerasen in den letzten 10 Jahren werden große DNA-Fragmente mit weniger Effizienz und Genauigkeit verstärkt werden. Falls erforderlich, könnten größere DNA-Fragmente aus anderen Quellen Alternative zur PCR, beispielsweise erhalten werden, indem Plasmid-Isolierung und geeignete DNA-Verdauung mit Restriktionsenzymen. Insbesondere für die im aktuellen Manuskript beschriebenen Protokoll unserer rational PCR verwendet wurde auf die Größe der verfügbaren DNA-Fragmente, die alle kleiner sind basierend5 kbp. Wenn es mehr als ein PCR-Produkt durch Agarosegelelektrophorese identifiziert wird Gelreinigung des gewünschten Fragmentgröße unter Verwendung von einer der verfügbaren Techniken der Molekularbiologie oder entsprechende Kits empfohlen. In der aktuellen Protokoll eine thermostabile DNA-Polymerase verwendet (siehe Tabelle der Materialien). Jedoch kann jede DNA-Polymerase, hohe Genauigkeit und Ausbeute wird geeignet mit diesem Protokoll verwendet werden kann. Wenn High-Fidelity DNA-Polymerasen, anders als im Protokoll beschrieben sind, verwenden Sie die Einrichtung Bedingungen wie in den entsprechenden Handbüchern beschrieben. In der aktuellen Protokoll, chemisch kompetente E. coli-Zellen verwendet werden, die mit dem GA-Kit geliefert werden. Alternativ chemisch oder elektro kompetente E. coli-Stämme, wie DH5a oder DH10B verwendet werden.
Die Montage Klonen 2x Mastermix ist einfach, mit minimalen hands-on Zeit verwenden. Jedoch ist eine genaue Pipettieren wegen der kleinen Volumina ne erforderlicheEDED miteinander vermischt werden. Geeignet Molekularbiologie Technik benötigt, um jederzeit als auch ausgeübt werden.
Der GA Klonen bietet unbegrenzte Möglichkeiten für eine Konstruktion von DNA-Fragmenten, Plasmide und Vektoren, die länger als 3 kbp groß sind. Zusätzlich hat es eine breitere Wirkung auf dem Gebiet der synthetischen Biologie, weil es die Synthese und Anordnung von zum Beispiel eine ganze Bakterien (Mycoplasma mycoides) Genom oder eine Hefe (Saccharomyces cerevisiae) Chromosom 20,21. Die Technik ist auch anwendbar auf konventionelle Klonen muss nahtlose Konstrukte zu erzeugen.
Abschließend bietet GA Klonierung schnelle, zuverlässige und flexible Alternative zu herkömmlichen DNA Klonierungsverfahren.
Open Access publication and production fees were supplied by New England BioLabs Inc.
Wir möchten Michaela Jansen an der Texas Tech University Health Sciences Center, Lubbock, TX und Mladen Yovchev an der University of Pittsburgh Medical Center, Pittsburgh für die großzügige Bereitstellung pcDNA 3.1 myc-His (A) und hEF1α Promoter die Plasmide danken, PA . Forschung in dieser Veröffentlichung berichtet, wurde von der Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health und Human Development der National Institutes of Health unter Verleihungsnummer R01HD037109 (CCM) unterstützt. Zusätzliche Unterstützung war von Laura W. Bush Institut für Frauengesundheit (CCM und PNG). Der Inhalt ist allein in der Verantwortung der Autoren und nicht unbedingt die offizielle Meinung der National Institutes of Health.
Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen.
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Name of Material/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
Synthetic double-stranded DNA fragment (sDNA) | Integrated DNA Technologies | We used gBlocks, which can be up to 2 kb in length. However, there are many commercial sources of synthetic DNA available. | |
DNA purification magnetic beads | Beckman Coulter | A63880 | Agencourt AMPure XP - PCR Purification system |
Plasmid Isolation Mini Kit | Omega Bio-Tek Inc | D6942-01 | E.Z.N.A. Plasmid Mini Kit I |
Gibson Assembly Cloning Kit | New England BioLabs | E5510S | |
DNA polymerase | New England BioLabs | M0494S | Q5 Hot Start High-Fidelity 2X Master Mix |
DpnI | New England BioLabs | R0176S | |
NheI | New England BioLabs | R3131S | |
NotI | New England BioLabs | R3189S | |
HindIII | New England BioLabs | R3104S | |
Name of Material/ Equipment | Company | Catalog Number | Comments/Description |
Spectrophotometer | Thermo Scientific | NanoDrop device | |
EditSeq | DNASTAR | Part of Lasergene Core Suite | |
SeqBuilder | DNASTAR | Part of Lasergene Core Suite | |
Word | Microsoft | Part of Microsoft Office | |
NEBuilder | New England BioLabs | primer generation tool: http://nebuilder.neb.com | |
NEBioCalculator | New England BioLabs | ligation calculator: http://nebiocalculator.neb.com/#!/ligation |
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