Phage Therapy Anwendung gegen Pseudomonas aeruginosa Infektion bei Mukoviszidose Zebrafisch Embryonen

Zusammenfassung

Präsentiert hier ist ein Protokoll für Pseudomonas aeruginosa Infektion und Phagentherapie Anwendung bei Mukoviszidose (CF) Zebrafisch-Embryonen.

Zusammenfassung

Antimikrobielle Resistenzen, eine wichtige Folge diagnostischer Unsicherheit und antimikrobieller Überverschreibung, sind eine zunehmend anerkannte Ursache für schwere Infektionen, Komplikationen und Sterblichkeit weltweit mit enormen Auswirkungen auf unsere Gesellschaft und das Gesundheitssystem. Insbesondere Patienten mit geschwächtem Immunsystem oder bereits bestehenden und chronischen Pathologien, wie Zwiespäitische Fibrose (CF), werden häufigen Antibiotikabehandlungen unterzogen, um die Infektionen mit dem Auftreten und der Diffusion multiresistenter Isolate zu kontrollieren. Daher ist es dringend notwendig, alternative Therapien anzugehen, um bakteriellen Infektionen entgegenzuwirken. Die Verwendung von Bakteriophagen, den natürlichen Feinden von Bakterien, kann eine mögliche Lösung sein. Das in dieser Arbeit beschriebene Protokoll beschreibt die Anwendung der Phagentherapie gegen Pseudomonas aeruginosa Infektion bei CF-Zebrafischembryonen. Zebrafisch-Embryonen wurden mit P. aeruginosa infiziert, um zu zeigen, dass die Phagentherapie gegen P. aeruginosa-Infektionen wirksam ist, da sie Dielealität, bakterielle Belastung und pro-entzündliche Immunantwort bei CF-Embryonen reduziert.

Einleitung

Phage-Therapie, die Verwendung der natürlichen Feinde von Bakterien, um bakterielle Infektionen zu bekämpfen, gewinnt neues Interesse als bakterielle Resistenz gegen Antibiotika wird weit verbreitet^1,2. Diese Therapie, die seit Jahrzehnten in Osteuropa verwendet wird, könnte als eine ergänzende Behandlung von Antibiotika bei der Heilung von Lungeninfektionen bei Patienten mit CF und als mögliche therapeutische Alternative für Patienten mit Bakterien, die gegen alle derzeit verwendeten Antibiotika^{2 ,,3}. Vorteile der Antibiotikatherapie sind, dass sich Bakteriophagen an der Infektionsstelle vermehren, während Antibiotika metabolisiert und aus dem Körper eliminiert werden^4,5. In der Tat hat sich die Verabreichung von Cocktails von virulenten Phagen, die in verschiedenen Laboratorien isoliert wurden, bei der Behandlung von Pseudomonas aeruginosa Infektionen in Tiermodellen, die so unterschiedlich sind wie Insekten und Säugetiere, als wirksam^{erwiesen.,7,8} Die Phage-Therapie war auch in der Lage, die bakterielle Belastung in Mitpfoten von P. aeruginosa und Escherichia coli infizierten Verbrennungswunden in einer randomisierten klinischen Studie zu reduzieren⁹.

Zebrafische (Danio rerio) hat sich vor kurzem als ein wertvolles Modell zur Untersuchung von Infektionen mit mehreren Krankheitserregern, einschließlich P. aeruginosa^10,11, Mycobacterium abscessus und Burkolderia cepacia^12,13. Durch die Mikroinjektion von Bakterien direkt in die Embryo-Blutzirkulation¹⁴ ist es einfach, eine systemische Infektion zu etablieren, die durch das angeborene Immunsystem des Zebrafisches entgegengewirkt wird, das evolutionär mit Neutrophilen und Makrophagenähnlichgeneration ähnlich dem menschlichen Pendant konserviert wird. Darüber hinaus fehlt zebrafischembryonen im ersten Lebensmonat die adaptive Immunantwort, was sie zu idealen Modellen für die Untersuchung der angeborenen Immunität macht, die der kritische Abwehrmechanismus bei menschlichen Lungeninfektionen^{ist 15}. Zebrafish hat sich vor kurzem als ein leistungsfähiges genetisches Modellsystem herausgebildet, um den CF-Beginn besser zu verstehen und neue pharmakologische Behandlungen zu entwickeln^10,16,17. Das CF-Zebrafischmodell von cftr knock-down, das mit Morpholino-Injektion in Zebrafische erzeugt wurde, präsentierte eine gedämpfte Atemausbruchsreaktion und reduzierte Neutrophilenmigration¹⁰, während der cftr-Knock-out zu einer beeinträchtigten inneren Organposition und zur Zerstörung der exokrinen Bauchspeicheldrüse führt, einem Phänotyp, der die menschliche Krankheit widerspiegelt^16,17. Von größtem Interesse war die Feststellung, dass die bakterielle Belastung von P. aeruginosa bei cftr-Funktionsverlust-Embryonen signifikant höher war als bei Kontrollen nach 8 Stunden nach der Infektion (hpi), was den Ergebnissen von Mäusen und menschlichen Bronchialepithelzellen^2,18entspricht. cftr

In dieser Arbeit zeigen wir, dass die Phagentherapie gegen P. aeruginosa Infektionen in Zebrafischembryonen wirksam ist.

Protokoll

Erwachsene Zebrafische (Danio rerio) aus dem AB-Stamm (European Zebrafish Resource Center EZRC) werden gemäß internationalen (EU-Richtlinie 2010/63/EU) und nationalen Richtlinien (italienisches Dekret vom^4. März 2014, Nr. 26) über den Schutz von Tieren, die für wissenschaftliche Zwecke verwendet werden, gepflegt. Die Standardbedingungen werden in der Fischanlage mit einem 14 h Licht/10 h-Dunkelzyklus und einer Tankwassertemperatur bei 28° C festgelegt.

1. Vorbereitung von Lösungen und Werkzeugen

1. Vorbereitung einer 50-fachen Bestandslösung und 1x Arbeitslösungen für E3-Embryomedium für den Anbau von Zebrafischembryonen (siehe Tabelle 1).
2. Pigmentierungsblockungslösung herstellen, um die Embryopigmentierung ab 24 Stunden nach der Befruchtung zu blockieren (24 hpf) (siehe Tabelle 1).
3. Bereiten Sie 25x Lager und 1x arbeitende Tricane Anästhesielösung vor, wie in Tabelle 1beschrieben.
   HINWEIS: Um das wiederholte Einfrieren und Auftauen der Lösung zu vermeiden, die die Stammlösung beschädigen könnte, machen Sie Aliquots von 2 ml 25x Tricain eund bei -20 °C.
4. Bereiten Sie Spuren für die Embryo-Mikroinjektion vor, indem Sie 1 g Agarose in 100 ml destilliertem_H2O in einem mikrowavablen Kolben oder einer Flasche auflösen. Mikrowelle für 1-3 min, bis die Agarose vollständig aufgelöst ist.
5. Positionieren Sie Zebrafisch-Mikrospritzformen (siehe Materialtabelle)auf den Kopf gestellt in einer Petrischale (90 mm x 15 mm) und bedecken Sie die gesamte Oberfläche, indem Sie das flüssige Agarosegel mit einer Breite von ca. 10 mm gießen.
6. Entfernen Sie die Form, sobald die Agarose verfestigt ist. Füllen Sie die Petrischale mit 1x E3 Embryo Medium. Diese kann bei 4 °C ca. eine Woche gelagert werden. Vor gebrauchen durch das frische E3-Medium, das Tricain enthält, ersetzen.
   HINWEIS: Ältere Schimmelpilze können Pilze oder bakterielle Verunreinigungen entwickeln.
7. Verwenden Sie feuerpolierte 10 cm Borosilikatkapillaren, um Nadeln für die Mikroinjektion vorzubereiten und sie durch Anziehen der Griffe am Mikropipette-Zieher zu befestigen. Stellen Sie den Abzieher mit den folgenden Einstellungen ein: Hitze 500, Geschwindigkeit 100, Zeit 150, Ziehen 150.

2. P. aeruginosa (PAO1) Inokulumzubereitung

1. Impfen 1 Kolonie von GFP⁺P. aeruginosa Stamm PAO1¹⁹ in 5 ml LB Brühe (siehe Tabelle 1) und wachsen über Nacht bei 37 °C mit Schütteln (200 U/min).
2. Verdünnen Sie die oben genannte Nachtkultur auf OD₆₀₀ = 0,1 in 10 ml LB-Brühe und wachsen Sie mit Schütteln (200 Rpm) auf OD₆₀₀ = 0,5 bei 37 °C an.
3. Zentrifuge 2 ml der Kultur für 2 min bei 4 °C bei 16.100 x g und das Zellpellet auf OD₆₀₀ = 1, was etwa 1 x 10⁹ cfu/ml entspricht, in 1 ml der physiologischen Lösung (siehe Tabelle 1).
4. Die Zellsuspension in physiologischer Lösung auf ca. 5 x 10⁷cfu/ml verdünnen und bei 4 °C lagern.

3. Phage Stockvorbereitung

1. 1 Kolonie von P. aeruginosa Stamm PAO1 in 5 ml LB Brühe impfen und über Nacht bei 37 °C mit Schütteln inkubieren. Die Nachtkultur auf OD₆₀₀ = 0,01 in 500 ml LB-Brühe verdünnen und bei 37 °C mit Schütteln auf OD₆₀₀ = 0,05 wachsen, was etwa 2,5 x 10⁷ cfu/ml entspricht.
2. Zur verdünnten Kultur von P. aeruginosa, fügen Sie etwa 1,25 x 10⁷ Phagen, um die Vielzahl der Infektion (M.O.I.) von 10^-3zu erhalten. Bei 37 °C mit Schütteln bebrüten, bis der OD₆₀₀ auf etwa 0,1-0,3 sinkt (je nach verwendetem Phagen in etwa 3 bis 5 h).
   HINWEIS: Für dieses Experiment wurden vier Phagen ausgewählt, die den PAO1-Stamm infizieren: Zwei Podoviridae, GenBank-Beitrittsnummern vB_PaeP_PYO2, MF490236 und vB_PaeP_DEV, MF490238, sowie zwei Myoviridae, vB_PaeM_E215, MF490241 und vB_PaeM_E217, MF490240. Führen Sie die folgenden Schritte für jeden Phagen einzeln aus.
3. Das Lysat mit 1 mg/ml DNase und RNase 30 min bei 37 °C inkubieren. Zentrifuge bei 5.000 x g für 30 min bei 4 °C und vorsichtig den Überstand (SN) wiederherstellen. Filtern Sie den SN mit einem Filter mit einem Porendurchmesser von 0,8 m.
4. Zum SN 58 g/L Von NaCl und 105 g/L PEG6000 hinzufügen. Unter Rühren bei RT 20 min auflösen und dann über Nacht bei 4 °C aufbewahren. Zentrifuge bei 20.000 x g für 30 min bei 4 °C bei Phagenniederschlag. Entfernen Sie den SN und lösen Sie das Phagenpellet vorsichtig in 15 ml TN-Puffer auf (siehe Tabelle 1).
5. Reinigen Sie die Phagen mit CsCl Dichtegradienten, wie in den schritten unten beschrieben.
   1. In einem Polyallomer Ultrazentrifugenrohre für SW41 Rotor, bereiten Sie einen CsCl Schrittdichtegradientdurchfall durch Schichtung 2 ml der vier CsCl-Lösungen in Tabelle 1beschrieben .  Fügen Sie 3,5 ml Phagenaufhängung in jedem der 4 Rohre hinzu.
      HINWEIS: CsCl ist giftig, nehmen Sie geeignete Sicherheitsverfahren an, um es zu behandeln und zu entsorgen.
   2. Führen Sie die Rohre in den Rotor ein und stellen Sie sicher, dass die Rohre ausgeglichen sind (der Gewichtsunterschied zwischen den beiden gegenüberliegenden Rohren muss ≤ 0,01 g betragen).
   3. Zentrifuge für 2 h bei 4 °C und 100, 000 x g (25.000 U/min für SW41 Rotor). Nach der Zentrifugation, entfernen Sie langsam die Rohre und vorsichtig immobilisieren Sie sie auf einem Träger. Zeichnen Sie mit einer Spritze mit 19 G Nadel das weiß/opaleszierende Band auf, das sich normalerweise zwischen dem dichte bereich d=1.5 und dem d=1.4 Dichtebereich befindet.
   4. Übertragen Sie die Suspensionen von der Spritze in neue Polyallomerrohre für den SW60-Rotor und verwenden Sie die d=1.4-Lösung, um die Rohre präzise auszugleichen.
   5. Zentrifugieren Sie die Federung bei 4 °C und 150.0000 x g (38.000 U/min für den SW60-Rotor) für mindestens 16 h.
   6. Sammeln Sie das sichtbare Band wie oben (siehe Schritt 3.3.3) und übertragen Sie es in Dialyseröhren mit 6.000 Da Cut-off. Dialyse das erhaltene sichtbare Band 2x für 20 min gegen 500 ml Wasser und über Nacht gegen 500 ml TN Puffer. Mit einem 0,22 m Porenfilter filtern und bei 4 °C lagern.

4. Phage-Cocktail-Zubereitung

1. Machen Sie eine Mischung aus vier Phagen, die den Stamm PAO1 infizieren, zuvor isoliert und charakterisiert⁸. Vor dem Mischen, schätzen Sie den Titer jedes Phagenbestands durch Plaque-Assay²⁰.
2. Montieren Sie den Phagencocktail mit einem Gesamttiter von 5 × 10⁸ pfu/ml, indem Sie gleich vier Phagenpräparate an derselben pfu/mL unmittelbar vor jedem Experiment mischen, um genaue Phagen-Titer zu gewährleisten.

5. Sammlung und Herstellung von Zebrafischembryonen zur cftr morpholinos Mikroinjektion

HINWEIS: Sammeln Sie 1-2 Zellembryonen von wildlebenden Zebrafischen für cftr morpholinos (cftr-MOs) Mikroinjektion.

1. Zwei Tage vor dem bakteriellen Mikroinjektionsexperiment, richten Sie Brutpaare ein und sammeln Embryonen, wie zuvor beschrieben²¹. Erwachsene Zebrafische (Danio rerio) der AB-Sorte wurden vom European Zebrafish Resource Center, EZRC, gekauft.
2. Am Tag danach die Embryonen unmittelbar nach der Befruchtung mit einer Plastikpipette oder mit einem Feinnetzsieb sammeln. Legen Sie die gesammelten Embryonen in eine Petrischale, die E3-Embryomedium enthält, und entfernen Sie vorsichtig den Schmutz mit einer Plastikpipette, um eine Kontamination zu vermeiden, die die Embryoentwicklung beeinträchtigen könnte.
3. Bereiten Sie 5 l Morpholino-Injektionslösung vor, indem Sie die beiden Morpholino-Stammlösungen (1 mM) in sterilem Wasser auf eine Endkonzentration von 0,25 pmol/embryo ATG-MO + 0,25 pmol/embryo splice-MO verdünnen. Um die Embryo-Injektion nachzuverfolgen, fügen Sie dem Morpholino-Injektionslösungsmix 0,5 l Phenolrot hinzu.
4. Laden Sie eine Mikroinjektionsnadel mit ca. 5 l der Morpholino-Mischlösung mit einer 20-L-Mikropipette mit feiner Gel-Ladespitze. Befesten Sie die Nadel am Mikromanipulator, der mit einem Ständer verbunden ist, und positionieren Sie sie unter einem Stereomikroskop.
   HINWEIS: Es ist nicht notwendig, dass die Lösung die Spitze der Nadel erreicht, da der Druck der Mikroinjektorpumpe sie drückt.
5. Clip aus der Spitze der Nadel durch Schneiden der Nadelspitze mit feiner steriler Pinzette. Messen Sie den Durchmesser des Tropfens mit einem Skalenbalken im Okular des Mikroskops. Alternativ können Sie einen Tropfen Mineralöl auf einen Mikrometerschlitten werfen und das Mikroinjektionsvolumen einstellen, indem Sie die Lösung in den Öltropfen injizieren, um die Tröpfchengröße zu bewerten. Verwenden Sie einen Tropfen mit einem Durchmesser von 156 m, um ein Volumen von 2 nL zu injizieren.
6. Stellen Sie den Mikroinjektor ein, indem Sie den Kompensationsdruck auf 15 hPa, die Einspritzzeit auf 0,5 s und den Injektionsdruck zwischen 300 und 600 hPa einstellen, um je nach verwendeter Nadel das richtige Injektionsvolumen zu erhalten.
7. Mit einer Kunststoffpipette ordnen Sie die Embryonen von Schritt 5.2 auf ein Glas in einer Petrischale mit 96 mm Durchmesser an.
   HINWEIS: Zu viel E3-Medium verhindert das richtige Eindringen der Mikroinjektionsnadel in die Chorion der Embryonen.
8. Durchdringen Sie die Chorion und dann das Eigelb mit der Nadel, um 2 nL in den Embryo zu injizieren, wie zuvor beschrieben²².
9. Injizierende Embryonen in eine Petrischale mit E3-Medium geben und bei 28 °C in einen Inkubator geben, damit sie sich bis zum Tag danach entwickeln können.

6. Mikroinjektion von Zebrafischembryonen mit Bakterien und Phagencocktail

HINWEIS: Um eine systemische Infektion durchzuführen, muss der Embryo eine Durchblutung haben, die in der Regel nach 26 hpf beginnt.

1. Nach 26 hpf (für Zebrafisch-Entwicklungsstadien beziehen sich auf Kimmel²¹) dechoronatische Embryonen mit Pronaselösung, die durch Auflösen von Pronasepulver in E3-Medium in einer Konzentration von 2 mg/ml hergestellt werden. Die Embryonen werden vorsichtig pipette, um die Chorion zu brechen. Entsorgen Sie das Pronase/E3-Medium und spülen Sie das Gericht mehrmals mit frischem E3 ab, um alle Pronase zu entfernen.
2. Anästhetisieren Zebrafisch-Embryonen in E3-Medium, das Tricain ca. 5 min vor injektionn enthält.
3. Pipette die anästhesierten Embryonen in die Spur in Schritt 1 vorbereitet. Verwenden Sie eine feine Gel-Ladespitze, um die Embryonen in der seitlichen Position zu säumen.
4. Laden Sie eine Mikroinjektionsnadel mit ca. 5 l des P. aeruginosa Präparats, wie in Teil 5 beschrieben.
5. Setzen Sie die Nadel dorsal an den Ausgangspunkt des Kanals von Cuvier, wo sie beginnt, sich über den Dottersack auszubreiten. Injizieren Sie ein Volumen von 1-3 nL und stellen Sie sicher, dass sich das Volumen direkt innerhalb des Kanals ausdehnt und in den Kreislauf gelangt.
6. Etwa nach jedem 50 injizierten Embryo injizieren Sie einen Tropfen der Bakterien in ein 1,5 ml Zentrifugenrohr mit 100 l sterilem PBS, um zu überprüfen, ob das Injektionsvolumen gleich bleibt. Das Inokulum auf LB-Agar (siehe Tabelle 1) über Nacht bei 37 °C verbuchen, um die KBE zu bewerten.
7. Die mikroinjizierten Embryonen in zwei saubere Petrischalen mit frischem E3-Medium + PTU übertragen und bei 28 °C inkubieren.
8. An zwei ausgewählten Zeitpunkten: 30 min oder 3 h nach der bakteriellen Injektion, nehmen Sie eine der Petri-Schalen mit bakteriellen Embryonen aus dem Brutkasten heraus und richten Sie sie in der Spur aus, wie in 6.3 für die Phagencocktail-Injektion beschrieben.
9. Eine Mikroinjektionsnadel mit ca. 5 l des Phagencocktails (in Schritt 4) mit einer feinen Gelladespitze aufladen und am Mikroinjektor fixieren (siehe Schritt 5).
10. Injizieren Sie den Phagencocktail in den Kanal von Cuvier der Embryonen, die zuvor mit Bakterien injiziert wurden.
11. Die mikroinjizierten Embryonen in zwei saubere Petrischalen mit frischem E3-Medium + PTU übertragen und bei 28 °C inkubieren.

7. Bewertung der bakteriellen Belastung von Embryonen, die mit PAO1 und Phagen injiziert werden

1. Bei 8 PSi, Pipette 15 beästheten Embryonen von der Petrischale zu einem 1,5 ml Zentrifugenrohr.
2. Ersetzen Sie die Anästhesielösung durch 300 L von 1% Triton X-100 in PBS (PBSTritonX) und homogenisieren Sie die Embryonen, indem Sie sie mindestens 15x durch eine Insulinspritze mit einer sterilen 27-G-Nadel übergeben.
3. Vorbereiten Sie serielle Verdünnungen von Homogenaten in sterilen PBS, indem Sie 100 l des verdünnten Homogenats in 900 l steriles PBS übertragen.
4. Zur Auswahl für den natürlich amperbfesten PAO1-Stamm, Platte 100 l der Verdünnungen auf LB-Agar mit Ampicillin (100 g/ml) zugesetzt und bei 37 °C über Nacht inkubieren.
5. Am Tag danach zählen Sie die Anzahl der Kolonien, multiplizieren Sie mit dem Verdünnungsfaktor, um die Gesamtzahl der KBE zu bestimmen, und dividieren Sie durch die Anzahl der Embryonen, die homogenisiert wurden, um die durchschnittliche Anzahl von KBE/infizierten Embryonen zu erhalten.

8. Bewertung der Letalität von Embryonen, die mit PAO1 und Phagen injiziert werden

1. Um die Tödlichkeit der PAO1-Infektion zu bewerten, bewerten Sie die injizierten Embryonen mit 20 PSi unter einem Stereomikroskop und zählen Sie für die toten Embryonen (weiß/nicht transparent).
2. Berechnen Sie die halbmaximale tödliche Konzentration 50 (LD50) Dosis von PAO1, die den Tod von 50% der injizierten Embryonen bei 20 hpf bestimmt.

9. Embryo-Vorbereitung für Stereomikroskop-Zeitraffer-Bildgebung der GFP⁺ PAO1-Infektion

1. Präatolieren Sie die Form für die Live-Embryo-Bildgebung, indem Sie 1,5% niedrigschmelzende Agarose in 100 ml E3-Lösung auflösen.
2. Fügen Sie 1% Tricaine (siehe Tabelle 1) hinzu, um die Embryonen zu beästhesieren.
3. Bei 4 PSi einen Embryo mit einer Kunststoffpipette in eine Glasbodenschale übertragen und die warme Agaroselösung mit niedrigem Schmelzpunkt hinzufügen.
4. Positionieren Sie die Glasbodenschale unter einem Stereomikroskop und positionieren Sie den Embryo mit einer Spitze in der gewünschten Ausrichtung. Verwenden Sie eine Kunststoffpipette, um vorsichtig einen Tropfen Agarose auf den Embryo hinzuzufügen.
5. Lassen Sie die Agarose 5-10 min abkühlen und füllen Sie die Glasbodenschale vorsichtig mit E3, das die Anästhesielösung enthält, um den Embryo feucht zu halten.
6. Legen Sie die Glasbodenschale mit dem Embryo unter das fluoreszierende Stereomikroskop mit einem Fluoreszenzfilter (Kanal 488 nm) für GFP⁺ Bakterien. Entfernen Sie die Petrischale erst nach weiteren Anschaffungen mit den gleichen Parametern bei 9, 14 und 18 PSi.

10. Expressionsanalysen von proinflammatorischen Zytokinen

1. Bei 20 PS i die Embryonen mit Tricain 1x Lösung ansiebeund von der Petrischale in ein 1,5 ml Zentrifugenrohr übertragen.
2. Entfernen Sie unter einer Dunstabzugshaube die Anästhesielösung und ersetzen Sie sie durch 200 L Guanidiumhydrochlorid-Reagenz.
3. Homogenisieren Sie Embryonen, indem Sie sie zunächst wiederholt durch eine 200-L-Pipette und dann mindestens 15x mit einer Insulinspritze mit einer sterilen 27 G Nadel pipetieren.
4. Extrahieren Sie die gesamte RNA aus homogenisierten Zebrafischembryonen unter Verwendung eines handelsüblichen Guanidiumhydrochlorid-Reagenzien gemäß den Anweisungen des Herstellers.
5. Behandeln Sie 1 g jeder RNA-Probe mit 2 l/l DNase I (RNase-frei) nach den Anweisungen des Herstellers.
6. Verwenden Sie 1 g DNase I-behandelte RNA für die Reverse-Transkriptionsreaktion (RT) mit handelsüblichem Kit (siehe Tabelle der Materialien), in einem Gesamtvolumen von 20 l gemäß den Anweisungen des Herstellers.
7. Führen Sie die RT qPCR-Reaktion in einem Gesamtvolumen von 10 l mit 1x SYBR Green Mastermix unter Verwendung von 1,5 l einer 1:6-Verdünnung der RT-Reaktion durch. Verwenden Sie für die Normalisierung die Primer für die Haushaltungsgene rpl8 und für pro-inflammatorische Zytokine, verwenden Sie Primer für TNF-α und IL-1" (siehe Tabelle 2). qPCR-Protokoll war: Zyklus 1 Schritt 1: 95 °C, 2 min, einmal wiederholen; Zyklus 2: Schritt 1 95 °C, 10 s, Schritt 2 55 °C, 30 s, 40x wiederholen; Zyklus 3: Schritt 1 72 °C, 15 Min.

Ergebnisse

Die hier vorgestellten Ergebnisse und Zahlen beziehen sich auf CF-Embryonen, die durch injektion von cftr morpholinos erzeugt wurden, wie zuvor^{beschrieben 10} und in Schritt 5. Zur Validierung des CF-Phänotyps wurde die eingeschränkte Position der inneren Organe wie Herz, Leber und Bauchspeicheldrüse, wie zuvor beschrieben¹⁷ (Abbildung 1) berücksichtigt. Ähnliche Ergebnisse wurden bei den WT-Embryonen erzielt, wie in unserer vorher...

Diskussion

In diesem Manuskript beschrieben wir das Protokoll zur Durchführung einer P. aeruginosa (PAO1) Infektion bei Zebrafischembryonen und wie man eine Phagentherapie mit einem Cocktail von Phagen anwenden kann, der zuvor als in der Lage identifiziert wurde, PAO1 zu infizieren, um es zu lösen. Die Verwendung von Bakteriophagen als Alternative zu Antibiotikabehandlungen ist seit einigen Jahren von wachsendem Interesse. Dies ist hauptsächlich auf die Verbreitung multiresistenter (MDR) bakterieller Infektionen zurück...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Bacto Agar	BD	214010
Calcium chloride	Sigma-Aldrich	10043-52-4
CsCl	Sigma-Aldrich	289329
Dulbecco's phospate buffered saline PBS	Sigma-Aldrich	D8537
Ethyl 3-aminobenzoate methanesulfonate	Sigma-Aldrich	886-86-2	common name tricaine
Femtojet Micromanipulator	Eppendorf	5247
Fleming/brown P-97	Sutter Instrument Company	P-97
LE-Agarose	Sigma-Aldrich	11685660001
Low Melting Agarose	Sigma-Aldrich	CAS 9012-36-6
Magnesium sulfate	Sigma-Aldrich	7487-88-9
Methyl Blue	Sigma-Aldrich	28983-56-4
Microinjection needles	Harvard apparatus
N-Phenylthiourea >=98%	Aldrich-P7629	103-85-5
Oligo Morpholino	Gene Tools		designed by the researcher
PEG6000	Calbiochem	528877
Phenol Red Solution	Sigma-Aldrich	CAS 143-74-B
Potassium chloride	Sigma-Aldrich	7447-40-7
Pronase	Sigma-Aldrich	9036-06-0
Sodium chloride ACS reagent, ≥99.0%	Sigma-Aldrich	S9888
Stereomicroscope	Leica	S9I
Tris HCl	Sigma-Aldrich	T5941
Triton X	Sigma-Aldrich	T9284
Tryptone	Oxoid	LP0042B
Yeast extract	Oxoid	LP0021B
Z-MOLDS Microinjection	Word Precision Instruments