Vorhersage und Validierung von Gen-regulatorischen Elementen Activated Während Retinsäure Induced Embryonic Stem Zelldifferenzierung

Zusammenfassung

In this work we provide an experimental workflow of how active enhancers can be identified and experimentally validated.

Zusammenfassung

Embryonale Entwicklung ist ein mehrstufiger Prozess, Aktivierung und Unterdrückung vieler Gene beteiligt sind. Enhancer-Elemente im Genom sind dafür bekannt, Gewebe und Zelltyp-spezifische Regulation der Genexpression während der Zelldifferenzierung beizutragen. Somit ist die Identifizierung und die weitere Untersuchung wichtig, um zu verstehen, wie das Zellschicksal bestimmt wird. Integration von Genexpressionsdaten (zB Microarray oder RNA-seq) und die Ergebnisse der Chromatin - Immunopräzipitation (ChIP) -basierten genomweite Studien (ChIP-seq) ermöglicht große Identifizierung dieser Regulationsregionen. Jedoch funktionellen Validierung von zelltypspezifischen Enhancern erfordert weitere in vitro- und in vivo experimentellen Verfahren. Hier beschreiben wir, wie aktive Enhancer kann experimentell identifiziert und validiert werden. Dieses Protokoll stellt eine Schritt-für-Schritt-Workflow, der folgendes beinhaltet: 1) Identifizierung der regulatorischen Regionen von ChIP-seq Datenanalyse, 2) Klonierung und expertellen Validierung putative regulatorische Potential der identifizierten genomischen Sequenzen in einem Reporter - Assay, und 3) Bestimmung der Enhancer - Aktivität in vivo durch Enhancer - RNA - Transkript Ebene zu messen. Das vorgestellte Protokoll ist detailliert genug, jedem zu helfen diesen Workflow im Labor einzurichten. Wichtig ist, dass das Protokoll einfach und in jedem zellulären Modellsystem verwendet, angepasst werden.

Einleitung

Development of a multicellular organism requires precisely regulated expression of thousands of genes across developing tissues. Regulation of gene expression is accomplished in large part by enhancers. Enhancers are short non-coding DNA elements that can be bound with transcription factors (TFs) and act from a distance to activate transcription of a target gene¹. Enhancers are generally cis-acting and most frequently found just upstream of the transcription start site (TSS), but recent studies also described examples where enhancers were found much further upstream, on the 3' of the gene or even within the introns and exons².

There are hundreds of thousands of potential enhancers in the vertebrate genomes¹. Recent methods based on chromatin immunoprecipitation (ChIP) provide high-throughput data of the whole genome that can be used for enhancer analysis^3-9. Though data obtained by ChIP-seq experiments greatly increases the likelihood to identify cell and tissue-specific enhancers, it is important to keep in mind that detected binding sites do not necessarily identify direct DNA binding and/or functional enhancers. Thus, further functional analysis of newly identified enhancers is indispensable. In this work, we present a basic three-step process of putative active enhancer identification and validation. This includes: 1) selection of putative transcription factor binding sites by bioinformatics analysis of ChIP-seq data, 2) cloning and validation of these regulatory sequences in reporter constructs, and 3) measurement of enhancer RNA (eRNA).

Exposure of embryonic stem (ES) cells to retinoic acid (RA) is frequently used to promote neural differentiation of the pluripotent cells ¹⁰. RA exerts its effects by binding to RA receptors (RARα, β, γ) and retinoid X receptors (RXRα, β, γ). RARs and RXRs in a form of heterodimer bind to DNA motifs called RA-response elements, that is typically arranged as direct repeats of AGGTCA sequence (called as half site) and regulate transcription. Ligand-treatment experiments allowed the identification of several retinoic acid regulated genes in ES cells ^11,12. However, enhancer elements for many of these genes has not been described yet. To demonstrate how the here-described workflow can be used for enhancer identification and validation we show step-by-step the selection and characterization of two retinoic acid-dependent enhancers in embryonic stem cells.

Protokoll

1. Enhancer Auswahl Basierend auf Chip-seq Analyse

1. Laden Sie die RXR ChIP-seq Rohdaten fastq Datei (mm_ES_RXR_24h_ATRA.fastq.gz) von http://ngsdebftp.med.unideb.hu/bioinformatics/
2. Download und Dekomprimierung der erforderlichen BWA-Index-Datei für die Ausrichtung (in unserem Fall: Mus_musculus_UCSC_mm10).(ftp://igenome:G3nom3s4u@ussd-ftp.illumina.com/Mus_musculus/UCSC/mm10/Mus_musculus_UCSC_mm10.tar.gz
   HINWEIS: Besuch https://github.com/ahorvath/Bioinformatics_scripts für weitere Informationen in Bezug auf die Schritte der Analyse der Bioinformatik und die Skripte unter verwendet zum Download bereit.
3. Richten Sie das Beispiel fastq Datei zu mm10 Genom (verwenden Sie das Skript aus: perform_alignment.sh). Dies wird einen Ordner mit einer .bam Datei und Statistiken der Ausrichtung erstellen. Aligned RXR ChIP-seq Daten (mm_ES_RXR_24h_ATRA.bam) und die entsprechende Indexdatei (.bai) finden Sie hier:
   http://ngsdebftp.med.unideb.hu/bioinformatics/
   HINWEIS: BWA ist ein Software-Paket, das rela ausrichtettiv kurze Sequenzen (zB ChIP-seq Ergebnisse) zu einer Sequenzdatenbank, wie der Maus Bezugsgenom (beispielsweise MM10) ^13.
4. Führen Sie das Skript (callpeaks.sh) für Spitzen Berufung und de novo - Motiv - Analyse. Verwenden Sie die .bam Datei als Eingabe. Das Drehbuch basiert auf Homer findPeaks ^14.
   HINWEIS: Die Ausgabedateien geben uns Informationen über die Gesamtzahl der Spitzen, die Anreicherung der Motive, der Prozentsatz der Hintergrund, und die Zielsequenzen mit Motiven, etc. (Abbildung 1). Typischerweise werden mehrere Motive in der Reihenfolge ihrer Bedeutung aufgelistet.
5. Ordnen Sie den Platz # 1 Motiv (NR Hälfte `AGGTCA`) (verwenden Sie das Skript: remap_motif.sh)
   HINWEIS: Als Ergebnis erzeugt das Skript eine .bed-Datei, die zeigen, welcher Chip-Spitzen decken genomische Regionen, die die kanonischen Bindungsstelle des Transkriptionsfaktors von Interesse enthalten.
6. Downloaden und visualisieren Ergebnisse der ausgerichteten RXR ChIP-seq liest (mm_ES_RXR_24h_ATRA.bam (auch die .bai Download)) und die AGGTCA Motiv Vorkommen (mm_ES_RXR_24h_ATRA_homerpeaks_motif1_mm10s_200_remaped_mbed.bed) durch Integrative Genomics Viewer (IGV) ¹⁵ mutmaßliche RAR / RXR - Bindungsstellen (Abbildung 2 und Abbildung 3) zu identifizieren.
   HINWEIS: Die Integration von verschiedenen ChIP-seq Daten werden helfen , mehr genau vorhersagen ^16,17 guter Kandidat Verstärker. Jüngste Studien zeigten , dass aktive Enhancer werden typischerweise für P300 angereichert und korrelieren mit H3K4me1 und H3K27ac und werden in offenen Chromatinstruktur Regionen, wodurch DNase-I - Überempfindlichkeits Anzeige wird ebenfalls ^18-21 empfohlen.
7. Verwenden Sie die "Definieren Sie einen Bereich von Interesse" in ¹⁵ IGV 200 zu erhalten - 400 bp - Sequenz des ausgewählten genomischen Region und diese Sequenzen für die nachfolgende Primer - Designs verwendet werden .

2. Reporter Assay

HINWEIS: Das Luciferin / Luciferase-System wird verwendet,als ein sehr empfindlicher Reporter-Assay für die Transkriptionsregulation. In Abhängigkeit von der Luciferase-Enzym Enhancer-Aktivität erzeugt wird, die die Oxidation von Luciferin katalysieren, wird zu Oxyluciferin in bioluminescense führt, die detektiert werden kann. Als ersten Schritt sollten putative Enhancer identifizierten Sequenzen subkloniert in einen Reportervektor (zB TK-Luciferase ^22, pGL3 oder NanoLuc) werden.

1. Primer - Design
   1. Design - PCR - Primer für die Amplifikation von 200 bis 400 bp mutmaßlicher Enhancer - Regionen von Primer3 (hier erhältlich: http://bioinfo.ut.ee/primer3/) ²³
   2. Copy-Paste die genomische Sequenz von IGV, die die mutmaßliche Bindungsstelle in Primer3 enthält (siehe Schritt 1.7). Set Produktgrößenbereich von 250 bis 300 bp in Primer3.
   3. Überprüfen Sie die PCR - Primer die UCSC Genome Browser ist In - silico - PCR - Tool (https://genome.ucsc.edu/cgi-bin/hgPcr) ²⁴
      Hinweis: Dieses Protokoll in einem späteren Schritt verwendet HindIII und BamHI-Restriktionsenzymen für die Clonierung. Überprüfen Sie, ob die PCR - amplifizierte Sequenz wie von der UCSC In-silico - PCR - Tool vorhergesagt wird AAGCTT oder GGATCC Restriktionsstellen (zB http://nc2.neb.com/NEBcutter2/) enthalten.
   4. Erhalten Sie die erforderlichen Primer von einem kommerziellen Anbieter.
2. PCR - Amplifikation von Enhancer - Sequenz aus genomischer DNA
   1. Reinige template genomische DNA aus primären Zellen (zB primäre embryonale Fibroblasten). Verwenden Sie im Handel erhältlichen Kits für gDNA Isolation und folgen Sie den Anweisungen des Herstellers.
      HINWEIS: Die hohe Qualität der gDNA ist von wesentlicher Bedeutung für eine erfolgreiche PCR-Amplifikation. Geeignete BAC-Klone können verwendet werden, wenn die PCR nicht leicht von gDNA ist.
   2. Bereiten Sie 50 ul PCR - Reaktion , die 100 ng gDNA, 5 ul 10x - Puffer, 3 ul MgSO ₄ (25 mM), 5 ul dNTP (jeweils 2 mM), 1,5 ul Fwd Primer (10 & mgr; M), 1,5 ul Rev - Primer (10 uM) , 1 & mgr; l DNA-Polymerase
      Hinweis: Verwenden Sie High-Fidelity DNA-Polymerase mit einer geringen Fehlerrate für die PCR-Reaktionen.
   3. Stellen Sie die PCR-Zyklus (2 min 95 ° C (20 sec 95 ° C, 10 sec 58 bis 65 ° C, 18 sec 70 ° C) Wiederholungs x25, 2 min 70 ° C, für immer 4 ° C). Eingestellt Glühtemperatur mit der Betrachtung des Primers des vorhergesagten Tm-Werten.
   4. Man reinige das PCR-Produkt mit einem handelsüblichen PCR Purification Kit und folgen den Anweisungen des Herstellers.
   5. Einführung der Restriktionsstellen für die Klonierung durch die PCR mit Primern , Wiederholen , wie oben verwendet, aber das Hinzufügen Auskragungen an ihren 5' - Enden (zB Fwd: 5'-AAGCTT ATAT xxxxxxxxxxxxxxxxxxxx-3 '(HindIII), Rev: 5'-TATA GGATCC xxxxxxxxxxxxxxxxxxxx -3 '(BamHI)).
   6. Versuch 5 & mgr; l des PCR-Produkts auf einem Agarosegel für unspezifische PCR-Produkte zu überprüfen.
      HINWEIS: Wenn mehrere Bänder festgestellt werden, das gesamte PCR-Produkt führen und das entsprechende Band durch ein kommerzielles Gel-Extraktions-Kits reinigen.
3. Beschränkung
   HINWEIS: Für die Klonierung Insert stromaufwärts von TK - Promotor ²² das gereinigte PCR - Produkt und der Vektor (zB TK-Luc) sollten mit HindIII und BamHI verdaut werden.
   1. Vorbereiten eines 50 & mgr; l Reaktionsgemisch, enthaltend 1 & mgr; g gereinigtes PCR Produkt, 1 ul HindIII (20 U / ul), 1 ul BamHI (20 U / ul) und 5 ul 10x-Puffer.
   2. Bereiten Sie eine 250 & mgr; l Reaktionsgemisch, das 5 ug Vektor (TK Luc oder alternative Reportervektor), 5 ul HindIII (20 U / ul), 5 ul BamHI (20 U / ul), 5 ul thermisch empfindlichen alkalische Phosphatase (1 U / ul) und 25 ul 10x-Puffer.
      HINWEIS: AP Behandlung des Vektors stark verringert die Selbstligation von Einzel verdauten Vektor und damit den Hintergrund.
   3. Inkubieren der Reaktionsgemische für 4 h bei 37 ° C, dann die verdauten PCR-Produkte zu reinigen und um den Vektor mit einem handelsüblichen PCR-Reinigungskits.
4. Ligation
   1. Stellen Sie die Reaktion für die Ligation in PCR-Röhrchen mit 2 ul 10x T4-DNA-Ligase-Puffer, 10 ng TK-Luc Vektor, 50 ng Einsatz (verdaute PCR-Produkt), 1 ul T4-DNA-Ligase (400 U / ul) und Nuklease-freies Wasser bis zu 20 & mgr; l.
      HINWEIS: Bereiten Sie eine negative Kontrolle, wo die Reaktion nicht Insert enthält.
   2. Vorsichtig mischen, die Reaktion durch Auf- und Abpipettieren, Spin-down kurz die PCR-Röhrchen Mini-Zentrifuge und dann bei RT inkubieren 10 min.
   3. Hitze inaktiviert bei 65 ° C für 10 min , dann auf Eis kühlen und zu verwenden , 5 & mgr; l des Produkts zur Umwandlung in 50 & mgr; l kompetente Zellen (beispielsweise DH5 & agr;).
   4. Verwenden Sie Standard-Hitzeschockverfahren Bakterien verwandeln, Kolonien aufzunehmen und Plasmid-DNA mit einem kommerziellen Kit isolieren. Überprüfen Sie alle Konstrukte durch auf die nächsten Schritte vor der Sequenzierung.
5. Transfektion von ES - Zellen
   1. Verwenden Sie 48-Well-Platten. In 200 ul 0,1% Gelatine solutIonen / well 30 min vor der Zell plating.
   2. Platte embryonale Stammzellen (ES-Zellen) am Tag vor der Transfektion. Verwenden Sie Feeder-freie ES - Zellen und die Platte in einer Dichte von 3 × 10 ⁴ Zellen pro Vertiefung in 250 & mgr; l ES Medien / Vertiefung.
   3. Bereiten Sie die Plasmid - Mischungen (jede Mischung wird für 8 Vertiefungen berechnet, 4 unbehandeltem und 4 Retinsäure-behandelten) mischen . 1: 1250 ng TK-Luc Leer (Negativkontrolle), 950 ng β-Galactosidase kodierenden Vektor (& beta; Gal), Mix 2 : TK-Luc HOXA1 Enhancer (positive Kontrolle) 1250 ng, 950 ng & bgr; Gal, Mix 3: 1,250 ng TK-Luc PRMT8 Enhancer (Region of Interest), 950 ng & bgr; Gal.
      HINWEIS: ES-Zellen exprimieren die gewünschten Transkriptionsfaktoren (RAR / RXR). Lassen Sie Brunnen untransfizierten Grundwerte zu bestimmen später während der Luciferase und β-Galactosidase-Messungen.
   4. In der Transfektion Qualität reduziert Serum Medien zu jedem Plasmid mischen bis zu 106 & mgr; l Gesamtvolumen (ausreichend für 8 Vertiefungen).
   5. In 4,5 ul ES Qualität transfizierbarenIonen-Reagenz dann durch Pipettieren 15-mal nach oben und unten vorsichtig mischen. Inkubieren Das Transfektionsgemisch für 10 min bei RT.
   6. In 13 ul des Transfektionsgemisch zu den Zellen pro Vertiefung, gründlich mischen durch Pipettieren. Legen Sie die Zellen wieder in den Inkubator (37 ° C) O / N vor Ligand Behandlung.
   7. Entfernen Sie das Medium vorsichtig durch Absaugen von Zellen und 250 & mgr; l frisches Medium / Well, enthaltend 0,01 bis 1 & mgr; M all-trans-Retinsäure (RA) als endgültige Konzentration oder DMSO als Vehikel. Inkubieren Zellen für 24 bis 48 Stunden.
      HINWEIS: Retinsäure ist lichtempfindlich.
6. Herstellung von Zelllysaten
   1. Verdünnte 5x Lysis Buffer (1,25 ml 0,5 M Tris pH = 7,8, 1 ml 1 M Dithiothreitol (DTT) (in H ₂ O), 10 ml 0,1 M EDTA pH = 8,0, 50 ml Glycerin, 5 ml Triton X-100, sterile Wasser bis zu 100 ml) sterilem Wasser auf 1x, fügen Sie 20 ul 1 M DTT / 10 ml und äquilibrieren vor dem Gebrauch auf RT. Herstellung von 10 ml für eine 48-Well-Platte an dem Tag des Assays.
   2. Entfernen Sie das Medium vorsichtig durch Absaugen von Zellen. Spülen Sie die Zellen einmal mit 1x PBS. In 200 ul 1x Lysepuffer / Vertiefung direkt zu den Zellen.
   3. Schütteln für 2 h bei RT (chemische Lyse). Gefriert die Zelllysate auf der Platte bei -80 ° C (mechanische Lyse). Lysate kann für mehrere Tage bei -80 ° C gelagert werden.
   4. Tauen der Lysate. Nach dem vollständigen Auftauen übertragen Zelllysate auf eine 96-Well-Platte, eine elektronische Multikanal-Pipette. Transfer 80 ul des Zelllysats auf 96-Well-Platte klar für β-Galactosidase-Test und 40 & mgr; l des Zelllysats auf einer weißen Platte für Luciferase-Messung. Vermeiden Sie Blasen bilden.
7. β-Galaktosidase - Assay
   HINWEIS: Beta-Galactosidase oder alternativen zweiten Reporter sollten als interne Kontrolle zur Berücksichtigung von nicht-spezifischen experimentellen Variationen verwendet werden.
   1. Bereiten β-Galactosidase - Substrat - Puffer: 80,0 g Na ₂ HPO ₄ • 7H ₂ O,3,8 g NaH ₂ PO ₄ • H ₂ O, 30,0 g KCl, 1,0 g MgSO ₄ • 7H ₂ O, bis zu 1.000 ml mit sterilem Wasser zu machen. PH-Einstellung auf 7,4. Filter zu sterilisieren (0,2 Mikron) und lagern bei 4 ° C
   2. Mix 1 ml β-Galactosidase-Substrat-Puffer mit 4 mg ONPG (o-Nitrophenyl-β-D-Galactosidase). Fügen 3,5 ul 2-Mercaptoethanol (& bgr; ME) pro 1 ml des Puffers unmittelbar vor der Verwendung. Füge 100 & mgr; l β-Galactosidase-Substrat-Puffer zu 80 & mgr; l Zelllysat.
   3. Inkubieren Sie die Reaktionen bei 37 ° C, bis eine schwach gelbe Farbe entwickelt hat. Lesen Sie die Absorption bei OD 420 nm auf einem Plattenleser und Export von Daten.
      HINWEIS: Die Zeit hängt von der Transfektionseffizienz abhängig, in der Regel nicht länger als 30 min.
8. Luziferase Assay
   1. Bereiten Sie 50 ml Luciferinsubstrat Reagenz: 15,1 mg D-Luciferin Salz, 82,7 mg ATP Salz, 185 mg MgSO ₄ • 7H ₂ O, in den 50 ml Polypropylen - Röhrchen,dann 1,5 ml 1 M HEPES-Puffer hinzufügen, 48,5 ml ATP freies Wasser, Wirbel, stellen Sie sicher, dass alle Verbindungen vollständig auflösen. Halten von 5 bis 10 ml Aliquots bei -80 ° C.
   2. Warm 5 ml Luciferinsubstrat Reagenz auf RT vor dem Start. Je 100 & mgr; l Substratreagenz in jede Vertiefung der weißen Platte, die 40 & mgr; l des Zelllysats enthält, und messen Sie das Signal sofort eine Leucht Zähler Maschine.
   3. Erhalten Aktivitäten von mindestens drei unabhängigen Experimenten in dreifacher Ausführung Transfektionen.
   4. Berechnen Sie zuerst die Basis normalisierte Luciferase-Aktivität und die Basis normalisiert β-Galactosidase-Werte für jeden gut durch die Mittelwerte subtrahiert von jedem gemessenen Wert für nicht-transfizierten Zellen gemessen. Dann wird das Verhältnis der Luciferase / β-Galaktosidase-Aktivität.

3. Charakterisierung von RNA-Vergrößerer

HINWEIS: Ein direkter Indikator für die Enhancer-Aktivität hat aus den jüngsten Genom-w entstandenide Studien , die viele kurze nicht-kodierenden RNAs, in einer Größe von 50 bis 2.000 nt identifiziert, die von Enhancern transkribiert werden, und Enhancer RNAs bezeichnet (ERNAS) ^16,25,26 (Figur 4). erná Induktion korreliert stark mit der Induktion von benachbarten Exon-codierenden Genen. Somit signalabhängige Enhancer - Aktivität kann durch den Vergleich Erna Produktion zwischen verschiedenen Bedingungen durch RT-qPCR in vivo quantifiziert werden.

1. Richtlinien für die Primer - Design für Erna Nachweis von RT-qPCR
   1. Wählen Sie genomischen Regionen für Erna Messungen, die mindestens 1,5 sind - 2 kb weg von kommentierten Transkriptionsstartstellen.
      HINWEIS:, ein hohes Maß an mRNA Transkription über intragenischen Enhancer verhindern genaue Quantifizierung von Erna im Sinne Orientierung, Antisense-Ernas bei intragenischen Enhancer sind nachweisbar und sind ähnlich in der Ebene zu Ernas bei extragenischen Enhancer ist wichtig.
   2. In der Regel verwenden Regionen 200 - 1000 bp from die Mitte der Transkriptionsfaktor Stelle von Interesse für Primerdesign entweder auf dem Sense- oder Antisense - Strang (Abbildung 4 und Abbildung 6) -Bindung.
      HINWEIS: Wenn GRO-seq, DNase-seq, H3K4me1, H3K4me3 oder H3K27ac ChIP-seq Daten verfügbar sind, von den gewünschten Zelltypen und Bedingungen kann es für eine genauere Primer-Design verwendet werden. Ernas werden aus vermeintlichen Enhancer-Regionen durch ein hohes Maß an H3K4me1 und me3 gekennzeichnet transkribiert. Die Expression von Ernas korreliert positiv mit der Anreicherung von aktivierten Enhancer Histon-Marke H3K27ac.
   3. Design von PCR - Primern für fluoreszierende Farbstoffbasis RT-qPCR Messung ERNAS durch Primer3 (http://bioinfo.ut.ee/primer3/) ²³ anti-sense - Sequenz Generieren (reverse Komplement der Sense - Strang) für Primerdesign gemäß: http://www.bioinformatics.org/sms/rev_comp.html. Einfügen 200-300 bp der Sense- oder Antisense-Sequenz für Primer-Design.
2. Die Messung der ERNA Transcription
   1. Isolieren der Gesamt-RNA aus behandelten Zellen mit handelsüblichen sauren Phenol / Chloroform-Extraktion basierende Reagenz nach den Empfehlungen des Herstellers.
   2. Verwenden Sie DNaseI isolierte RNA behandeln, bevor diese in reverse Transkriptionsreaktion verwendet wird. Inactivate DNase gemäß den Empfehlungen des Herstellers vor reversen Transkription.
   3. Messen Sie RNA-Konzentration nach DNase I Behandlung und Verwendung 1000 ng pro RT-Reaktion. Verwenden Sie hochwertige Reverse-Transkriptase.
      HINWEIS: Wie große Anzahl von ERNAS nicht polyadenyliert werden kann, die reverse Transkription der Verwendung von Zufallsprimern erfordert.
   4. Detect Reverse Erna von RT-qPCR unter Verwendung von Standardverfahren transkribiert. Messen Sie eine nicht-behandlungsabhängige mRNA für die Normierung (zB 36B4, PPIA, GAPDH, actb).

Ergebnisse

Wir haben eine pan-spezifischen Antikörper RXR um Gene Rezeptor genomweite, welche RA-geregelt zu identifizieren Anreicherung in ihrer Nähe. Bioinformatik - Analyse von RXR ChIP-seq Daten aus ES - Zellen mit Retinsäure behandelt erhalten zeigten die Anreicherung des Kernrezeptor - Halbstelle (AGGTCA) unter der RXR Stellen besetzt (Abbildung 1). Mit Hilfe eines bioinformatischen Algorithmus abgebildet wir das Motiv Suchergebnisse der Hälfte Website zu den RXR ChIP-seq...

Diskussion

In recent years, advances in sequencing technology have allowed large-scale predictions of enhancers in many cell types and tissues ^7-9. The workflow described above allows one to perform primary characterization of candidate enhancers chosen based on ChIP-seq data. The detailed steps and notes will help anyone to set up a routine enhancer validation in the lab.

The most critical step in the luciferase reporter assay is the transfection efficiency. It is recommended to include a GFP...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
KOD DNA polymerase	Merck Millipore	71085-3	for PCR amplification of enhancer from gDNA
DNeasy Blood & Tissue kit	Qiagen	69504	for genomic DNA isolation
QIAquick PCR Purification kit	Qiagen	28106	for PCR product purification
Gel extraction kit	Qiagen	28706	for gel extraction if there are more PCR product
HindIII	NEB	R3104L	restriction enzyme
BamHI	NEB	R3136L	restriction enzyme
FastAP	Thermo Scientific	EF0651	release of 5'- and 3'-phosphate groups from DNA
T4 DNA ligase	NEB	M0202	for ligation
QIAprep Spin Miniprep kit	Qiagen	27106	for plasmid isolation
DMEM	Gibco	31966-021	ES media
FBS	Hyclone	SH30070.03	ES media
MEM Non-Essential Amino Acid	Sigma	M7145	ES media
Penicillin-Streptomycin	Sigma	P4333	ES media
Beta Mercaptoethanol	Sigma	M6250	ES media
FuGENE HD	Promega	E2311	transfection reagent
Opti-MEM® I Reduced Serum Medium	Life Technologies	31985-062	for transfection
All-trans retinoic acid	Sigma	R2625	ligand, for activation of RAR/RXR
96-well clear plate	Greiner	655101	for Beta galactosidase assay
96-well white plate	Greiner	655075	for Luciferase assay
D-luciferin, potassium salt	Goldbio.com	115144-35-9	for Luciferase assay
ATP salt	Sigma	A7699-1G	for Luciferase assay
MgSO4•7H2O	Sigma	230391-25G	for Luciferase assay
HEPES	Sigma	H3375-25G	for Luciferase assay
Na2HPO4 •7H2O	Sigma	431478-50G	for Beta galactosidase assay
NaH2PO4 •H2O	Sigma	S9638-25G	for Beta galactosidase assay
MgSO4•7H2O	Sigma	230391-25G	for Beta galactosidase assay
KCl	Sigma	P9541-500G	for Beta galactosidase assay
ONPG (o-nitrophenyl-β-D-galactosidase)	Sigma	N1127-1G	for Beta galactosidase assay
TRIzol®	Life Technologies	15596-026	RNA isolation
High-Capacity cDNA Reverse Transcription Kit	Life Technologies	4368814	reverse transcription of eRNA
Rnase-free Dnase	Promega	M6101	Dnase treatment
SsoFast Eva Green	BioRad	750000105	RT-qPCR mastermix
CFX384 Touch™ Real-Time PCR Detection System	BioRad		qPCR machine
BioTek Synergy 4 microplate reader	BioTek		luminescent counter