Errichtung eines klinischen Biorepositorys

Zusammenfassung

Kutane Tumoren werden oft nach Mohs mikrographischen Chirurgie verworfen. Hier wird ein Protokoll beschrieben, das es dem klinischen Hilfspersonal ermöglicht, kutane Tumor- ( zB Plattenepithelkarzinom-, Basalzellkarzinom- und Melanom-) Proben für nachgeschaltete Laboranwendungen effektiv zu verarbeiten und zu speichern, ohne die klinischen Operationen zu beeinträchtigen.

Zusammenfassung

Die Inzidenz von Hautkrebs ( z. B. Plattenepithelkarzinom, Basalzellkarzinom und Melanom) hat in den vergangenen Jahren zugenommen. Es wird erwartet, dass es eine parallele Nachfrage nach kutanen Tumorproben für biomedizinische Forschungsstudien gibt. Die Verfügbarkeit der Gewebe ist jedoch aufgrund der Kosten für die Etablierung eines Biorepositorys und des Mangels an Protokollen, die für die Erlangung von klinischen Proben zur Verfügung stehen, die die klinischen Operationen nicht beeinträchtigen, begrenzt. Es wurde ein Protokoll erstellt, um kutane Tumor und assoziierte Blut- und Speichelproben zu sammeln und zu verarbeiten, die minimale Auswirkungen auf routinemäßige klinische Verfahren am Tag einer Mohs-Chirurgie haben. Tumorproben werden gesammelt und verarbeitet von Patienten, die sich ihrer ersten Schicht der Mohs-Chirurgie für biopsie-bewährte Hautmalignitäten durch den Mohs-Histotechnologen unterziehen. Angrenzendes normales Gewebe wird zum Zeitpunkt des chirurgischen Verschlusses gesammelt. Zusätzliche Proben, die gesammelt werden können, sind Vollblut und bukkale Tupfer. Durch die Verwendung von Gewebeproben, die normalerweise verworfen werden, wurde ein Biorepository erzeugt, das mehrere wesentliche Vorteile bietet, indem es in der Klinik gegenüber der Laborumgebung basiert. Dazu gehören eine breite Palette von gesammelten Proben; Zugang zu erkannten Patientenakten, einschließlich Pathologieberichten; Und, für den typischen Spender, Zugang zu zusätzlichen Proben bei Folgebesuchen.

Einleitung

Krebs- und Biomarkerforschung beruht auf einer Versorgung mit hochwertigen menschlichen Gewebeproben, und begrenztes Angebot hat die Forschung behindert ^{1 , 2} . Viele dermatologische Studien sind durch die unzureichende Versorgung, die variable Qualität und die Kosten im Zusammenhang mit der Verwendung von menschlichem Gewebe begrenzt. Die Kosten für die Gründung einer großen, dedizierten Biobank wurde auf etwa zwei Millionen Dollar ³ geschätzt, und diese Kosten legen die Verwendung von menschlichem Gewebe aus der Reichweite vieler Forscher. Darüber hinaus stellt der Prozess der Erzeugung und Speicherung von Forschungsproben das Risiko dar, klinische Operationen zu beeinträchtigen und die Patientenversorgung zu verzögern, wenn sie nicht sorgfältig durchgeführt wird. Es wurde ein kostengünstiges, klinikbasiertes Biorepository etabliert, das sich auf Hautkrebsproben nach empfohlenen Best Practices und Probenvalidierung ^{4 , 5 , 6} konzentriert.

7 ^{, 8} .

Das Ziel der Mohs mikrographischen Chirurgie Technik ist, um sicherzustellen, dass alle Krebs Gewebe entfernt wird, während die Erhaltung so viel gesundes Gewebe wie möglich. Das Verfahren beinhaltet die fortschreitende Entfernung von dünnen Schichten von Tumorgewebe. Jede aufeinanderfolgende Schicht ist seineTologisch untersucht (nach der Kryosektion des Tumorgewebes und Durchführung von H & E-Färbung) durch einen Dermatologen, um festzustellen, ob alle Krebsgewebe entfernt worden sind. Die Exzision und Untersuchung der nachfolgenden Gewebeschichten erfolgt, während der Patient im Büro bleibt. Diese Technik gilt als die beste Behandlungsoption für SCC ⁹ . An diesem Punkt wird die Wunde geschlossen und zur Verbesserung der Heilung und des kosmetischen Erscheinungsbildes wird neben normalem Gewebe (ANT) häufig herausgeschnitten. So ist dieses chirurgische Verfahren zur Entfernung eines Tumors ideal geeignet, um histologisch charakterisiertes Gewebe für zukünftige Studien zu sammeln.

Das Beschaffungsverfahren zur Gewinnung von Tumorgewebe, angrenzend an normalem Gewebe, Speichel und Blutproben wurde so entworfen, dass es minimale Auswirkungen auf die normalen Personalaufgaben hat (Abbildung 1 ). Medizinische Assistenten führen das Blut zieht bei der Vorbereitung des Patienten für das Verfahren. Nach Beendigung des Mohs-Verfahrens ist das M Ohs Histotechnologe bereitet zusätzliche histologische Folien der Probe vor und überträgt das Gewebe auf das Biorepository. Die Kosten für die Errichtung des Biorepositorys beinhalten den Kauf von Kryokonservierungsgefriergeräten, die Schaffung eines bescheidenen klinischen Laborraums und die Entwicklung eines Inventarverfolgungsprogramms.

Abbildung 1: Reihenfolge der Probenahme und verantwortungsbewusstes Personal Nach dem Check-in des Patienten und dem Erreichen der Zustimmung des Patienten sammelt der medizinische Assistent einen bukkalen Tupfer und führt einen Blutentnahme durch. Der Dermatologe und der medizinische Assistent überholen dann den Tumor und schließen die Wunde, während welcher Zeit SCC- und ANT-Proben gesammelt werden. Ein engagierter Labortechniker verarbeitet das Blut und deckt die SCC- und ANT-Proben für die Gewebekultur, die Konservierung und den Eintritt in das Biorepository ab.Ftp_upload / 55583 / 55583fig1large.jpg "target =" _ blank "> Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Die Vielfalt der gesammelten Proben ermöglicht eine Vielzahl von experimentellen Ansätzen (Abbildung 2 ). Proben, die vom Patienten gesammelt wurden, sind bukkale Tupfer (Speichel kann auch gesammelt werden, wenn nötig), Vollblut und ausgeschnittenes Gewebe. Die bukkalen Tupfer und eine Probe aus dem Vollblut werden ohne Verarbeitung für die Genotypisierung und Gewebeanpassung gerettet. Vollblut wird in weiße Blutkörperchen (WBC) und Plasmafraktionen für zukünftige Analysen getrennt. Nach der Mohs-Verarbeitung wird der gefrorene Tumor direkt in flüssigen Stickstoff gegeben und auf einen Gefrierschrank von -80 ° C übertragen. Frisches, lebensfähiges Tumorgewebe und ANT-Proben werden unter Verwendung von Modifikationen der vorherigen Techniken ^{10 , 11} kultiviert und dann kryokonserviert. Während der Erhebung wird die Anzahl der einzelnen Sample-Typen auf einer Kalkulationstabelle vor dem Eintritt aufgezeichnet Das Inventar-Tracking-Programm zur Erleichterung der genauen Verarbeitung ( Tabelle 1 ).

Abbildung 2: Überblick über die Klinik-basierte Biorepository Probenahme und -verarbeitung. Ein bukkaler Tupfer und eine Blutprobe werden vom Patienten gesammelt und für die nachgeschaltete Genotypisierung und Gewebeanpassung gespeichert. Vollblut wird für die Isolierung der weißen Blutkörperchen (WBC) und die CTC-Analyse sowie für die Plasmasammlung und die Flüssigbiopsieanalyse weiterverarbeitet. Gewebe, das während des Mohs-Verfahrens ausgeschnitten wird, wird für diagnostische Zwecke histologisch verarbeitet, wonach die histologischen Folien experimentell für weitere immunhistochemische Analysen eingesetzt werden können. Unter der Voraussetzung, dass die exzidierte Gewebeprobe groß genug ist, wird ein Teil des frischen Gewebes entfernt und für die Protein- und RNA-Isolierung geschnitten und für die Herstellung von kultivierten Zelllinien.55583 / 55583fig1large.jpg "target =" _ blank "> Bitte hier klicken um eine größere Version dieser Figur zu sehen.

Abholtermin:
	Patient 1	Patient 2	Patient 3	Patient 4	Patient 5
Initialen und Geburtsdatum
Augenfarbe
Beispielstyp
Beispiel Ort
Speichel
WLoch Blut
Plasma
Tumor lebensfähig
Gewebe Normal lebensfähig
Tumor Mohs Flüssiger Stickstoff
Tissue Normal Liquid Stickstoff
Rutschen

Tabelle 1: Checkliste zum Aufnehmen von Sample-Sammlungen. Daten, die mit jeder gesammelten Probe verfolgt und aufgezeichnet wurden, beinhalten Patienteninitialen, Geburtsdatum und Augenfarbe (für die Hauttypisierung) sowie die locatiAuf Probenentfernung Die Anzahl der Speichelproben, die Blutentnahmevolumina und die Anzahl der lebensfähigen und konservierten Gewebeproben, die gesammelt wurden, werden auch als Referenzen für Zuweisungen zu späteren Verwendungen aufgezeichnet. Bitte klicken Sie hier, um diese Datei herunterzuladen.

Um die Probenahmeverfahren zu validieren, wurde jeder Sample-Typ in nachgeschalteten Anwendungen getestet. Unter Verwendung von Modifikationen von früheren Techniken ¹² wurden Tumor und ANT erfolgreich in der Protein- und RNA-Isolierung verwendet und können möglicherweise für die DNA-Isolierung verwendet werden. Lebensfähige Explantate aus den Gewebeschnitten wurden durch Mikroskopie ausgewertet, während gespeicherte histologische Objektträger für die Immunhistochemie und Immunfluoreszenz verwendet wurden.

Durch das hier beschriebene Protokoll ist es möglich, dieses Modell auf andere Dermatologiekliniken, andere Tumortypen (wie Melanom) zu erweitern,, Und andere chirurgische Spezialitäten und Praktiken, um menschliche Gewebe Proben für vielfältige Forschung in menschlichen Krebs zu liefern. Leichte Modifikationen dieses Protokolls sind wahrscheinlich für andere Praktiken notwendig, aber grundsätzlich ist dieses Protokoll auf jede chirurgische Praxis anwendbar, die routinemäßig Patientenproben, die im Laufe der Patientenbehandlung gesammelt wurden, verwischt.

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Protokoll

Alle Experimente an menschlichen Gewebeproben wurden von Western IRB (WIRB-Protokoll Nr. 20142461) genehmigt. Das einzige Kriterium für die Sammlung von Geweben für diese Verfahren ist eine Biopsie-bewährte Diagnose von SCC. Es wurden keine Ausschlusskriterien im ursprünglichen IRB-Protokoll skizziert, aber Proben von Patienten mit bekannter blutübertragbarer Krankheit wurden nicht verwendet. Informierte Zustimmung wurde vor der Sammlung von Hautgewebe, Blut und Speichel erhalten. Midwestern Institutional Review Board genehmigte die Validierungsarbeit mit klinikbasierten Biorepository-Proben an der Midwestern University (AZ # 807).

1. Kutane Tumor-Gewebe-Verarbeitung

HINWEIS: Dies wird von einem Mohs Histotechnologen durchgeführt.

1. Verarbeitung von frischem Plattenepithelkarzinom (SCC) Gewebe für RNA und Explant Culture
   1. Nachdem das Gewebe vom Mohs-Chirurgen herausgeschnitten worden ist, ernten Sie 10 bis 50 mg (≥ 10 mm ³ ) Gewebeprobe aus der Mitte der apikalen Seite des Gewebes während der Entspannung (was der Prozess der Manipulation des Gewebes ist, um es zu erlauben, flach auf dem Objektträger zu liegen) vor der zusätzlichen Verarbeitung.
      HINWEIS: Dies ist nur möglich, wenn der Tumor groß genug ist, um eine Probe von 10-50 mg (≥10 mm ² ) vor der histologischen Beurteilung, die Teil des Mohs-Verfahrens ist, zu entfernen. Wenn der Tumor nicht groß genug ist, um ein Minimum von 2 mm ³ zu entfernen, gehen Sie nicht mit der Verarbeitung für RNA vor (Schritt 5 überspringen).
   2. Übertragen Sie das lebensfähige Gewebe auf ein markiertes 1,5 mL Röhrchen, das Kulturmedium enthält (1: 1 Mischung von DMEM: Ham F-12, 25 mM HEPES, 100 IE / ml Penicillin und 100 μg / ml Streptomycin) mit Pinzetten und stellen Sie sicher, dass die Gewebe wird vollständig in das Medium eingetaucht. Lagern Sie diese Röhre bei 4 ° C vor der zusätzlichen Verarbeitung.
   3. Verwenden Sie das Gewebe für die RNA-Isolierung und Expressionsanalyse (siehe Schritt 5) und / oder die etablierungEnt einer Kulturpflanze (siehe Schritt 6) innerhalb von 24 Stunden.
   4. Legen Sie den Rest der Tumorprobe, die vom Patienten entfernt wurde (Schritt 1.1.1), auf einem Kryostat-Gewebehalter (oder "Chuck"). Das Gewebe in eine optimale Schneidetemperatur (OCT) -Verbindung einbinden, das Gewebe innerhalb des Halters einfrieren, um die Fertigstellung der Mohs-Histologie und die Vorbereitung zusätzlicher histologischer Dias für die experimentelle Analyse zu ermöglichen.
2. Vorbereitung von histologischen Folien
   1. Schneiden Sie Gewebeabschnitte 7 μm dick mit einem Kryostaten und erstellen Sie zwei (oder mehrere) Objektträger für jede Tumorprobe. Stellen Sie sicher, dass jede Folie bis zu drei Abschnitte des gesamten Tumors enthält.
      HINWEIS: Einer der beiden Folien wird mit H & E vom Mohs-Histotechniker gefärbt und die zusätzlichen Folien können mit IF-, IHC- oder FISH-Analyse verarbeitet werden.
   2. Legen Sie die Folien in Aceton für 1-2 s, um das Gewebe zu fixieren. Setzen Sie diese Rutschen zur Seite. Nicht h & eFlecken oder Deckel die Folie für zukünftige Immunfluoreszenz (IF), Immunhistochemie (IHC) oder Fluoreszenz in situ Hybridisierung (FISH) Analyse, abhängig von der experimentellen Protokoll verwendet werden.
3. Verarbeitung von Post-Mohs-Gewebe
   1. Sobald die Mohs-Verarbeitung abgeschlossen ist (Schritte 1.1-1.2), arbeiten Sie in der Kryostatkammer und entlasten die Probe aus dem Kryo-Einbettungsmedium und legen das Gewebe in ein markiertes Kryo-Röhrchen.
   2. Legen Sie die markierte Ampulle in flüssigen Stickstoff, bevor das Gewebe aufgetaut hat. Wenn Proben für die Protein- und / oder DNA-Analyse verwendet werden sollen, können sie innerhalb weniger Minuten in einen flüssigen Stickstoff oder ein Gefäß mit -80 ° C überführt werden, um für die zukünftige Proteinexpression und DNA-Mutationsanalyse gelagert zu werden (siehe Schritte 4-5) .
      HINWEIS: Wenn aus der Post-Mohs-Probe eine intakte RNA gewünscht wird, ist es unerlässlich, die Probe während der Entfernung aus dem Kryo-Einbettungsmedium gefroren zu halten. Wenn äußerste Sorgfalt nicht ausgeübt wirdIn diesem Schritt sollte die Post-Mohs-Probe für die Protein- und / oder DNA-Analyse reserviert werden.
4. Verarbeitung von frischem ANT
   1. Zur Zeit der Mohs-Schließung, erhalten ANT vom Mohs-Chirurgen.
   2. Entfernen Sie eine gleich große oder größere Menge an ANT, wie sie aus der SCC-Probe (siehe oben) von der apikalen Seite des normalen Gewebes geerntet wurde, und überführen sie auf ein markiertes 1,5 ml-Röhrchen, das Kulturmedium enthält (1: 1-Gemisch von DMEM: Hams F- 12, ergänzt mit 25 mM HEPES, 100 IE / ml Penicillin und 100 & mgr; g / ml Streptomycin) unter Verwendung einer Pinzette.
   3. Vollständig das Gewebe in das gleiche Kulturmedium eintauchen und bei 4 ° C bis zur nachfolgenden Verarbeitung aufbewahren (siehe Schritte 4-6).

2. Blut-, Speichel- und Bukkal-Tupferverarbeitung

1. Erhalten Sie ca. 10 ml Blut in EDTA Sammelröhrchen über Venenpunktion.
2. Übertragen Sie das Blut aus den Sammelröhrchen in ein steriles 15- oder 50-ml-Zentrifugenröhrchen. Entfernen Sie ca. 200 μl in ein 1,5 mL Kryo-Röhrchen, um Blasen zu vermeiden; Speichern Sie diese Vollblutprobe bei -80 ° C, um für zukünftige Genotypisierung und Gewebeanpassung verwendet zu werden, falls nötig.
   1. Das restliche Blut bei 1000 xg für 30 min drehen und den Standardverfahren folgen, um die Plasmafraktion zu sammeln.
   2. Aliquotieren Sie das Plasma in 1-ml-Schritten in 1,5 ml Kryo-Röhrchen und lagern bei -80 ° C für den Einsatz bei zukünftigen Flüssigbiopsie-Analysen.
3. Verwenden Sie einen sterilen Tupfer, um eine bukkale Tupferprobe zu erhalten und den Tupfer in einem sterilen Röhrchen bei Raumtemperatur zu lagern.
4. Falls erforderlich, eine Speichelprobe erhalten und bei Raumtemperatur in einem sterilen Röhrchen aufbewahren.
   HINWEIS: Diese Proben können für zukünftige Genotypisierung und Gewebeanpassung verwendet werden, falls erforderlich.

3. Aufzeichnung der Proben

1. Übertragen von Informationen aus der Checkliste der Patientenproben in die Biorepository-Datenbank. Patienteninformation und diag einbeziehenNosis aus der Patientendiagramm.
2. Drucken Sie Etiketten mit einem Barcode für jede Probe und notieren Sie jede in der Datenbank, um jede gesammelte Probe mit Patientendaten zu verknüpfen.
3. Notieren Sie die Verteilung der de-identifizierten Proben in der Biorepository-Datenbank vor der Übertragung der Proben in das Forschungslabor.

4. Protein-Isolierung und Western-Blot-Analyse

1. Legen Sie jede Gewebeprobe (SCC und / oder ANT) in eine Durchstechflasche, die 500 μl Zelllysepuffer enthält, der Protease-Inhibitoren pro 100 mg Gewebe enthält, um das Gewebe zu lysieren.
   HINWEIS: Wir verwendeten einen Radioimmunopräzipitationstest (RIPA) -Puffer, bestehend aus 50 mM Tris pH 8,0, 150 mM NaCl, 0,5% Natriumdeoxycholat, 1,0% NP-40 und 0,1% SDS. Andere Zelllysepuffer können verwendet werden.
2. Homogenisieren des Gewebes unter Verwendung eines Gewebehomogenisators für 5 min in 20-s-Intervallen bei 4 ° C. Spin die Proben bei 21.000 xg und 4 ° C für 20 min und sammle den überstehenden Protein in eine frische tuSein. Den Überstand unter den gleichen Bedingungen nachspülen und den Endüberstand in ein frisches Röhrchen sammeln.
3. Elektrophorese 30-50 μg Protein aus jeder Probe unter Verwendung eines 4-20% SDS-Polyacrylamid-Gradientengels. Färben Sie das Gel mit Coomassie Blue, um Proteinbanden zu visualisieren, falls gewünscht.
4. Wenn eine Western-Blot-Analyse von exprimierten Proteinen erforderlich ist, übertragen Sie die Proteine ​​aus dem Gel zu einer Polyvinylidendifluorid (PVDF) -Membran nach Standardprotokollen. Nach der Übertragung färben Ponceau die PVDF-Membran, um Proteinbanden zu visualisieren, falls gewünscht.
5. Blockieren Sie die PVDF-Membran und die Sonde, um Proteine ​​von Interesse nach Standardprotokollen zu erkennen. Verwenden Sie primäre Antikörper, die spezifisch für das / die Protein (e) von Interesse sind, zusammen mit entsprechenden sekundären Antikörpern, die für die primären Antikörper spezifisch sind, in Konzentrationen, die vom Hersteller für Western-Blot-Analyse empfohlen werden.
6. Die untersuchte Membran unter Verwendung eines chemolumineszierenden Substrats freisetzen und die Membran mit einem imagi aufbildenSystem.

5. RNA-Isolierung und quantitative Polymerase-Kettenreaktion (qPCR)

1. Stellen Sie sofort frische Gewebeproben (SCC und / oder ANT) in ein 1,5 ml-Röhrchen, das eine RNA-Stabilisierungslösung enthält, und platzieren Sie nach dem Mohs-Gewebeproben in ein 1,5 ml-Röhrchen, das eine gefrorene Gewebeübergangslösung enthält, nach den Empfehlungen des Herstellers. Stellen Sie sicher, dass das Gewebe vollständig eingetaucht ist. Diese Proben bei -80 ° C bis zum Gebrauch aufbewahren.
2. Entfernen Sie die RNA-Proben von -80 ° C und tauen Sie auf Eis. Übertragen Sie das Gewebe auf ein neues 1,5 ml-Röhrchen, das 1 ml RNA-Extraktionspuffer (Phenol / Guanidin-Thiocyanat) pro 50-100 mg Gewebe enthält.
3. Lyse die Gewebe mit einem Gewebe-Homogenisator. Führen Sie sechs Zyklen der Homogenisierung durch, gefolgt von einer Periode der Probenkühlung; Jeder Zyklus besteht aus 20 s Homogenisierung bei 4 ° C und einer 40 s Kühlung. Nach der Homogenisierung die Probe 5 min bei Raumtemperatur inkubieren.
4. Füge 0,2 hinzuMl Chloroform pro 1 ml RNA-Extraktionspuffer und schüttelt das Röhrchen kräftig von Hand für 15 s. Inkubieren für 2-3 min bei Raumtemperatur.
5. Die Proben bei 12.000 xg und 4 ° C für 15 min drehen. Entfernen Sie die wässrige Phase der Probe und legen Sie sie in ein neues 1,5 mL Röhrchen.
6. Fügen Sie 0,5 ml von 100% Isopropanol pro 1 ml des in Schritt 5.2 verwendeten RNA-Extraktionspuffers in die wässrige Phase hinzu und inkubieren für 10 min bei Raumtemperatur.
   HINWEIS: Wenn die RNA-Ausbeuten niedrig sind ( dh das Ausgangsgewebevolumen beträgt weniger als 10 mg), können die Proben über Nacht bei -80 ° C ausgefällt werden. Zusätzlich können 5 & mgr; g RNase-freies Glykogen pro 500 & mgr; l RNA-Extraktionspuffer während des Isopropanol-Präzipitationsschrittes zugegeben werden, um die RNA-Ausbeuten zu verbessern.
7. Die Probe bei 12.000 xg bei 4 ° C für 10 min drehen. Den Überstand entfernen und das Pellet mit 1 ml 75% igem Ethanol waschen.
8. Vortex die Probe kurz und dann drehen Sie es bei 7.500 xg und 4 °C für 5 min. Verwerfen Sie die Wäsche und lufttrocknen Sie das Pellet für 5-10 min.
9. Das RNA-Pellet wird in 20 μl RNase-freiem Wasser resuspendiert.
   1. Falls gewünscht, reinige jede RNA-Probe mit einem RNA-Cleanup-Kit nach den Empfehlungen des Herstellers.
      HINWEIS: Kleine RNAs werden aus der Probe verloren, wenn dieser Schritt durchgeführt wird.
10. Elektrophorese eine 1 & mgr; g Probe unter Verwendung eines 1,2% Formaldehyd-MOPS-Agarosegels, um die Qualität der RNA zu analysieren.
    HINWEIS: Als Alternative analysieren Sie Proben mit einem Bioanalysator, um eine RIN-Nummer ¹³ zu erhalten.
11. Reverse-transkribieren der RNA an cDNA unter Verwendung eines reversen Transkriptionsprotokolls für die qPCR-Analyse von Ziel-mRNAs (oder miRNAs) von Interesse.

6. Gewebe-Explant-Kulturen

1. Sterilisieren des ausgeschnittenen Gewebes vor der Kultur durch Eintauchen des Gewebes in 70% Ethanol.
2. Legen Sie das Gewebe auf eine Folie oder Schale und fügen Sie genug Kultur Medium (1: 1 Mischung aus DMEM: Ham & #39; s F-12, ergänzt mit 10% FBS, 25 mM HEPES, 100 IE / ml Penicillin und 100 μg / ml Streptomycin), um das Gewebe zu bedecken (um das Gewebe vor dem Trocknen zu verhindern). Das Gewebe sorgfältig in Fragmente (<1 mm ³ ) mit einem Skalpellblatt schneiden.
3. Übertragen Sie die Gewebefragmente auf eine 35-mm-Gewebekulturschale und fügen Sie etwa 20 μl fötales Rinderserum (FBS) auf jedes Fragment hinzu.
4. Lassen Sie das Gericht in einer Kulturhaube für 20-30 min oder bis fast trocken.
5. Fügen Sie 1 ml Kulturmedium (1: 1 Mischung aus DMEM: Schinken F-12, ergänzt mit 10% FBS, 25 mM HEPES, 100 IE / ml Penicillin und 100 μg / ml Streptomycin) zu jeder Schale und inkubieren bei 37 ° C in 5% CO ₂ . Subkultur oder Sub-Klon die Kulturen, wenn nötig.

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Ergebnisse

Tumor und ANT wurden erfolgreich in der Proteinisolation eingesetzt und durch Western Blotting getestet. Wie in Abbildung 3 gezeigt , können kutane Plattenepithelkarzinommarker (Muc1 ¹⁴ , FHL-1 ¹⁵ und p40 ^{16 , 17} ) bei Patientenproben nachgewiesen und in unserem klinikbasierten Biorepository gespeichert werden.

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Diskussion

Nach dem Wissen des Autors ist dieses Protokoll das erste seiner Art, das sich auf die klinische Beschaffung von Hautgewebeproben sowohl in einem kostengünstigen als auch in einem schnellen Ansatz konzentriert. Patienten, die sich einer Mohs-Mikrochirurgie unterziehen, sind typischerweise während bestimmter Zeitblöcke geplant, und die Sammlung ist auf diese Zeiträume beschränkt. Die Probenahme beinhaltet die Anstrengung des medizinischen Assistenten, der an der Patientenversorgung beteiligt ist, der Mohs-Histotechn...

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Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
BD Vacutainer Plastic Blood Collection Tubes with K3EDTA	ThermoFisher Scientific	02-685-2B
Electron Microscopy Sciences Double Edge Blades	ThermoFisher Scientific	50-949-411
Curved Medium Point General Purpose Forceps	ThermoFisher Scientific	16-100-110
Premium Microcentrifuge Tubes	ThermoFisher Scientific	05-408-138
Lonza Walkersville KGM Keratinocyte Medium	ThermoFisher Scientific	NC9791321
Electron Microscopy Sciences Tissue TEK OCT Compound	ThermoFisher Scientific	50-363-579
Leica CM1950 Cryostat	Leica Biosystems	14047743909
Frosted Microscope Slides	ThermoFisher Scientific	12-550-343
Shandon Rapid-Chrome H&E Frozen Section Staining Kit	ThermoFisher Scientific	99-900-01
Nalgene Long-Term Storage Cryogenic Tubes	ThermoFisher Scientific	03-337-7X
Falcon 15 mL Conical Centrifuge Tubes	ThermoFisher Scientific	14-959-53A
Boca Scientific BuccalT-Swab	ThermoFisher Scientific	NC9679349
Cell Signaling Technology 10x RIPA Buffer	ThermoFisher Scientific	50-195-822
Halt Protease and Phosphatase Inhibitor Cocktail	ThermoFisher Scientific	PI78443
Eppendorf 5424R Microcentrifuge	ThermoFisher Scientific	05-401-203
Pellet Morter Cordless Homogenizer	ThermoFisher Scientific	12-141-3
RNAse Free Pellet Pestle	ThermoFisher Scientific	121-141-364
Forma SteriCycle CO2 Incubator	ThermoFisher Scientific	13-998-089
HyClone Fetal Bovine Serum	ThermoFisher Scientific	SH30071.02
Gibco Advanced DMEM/F-12	ThermoFisher Scientific	12-634-028
Gibco Penicillin-Streptomycin	ThermoFisher Scientific	15140148
Gibco 1 M Hepes	ThermoFisher Scientific	15-630-130
Nunc Cell Culture 35 mm with Vent	ThermoFisher Scientific	1256591
Anti-CFH monoclonal antibody clone OX-24	Abnova	MAB12583
Anti-p40 (p63 delta) antibody	Abnova	ABX-144A
Anti MUC-1 antibody	Santa Cruz Biotech	sc-7313
Anti-Snail + Slug (phospho S246)	Abcam	Ab63568
Goat anti-rabbit IgG, Alexa Fluor 488	Invitrogen	A-11034
Alexa Fluor 568 Phallodin	Molecular Probes	A12380
ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI	Molecular Probes	P36941
Zeiss Axio Imager Z1 Microscope with Axiocam camera	Zeiss	4300009901
Olympus IX51 phase contrast with DP72 camera	Olympus	IX511F3