Isolation of Intact Mitochondria von Skeletal Muscle durch differentielle Zentrifugation für hochauflösende Messungen Respirationstest

Zusammenfassung

Here, a quadriceps muscle specimen is taken from an anaesthetized pig and mitochondria are isolated by differential centrifugation. Then, the respiratory rates of mitochondrial respiratory chain complexes I, II and IV are determined using high-resolution respirometry.

Zusammenfassung

Mitochondria are involved in cellular energy metabolism and use oxygen to produce energy in the form of adenosine triphosphate (ATP). Differential centrifugation at low- and high-speed is commonly used to isolate mitochondria from tissues and cultured cells. Crude mitochondrial fractions obtained by differential centrifugation are used for respirometry measurements. The differential centrifugation technique is based on the separation of organelles according to their size and sedimentation velocity. The isolation of mitochondria is performed immediately after tissue harvesting. The tissue is immersed in an ice-cold homogenization medium, minced using scissors and homogenized in a glass homogenizer with a loose-fitting pestle. The differential centrifugation technique is efficient, fast and inexpensive and the mitochondria obtained by differential centrifugation are pure enough for respirometry assays. Some of the limitations and disadvantages of isolated mitochondria, based on differential centrifugation, are that the mitochondria can be damaged during the homogenization and isolation procedure and that large amounts of the tissue biopsy or cultured cells are required for the mitochondrial isolation.

Einleitung

Mitochondriale Bioenergetik und Atemkapazitäten können in permeabilisierten Zellen oder Fasern nicht nur untersucht werden, sondern auch in isolierten Mitochondrien. In der vorliegenden Studie beschreiben wir ein Protokoll intakten Skelettmuskel Mitochondrien mit differenzieller Zentrifugation für hochauflösende Respirometrie Messungen zu isolieren.

Zur Isolierung intakte Mitochondrien für Respirometrie wird das Gewebe homogenisiert und Mitochondrien werden durch ein herkömmliches Verfahren isoliert differentielle Zentrifugation. Die differentielle Zentrifugation Methode basiert auf sequenzielle Zentrifugationen basiert (in einer Reihe von zunehmenden Geschwindigkeit) von Gewebe - Homogenate wurde durch Pallade und Mitarbeiter zuerst eingeführt fast 70 Jahre vor ^1. Das Gewebe wird zunächst mit einer Schere zerkleinert und mechanisch in einem Glas-Homogenisator mit einem locker sitzende Stößel homogenisiert. Danach wird das Homogenisat bei niedriger Geschwindigkeit und das resultierende Pellet zentrifugiert, das ununterbrochene Gewebe enthält, zelluläreTrümmer und Kerne wird verworfen. Dann wird der Überstand mehrmals mit hoher Geschwindigkeit und die mitochondriale angereicherte Fraktion wird gesammelt zentrifugiert. Die Vorteile der differentiellen Zentrifugationsverfahren zu isolieren Mitochondrien sind, dass: i) das Verfahren ist schnell und Mitochondrien innerhalb 1-1,5 h (respiratorische Experimenten isoliert werden sollte so schnell wie möglich durchgeführt werden); ii) es ist preiswert; und iii) es ist sehr leistungsfähig und die durch differentielle Zentrifugation erhalten Mitochondrien sind rein genug für Respirometrie Assays. Die Nachteile der differentielle Zentrifugation Methode zur Isolierung Mitochondrien sind, dass i) die Mitochondrien beschädigt werden könnte und abgekoppelt während der Homogenisierung; ii) die Verunreinigung der Mitochondrien mit anderen zellulären Komponenten (könnte die mitochondriale Pellet mit weiteren Zentrifugationsschritte) durch weiteres Waschen gelöst werden; iii) die Möglichkeit , verschiedene mitochondriale Subpopulationen von der Auswahl, zum Beispiel während einer differenziellen Zentrifugationen Schritte, mitochondria mit niedriger Dichte kann ⁷ ausgeschlossen werden; und iv) die mitochondriale Zell umgebenden fehlt und nur die theoretische maximale Atmung gemessen werden. Ein weiteres Verfahren zur Isolierung Mitochondrien für Respirometrie Assays ist die Dichtegradientenzentrifugation ^2. Bei dieser Technik wird der Gewebeextrakt über eine Lösung von Sucrose oder einem Percoll-Gradienten überlagert (mit höherer Dichte auf dem Boden des Zentrifugenröhrchen) und mit einer bestimmten Geschwindigkeit zentrifugiert, die Mitochondrien verursacht von anderen zellulären Bestandteilen isoliert werden entsprechend ihrer Dichten. Diese Methode wird häufig verwendet, Gehirn Mitochondrien aus Synaptosomen mit sehr geringer Kontamination zu isolieren. Jedoch werden die Rattenleber - Mitochondrien isoliert durch Dichtegradienten-Zentrifugation mit anderen Zellorganellen ³ stark verunreinigt. Eine der Beschränkungen dieses Verfahrens besteht darin, daß die vorliegende Sucrosegradienten in dem Zentrifugationsröhrchen bersten könnte somich Mitochondrien (osmotischer Schock).

Je nach der Art des Gewebes; gibt es einige wichtige Faktoren für die Isolierung von intakten Mitochondrien durch differentielle Zentrifugation zu betrachten. Die erste Notwendigkeit ist Gewebe auf sanfte Weise zu homogenisieren. Weiches Gewebe wie Niere, Gehirn und Leber erfordern sanfte mechanische Kräfte während der Homogenisierung angewendet. Dies steht im Gegensatz zu Hartgewebe wie Herz- und Skelettmuskel, die viel stärkere mechanische Kräfte erfordern. Das zerkleinerte Gewebe wird in der Regel mit Proteinase vor der Homogenisierung behandelt, um das Gewebe zu erweichen. Alle Puffer während der Homogenisierung und Zentrifugation verwendet werden , sollten mit Cytosol mit einer ionischen und osmotische Stärke kompatibel einen physiologisch relevanten pH eiskalt sein und haben ^{4, 5.}

Einer der Vorteile von isolierten mitochondrialen bioenergetischen studieren ist, dass zelluläre Plasmamembranen brauchen nicht permeabi seinlized mit Detergenzien wie Saponin Digitonin oder ^{4, 6,} die den mitochondrialen Außenmembran Integrität beeinträchtigen könnten. Ein weiterer Vorteil der isolierten Mitochondrien ist das Fehlen von anderen cytosolische Faktoren, die mit der Analyse des mitochondrialen Funktionen wie Sauerstoffverbrauch stören können. Die Nachteile der isolierten Mitochondrien verwenden , sind die mögliche Auswahl bestimmter mitochondrialer Populationen während der Zentrifugationsschritte, Schäden an den Mitochondrien während der Homogenisierung und die Voraussetzung für die hohe Mengen an biologischen Proben , um eine gute Ausbeute an isolierten Mitochondrien ^{7, 8} zu erhalten.

Nach dem Isolierungsverfahren, die Atemfrequenz der mitochondrialen Komplexe I-, II- und IV-abhängige (Zustände 2, 3 und 4) sind hochauflösende Respirometrie ermittelt. Für komplexe I-driven Atmung, Glutamatund Malat werden zugegeben, gefolgt von Adenosindiphosphat (ADP), gefolgt. Für komplexe II-driven Atmung wird Succinat zugegeben, gefolgt von ADP gefolgt. Für komplexe IV gesteuerte Atmung, Ascorbat und tetramethylphenylendiamine (TMPD) zugegeben , gefolgt von ADP ^{9, 10, 11, 12.} Zustand 2 bezieht sich auf den Sauerstoffverbrauch in der Gegenwart von Substraten allein. Zustand 3 bezieht sich auf den Sauerstoffverbrauch in Gegenwart von Substraten und ADP. Zustand 4 bezieht sich auf den Sauerstoffverbrauch nach der ADP Verarmungs. Die Atemkontrolle Verhältnis (RCR) ist ein Index der Kopplung von ATP - Produktion Sauerstoffverbrauch und wird als das Verhältnis zwischen dem Zustand 3 und Zustand 4 ^{13 berechnet, 15.}

Zusammenfassend beschreiben wir ein Protokoll funktionale und intakte Skelett-Muskel Mitochondrien durch differentielle Zentrifugation zu isolieren und verwenden diese isoliert mitochondria für funktionelle und bioenergetischen Studien wie hochauflösenden Respirometrie.

Protokoll

Die Quadrizeps Muskelbiopsie aus einem narkotisierten Schwein genommen, aus denen Mitochondrien durch differentielle Zentrifugation isoliert werden. Das Schwein wird danach für ein anderes Experiment verwendet. Die Studie wird in Übereinstimmung mit den National Institutes of Health Leitlinien für die Pflege und Verwendung von Versuchstieren und mit Zustimmung des Animal Care Committee des Kantons Bern, Schweiz durchgeführt.

1. Skelettmuskel Homogenisieren und Mitochondriale Isolation

1. Excise 5-10 g Quadrizeps Probe von einem narkotisierten Schwein. Im vorliegenden Test verwenden Schweineskelettmuskel. Dieses Protokoll kann auch von anderen Spezies Mitochondrien zu isolieren , verwendet werden (zB Ratten, Mäuse, Mensch, etc.).
   HINWEIS: Dieser Schritt ist von einem Facharzt mit Erfahrung in der Chirurgie durchgeführt wird.
   1. Sedate Schweine mit intramuskulär Ketamin (20 mg / kg) und Xylazin (2 mg / kg), vor der Narkose mit intra induziertvenöse Midazolam (0,5 mg / kg, sowie Atropin 0,02 mg / kg). Aufrechterhaltung einer Anästhesie mit kontinuierlicher intravenöser Infusion von Propofol (4-8 mg / kg pro h) und Fentanyl (30 & mgr; g / kg pro h) während der Operation.
2. Sofort tauchen in ein Becherglas mit 20 ml eiskaltem mitochondrialen Isolationspuffer (Tabelle 1) , um die Gewebeprobe.
   HINWEIS: Die Puffer während der Homogenisierung verwendet und Zentrifugationen sollte mit Cytosol kompatibel mit einer ionischen und osmotische Stärke eine physiologisch relevanten pH eiskalt und haben sein.
3. Wiegen Sie die Gewebeprobe in das Becherglas auf einer analytischen tarierten Balance. Tarieren mit dem Becher 20 ml Isolationspuffer enthält.
4. Das Becherglas auf einem Eiskübel.
   HINWEIS: alle nächsten Schritte aus, um für die Homogenisierung Verfahren bei der Eiskübel Temperatur und halten alle Puffer auf dem Eis Eimer.
5. Mince die Skelettmuskulatur in den Becher (auf Eis halten) in 1-2 mm kleine Stücke für 3-4 min mit feinen scissors.
6. Spülen Sie das zerkleinerte Gewebe im Becherglas zweimal mit eiskaltem Isolationspuffer (jeweils 20 ml Waschschritt).
7. Suspendieren des Gewebes in 10 Volumina des Isolationspuffer pro Gewebegewicht (g), die 5 mg Protease / g Gewebe.
8. Das Becherglas in einem Eisbad auf den Magnetrührer und unter Rühren für 10 min.
9. Verdünne die Suspension in dem Becherglas mit zusätzlichen 10 Volumina des Isolationspuffer pro Gewebegewicht (g), supplementiert mit 0,2% (Gewicht / Volumen) entfettetes Rinderserumalbumin (BSA).
10. Dekantieren alle der Isolationspuffer mit 0,2% BSA ergänzt und spülen das Gewebe im Becherglas zweimal mit eiskaltem Isolationspuffer mit 0,2% BSA ergänzt war (jeweils 20 ml Waschschritt).
11. Resuspendieren des Gewebes in 10 Volumina Isolationspuffer pro Gewebegewicht (g) mit 0,2% BSA ergänzt mit entfetteter.
12. Homogenisieren des Gewebes mit einem halbautomatischen Glas-Homogenisator (auf Eis gehalten) mit einem locker sitzende Stößel (10 Schläge).
    HINWEIS: Homogenize die Gewebe immer in der gleichen Weise (gleiche Anzahl von Schlägen, beispielsweise 10 Hübe). Eine höhere Anzahl von Hüben beschädigen und entkoppeln kann die Mitochondrien. Vorzugsweise homogenisieren das Gewebe eines automatisierten Homogenisator. Manuell (und subjektiv) homogenisierte Gewebeproben in Glas Homogenisatoren können unterschiedliche Qualitäten von isolierten Mitochondrien produzieren.
13. Zentrifuge das homogenisierte Gewebe bei 4 ° C für 10 min bei 10.000 x g.
    HINWEIS: Alle Zentrifugationsschritte werden in Zentrifugen mit Festwinkelrotoren ausgeführt.
14. Überstand verwerfen eine serologische Pipette und das Pellet in BSA-ergänzt eiskaltem Isolationsmedium (10 ml / g Gewebe).
15. Zentrifugiere die Suspension bei 4 ° C für 10 min bei 350 x g.
16. Reservieren Sie den Überstand eine serologische Pipette und verwerfen das Pellet (Zelltrümmer).
17. Filtriere den Überstand in einen Becher (auf Eis gehalten) durch zwei Lagen Gaze (17 Fäden / cm ²⁾ zu entfernen Zelle DEBRist.
18. Zentrifuge die filtrierte Suspension bei 4 ° C für 10 min bei 7.000 x g.
19. Überstand verwerfen und resuspendieren das rohe mitochondriale Pellet in dem Isolationspuffer (5 ml / g Gewebe), supplementiert mit 0,2% (Gewicht / Volumen) BSA und zentrifugiert die Suspension bei 4 ° C für 10 min bei 7.000 x g.
20. Überstand verwerfen und resuspendieren das rohe mitochondriale Pellet in Waschpuffer (Tabelle 1). Zentrifugiere die Suspension wieder bei 4 ° C für 10 min bei 7.000 x g.
21. Überstand verwerfen und resuspendieren das rohe mitochondriale Pellet in Waschpuffer und Zentrifugieren Sie die Suspension wieder bei 4 ° C für 10 min bei 7000 x g.
22. Überstand verwerfen und resuspendieren das rohe mitochondriale Pellet in 1,0 ml Waschpuffer.
23. Bestimmen Sie die Proteinkonzentration der Mitochondrien-Suspension und halten Sie die konzentrierte mitochondriale Suspension auf Eis.
    HINWEIS: Die Proteinkonzentration kann mit jedem Standard-Methode gemessen werden.
24. Grade bevorzu Respirationstest Assays resuspendieren in dem Atmungspuffer auf eine Endkonzentration von 0,4 mg / mL mitochondrialen Protein die mitochondriale Suspension.

2. Hochauflösende Respirationstest

1. Pipette 2,1 ml Atmungspuffer (Tabelle 1) ¹⁶ in eine hochauflösende Oxygraph Kammer und rühren Sie den Puffer kontinuierlich einen magnetischen Rührstab in der Kammer unter Verwendung von (700 rpm) bei 37 ° C für 1 h , bis eine stabile Sauerstofffluss Signal der polarographischen Sauerstoffsensor erhalten wird.
   HINWEIS: Polarographische Sauerstoffelektroden in jeder Oxygraph Kammer, um die Sauerstoffkonzentration zu messen und den Sauerstoffverbrauch (Fluss) in jeder Kammer zu berechnen. Die Sauerstoffkonzentration und der Sauerstoffverbrauch Raten (Fluss) sind Echtzeit-Online in einem Computer zur Datenerfassung und Analyse unter Verwendung von Software angezeigt. Darüber hinaus, um genaue und zuverlässige Ergebnisse, instrumental Sauerstoff Hintergrundkorrektur sollte, um sicherzustellen seinnach den Anweisungen des Herstellers durchgeführt.
   HINWEIS: Genau 2,1 ml Atmungspuffer wird für die Kalibrierung eines abschließenden Kammervolumen von 2,0 mL in die Kammer hinzugefügt, nachdem die Stopfen verschließen.
2. Führen Sie eine Luftkalibrierung des polarographischen Sauerstoffsensors nach Protokollen des Herstellers ^17.
   HINWEIS: Während der Luftkalibrierung, mit einer Gasphase vorhanden ist, die Medien Sauerstoffkonzentration in der Größenordnung von 15-20 min ins Gleichgewicht wird. Je nach Temperatur, Luftdruck und die Löslichkeit von Medien -Sauerstoff-Konzentration kann berechnet werden.
3. die Atmung Medium aus der Oxygraph Kammer Nach Luftkalibrierung, absaugen und 2,1 ml isolierter Mitochondrien-Suspension (0,4 mg / ml mitochondriale Protein) aus Schritt 1.24 zu einer Kammer des Oxygraph hinzuzufügen.
   HINWEIS: Das Volumen der Atmungspuffer ist abhängig von der Geräteeinstellung und Hersteller. Für hochauflösende Respirometrie, die 2,1 ml der Atmung buffer zur Kalibrierung eines abschließenden Kammervolumen von 2,0 mL in die Kammer hinzugefügt, nachdem die Stopfen verschließen.
4. Schließen der Oxygraph Kammer durch Einführen des Stopfens.
5. Rühren Sie die mitochondriale Suspension kontinuierlich einen magnetischen Rührstab in der Kammer (700 Umdrehungen pro Minute) bei 37 ° C und Aufzeichnung der Zellatmung zu Beginn der Studie unter Verwendung von 3-5 min, bis eine stabile Sauerstoffflusssignal erreicht wird.
   HINWEIS: Die Sauerstoffkonzentration und Sauerstofffluss - Signal in Echtzeit online in einem Computer angezeigt unter Verwendung von Software zur Datenerfassung und Analyse ^17.
6. Anschließend injizieren Substrate und Inhibitoren für die mitochondriale Atmung durch die Titan-Injektionsöffnungen der Anschläge die folgenden Standardprotokolle verwenden.

3. Komplexe I-abhängige Respiration

1. Bereiten Sie eine Oxygraph Kammer die isolierte mitochondriale Suspension (0,4 mg / ml) nach dem Verfahren enthält, in den Schritten von 2,1 bis 2,5 undwarten auf ein stabiles Signal.
2. Injizieren von 12,5 & mgr; l von 0,8 M Malat (5 mM Endkonzentration) und 10 & mgr; l 2 M Glutamat (10 mM Endkonzentration) in die Oxygraph enthaltenden Kammer getrennt mitochondriale Suspension (0,4 mg / ml) durch die Titaninjektionsöffnung der Kammer Topfen und Aufzeichnung der Zellatmung für 3-5 Minuten, bis ein stabiler Sauerstoffflusssignal erreicht wird.
   Hinweis: alle Injektionen in den folgenden Schritten werden durch die Titan-Injektionsöffnungen von Anschlägen durchgeführt Spritzen verwenden.
3. Einzuspritzen 10 ul 0,05 M ADP (0,25 mM) in die Kammer durch die Oxygraph Titan Injektionsöffnung der Kammer Topfen und aufzuzeichnen erhöht mitochondrialen Atmung, bis die Sauerstoffflusssignal, nimmt dann ab und stabilisiert (3-5 min).
   HINWEIS: Das Plateau der Atmung nach ADP hinaus zeigt an, dass ADP-Konzentration hoch und sättigenden war. Je nach der Menge der Mitochondrien während der Atmung verwendet wird, sollte ADP-Konzentration titriert werden,für einen stabilen Zustand 3 Sauerstoffverbrauch (maximale Atmung). Die Zugabe von ADP in der mitochondrialen Suspension wird eine Erhöhung des Sauerstoffverbrauchs und der Sauerstoffflusssignal erhöht (Zustand 3 Atmung) induzieren. Nachdem der ADP verbraucht wird, wird der Sauerstofffluss Signal (Zustand 4 Atmung) zu verringern.

4. Komplexe II-abhängige Respiration

1. Bereiten Sie eine Oxygraph Kammer isolierte mitochondriale Suspension, die (0,4 mg / ml) nach dem in den Schritten beschriebenen Verfahren 2,1-2,5 und für ein stabiles Signal warten.
2. Injizieren 2 ul 0,2 mM Rotenon (0,2 uM), "Vorsicht" in die Oxygraph Kammer durch die Titaninjektionsöffnung der Kammer Stopfens unter Verwendung einer Spritze und die Zellatmung für 3-5 min, bis ein stabiler Sauerstoffflusssignal aufzuzeichnen erreicht.
   HINWEIS: Rotenon ist ein gefährliches Gift und kann erhebliche Auswirkungen auf die menschliche Gesundheit haben.
3. Einzuspritzen 20 ul 1 M Succinat (10 mM) in die Oxygraph chBernstein und Rekord mitochondriale Atmung für 3-5 Minuten, bis eine stabile Sauerstoffflusssignal erreicht wird.
4. Einzuspritzen 10 ul 0,05 M ADP (0,25 mM) in die Kammer durch die Oxygraph Titan Injektionsöffnung der Kammer Topfen und aufzuzeichnen Zellatmung, bis der Sauerstoffflusssignal ansteigt, stabilisiert, nimmt dann ab und stabilisiert (3-5 min).
   HINWEIS: Die Zugabe von ADP in der mitochondrialen Suspension wird eine Erhöhung des Sauerstoffverbrauchs und der Sauerstoffflusssignal auslösen wird (Zustand 3 Atmung) erhöhen. Nachdem der ADP verbraucht wird, wird der Sauerstofffluss Signal (Zustand 4 Atmung) zu verringern.

5. Komplex IV-abhängige Respiration

1. Bereiten Sie eine Oxygraph Kammer isolierte mitochondriale Suspension, die (0,4 mg / ml) nach dem Verfahren in den Schritten 2.1 bis 2.5 des Protokolls und warten auf ein stabiles Signal.
2. Dann injizieren 2,5 ul von 0,8 mM Ascorbat (1 mM). Unmittelbar danach 2,5 & mgr; l von 0,2 injizierenM TMPD (0,25 mM) und 10 & mgr; l von 0,05 M ADP (0,25 mM) in die Oxygraph Kammer und Aufzeichnung der Zellatmung, bis das Signal erhöht Sauerstofffluss und stabilisiert (3-5 min).
3. injizieren schließlich 10 & mgr; l von 1 M Natriumazid (5 mM) "Vorsicht" in die Oxygraph Kammer und aufzuzeichnen Zellatmung, bis die Sauerstoffflusssignal ab und stabilisiert.
   HINWEIS: Natriumazid ein gefährliches Gift ist und einen erheblichen Einfluss auf die menschliche Gesundheit haben kann.

6. Cytochrome C-Test

1. Bereiten Sie eine Oxygraph Kammer isolierte mitochondriale Suspension, die (0,4 mg / ml) nach dem Verfahren in den Schritten 2.1 bis 2.5 des Protokolls und warten auf ein stabiles Signal.
2. Injizieren von 12,5 & mgr; l von 0,8 M Malat (5 mM Endkonzentration) und 10 & mgr; l 2 M Glutamat (10 mM Endkonzentration) in die Kammer Oxygraph isoliert mitochondriale Suspension mit (0,4 mg / ml) durch die Titaninjektionsöffnung der Kammer stopperund notieren Sie die Zellatmung für 3-5 Minuten, bis ein stabiler Sauerstoffflusssignal erreicht wird.
3. Einzuspritzen 10 ul 0,5 M ADP (2,5 mM) in die Oxygraph Kammer durch die Titaninjektionsöffnung der Kammer Topfen und Aufzeichnung mitochondrialen Atmung, bis der Sauerstoffflusssignal zunimmt, nimmt dann ab und stabilisiert (3-5 min).
4. Schließlich injizieren 5 ul 4 mM Cytochrom c (10 & mgr; M) in die Oxygraph Kammer und aufzuzeichnen Zellatmung für 5 Minuten, bis ein stabiler Sauerstoffflusssignal erreicht wird.

Ergebnisse

Komplexe I-abhängige Atmung

Isolierte mitochondrialer Komplex I abhängigen Atemfrequenzen (Zustände 2, 3 und 4) sind hochauflösende Respirometrie bestimmt (Abbildung 1 ist ein repräsentatives Diagramm). Mitochondriale Komplex I Substrate, Glutamat und Malat, werden durch die Zugabe von ADP zugegeben. Zustand 2 bezieht sich auf den Sauerstoffverbrauch in der Gegenwart der Substrate allein....

Diskussion

In der vorliegenden Studie beschreiben wir ein Protokoll hoher Qualität, intakt und eng gekoppelten Skelettmuskel Mitochondrien durch differentielle Zentrifugation isoliert werden, die für funktionelle Studien wie hochauflösenden Respirometrie verwendet werden kann.

Um intakt und eng gekoppelten Mitochondrien zu isolieren, gibt es einige kritische Punkte im Rahmen der vorliegenden Protokoll berücksichtigt werden. Nach dem Skelettgewebe Ernte, sollte es sofort in eiskaltem mitochondrialen...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
ADP	Sigma	A 4386	Chemical
Antimycin A	Sigma	A 8674	Chemical, dissolve in ethanol
Ascorbate	Merck	1.00127	Chemical
ATP	Sigma	A 7699	Chemical
BSA	Sigma	A 6003	Chemical
EGTA	fluka	3779	Chemical
Glutamate	Sigma,	G 1626	Chemical
Hepes	Sigma	H 7523	Chemical
KCl	Merck	1.04936	Chemical
KH2PO4	Merck	1.04873	Chemical
K-lactobionate	Sigma	L 2398	Chemical
MgCl2	Sigma	M 9272	Chemical
Morpholinopropane sulphonic acid (MOPS)	Merck	1.06129	Chemical
O2k-Core: Oxygraph-2k	Oroboros Instruments	10000-02	High-resolution respirometry instrument
Proteinase, bacterial	Sigma	P 8038	Chemical
Sodium azide	Sigma	S2002	Chemical
Rotenone	Sigma	R 8875	Chemical, dissolve in ethanol
Succinate	Sigma	S 2378	Chemical
Schuett homogen-plus semiautomatic homogeniser	schuett-biotec GmbH	3.201 011	Tissue homogenizer
Taurine	Sigma	T 8691	Chemical
TMPD	Sigma	T 3134	Chemical