Schaf-Lendenwirbelsäulen-Degenerationsmodell mit einer lateralen Retroperitoneal-Bohrer-Verletzung

Zusammenfassung

Intervertebrale Scheibendegeneration ist ein bedeutender Beitrag zu Rückenschmerzen und eine führende Ursache für Behinderung weltweit. Es gibt zahlreiche Tiermodelle der Bandscheibendegeneration. Wir zeigen ein Schafmodell der Bandscheibendegeneration, wobei ein Bohrer verwendet wird, der eine gleichbleibende Scheibenverletzung und ein reproduzierbares Niveau der Plattendegeneration erreicht.

Zusammenfassung

Die Bandscheibenentleerung ist ein wichtiger Faktor für die Entwicklung von Rückenschmerzen und die führende Ursache für Behinderung weltweit. Es wurden zahlreiche Tiermodelle der Bandscheibendegeneration entwickelt. Das ideale Tiermodell sollte die menschliche Zwischenwirbelscheibe im Hinblick auf die Morphologie, die biomechanischen Eigenschaften und die Abwesenheit von nicht-chronischen Zellen genau nachahmen. Das Schaf-Lendenwirbelsäulen-Modell erfüllt diese Kriterien. Wir präsentieren ein Schafmodell der Bandscheibendegeneration unter Verwendung einer Bohrerverletzung durch einen lateralen retroperitonealen Ansatz. Der laterale Ansatz reduziert den Einschnitt und die potentielle Morbidität, die mit dem traditionellen anterioren Ansatz der Schafrücken verbunden ist Die Verwendung einer Bohrer-Methode der Verletzung bietet die Fähigkeit, eine konsistente und reproduzierbare Verletzung von präzisen Abmessungen zu erzeugen, die einen gleichbleibenden Grad der Bandscheibendegeneration einleitet. Die fokale Natur des RingesUnd Nukleus pulposus Defekt imitiert den klinischen Zustand der fokalen intervertebralen Bandscheibenvorfall. Schafe erholen sich schnell nach diesem Verfahren und sind in der Regel mobil und essen innerhalb der Stunde. Bandscheibendegeneration und Schafe unterliegen einer Nekrose und einer späteren Analyse in Zeiten von acht Wochen. Wir glauben, dass das Bohrer-Verletzungsmodell der Bandscheibendegeneration Vorteile gegenüber herkömmlicheren ringförmigen Verletzungsmodellen bietet.

Einleitung

Rückenschmerzen ist die führende Ursache für Behinderung weltweit ¹ . Lendenwirbelsäule Degeneration assoziierten discogenen Schmerzen gilt als ein bedeutender Beitrag zur unteren Rückenschmerzen ² . Es gibt eine steigende Nachfrage nach zuverlässigen Tiermodellen der Bandscheibenerkrankung zur Erweiterung des Verständnisses des degenerativen Prozesses und zur Untersuchung potentieller Therapien.

Zahlreiche Tiermodelle der Bandscheibendegeneration existieren ³ . Tiermodelle, die bei der Untersuchung der degenerativen Scheibenkrankheit verwendet werden, reichen in der Größe von Mäusen ⁴ , zu größeren Säugetieren wie Hunden ⁵ , Schaf ⁶ und nichtmenschlichen Primaten ⁷ . Methoden, die verwendet werden, um die Bandscheibendegeneration zu induzieren, können weitgehend in die Kategorien von mechanischen ( z. B. intervertebrale Scheibe komprimiert) eingestuft werden N ⁸ oder chirurgische Verletzung ⁶ ), chemische ( zB chemische Nukleolyse ⁵ ) oder weniger häufig spontane Degeneration ( zB die Sandratte ⁹ ).

Angesichts der Komplexität der menschlichen Bandscheibendegeneration existiert kein perfektes Tiermodell. Allerdings wurden wichtige Überlegungen bei der Auswahl eines geeigneten Tiermodells, um diese Bedingung genau zu imitieren, identifiziert worden ³ . Solche Überlegungen umfassen die Abwesenheit von nicht-chorrostatischen Zellen (primitive Zellen mit möglicher Vorläuferzellfunktion ¹⁰ , die von dem erwachsenen Kern pulposus bei Menschen, Schafen, Ziegen und chondrodystrophischen Hunden fehlen, aber bei den meisten Säugetieren vorhanden sind), Ähnlichkeiten in der Tier- und Bandscheibengröße gegenüber Menschen, Vergleichbare biomechanische Kräfte zum klinischen Zustand, mechanistische und ethische Erwägungen ³ .

Jero_content "> Nicht-menschliche Primaten erfüllen viele der oben genannten Kriterien: Pavian und Macaque-Modelle der spontanen Bandscheibendegeneration wurden beschrieben ^{11 , 12 , 13.} Beide Arten verbringen viel Zeit in aufgerichteten oder halb aufgerichteten Haltungen - ein deutlicher Vorteil Relativ zu anderen Tiermodellen, aber ethische und praktische Betrachtungen ( zB Aufwand, Wohnraum, verzögerter Beginn der spontanen Degeneration) beschränken ihre Verwendung in vielen Institutionen.

Die Schafspirale ist ein etabliertes Modell der Bandscheibendegeneration, mit Vorteilen, einschließlich zellulärer, biomechanischer und anatomischer Ähnlichkeiten mit der menschlichen Wirbelsäule ^{10 , 14 , 15} . Trotz der quadrupedalen Statur der Schafe ist die Lendenwirbelsäule der Schafe einer ähnlichen Belastung der menschlichen Scheibe ausgesetztS = "xref"> 14 Das Schafmodell wird auch aus ethischer Perspektive weit verbreitet als nichtmenschliche Primatenmodelle. Es wurden verschiedene Methoden beschrieben, um den degenerativen Prozess zu initiieren, von denen viele einen direkten Zugang zur Bandscheibe erfordern. Wegen der Beendigung des Rückenmarks im Sakralbereich und der Verknöcherung des hinteren Längsbandes in der Schafspur der Wirbelsäule sind die hinteren Ansätze der Bandscheibe technisch anspruchsvoll und werden weniger häufig bei den Schafen verwendet. Die traditionellen Zugangswege zur Schaf-Lendenwirbelsäule, dh über anterior- oder anterolaterale Ansätze, erfordern große Baucheinschnitte, sind mit Gefahren der Hernie und Schäden an inneren Eingeweiden und neurovaskulären Strukturen behaftet ¹⁶ . Die Verwendung eines relativ kleinen seitlichen Schnittes weg von abhängigen Bauchbereichen kann solche Risiken verringern ¹⁷ .

Wir präsentieren ein Schaf MoDel der degenerativen Lendenwirbelsäulenscheibenkrankheit unter Verwendung von Bohrerverletzungen, die durch einen minimal invasiven lateralen Ansatz durchgeführt wurden und von der Arbeit von Zhang et. Al ¹⁸ Das Ziel dieses Protokolls ist es, ein zuverlässiges Lenden-Disc-Verletzungsmodell zu ermöglichen, das leicht reproduzierbar ist, eine gleichbleibende Verletzung hervorruft und sicher und gut verträglich ist. Dieser Ansatz eignet sich gut für Forscher, die einen milderen Grad der Lendenwirbelscheibendegeneration induzieren wollen, als dies bei der traditionellen chirurgischen Annulotomie (unveröffentlichte Daten) für die Untersuchung von Bandscheibendegeneration oder regenerativen Therapien beobachtet wurde. Diese Ergebnisse werden in einer bevorstehenden Veröffentlichung beschrieben.

Protokoll

Das in diesem Manuskript beschriebene Protokoll folgt den Tierschutzrichtlinien der Monash University Tierethik. Tierethik Genehmigung für dieses Protokoll wurde von Monash University Tierethik gewährt. Ethik-Zulassungsnummer: MMCA / 2014/55

1. Schaf Vorbereitung

HINWEIS: Mutterschafe im Alter von zwei bis vier Jahren wurden benutzt.

1. Fast Schaf für 18 Stunden vor der Anästhesie. Geben Sie den Tieren bis 6-12 Stunden vor dem Betrieb Wasser zu.
2. Sedierte Tiere durch intravenöse Injektion von Medetomidin-Hydrochlorid (0,015-0,020 mg / kg), um den Transfer in die operative Suite zu erleichtern.
   ANMERKUNG: Das Medetomidin-Hydrochlorid dient zur Verringerung von Tierstress und Rühren, die mit der Trennung von anderen Tieren zur Übertragung in die Operationssuite verbunden sind.
3. Injizieren Sie Thiopenton (10-13 ml / kg) zur Induktion der Anästhesie bei der Ankunft in die Operationssuite.
4. Prophylaktische Intra-Venöse Antibiotika (Amoxicillin 1 g IV) unmittelbar nach der Thiopenton-Injektion.
5. Intillate Schafe mit einer Größe 7,5-9 mm (Innendurchmesser) Endotrachealtubus ²⁰ .
6. Die Anästhesie mit inhaliertem Isofluran (2-3%) in 100% Sauerstoff mit einer Durchflussrate von 2 l / min aufbewahren. Bringen Sie ein Pulsoximeter an das Ohr des Schafs an.
7. Die Vitalzeichen des Schafs (Herzfrequenz, Atemfrequenz und Sauerstoffsättigung über Pulsoximeter und Beobachtung) und das Bewusstseinsniveau genau überwachen.
   ANMERKUNG: Indikatoren der leichten Anästhesie wie spontanes Kauen, aktive Regurgitation und spontane Bewegungen sollten eine Erhöhung des Niveaus der Anästhesie veranlassen. Rote Fahnenzeichen, die auf eine dringende Aufhellung der Anästhesie hindeuten, sind der Atemkompromiss und die schwere Bradykardie. Die Rotation des Auges ist kein konsequenter Indikator für die Tiefe der Anästhesie bei Schafen ¹⁹ .

2. Disc Level und Incision

1. Sammle das sFür diesen Vorgang erforderliche dringende Werkzeuge: Veterinärklammern, 20 mL Luer-Lock-Spritze, 21G IV Nadel, # 4 Skalpellgriff, # 22 Skalpellklingen, Gillies Gewebezange, Metzenbaum gebogene Sektionsschere, Deaver Retraktor, Hohmann Retraktor Klinge, 3,5 mm Brad Punktbohrer, Bohrerstopp, Bohrer, autoklavierbarer Veterinärbohrer, Nadelhalter, 2-0 absorbierbare synthetische geflochtene Nähte, 3-0 absorbierbare synthetische geflochtene Naht und Mayo Nahtschere.
2. Bereiten Sie die Betriebssuite vor. Den operativen Tisch und den Instrumentenständer mit 70% Ethanol reinigen. Autoklav alle chirurgischen Instrumente vor dem Betrieb. Führen Sie eine präoperative Anästhesieprüfung durch.
3. Legen Sie die Schafe auf den Operationstisch in die rechte Seitenlage.
4. Mit Hilfe von elektronischen Klammern rasieren sie den von den unteren Rippen überlegenen Bereich, unterhalb des iliakalen Knochens, medial durch die kontralateralen Lendenwirbelfortsätze und etwa 10 cm lateral zu den ipsilateralen Lendenwirbelsägen.
5. Palpate der Beckenkamm, lumbale transversale Prozesse (L1-6) und costo-vertebralen Winkel für die Landmarken für chirurgische Inzisionsstelle. Markiere diese Landmarken mit einem sterilen Stift.
6. Bereiten Sie den lateralen Abdomen vor, indem Sie mit Chlorhexidin und alkoholischer Iodid-Antiseptikum waschen.
7. Beobachten Sie standardmäßige chirurgische aseptische Techniken während des gesamten Betriebs. Das chirurgische Team schrubbt vor der Operation. Legen Sie eine sterile fenestrated quadratischen drapieren über die chirurgische Website, und eine große sterile quadratische drapieren auf dem Overhead-Tisch.
   1. Sterilisieren Sie alle Gegenstände, die vor der Operation innerhalb der operativen Seite verwendet werden sollen. Überwachen und pflegen die Sterilität der chirurgischen Stelle während des gesamten Betriebs. Sicherstellen, dass alle Gegenstände, die in das sterile Feld eingeführt werden, steril sind und steril übertragen werden.
8. Verwenden Sie die chirurgische Lupe Vergrößerung und ein Scheinwerfer, um die Visualisierung während der chirurgischen Verfahren zu erleichtern.
9. Einen Längsschnitt machenMit der # 22 Skalpell Klinge an der # 4 Skalpell Griff parallel zu und 1 cm anterior zu ein bis zwei lumbalen transversalen Prozesse über und unterhalb der Bandscheiben Ebenen von Interesse.
   HINWEIS: Weitere Informationen zur Inzisionsplanung finden Sie in der Diskussion.
10. Benutze die monopolare Diathermie, um das darunterliegende subkutane Gewebe und den lateralen Aspekt der Bauchwandmuskulatur zu teilen; Richten Sie die Dissektion auf die Spitzen der Lendenwirbelsäulen über und unterhalb der Bandscheiben von Interesse.
11. Teilen Sie die Thorakolumbar-Fascia in Längsrichtung an der Befestigung an den Querfortsätzen.
12. Visualisieren und bewahren die zugrunde liegenden quadratus lumborum , psoas Muskeln und die durchqueren neurovaskulären Bündel.
13. Hervorhebung der Hämostase durch das Verfahren mit Diathermie.
14. Kehren Sie die Finger zwischen der Ebene des Peritoneums und der hinteren Bauchwandmuskulatur an der exponierten ZwischenwirbelsäuleSc-Levels, um eine digitale, stumpfe Dissektion durchzuführen.
15. Ziehen Sie die quadratus lumborum und psoas Muskeln posterolateral mit einem Deaver Retraktor, um die Zwischenwirbelscheiben weiter auszusetzen.
16. Palpat für die konkaven Zwischenwirbelkörper und die konvexen Bandscheiben.
17. Positionieren Sie die Retraktoren sofort über die Scheiben und achten Sie darauf, dass Lendenwirbel nicht beschädigt werden.
18. Mit der chirurgischen Lupe Vergrößerung mit einem Scheinwerfer, identifizieren die Lendenwirbel, die etwa 1 cm kaudal an der unteren Endplatte befinden.
19. Führen Sie eine intraoperative laterale Röntgenstrahlung, um die Disc-Ebene zu bestätigen. ²¹
    Hinweis: Röntgenaufnahme: 47kV; 4 mAs ²¹
20. Abhängig von den gewünschten Plattenebenen die Zwischenwirbelscheibe durch Trennen der umgebenden Strukturen und Anhänge wie unten aussetzen.
    1. Für die Stufen L3 / 4 und oben, beiseite die Muskelaufsätze über die diSc mit digitalen stumpfen Sektionen.
    2. Für die Stufen L4 / 5 und unten, schneiden Sie die dickeren sehnenähnlichen Muskelaufsätze über die Scheibe mit bipolaren Diathermie und Schere.
       HINWEIS: L6 / S1-Disc kann aufgrund von Obstruktion durch den Beckenkamm schwer zugänglich sein. Wenn der Zugang nicht über den lateralen Ansatz erreicht werden kann, kann ein anteriorer Ansatz genutzt werden.

3. Bohrerverletzung

HINWEIS: Die präoperative Planung beinhaltet die Zuordnung von Verletzungs- / Behandlungsniveaus und Kontrollstufen. Weitere Informationen zur Niveauverteilung finden Sie in der Diskussion.

1. Definieren Sie den Bohrer-Einstiegspunkt, indem Sie die linken seitlichen und vorderen Extremitäten der Bandscheibe beobachten.
   HINWEIS: Der Einstiegspunkt befindet sich am Mittelpunkt dieses linken anterolateralen Quadranten (definiert durch die vorderen und lateralen Extremitäten der Scheibe). Der Bohrer wird an dieser Einstiegsstelle mit einer abgestimmten Flugbahn eingefügtIn Richtung der Mitte der Bandscheiben und gerichtet leicht kranial bis senkrecht.
2. Setzen Sie einen Brad-Punkt-Bohrer in den Bohrer ein. Stellen Sie sicher, dass der Durchmesser des Bohrmeißels etwas kleiner ist als die Bandscheibenhöhe, dh 3,5 mm für die Lendenwirbelscheibe in 60-70 kg Schaf.
   1. Tragen Sie einen Bohrerstopp auf, um eine ungeschützte Bohrerlänge von etwa dem halben Durchmesser der Lendenwirbelscheibe zu liefern, dh ~ 12 mm für Lendenwirbelscheiben in 60-70 kg Schaf.
3. Tragen Sie den Bohrer auf den Einstiegspunkt und richten Sie ihn in eine Trajektorie, die leicht kranial zur Mitte der Bandscheibe ist. Die leichte Schädelwinkelung besteht darin, das Risiko einer Verletzung der Endplatte zu minimieren.
4. Den Bohrer langsam in die Bandscheibe mit dem Bohrer bei niedriger Leistung für 1 s vorrücken. Stellen Sie die Trajektorie in einer leichten Schädel- oder Schwanzart ein, wenn ein übermäßiger Widerstand auftritt
   HINWEIS: SoÜbermäßiger Widerstand zeigt wahrscheinlich den Kontakt mit der Endplatte an.

4. Verschluss

1. Sobald die Hämostase erreicht ist, bewässern Sie die Wunde mit der Lösung von Ringers.
2. Führen Sie einen geschichteten Verschluss, vorzugsweise mit 2-0 absorbierbaren synthetischen geflochtenen Nähten zu den seitlichen Bauchwandgeweben und kontinuierlichen 3-0 ungefärbten absorbierbaren synthetischen geflochtenen subkutikulären Naht auf die Haut.

5. Postoperatives Management

1. Legen Sie ein Fentanyl-transdermales Pflaster (75 μg / h) im Leistenbereich für die postoperative Analgesie für 3 Tage ein.
2. Darüber hinaus verwenden Sie intravenöses Buprenorphin (0,005-0,01 mg / kg) für die Auffrischung der Analgesie bei Bedarf.
3. Hören Sie das Inhalationsanästhetikum auf. Wenn spontane Atmung auftritt, entfernen Sie das Endotrachealtubus.
4. Lassen Sie das Tier in einem Haltekäfig unter ständiger Beobachtung wiederherstellen.
   HINWEIS: Das Tier sollte nicht unbeaufsichtigt bleiben, bis es genügend Konsto gewannDie Gewohnheit, die sächsische Wiederholung zu behalten.
5. Sobald das Tier völlig wach und stehend ist, bringen Sie Nahrung und Wasser wieder ein. Sobald sie vollständig erholt sind, bringen Sie das Tier wieder in seine operative Einrichtung mit Stift mit anderen Tieren.
6. Nach ca. 24 Stunden genau beobachten und die Beobachtung für eine Woche fortsetzen. Monitor für Beweise für post-chirurgischen Schmerzen oder Not.
   ANMERKUNG: Postoperative transdermale Fentanyl-Patch, die für drei Tage angewendet wurde, sollte eine ausreichende Analgesie liefern. Zusätzliche schmerzstillende Anforderungen sollten die Tierüberprüfung veranlassen.
7. Füttere die Schafe normalerweise und erlaube den Schafen, normale Aktivitäten ohne Einschränkung durchzuführen. Beobachten Sie die Schafe für irgendwelche Beweise für neurologische Defizit wie Lahmheit.
   HINWEIS: Der durch die Bohrer-Verletzungsmethode erzeugte Bandscheiben-Defekt ist auf dem anterolateralen Aspekt der Scheibe und die Verletzungstiefe wird durch den Bohrer-Stopp zum Mittelkern begrenzt. Da die neuronalen Elemente posterior / posterolateral zur Zwischenwirbelscheibe liegen,Das Risiko des neuralen Kompromisses sekundär zum symptomatischen Kern pulposus ist entfernt. Dieses anatomische Merkmal des Modells schließt den Gebrauch der neurologischen Untersuchung aus, um die Bandscheibendegeneration mit und ohne Kern-Pulposus-Herniation zu unterscheiden.
8. Bringe die Schafe zur Universitätsfarm zurück, um die Sterbehilfe und Nekropsie am Ende der Versuchszeit zu erwarten.

6. Euthanasie

1. Führen Sie Schaf-Euthanasie in einem geeigneten Zeitintervall nach Bohrkrone Zwischenwirbelscheibenverletzung.
2. Intravenöses Pentobarbiton-Natrium (> 100 mg / kg) für die Euthanasie injizieren.

Ergebnisse

Präoperativ wurde Schaf Baseline 3T Magnetresonanztomographie (MRT) zur Beurteilung der zugrunde liegenden Bandscheibenmorphologie und Degeneration. Schafe unterzog sich einer zusätzlichen intraoperativen lateralen Röntgenuntersuchung zur Bestätigung der Bandscheibenhöhe und zur Berechnung des Scheibenhöhenindexes. Eine präoperative sagittale Ebene von 3T MRT und eine intraoperative Röntgenaufnahme sind in Abbildung 1 dargestellt.

Diskussion

Dieser minimal-invasive laterale Zugangsansatz ist wirksam und sicher ohne postoperative Hernien, abdominale Wunddehiszenz oder Infektion in dieser Serie beobachtet. Die Verwendung des Bohrmeißel-Bandscheibenverletzungsmodells mit einem Tiefenanschlag stellt eine reproduzierbare Methode zur Verursachung einer gleichbleibenden Bandscheibenverletzung der bekannten Abmessung ( dh einer Tiefenverletzung von 3,5 mm Durchmesser x 12 mm in dieser Studie) bereit. Nach unserer Erfahrung erzeugt diese Methode einen weni...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Medetomidine Hydrochloride (10 mL Injection)	Therapon/Zoetis	PFIDOM10	Multiple suppliers: Zoetis/Ilium
Thiopentone	Troy	Triothiopentone	Multiple suppliers: Neon Laboratories, Jagsonphal Pharmaceuticals
Isoflurane (2 - 3 % in oxygen)	Baxter	AHN3636	Multiple suppliers: Baxter/VetOne
Amoxicillin parenteral	GlaxoSmithKline	JO1CA04	Multiple suppliers: GlaxoSmithKline/Merck
Bupivacaine (0.5% Injection 20 mL)	Pfizer	005BUP001	Multiple suppliers: Pfizer/AstraZeneca
PVD Iodine Solution	Jurox	61330	Multiple suppliers: Jurox/Orion
Chlorhexidine 5%w/v	Jurox	Chlorhex C 5L (SCRUB)	Multiple suppliers: Jurox/Pfizer
Transdermal Fental Patch (75 μg/h)	Janssen-Cilag	S8-Dur7.5	Multiple suppliers: Sandoz
Buprenorphine iv	Jurox	504410	Multiple suppliers: LGM Pharma
Atipamezole (Antisedan 0.06 mg/kg - 0.08 mg/kg)	Zoetis	PFIANT10	Multiple suppliers: Ilium
Oster Golden A5 2-Speed Clippers	Oster	078005-140-003	Oster
20 mL luer lock syringe	Terumo	6SS+20L	Multiple suppliers: Medshop Australia/Terumo
21 G IV needle	Terumo	SG3-1225	Multiple suppliers:Medshop Australia/Terumo
#4 scalpel handle	Austvet	AD010/04	Multiple suppliers: Austvet/SurgicalInstruments
#22 scalpel baldes	Austvet
Gillies tissue forceps	Austvet	AB430/15	Multiple suppliers: Austvet/SurgicalInstruments
Metzenbaum curved dissecting scissors	Austvet	AC101/14	Multiple suppliers: Austvet/SurgicalInstruments
Deaver retractor	Surgical Instruments	23.75.03	Multiple suppliers: Surgical Instrument/Austvet
Hohmann retractor	Austvet	KA173/35	Multiple suppliers: Austvet/SurgicalInstruments
Mayo suture scissors	Austvet	AC911/14	Multiple suppliers: Austvet/SurgicalInstruments
Needleholder 14 cm	EliteMedical	18-1030	Multiple suppliers: EliteMedical/Austvet
CMT 3.5 mm Brad-Point Drill	Carbatec	516-035-51	Multiple suppliers: Southeast Tool/Carbatec
Drill Bit Stop 4 mm	Drill Warehouse	20121600	Multiple suppliers: Amazon
Bosch 10.8 V Cordless Angle Drill	Get Tools Direct	GWB10.8V-LIBB	Multiple suppliers:Bunnings/Get Tools Direct
Autoclavable veterinary drill bag	AustVet	DRA043-AV	AustVet
2-0 absorbable synthetic braided sutures	Ethicon	VCP335H	Ethicon
3-0 absorbable synthetic braided sutures	Ethicon	VCP232H	Ethicon
Siemens 3 Tesla Skyra Widebore MRI	Siemens	N/A	Siemens
9.4 Tesla Agilent (Varian) MRI	Agilent Technologies	N/A	Agilent Technologies
Atomscope HF 200 A Radiogaph	Radlink	330003A	Multiple Suppliers: Radlink/DLC Australia
Veterinary Pulse Oximiter	DLC	192500A	Multiple suppliers: DLC Australi Pty Ltd/AustVet