Systematische Bewertung des Wohlbefindens bei Mäusen für Verfahren mit Vollnarkose

Zusammenfassung

Wir entwickelten ein Protokoll, um Wohlbefinden bei Mäusen bei Operationen mit Vollnarkose zu beurteilen. Eine Reihe von Verhaltensstörungen Parameter angibt Ebenen des Wohlbefindens sowie Glukokortikoid-Metaboliten analysiert wurden. Das Protokoll dient als eine allgemeine Hilfe, Schweregrad in einer wissenschaftlichen, Tier-zentrierte Weise zu schätzen.

Zusammenfassung

Im Einklang mit der 3R Prinzip (Ersatz, Reduzierung, Verfeinerung) entwickelt von Russel und Burch, sollten wissenschaftlicher Forschung Alternativen zu Tierversuchen, wann immer möglich verwenden. Wenn es keine Alternative zu Tierversuchen, sollte die Gesamtzahl der Versuchstiere das Minimum benötigt, um wertvolle Daten zu erhalten. Darüber hinaus sollten entsprechende Verfeinerung Maßnahmen zur Minimierung von Schmerzen, leiden und Ängsten begleitet die Versuchsdurchführung angewandt werden. Die Kategorien verwendet, um den Grad der Schmerzen, leiden und Ängsten zu klassifizieren sind Nichteinziehung, leichter, mittelschwerer oder schwerer (EU-Richtlinie 2010/63). Um festzustellen, welche Kategorien im Einzelfall gelten, ist es wichtig, wissenschaftlich fundierte Werkzeuge einzusetzen.

Die gut-Wohlbefinden-Protokoll hier vorgestellten richtet sich an Verfahren, während die allgemeiner Anästhesie verwendet wird. Das Protokoll konzentriert sich auf die Heimat Käfig Aktivität, die Maus Grimasse Skala und Luxus Verhaltensweisen wie wühlen und Nestbau Verhalten als Indikatoren für das Wohlbefinden. Darüber hinaus nutzt das kostenlose explorative Paradigma für Trait Angst-Verhalten. Fäkale Corticosteron Metaboliten als Indikatoren von akutem Stress werden im 24-h Post-Narkose Zeitraum gemessen.

Das Protokoll bietet wissenschaftlich fundierte Informationen auf das Wohlbefinden von Mäusen nach der Vollnarkose. Aufgrund seiner Einfachheit kann in einer geplanten Studie des Protokolls leicht angepasst und integriert werden. Obwohl es keine Waage, um die Not in den Kategorien gemäß der EU-Richtlinie 2010/63 klassifizieren bereitstellt, kann es helfen, Forscher des Schweregrades eines Verfahrens mit wissenschaftlich fundierten Daten zu schätzen. Es bietet eine Möglichkeit, die Bewertung des Wohlbefindens in gewissem Sinne wissenschaftliche, Tier-zentriert zu verbessern.

Einleitung

EU-Richtlinie 2010/63¹ besagt, dass das 3R-Prinzip (Ersatz, Reduction, Refinement) entwickelt von Russel und Burch² ist anzuwenden, wenn Tierversuche notwendig sind. Das ultimative Ziel der EU-Richtlinie ist es, alle Tierversuche auslaufen, aber die Richtlinie räumt ein, dass vorerst, einige Tierversuche noch benötigt werden, zu forschen, die menschliche und tierische Gesundheit schützen. So, wenn ein Tierversuch durch irgendeine alternative Methode ersetzt werden kann, ist nur die minimale Anzahl von Versuchstieren verwendet werden, um zuverlässige Ergebnisse zu erhalten. Darüber hinaus sollte die Menge an Schmerzen, leiden und Ängsten begleitenden experimentelle Verfahren mit entsprechenden Verfeinerung Maßnahmen minimiert werden. EU-Richtlinie 2010/63 besagt, dass die schwere eines Verfahrens prospektiv als Nichteinziehung, leichter, mittelschwerer oder schwerer¹einzustufen ist. Wie schwere Einstufung auf einer Schachtel-durchschachtel Grundlage entschieden wird, ist es wichtig, wissenschaftlich fundierte Werkzeuge, um den Schweregrad eines bestimmten Verfahrens zu schätzen.

Wertungsbögen von Morton und Griffith³ vorgeschlagenen sind ein wichtiges Instrument bei der Erkennung von Abweichungen vom Normalzustand, einschließlich negative Auswirkungen auf Wohlbefinden,⁴. Bewertungsbögen werden verwendet, um im Nachhinein festzustellen, Schmerzen, leiden, und Not verursacht durch ein Experiment und konzentrieren sich auf sichtbare Veränderungen in den körperlichen Zustand des jeweiligen Tieres (z.B.Körpergewicht, Fell, Gang). Obwohl Anhang VIII der EU-Richtlinie 2010/63 Beispiele für jede schwere Kategorie bietet, basierend Forscher noch fehlende Werkzeuge abzuschätzen Schweregrad eines bestimmten Verfahrens wissenschaftlich mit Daten.

Das Fehlen von Indikatoren, die negative Wohlbefinden ist nicht die einzige Möglichkeit, den Zustand des Tieres zu bestimmen; das Vorhandensein von Indikatoren, die auf positive Wohlbefinden ist auch wichtig,^5,6,7,8. Zum Beispiel Tiere anzeigen Luxus Verhaltensweisen wie Graben und nisten Gebäude Verhalten nur, wenn ihre Grundbedürfnisse erfüllt sind. Wenn Wohlbefinden verringert wird, sind Luxus Verhaltensweisen die ersten^5,7zurückgehen. Protokolle verwendet werden, bei der Beurteilung der Wohlbefinden gehören Indikatoren, die auf physikalischen, physiologischen/biochemische und psychische Zustände der Tiere um ihr Wohlbefinden in einer detaillierten und umfassenden Weise⁹zu bewerten.

Ein Protokoll wurde im Rahmen der Verfeinerung um diese Anforderungen zu erfüllen und um die Auswirkungen eines Verfahrens mit Vollnarkose auf das Wohlbefinden von Mäusen¹⁰entwickelt. Zur gleichen Zeit war das Ziel, zusätzlichen Stress zu ermöglichen die einfache Integration des Protokolls in einem bestimmten Experiment zu minimieren. Das Protokoll sieht wühlen Verhalten, nach Hause Käfig Verhalten wie Aktivität, Nahrungsaufnahme und Verschachtelung und Trait Angst-Verhalten. Darüber hinaus enthält es die Maus Grimasse Skala (MGS) und die nicht-invasive Analyse von Corticosteron Metaboliten im Kot. Das Protokoll ist entworfen, um die Bewertung des Wohlbefindens in gewissem Sinne wissenschaftliche und Tier-zentriert zu erleichtern und Informationen über Wohlbefinden, das die Einstufung des Schweregrades unterstützt. Neben Wertungsbögen können sie nützliche Informationen für die Einstufung der Schwere eines Verfahrens bereitstellen. Das Protokoll ist einfach durchzuführen und erfordert keine umfangreiche Ausrüstung, kann es in ein laufendes Experiment ohne Einfluss auf die Ergebnisse einer Studie integriert werden. Ist anzumerken, dass Animal Research: Berichterstattung von In Vivo Experimente (Ankunft) Leitlinie¹¹ soll in allen Studien mit dem Ziel der Verbesserung von Design, Analyse und Berichterstattung tierexperimentelle beobachtet werden.

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Protokoll

Die Studie wurde nach dem deutschen Tierschutzgesetz festgelegten Leitlinien durchgeführt und von der Berliner staatlichen Behörde genehmigt wurde ("Forschungsdefizite Für Gesundheit Und Landeserziehungsgeld", Genehmigung Nummer: G0053/15).

Hinweis: Das Hauptziel dieses Protokolls war die Wirkung der wiederholten Narkose auf Glukokortikoid-Metaboliten untersuchen. Eine Beispielrechnung Größe wurde durchgeführt, um festzustellen, die Zahl der Tiere verwendet werden: n ≥ 2 (s / µ₁- µ₂) ײ × (Z_α + Z_β)². µ-₁- µ₂ ist der Unterschied zwischen Bevölkerung Mittel, bei denen Leistung und Probe Größe Berechnungen erfolgen (α = 5 %, β = 80 %); Z_α = 1,96 und z_β = 0,84 sind die Quantile der Standardnormalverteilung. Abbildung 1 zeigt die Zeitleiste dieses Protokolls. Ergibt ein Parameter des Protokolls einen Unterschied mit der Leitebene, das Tier sollten engmaschig überwacht, und der Parameter sollte wieder nach einem geeigneten Zeitraum gemessen werden. Zum Beispiel wenn Merkmal Angst Verhalten erhöht wird, sollte dieses Verhalten wieder eine Woche später getestet werden um festzustellen, dass der Zeitraum bis zur endgültigen Genesung. Zeitpunkte und Perioden, die in diesem Protokoll können für die Verwendung mit anderen Verfahren angepasst werden. Beim Wechsel von Zeitpunkten sollte Gewöhnung Perioden gehalten werden, wie im Protokoll beschrieben. Um Faktoren zu reduzieren, die die Mäuse Verhalten beeinflussen könnten, sollten Tests erfordern mehr Manipulation nach Tests durchgeführt werden, die das normale Verhalten von Mäusen nicht stören. Abbildung 2 fasst alle Tests des Protokolls mit einer Zusammenfassung Wertungsblatt. Abbildung 3 bietet vereinfachte Waagen der Klasse des Wohlbefindens, die geben einen Überblick über die Testergebnisse interpretieren.

(1) Mäuse zur Handhabung von Experimentator förderliche

1. Können Sie Mäuse zu gewöhnen, das Tierhaus für mindestens 2 Wochen, nachdem sie von einer anderen Anlage oder Lieferanten vorliegen.
2. Beherbergen Sie Mäuse in Gruppen und pflegen sie unter Standardbedingungen (Temperatur 22 ± 2 ° C; Relative Luftfeuchtigkeit 55 ± 10 %) auf einem hell: Dunkel-Zyklus von 12:12 Uhr.
3. Alle Gruppen mit einem Tunnel und Baumwolle Nestlets als standard Bereicherung bieten und liefern Nahrung und Wasser Ad Libitum.
4. Gewöhnen Sie alle Mäuse, die Tunnel und/oder Behandlung mindestens eine Woche vor dem Test¹²Tasse.
   Hinweis: Abholung Mäuse am Schwanz induzieren kann, Stress oder Angst, die wiederum Auswirkungen auf Wohlbefinden und wirkt sich auch auf die Ergebnisse dieses Protokolls¹².

2. Vorbereitung des Verhaltens Testraum und Apparate

Hinweis: Bieten Sie einen separaten Raum für die Prüfung, idealerweise in der Nähe der Zimmer, wo die Tiere gehalten werden. Transportieren Sie die Mäuse in ihren Hause Käfigen zum Test Zimmer mindestens 60 min., bevor das Verfahren durchgeführt wird. Wenn möglich, führen Sie alle Tests dieses Protokolls in der gleichen Testraum, wo der Eingriff durchgeführt wird.

1. Bereiten Sie eine Beobachtung Käfig, grabende Verhalten⁸ zu testen und zu fotografieren für den Einsatz in der MGS-¹³ (Abbildung 4).
   1. Verwenden Sie ein Glaskasten mit einer Grundfläche von ca. 220 mm × 290 mm und einer Höhe von 390 mm.
   2. Bedecken Sie den Boden der Box mit ca. 0,5 cm Einstreu.
   3. Streuen Sie eine Handvoll gebrauchte Einstreu aus dem Hause Käfig auf die neuen Einstreu, Belastung durch die neue Umgebung zu reduzieren.
   4. Stellen Sie Lebensmittel, die gleiche Art, die normalerweise als Nahrung und Wasser versorgt wird.
      Hinweis: Wenn möglich, verwenden Sie Wasserflaschen, weil Mäuse Wasserschalen mit Einstreu füllen können.
2. Bereiten Sie einen Käfig (Typ III: 420 mm × 260 mm × 150 mm) für die 24-h Beobachtungszeitraum für die Mäuse einzeln untergebracht sind (Abbildung 5).
   Hinweis: Um die Dauer der einzelnen Gehäuse zu minimieren, sammeln Sie Daten für Nestbau Verhalten, nach Hause Käfig Aktivität, Nahrungsaufnahme und fäkale Corticosteron Metaboliten (FCM) während dieser Periode.
   1. Statt neue Einstreu in den Käfig (ca. 0,5 cm tief) und streuen eine Handvoll gebrauchte Einstreu ohne Kot aus dem Hause Käfig auf das neue Material, um Stress zu reduzieren.
   2. Geben Sie eine standardisierte quadratische Baumwolle Nestlet von definiertem Gewicht, wie Umweltanreicherung nur (siehe Tabelle der Materialien)¹⁴.
      Hinweis: Kommerzielle Nestlets können in Gewicht abweichen. Daher wir das Gewicht der Nestlet von Diakon beschrieben geändert und 2,0 g statt 2,7 g¹⁴verwendet.
   3. Den Infrarot-Sensor auf der Oberseite des Käfigs zu montieren, wenn einen Infrarot-Sensor verwenden, um nach Hause Käfig-Aktivität zu messen (siehe Tabelle der Materialien).
   4. Nahrung, die gleiche Art, die normalerweise als Diät, angegeben ist und Wasser Ad Libitum.

3. Maus Grimasse Skala

Hinweis: Fotos für die MGS in den Käfig der Beobachtung zu drei Zeitpunkten getroffen werden: (i) 2 Tage vor dem Eingriff zu Rekord Ausgangswert MGS, (Ii) 30 min. nach dem Eingriff und (Iii) 150 min nach dem Eingriff. Wenn Wohlbefinden beeinträchtigt ist, erhöhen auf die MGS punktet. Wenn erhöhte MGS Noten nach 150 min noch beobachtet werden, fotografieren Sie zusätzliche zu einem späteren Zeitpunkt.

1. Verwenden Sie eine High-Definition-Kamera für die Fotografie.
2. Sanft übertragen Sie die Maus in den Käfig Beobachtung und lassen Sie die Maus, um auf die neue Umgebung für mindestens 30 min zu gewöhnen.
3. Kontinuierlich dauert ca. 30-40 Fotos für jedes Mal zeigen innerhalb von 1-2 Minuten.
4. Sortieren Sie alle Fotos, indem Sie die scharfen frontale oder seitliche Fotos auswählen und verwerfen von verschwommenen Fotos oder Fotografien, die Maus Gesichter aus anderen Perspektiven als frontale oder seitliche Ansicht zeigen.
5. Nach dem Zufallsprinzip wählen Sie ein Foto aus jeden Zeitpunkt, (also 2 Tage vor der Prozedur, 30 min nach dem Eingriff und 150 min nach dem Eingriff) für jede Maus.
6. Schneiden Sie die Fotos, um nur den Kopf der Maus zeigen, so dass die Körperposition nicht sichtbar¹³ist.
7. Erstellen Sie eine Kalkulationstabellendatei mit ein Blatt für jedes Foto und fügen Sie eine Tabelle, einschließlich der fünf Gesichts Aktion Maßeinheiten der MGS, jedes Blatt.
   Hinweis: Die Datei enthält Baseline-Fotos sowie Fotos Post Verfahren.
8. Variieren Sie die Reihenfolge der Blätter.
9. Präsentieren Sie die Datei auf einem Computer-Bildschirm drei unabhängigen Personen, die zuvor trainiert wurden, verwenden die MGS von Langford Et Al. entwickelt und lassen die facial Action-Einheiten mit einem 3-Punkte-Skala Punkten (0 = nicht vorhanden, 1 = mäßig vorhanden, 2 = offensichtlich vorhanden).
   Hinweis: Scoring basiert auf folgenden Parameter¹³: Orbital anziehen ("Verengung des Bereichs orbital mit einem dicht geschlossenen Augenlid oder ein Auge Squeeze"); Nase Ausbuchtung ("gerundet Verlängerung der Haut sichtbar auf der Brücke der Nase"); Wange Ausbuchtung ("konvex Erscheinung von der Wange Muskel"); Ohr-Position ("Ohren auseinander gezogen und wieder von ihrer Grundlinienposition oder mit vertikalen Graten jene Form aufgrund der Spitzen der Ohren zurück gezogen"); Whisker Änderung ("Bewegung der Schnurrhaare von ihrer Grundlinie positionieren Sie entweder rückwärts, gegen das Gesicht oder nach vorne, als ob am Ende; Schnurrhaare können auch verklumpen").
10. Analysieren von Partituren, wie folgt (adaptiert von Langford Et al. ( ¹³).
    1. Durchschnittlich alle facial Action-Einheiten für jedes Foto um die MGS Partitur zu generieren.
       Hinweis: Wenn eine Gesichtsbehandlung Aktion Einheiten nicht erzielt werden konnte, Durchschnitt die Resteinheiten facial Action.
    2. Subtrahieren Sie den Mittelwert für die Baseline-Fotos vom Mittelwert für die Fotos Post Verfahren für jede Maus ein MGS Unterschied Ergebnis zu erhalten.
    3. Test für Unterschiede in den Partituren MGS Unterschied zwischen den Personen (nichtparametrische Test für Verwandte Proben).
       Hinweis: Besteht ein signifikanter Unterschied (p < 0,05), festzustellen Sie, ob Resultate von allen Fotos oder nur Resultate von ein paar Fotos zwischen den Personen unterscheiden. Wenn Letzteres zutrifft, wiederholen Sie die Bewertung dieser Fotografien. Andernfalls sollten Personen wiederholen der MGS-Training und dann die Fotos wieder Punkten.
    4. Durchschnittlich erreicht die MGS Unterschied Noten aus den verschiedenen Torschützen für jede Maus, wenn Ergebnisse aller Personen nicht wesentlich unterscheiden.
    5. Verwenden Sie einen nichtparametrischen statistische Test der MGS Unterschied Kerben im Durchschnitt zwischen den Studiengruppen vergleichen.

(4) Graben Verhalten^8,15,16

1. Bereiten Sie Höhlen, indem man 140 ± 2 g Lebensmittel Pellets normalerweise als Ernährung in einem standard opaken Kunststoff Flasche Wasser (250 mL, 150 mm Länge, 55 mm Durchmesser, 45 mm Durchmesser der Flaschenhals)⁸geliefert.
   Hinweis: Da Mäuse große Röhren bevorzugen, Höhlen mit einem Durchmesser von 68 mm einsetzbar wie von Diakon¹⁶beschrieben.
2. Ort der Höhle voller Lebensmittel Pellets im Hause Käfig 5 Tage vor dem Eingriff zum akklimatisieren.
   Hinweis: Die regelmäßige Essen-Abgabe Einheit im Käfig sollte nicht entleert werden aber sollte auch mit Essen Pellets gefüllt bleiben, da Mäuse verwendet werden dazu.
3. Führen Sie den Test zweimal, 2 Tage vor dem Eingriff (Baseline); die letzten 30 min Post Verfahren durchführen.
   1. Lassen Sie die Maus für mindestens 30 min an der Beobachtung Käfig gewöhnen, wo für die MGS fotografiert wurden.
   2. Legen Sie die Plastikflasche Wasser gefüllt mit Essen Pellets parallel an der hinteren Wand des Käfigs Beobachtung.
   3. Wiegen Sie essen Pellets (g) noch in den Fuchsbau nach 2 h.
4. Berechnen Sie das Gewicht von Essen Pellets aus der Höhle von Mäusen im Vergleich zu ursprünglichen Gewichts (%) entfernt.

(5) 24-h Beobachtungszeitraum

Hinweis: Mäuse sind individuell, wie unter 2.2 untergebracht. (Abbildung 5), für einen Zeitraum von 24 h, um Nahrung zu messen Aufnahme, nach Hause Käfig Aktivität nisten Gebäude Verhalten und FCM Ebenen. Die 24-h-Beobachtung findet zweimal statt: (i) 2 Tage vor dem Eingriff für Ausgangswerte, (Ii) am Tag des Eingriffs.

1. Nahrungsaufnahme
   1. Wiegen Sie die Mäuse in regelmäßigen Abständen (z. B. 2 Tage vor der Narkose, unmittelbar vor der Narkose, 2 Tage nach der Narkose und wöchentlich nach der Narkose), um Änderungen des Körpergewichts (Bestandteil der Bewertungsbogen) zu bewerten.
      Hinweis: Körpergewicht ist erforderlich, um Nahrungsaufnahme pro Gramm Körpergewicht zu berechnen. Wasseraufnahme kann auch während des Beobachtungszeitraums von 24 h gemessen werden. Wenn Nahrungsaufnahme reduziert wird, kann Wohlbefinden beeinträchtigt werden.
   2. Bestimmen Sie das Ausgangsgewicht der standard Food Ernährung (Gramm) in der Lebensmitteleinheit des Käfigs (ca. 100 g) zur Verfügung gestellt.
   3. Bestimmen Sie das Gewicht der standard Food Ernährung am Ende des Beobachtungszeitraums 24-h.
   4. Scannen der Käfig-Seite unter das Essen Gerät sorgfältig auf Essen verschütten und fügen zusätzliche Nahrung Pellets gefunden, um das Gewicht der Lebensmittel Pellets bleiben in der Lebensmitteleinheit.
   5. Berechnen Sie Nahrungsaufnahme pro Einheit Körpergewicht.
2. Home-Käfig-Aktivität
   Hinweis: Die folgenden Anweisungen beziehen sich auf die Nutzung eines Infrarot-Sensors (siehe Tabelle der Materialien), aber nach Hause Käfig Tätigkeit auch mit alternativen Programmen beurteilt werden kann. Abweichung nach Hause Käfig Aktivität von Gruppenstufen (z.B. Hypoaktivität, Hyperaktivität) kann ein Zeichen von Wohlbefinden beeinträchtigt sein.
   1. Starten Sie das Programm.
   2. Wählen Sie ein Probe-Intervall von 1 min und einer Erfassungszeit von 24 h, was bedeutet, dass Impulse pro Minute 24 Stunden aufgezeichnet werden.
      Hinweis: Wenn der Experimentator den Raum mehrmals betritt nach Aufnahme gestartet, nur verwenden Daten aus Zeiten, als die Mäuse nicht gestört waren (d.h. während der dunklen Periode).
   3. 10-min-Abständen Impulse zusammenzufassen.
   4. Berechnen Sie die Fläche unter der Zeitkurve (Impulse × min).
3. Nest-Bau-Verhalten
   Hinweis: Komplexe und hochwertige Nester dienen als Indikator für Wohlbefinden.
   1. Legen Sie einen quadratischen Baumwoll-Nestlet (siehe Tabelle der Materialien) mit definiertem Gewicht (z.B. 2,0 g) in der Mitte des Käfigs.
   2. Punkten Sie das Nest auf einer 5-Punkte-Skala (siehe unten) nach Deacon¹⁴ am nächsten Morgen, ca. 2 h nach das Licht anmacht. Wiegen Sie alle Leistungs Nestlet Stücke, die mindestens 5 % des ursprünglichen Nestlet Gewichts. Die Nester folgendermaßen¹⁴ Punkte
      1. Weisen Sie Punktzahl "1", wenn 90 % der intakten Nestlet.
      2. Weisen Sie Score von "2", wenn es 50-90 % intakt ist.
      3. Weisen Sie Gäste "3", wenn 50-90 % der Nestlet zerkleinert ist.
      4. Weisen Sie Note "4", wenn mehr als 90 % vernichtet aber Nest flach ist und weniger als 50 % seines Umfangs höher als Maus Körpergröße ist wenn zusammengerollt.
      5. Weisen Sie "5" Punkte, wenn mehr als 90 % Nestlet zerkleinert und Nest ist hoch und mehr als 50 % seines Umfangs ist höher als die Körpergröße einer zusammengerollt Maus.
4. Fäkale Corticosteron Metaboliten
   Hinweis: Erhöhungen der FCM über die Steuerungsebene spiegeln akute Stressbelastung im 24-h postanesthetic Zeitraum.
   1. Sammeln Sie alle trocken fäkal-Pellets aus dem Käfig mit Zange am Ende des Beobachtungszeitraums 24-h und beseitigen Sie feuchte Pellets mit Urin verschmutzt.
   2. Extrahieren der FCM nach Palme Et al. ¹⁷wie folgt.
      1. Trockenen Stuhlproben bei einer Temperatur von 60-70 ° C.
      2. Stuhlproben mit einem Mörser zu homogenisieren.
      3. Schütteln Sie ein Aliquot von 0,05 g mit 1 mL 80 % Methanol in ein Zentrifugenröhrchen für 30 min auf eine Multi-Vortex.
      4. Zentrifugieren Sie Proben bei 2500 X g für 15 Minuten.
      5. 0,5 mL Überstand in ein anderes Zentrifugenröhrchen Pipette.
      6. Lagern Sie Stuhlproben (und Extrakte) bei mindestens-18 ° c
      7. FCM mit einem 5α-pregnane-3b,11b,21-triol-20-one Enzym Immunoassay (EIA)^18,19 oder einem anderen vollständig validierten UVP zu analysieren.
   3. Berechnen Sie die prozentuale Veränderung der FCM Konzentrationen bezogen auf die Grundlinie FCM-Konzentrationen.

6. kostenlose explorative Paradigma

1. Nehmen Sie die Heimat Käfig aus dem Rack und legen Sie es auf einer Tischfläche am Ende des Beobachtungszeitraums 24-h.
2. Legen Sie eine gerasterten Käfig-Spitze (ohne Nahrung oder Wasser in Flaschen) in den Käfig in einem Winkel von 45° zur längeren Seite des Käfigs.
   Hinweis: Zerstöre nicht das Nest, das dient als Versteck für die Maus, sondern legen Sie den Käfig oberen diagonal über das Nest.
3. Monitor oder Video-Aufzeichnung der Mäuse für 10 min aus einer Entfernung von ca. 1,5 m.
   1. Der Timer gestartet wird.
   2. Beachten Sie alle Zeiten, wenn die Maus klettert auf den Käfig-Spitze (mit allen vier Pfoten auf den Käfig-Spitze) oder lässt die Käfig-Spitze (mit einer oder mehreren Pfoten auf den Boden).
      Hinweis: Einige Mäuse können der Käfig-Spitze hinauf und es zu verlassen, um zu Fuß entlang der Kante des Käfigs. Einige Mäuse auch hinten auf den Käfig-Spitze. Diese Fälle zu behandeln, als wären die Mäuse immer noch auf die Käfig-Spitze.
4. Bewerten Sie Parameter nach Bert Et al. ²⁰.
   1. Latenz zum ersten Exploration (in Sekunden) zu analysieren.
   2. Anzahl der Erkundungen zu analysieren.
   3. Gesamtdauer (Sekunden) der Exploration zu analysieren.
      Hinweis: Eine hohe Latenz erste Erforschung, eine geringe Anzahl von Erkundungen und einer geringen Gesamtdauer der Exploration kann höhere Trait Angst Ebenen angeben.

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Ergebnisse

Dieses Protokoll wurde ursprünglich entwickelt, um Wohlbefinden C57BL/6JRj Mäuse nach einer einzigen Erfahrungen mit Isoflurane Narkose zu bewerten (eine 45-min-Anästhesie-Sitzung, n = 13 Weibchen) oder wiederholte Isoflurane Narkose (sechs 45-min-Anästhesie-Sessions mit 3-4 Tage zwischen den Sitzungen Anästhesie, n = 13 Frauen) im Vergleich mit dem Wohlergehen der Kontroll-Mäusen (n = 6 Hündinnen)¹⁰, die keine Anästhesie erhielt aber wurden nach den gleich...

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Diskussion

Das Protokoll wurde ursprünglich entwickelt, um Wohlbefinden von Mäusen C57BL/6JRj zu ermitteln, die entweder eine einzelne Anästhesie oder wiederholtes Isoflurane Narkose erhalten. Die Ergebnisse bestätigen, dass Tests Luxus Verhaltensweisen sowie andere Maßnahmen (z. B. das kostenlose explorative Paradigma der MGS, grabende Nahrungsaufnahme) sensible Methoden wurden für die Beurteilung von Wohlbefinden. Wiederholtes Isoflurane Narkose verursacht kurzfristige Auswirkungen auf Merkmal Angst-Verhalten, MGS ...

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Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Isofluran	CP-Pharma Handelsgesellschaft mbH	1214
InfraMot - Sensore Units	TSE Systems	302015-SENS
InfraMot - Control Units	TSE Systems	302015-C/16
InfraMot - Software	TSE Systems	302015-S
Nestlet N	Ancare - Plexx	NES3600
Camera EOS 350D	Canon