Verbesserung der Transplantation von humaninduzierten pluripotenten Stammzellen abgeleiteten Kardiomyozyten über eine transiente Hemmung der Rho Kinase Aktivität

Zusammenfassung

In diesem Protokoll zeigen wir und erläutern, wie man humaninduzierte pluripotente Stammzellen zur Kardiomyozytendifferenzierung und -reinigung verwendet und weiter, wie die Transplantationseffizienz mit dem Rho-assoziierten Proteinkinase-Inhibitor verbessert werden kann. Vorbehandlung in einem Maus-Myokardinfarktmodell.

Zusammenfassung

Ein entscheidender Faktor bei der Verbesserung der Wirksamkeit der Zelltherapie bei der Myokardregeneration ist die sichere und effiziente Erhöhung der Zellentransplantationsrate. Y-27632 ist ein hochwirksamer Inhibitor der Rho-assoziierten, coiled-coil-haltigen Proteinkinase (RhoA/ROCK) und wird verwendet, um Dissoziations-induzierte Zellapoptose (Anoikis) zu verhindern. Wir zeigen, dass die Y-27632-Vorbehandlung für humaninduzierte pluripotente Stammzell-abgeleitete Kardiomyozyten (hiPSC-CMs^+RI) vor der Implantation zu einer Verbesserung der Zellengraftmentrate in einem Mausmodell des akuten Myokardinfarkts (MI) führt. Hier beschreiben wir ein komplettes Verfahren der HiPSC-CMs-Differenzierung, -Reinigung und -Zellvorbehandlung mit Y-27632 sowie die daraus resultierende Zellkontraktion, Kalziumtransientenmessungen und Transplantation in Maus-MI-Modelle. Die vorgeschlagene Methode bietet eine einfache, sichere, effektive und kostengünstige Methode, die die Zellentransplantationsrate deutlich erhöht. Diese Methode kann nicht nur in Verbindung mit anderen Methoden zur weiteren Verbesserung der Zelltransplantationseffizienz eingesetzt werden, sondern bietet auch eine günstige Grundlage für die Untersuchung der Mechanismen anderer Herzerkrankungen.

Einleitung

Stammzellbasierte Therapien haben ein erhebliches Potenzial als Behandlung von Herzschäden durch MI¹gezeigt. Die Verwendung differenzierter HiPSCs bietet eine unerschöpfliche Quelle für hiPSC-CMs² und öffnet die Tür für die schnelle Entwicklung bahnbrechender Behandlungen. Es gibt jedoch noch viele Einschränkungen bei der therapeutischen Übersetzung, einschließlich der Herausforderung der stark niedrigen Transplantationsrate implantierter Zellen.

Dissoziierende Zellen mit Trypsin löst Anoikis³, die erst beschleunigt wird, wenn diese Zellen in raue Umgebungen wie das ischämische Myokard injiziert werden, wo die hypoxische Umgebung den Kurs in Richtung Zelltod beschleunigt. Von den verbleibenden Zellen wird ein großer Teil von der Implantationsstelle in den Blutkreislauf ausgewaschen und in der Peripherie verteilt. Einer der wichtigsten apoptotischen Pfade ist der RhoA/ROCK-Weg⁴. Basierend auf früheren Forschungen reguliert der RhoA/ROCK-Signalweg die aktin zytoskelettale Organisation^5,6, die für Zellfunktionsstörungen verantwortlich ist^7,8. Der ROCK-Hemmer Y-27632 wird häufig bei der somatischen und Stammzelldissoziation und Passaging verwendet, um die Zelladhäsion zu erhöhen und die Zellapoptose^9,10,11zu reduzieren. In dieser Studie wird Y-27632 zur Behandlung von HiPSC-CMs vor der Transplantation verwendet, um die Zellengraftmentrate zu erhöhen.

Es wurden mehrere Methoden zur Verbesserung der Zellentransplantationsrate etabliert, wie Hitzeschock und Kellermembranmatrixbeschichtung¹². Abgesehen von diesen Methoden kann die Gentechnologie auch die Proliferation von Kardiomyozyten¹³ oder die Umkehrung nichtmyokardischer Zellen in Kardiomyozyten¹⁴fördern. Aus bioengineering-Sicht werden Kardiomyozyten auf ein Biomaterialgerüst gesetzt, um die Transplantationseffizienz zu verbessern¹⁵. Leider sind die meisten dieser Methoden kompliziert und kostspielig. Im Gegenteil, die hier vorgeschlagene Methode ist einfach, kosteneffizient und effektiv, und sie kann als Basalbehandlung vor der Transplantation sowie in der Konjugation mit anderen Technologien eingesetzt werden.

Protokoll

Alle tierischen Verfahren in dieser Studie wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of Alabama in Birmingham genehmigt und basierten auf den National Institutes of Health Laboratory Animal Care and Use Guidelines (NIH Publication No 85-23).

1. Vorbereitung von Kulturmedien und Kulturtafeln

1. Mittlere Vorbereitung
   1. Für hiPSC medium 400 ml humane pluripotente Stammzelle (hPSC) Basalmedium (Materialtabelle 1) und 100 ml hPSC 5x Ergänzung mischen; lagern Sie die Mischung bei 4 °C.
   2. Für RPMI 1640/B27 minus Insulin (RB-) Medium, mischen 500 ml RPMI 1640 und 10 ml B27 Ergänzung minus Insulin.
   3. Für RPMI 1640/B27 (RB+) medium 500 ml RPMI 1640, 10 ml B27-Ergänzung und 5 ml Penicillin-Streptomycin (Pen-Strep)-Antibiotikum mischen.
   4. Zur Reinigung medium¹⁶mischen 500 ml glukosefreie RPMI 1640, 10 ml B27-Ergänzung, 5 ml Pen-Strep-Antibiotikum und 1.000 l Natrium-DL-Laktatlösung (bei einer Endkonzentration von 4 mM).
   5. Zur Neutralisierung der Lösung 200 ml RPMI 1640, 50 ml fetales Rinderserum (FBS), 2,5 ml Pen-Strep-Antibiotikum und 50 l Y-27632 (bei einer Endkonzentration von 10 m) mischen.
   6. Für Gefriermedium 9 ml FBS, 1 ml Dimethylsulfoxid (DMSO) und 10 l Y-27632 (bei einer Endkonzentration von 10 m) mischen.
   7. Bei extrazellulärer Matrixlösung (EMS) tauen konzentrierte extrazelluläre Matrix (Materialtabelle 1) bei 4 °C, bis sie einen gleichmäßig endenden Flüssigkeitszustand erreicht hat. Vorkühl-Pipettenspitzen und -rohre vor der Herstellung von Matrix-Aliquots von je 350 L auf Eis und lagern Sie die Aliquots bei -20 °C. Vor dem Beschichten der Platten ein aufgetautes Aliquot in 24 ml eiskaltes DMEM/F12 Medium (EMS) verdünnen; das EMS bis zu 2 Wochen in 4 °C halten.
      HINWEIS: Führen Sie alle Beschichtungsschritte auf Eis durch, um eine Erstarrung der Kellermembranmatrix zu verhindern.
   8. Für Die Tyrodes Lösung 90% des letzten erforderlichen Volumens von Gewebekultur-Wasser nehmen, die entsprechende Menge der folgenden Reagenzien hinzufügen und rühren, bis sie gelöst sind. Verwenden Sie dann 1 N NaOH, um den pH-Wert auf 7,4 einzustellen. Fügen Sie zusätzliches Wasser zu einer Endkonzentration von 140 mmol/L Natriumchlorid, 1 mmol/L Magnesiumchlorid, 10 mmol/L HEPES, 5 mmol/L Kaliumchlorid, 10 mmol/L Glukose und 1,8 mmol/L Calciumchlorid hinzu. Sterilisieren Sie durch Filtration mit einer 0,22 m Membran.
2. Zellkulturplattenbeschichtung
   1. Für hiPSC-Kulturplatten 1 ml EMS auf jeden Brunnen einer 6-Well-Platte auftragen und die Platte mindestens 1 h bei 37 °C bebrüten. Aspirieren DMEM/F12 Lösung vor der Aussaat von Zellen.
   2. Für die Gelatinebeschichtung 0,2 g Gelatinepulver in Gewebekultur-Wasser auflösen, um eine 0,2% (w/v) Lösung zu bilden. Sterilisieren Sie durch Autoklavieren bei 121 °C, 15 psi für 30 min. Beschichten Sie jeden Brunnen einer 6-Well-Platte mit 2 ml der Lösung und inkubieren Sie für 1 h bei 37 °C. Vor dem Passieren der Zellen, aspirieren Sie die Lösung und lassen Sie die Platte für mindestens 1 h bei Raumtemperatur in der Gewebekultur Haube trocknen.

2. hiPSC Wartung und Cardiomyozyten Ddifferentiation

1. Kultur die hiPSCs in hiPSC medium (siehe Schritt 1.1.1) mit einer täglichen mittleren Veränderung, bis die Zellen 80%–90% Zusammenfluss pro Brunnen erreichen.
   HINWEIS: Für Wartungszwecke sind hiPSCs in der Regel alle 4 Tage für die Durchreise bereit.
2. Um hiPSCs zu durchziehen, das Medium ansaugen und den Brunnen 1x mit 1x Phosphat-gepufferter Saline (PBS) waschen. Fügen Sie 0,5 ml Stammzellablösung (Tabelle der Materialien 1) zu jedem Brunnen hinzu und brüten bei 37 °C für 5–7 min.
   HINWEIS: Die Inkubationszeit hängt von der Dichte der Zellen und der Dissoziationsrate ab, die unter dem Mikroskop beobachtet werden kann.
3. Neutralisieren Sie die Stammzellablösung mit 1 ml HiPSC-Medium, ergänzt mit 5 'M Y-27632. Sammeln Sie das Gemisch in einem 15 ml Zentrifugenrohr. Zentrifugieren Sie das Rohr für 5 min bei 200 x g, aspirieren Sie den Überstand, ohne das Zellpellet zu stören, und setzen Sie dann die Zellen in 1 ml HiPSC-Medium mit 5 'M Y-27632 wieder auf.
4. Säen Sie die hiPSCs auf eine neue EMS-beschichtete 6-Well-Platte im Verhältnis zwischen 1:6 und 1:18. Ändern Sie das Medium auf hiPSC Medium ohne Y27632 nach 24 h.
5. Um die Zellen einzufrieren, setzen Sie die dissoziierten HiPSCs im Gefriermedium in einer Konzentration von 0,5–1 Mio. l wieder aus, legen Sie die Suspension in Kryovials und lagern Sie sie in einem Gefrierschrank von -80 °C. Die gefrorenen Fläschchen nach 24 h in flüssigen Stickstoff übertragen.
6. Zur Unterscheidung: Ersetzen Sie das HiPSC-Medium durch 2 ml RB-Medium, ergänzt durch den 10-M-GSK-3-Inhibitor CHIR99021 (CHIR) bei 80 %–90%igem Zellzusammenfluss. Ersetzen Sie das Medium durch 3 ml RB-Medium nach 24 h und brüten Sie für weitere 48 h (Tag 3).
7. Wechseln Sie am 3. Tag das Medium auf 3 ml RB-Medium mit 10 'M Wnt-Hemmer IWR1 für 48 h (Tag 5), und ersetzen Sie dann das Medium mit 3 ml RB-Medium und halten Sie es für 48 h (Tag 7).
8. Ersetzen Sie am 7. Tag das Medium durch 3 ml RB-Medium und wechseln Sie das Medium alle 3 Tage in Zukunft. Spontanes Schlagen von hiPSC-CMs sollte zwischen den Tagen 7–10 beobachtet werden.

3. hiPSC-CMs-Reinigung und kleine Molekül-Vorbehandlung

HINWEIS: Hochgereinigte, rekombinante Zelldissoziationsenzyme (Materialtabelle 1) wurden verwendet, um HiPSC-CMs zu dissoziieren.

1. Am 21. Tag nach der hiPSC-CM-Differenzierung das Medium aspirieren und die Zellen 1x mit sterilem PBS waschen. Inkubieren Sie die Zellen mit 0,5 ml zelldissoziationsenzymen pro Brunnen für 5–7 min bei 37 °C. Pipette die Zellsuspension mit einer 1 ml Pipette, um die Zellen gründlich zu dissoziieren.
2. Nachdem die Zellen dissoziiert sind, fügen Sie 1 ml neutralisierende Lösung zu jedem Brunnen hinzu, sammeln Sie das Zellgemisch in ein 15 ml Zentrifugenrohr und Zentrifuge bei 200 x g für 3 min. Entsorgen Sie den Überstand und setzen Sie die Zellen in neutralisierender Lösung wieder auf.
3. Pflanzen Sie die Zellen mit einer Dichte von 2 Millionen Zellen pro Brunnen auf gelatinebeschichtete 6-Well-Platten.
4. Ersetzen Sie nach 24–48 h das Kulturmedium für 3–5 Tage durch Reinigungsmedium.
   HINWEIS: Die Reinigung ist abgeschlossen, wenn mehr als 90% der Zellen in jedem Mikroskop-Ansichtsfeld schlagen. Um weitere Schäden an den Kardiomyozyten zu vermeiden, verlängern Sie die Reinigungsdauer nicht über 5 Tage hinaus. Wenn die erste Runde nicht die notwendige Reinheit ergibt, ersetzen Sie das Reinigungsmedium für 1 Tag durch RB+ Medium, und schließen Sie dann eine zweite Reinigungsrunde ab.
5. Vor der Transplantation die Zellen in der Behandlungsgruppe für 12 h in RB+ Medium mit 10 'M Y-27632 ergänzt. In ähnlicher Weise führen Sie verapamil Behandlung auf den Zellen im RB + Medium mit 1 M verapamil für 12 h (hiPSC-CMs^+VER).
6. Nach der Behandlung die hiPSC-CMs 1x mit PBS waschen und die Zellen mit 0,5 ml Zelldissoziationsenzymen pro Brunnen für maximal 2 min inkubieren. Wiederholt pipette die Zellsuspension, mit einer 1 ml Pipette, um die Zellen gründlich zu dissoziieren. Neutralisieren Sie die Zellen mit neutralisierender Lösung, sammeln Sie das Zellgemisch in einem 15 ml Zentrifugenrohr und Zentrifuge bei 200 x g für 3 min. Setzen Sie die Zellen in PBS in einer Konzentration von 0,1 Millionen Zellen/5 l zur Vorbereitung auf die Injektion aus.

4. Myokardinfarkt und Zelltransplantation

HINWEIS: Alle chirurgischen Instrumente sind mit Autoklaven vorsterilisiert und werden während mehrerer Operationen über einen heißen Perlensterilisator(Materialtabelle 2) in aseptischem Zustand gehalten.

1. Anästhetisieren Sie NOD/scid-Mäuse (Materialtabelle 2) mit inhaliertem Isofluran (1,5%–2%). Überwachen Sie den Anästhesiespiegel durch die Reaktionen der Mäuse auf eine Zehenklemme. Legen Sie die optische Salbe des Tierarztes auf die Augen, um zu verhindern, dass sie während der Operation trocknen.
2. Versorgung mit 0,1 mg/kg Buprenorphin subkutan für das Schmerzmanagement vor der Operation.
3. Positionieren und sichern Sie die Maus in einer Supine-Position auf einem beheizten Operationstisch, entfernen Sie das Haar aus dem ventralen Halsbereich und den linken Thorax mit einer Enthaarungscreme, setzen Sie die Haut aus und desinfizieren Sie sie mit 70% Alkohol.
4. Schneiden Sie einen 0,5 cm Großen Schnitt in der Mitte des Halses mit einer chirurgischen Schere, trennen Sie das subkutane Fett mit sterilen Zangen und setzen Sie die Luftröhre aus. Führen Sie die Intubationskanüle oral in die Luftröhre ein, schließen Sie die Kanüle an ein beatmungskleines Beatmungsgerät an und passen Sie die Belüftungseinstellungen an (stellen Sie das Gezeitenvolumen auf 100–150 l und die Atmungsrate auf 100x–150x pro min).
5. Nachdem sich die Maus stabilisiert hat, schneiden Sie einen 0,5 cm Großen Schnitt in die Mitte der linken Brusthaut. Verwenden Sie Zangen, um die Muskelschicht unverblümt zu trennen und einen kleinen Schnitt im fünften interkostalen Raum zu machen, um die Brusthöhle freizulegen. Legen Sie den Retraktor in den Schnitt, um die Brusthöhle zu öffnen und die linke absteigende Herzkranzgefäße (LAD) zu lokalisieren. Unter einem sezierenden Operationsmikroskop ligate der LAD mit einem 8-0 nicht resorbierbare Naht.
6. Unmittelbar nach der MI-Induktion 5 l hiPSC-CMs^-RI, hiPSC-CMs^+RI, hiPSC-CMs^-VER, hiPSC-CMs^{+VER oder}ein gleiches PBS-Volumen in das Myokard der Maus an jedem Standort (3 x 10⁵ Zellen/Tier, 1 x 10⁵⁾ Zellen/Standort), eine im Infarktbereich und zwei in den Bereichen um den Infarkt.
   HINWEIS: Da 5 l sehr geringes Volumen ist, ist es nicht einfach, das Volumen genau zu kontrollieren, indem man es direkt mit einer Spritze saugt. Der Deckel einer sterilen Petrischale kann umgedreht werden, und 5 l der Zellen können zuerst mit einer Pipette auf den Deckel abgelagert werden. Aufgrund der Oberflächenspannung breitet sie sich nicht aus, sondern kondensiert zu einer kleinen Flüssigkeitsmasse. Dies kann leicht absorbiert und in das Myokard der Maus injiziert werden.
7. Beseitigen Sie Restluft in der Brusthöhle, indem Sie sie mit warmer isotonischer Salinelösung füllen. Nähen Sie die Rippen, Muskeln und die Haut nacheinander mit einer 6-0 resorbierbaren Naht. Schalten Sie die Isofluran-Anästhesie-Injektion aus. Halten Sie die Operationstiere auf dem Heizkissen und beobachten Sie sie genau, während sie das volle Bewusstsein wiedererlangen. Dann legen Sie die Tiere in einen sauberen Käfig. Bringen Sie die Tiere erst dann an die Gesellschaft anderer Tiere zurück, wenn sie vollständig geborgen sind.
8. Nach der Operation injizieren Sie die Mäuse intraperitoneal mit Buprenorphin (0,1 mg/kg) alle 12 h für 3 aufeinander folgende Tage und injizieren Sie sie mit Ibuprofen (5 mg/kg) alle 12 h für einen Tag. Führen Sie nachfolgende Analysestudien zu bestimmten Zeitpunkten durch.
   HINWEIS: Befolgen Sie die Richtlinien Ihres örtlichen Tierschutzausschusses für Analgesie.

5. Calcium Transient und KontraktilitätAufnahme

1. Autoklav 15 mm-Durchmesser Abdeckungen (Materialtabelle 2) und Pinzette in einem kleinen Glasbecher bei 121 °C, 15 psi für 15 min. Die Abdeckungen und Pinzette bei 4 °C vorkühlen.
2. Mit der Pinzette legen Sie den Deckelinin in eine 12-Well-Platte und pipette 300 l extrazelluläre Matrix auf jeden Coverslip.
   HINWEIS: Lassen Sie die Matrix nicht die Kante des Deckslips überschreiten, um eine Reduzierung der Matrixbeschichtungsmenge zu verhindern. Inkubieren Sie die 12-Well-Platte in einem 37 °C Zellkultur-Inkubator für 1 h.
3. Das Medium in der gelatinebeschichteten 6-Well-Platte mit gereinigten HiPSC-CMs ansaugen, 1x mit PBS waschen und dann mit 0,5 ml Zelldissoziationsenzymen für 1,5 min verdauen. 1 ml Neutralisationslösung hinzufügen, Pipette wiederholt für nicht mehr als 5x–10x mit einer 1 ml Pipette , und zentrifugieren Sie die Mischung bei 200 x g für 3 min.
4. Die beschichtete extrazelluläre Matrix aus den Coverlips absaugen. Zählen Sie die Zellzahl und setzen Sie die Zellen in der neutralisierenden Lösung auf eine Konzentration von 40.000/300 l aus, und fügen Sie dann 300 l der Zellsuspension auf jeden Deckelschlupf hinzu. Die Platte in einem 37 °C-Inkubator besanieren.
5. Nach 24 h, die neutralisierte Lösung vorsichtig ansaugen, 500 l RB+ Medium zu jedem Bohrgut der Platte hinzufügen und 2 Tage lang weiter kulturalisieren.
6. Fügen Sie Y-27632 (10 M), Rho-Kinase-Aktivator (RA, 100 nM), Verapamil (1 M) oder ein gleiches PbS-Volumen in das Kulturmedium von hiPSC-CMs, 12 h vor Calciumtransienten und Kontraktilitätsdetektion hinzu.
   HINWEIS: Neben dem Nachweis des Kalziumtransienten und der Kontraktilität der Zellen nach 12 h chemischer Behandlung wurde der Nachweis dieser Parameter auch bei 12, 24, 48 und 72 h nach chemischer Entnahme getestet.
7. Nehmen Sie die Platte heraus, entsorgen Sie das Medium und waschen Sie die Platte 1x mit PBS. Ändern Sie das Medium in ein phenolrot-freies DMEM, das 0,02 % (w/v) Destensidpolyol (Materialtabelle 1), 5 m Calciumindikator (Materialtabelle 1) enthält, und das entsprechende Y-27632 (10 m), RA (100 nM), verapamil (1 m) oder ein gleiches Volumen PBS und inkubieren Sie die Platte 30 min bei 37 °C.
8. Entsorgen Sie den Überstand, waschen Sie die Zellen 3x mit farbstofffreiem DMEM-Medium und lassen Sie das Medium 30 min ruhen, um den Mapping-Farbstoff zu entestert.
9. Legen Sie den zellsäenden Deckel in eine offene Badkammer und legen Sie die Kammer in ein Mikroinkubationssystem ein, das mit einem automatischen Temperaturregler(Materialtabelle2) auf 37 °C ausgeglichen ist, mit der Lösung von Tyrode durchnässt und kontinuierlich Rho-Kinase-Inhibitor (RI), RA oder PBS zur Perfusionslösung.
10. Verwenden Sie ein invertiertes Fluoreszenzmikroskop (Materialtabelle 2) und einen Laser-Scanning-Kopf (Tabelle der Materialien 2), um spontane Kalziumtransienten aufzuzeichnen, indem Sie einen x-t-Linienscan verwenden, mit einem 488 nm Argonlaser für die Farbanregung und einem 515 x 10 nm Barrierefilter, um Emissionslicht zu sammeln. Zeichnen Sie die spontane Kontraktion von hiPSC-CMs mit der Differential Interference Contrast-Funktionalität des konfokalen Mikroskops auf (Materialtabelle 2).
    HINWEIS: Calciumtransientaufnahmen wurden mit der Software MATLAB R2016A (Tabelle der Materialien 4) verarbeitet und analysiert. Zellkontraktion selungsänderungstests wurden mit ImageJ-Software durchgeführt (Tabelle der Materialien 4).

Ergebnisse

Die in dieser Studie verwendeten HiPSC-CMs wurden von menschlichem Ursprung mit luziferase Reporter-Gen abgeleitet; Daher wurde die Überlebensrate der transplantierten Zellen in vivo durch Biolumineszenz-Bildgebung (BLI)¹⁷ (Abbildung 1A,B) nachgewiesen. Für histologische Herzabschnitte wurden humanspezifische sintherzische Troponin T (hcTnT) und humane Kernantigenzellen (HNA) als transplantierte hiPSC-CMs klassifizie...

Diskussion

Zu den wichtigsten Schritten dieser Studie gehören die Erlangung reiner HiPSC-CMs, die Verbesserung der Aktivität von HiPSC-CMs durch Y-27632-Vorbehandlung und schließlich die Transplantation einer genauen Menge an HiPSC-CMs in ein Maus-MI-Modell.

Die wichtigsten Themen, die hier angesprochen wurden, waren, dass wir zunächst die glukosefreien Reinigungsmethoden¹⁹ optimiert und ein neuartiges effizientes Reinigungssystem etabliert haben. Das Systemverfahren umfasste ...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Reagent
Accutase (stem cell detachment solution)	STEMCELL Technologies	#07920
B27 minus insulin	Fisher Scientific	A1895601
B27 Supplement	Fisher Scientific	17-504-044
CHIR99021	Stem Cell Technologies	72054
DMEM (1x), high glucose, HEPES, no phenol red	Thermofisher	20163029
Fetal bovine serum	Atlanta Biologicals	S11150
Fluo-4 AM (calcium indicator)	Invitrogen/Thermofisher	F14201
Glucose-free RPMI 1640	Fisher Scientific	11879020
IWR1	Stem Cell Technologies	72562
Matrigel (extracellular matrix )	Fisher Scientific	CB-40230C
mTeSR (human pluripotent stem cells medium)	STEMCELL Technologies	85850
Pen-strep antibiotic	Fisher Scientific	15-140-122
Pluronic F-127 (surfactant polyol)	Sigma-Aldrich	P2443
Rho activator II	Cytoskeleton	CN03
RPMI1640	Fisher Scientific	11875119
Sodium DL-lactate	Sigma-Aldrich	L4263
TrypLE (cell-dissociation enzymes)	Fisher Scientific	12-605-010
Verapamil	Sigma-Aldrich	V4629
Y-27632	STEMCELL Technologies	72304
Name	Company	Catalog Number	Comments
Equipment and Supplies
IVIS Lumina III Bioluminescence Instruments	PerkinElmer	CLS136334
15 mm Coverslips	Warner	CS-15R15
Centrifuge	Eppendorf	5415R
Confocal Microscope	Olympus	IX81
Cryostat	Thermo Scientific	NX50
Dual Automatic Temperature Controller	Warner Instruments	TC-344B
Electrophoresis Power Supply	BIO-RAD	1645050
Fluoresence Microscope	Olympus	IX83
High Speed Camera	pco	1200 s
Laser Scan Head	Olympus	FV-1000
Low Profile Open Bath Chamber (mounts into above microincubation system)	Warner Instruments	RC-42LP
Microincubation System	Warner Instruments	DH-40iL
Minivent Mouse Ventilator	Harvard Apparatus	845
NOD/SCID mice	Jackson Laboratory	001303
Precast Protein Gels	BIO-RAD	4561033
PVDF Transfer Packs	BIO-RAD	1704156
Trans-Blot System	BIO-RAD	Trans-Blot Turbo
Hot bead sterilizer	Fine Science Tools	18000-45
Name	Company	Catalog Number	Comments
Antibody
Anti-human Nucleolin (Alexa Fluor 647)	Abcam	ab198580
Cardiac Troponin T	R&D Systems	MAB1874
Cardiac Troponin C	Abcam	ab137130
Cardiac Troponin I	Abcam	ab47003
Cy5-donkey anti-mouse	Jackson ImmunoResearch Laboratory	715-175-150
Cy3-donkey anti-rabbit	Jackson ImmunoResearch Laboratory	711-165-152
Fitc-donkey anti-mouse	Jackson ImmunoResearch Laboratory	715-095-150
GAPDH	Abcam	ab22555
Human Cardiac Troponin T	Abcam	ab91605
Integrin β1	Abcam	ab24693
Ki67	EMD Millipore	ab9260
N-cadherin	Abcam	ab18203
Phospho-Myosin Light Chain 2	Cell Signaling Technology	3671s
Name	Company	Catalog Number	Comments
Software
Matlab	MathWorks	R2016A
ImageJ	NIH	1.52g