Induktion von Myokardinfarkt und myokardialer Ischämie-Reperfusionsschädigung bei Mäusen

Zusammenfassung

Hier beschreiben wir eine einfache und reproduzierbare Methode, die bei Mäusen durch Präzisionsligation der linken vorderen absteigenden Koronararterie durch Mikromanipulation einen Myokardinfarkt oder eine myokardiale Ischämie-Reperfusionsverletzung induzieren kann.

Zusammenfassung

Der akute Myokardinfarkt ist eine häufige Herz-Kreislauf-Erkrankung mit hoher Mortalität. Eine myokardiale Reperfusionsverletzung kann den positiven Auswirkungen des Herzreflows entgegenwirken und eine sekundäre Myokardschädigung induzieren. Ein einfaches und reproduzierbares Modell des Myokardinfarkts und der myokardialen Ischämie-Reperfusionsverletzung ist ein gutes Werkzeug für Forscher. Hier wird eine anpassbare Methode zur Erstellung eines Myokardinfarktmodells (MI) und MIRI durch Präzisionsligation der linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) durch Mikromanipulation beschrieben. Die genaue und reproduzierbare Ligaturpositionierung des LAD trägt dazu bei, konsistente Ergebnisse bei Herzverletzungen zu erzielen. ST-Segment-Änderungen können helfen, die Modellgenauigkeit zu identifizieren. Der Serumspiegel von kardialem Troponin T (cTnT) wird verwendet, um die Myokardverletzung zu beurteilen, Herzultraschall wird verwendet, um die myokardiale systolische Funktion zu beurteilen, und Evans-Blue/Triphenyltetrazoliumchlorid-Färbung wird verwendet, um die Infarktgröße zu messen. Im Allgemeinen verkürzt dieses Protokoll die Dauer des Eingriffs, gewährleistet eine kontrollierbare Infarktgröße und verbessert das Überleben der Maus.

Einleitung

Der akute Myokardinfarkt (AMI) ist eine weltweit häufige Herz-Kreislauf-Erkrankung und mit hoher Sterblichkeit verbunden¹. Fortschritte in der Technologie machen eine frühzeitige und wirksame Revaskularisierung für AMI-Patienten möglich. Nach diesen Behandlungen kann es bei einigen Patienten zu einer myokardialen Ischämie-Reperfusionsverletzung (MIRI) kommen². Daher ist es von großer Bedeutung, die Wirkmechanismen zu verstehen und MI/MIRI zu verbessern. Mäuse werden aufgrund ihrer geringen Kosten, ihrer kurzen Brutzeit und ihrer einfachen genetischen Veränderungen häufig als Modelle verwendet³. Wissenschaftler haben verschiedene Methoden entwickelt, um MIRI und MI bei Tieren^zu modellieren 4,5,6,7,8,9. Diese Strategie fördert die Forschung, aber die unterschiedlichen Kriterien und Methoden erschweren die Interpretation der Ergebnisse zwischen den Forschungsteams.

Bei Mäusen wurde der Myokardinfarkt durch Isoproterenol¹⁰, Kryoverletzung ^{11,12 oder} Kauterisation¹³ induziert. Ein Myokardinfarkt kann leicht durch Isoproterenol induziert werden, aber der pathophysiologische Prozess unterscheidet sich von dem des klinischen Myokardinfarkts. Kryoverletzungs-induzierter Myokardinfarkt hat eine schlechte Konsistenz, löst übermäßige Myokardschäden um die linke anteriore absteigende Koronararterie (LAD) aus und kann leicht Arrhythmien hervorrufen. Der durch Kauterisation induzierte Myokardinfarkt unterscheidet sich deutlich vom natürlichen Prozess des Myokardinfarkts, und die Entzündungsreaktion im brennenden Bereich ist intensiver; Darüber hinaus weist der chirurgische Ansatz technische Schwierigkeiten auf. Darüber hinaus gibt es einige Laboratorien¹⁴, die ein MI-Modell bei Minischweinen entwickeln, bei denen Ballonblockierung oder Embolisation oder Thrombose durch interventionelle Technik verwendet wird. Alle diese Methoden können direkt zu einem Verschluss der Herzkranzgefäße führen, aber die Notwendigkeit von Koronarangiographiegeräten und vor allem der zu dünnen Herzkranzgefäße der Maus macht diese Operationen nicht praktikabel. Bei MIRI waren die Unterschiede zwischen den verschiedenen Modellen recht gering, wie z. B. die Verwendung von Atemschutzmasken/Mikromanipulation oder nicht ^5,6.

Hier wird eine einfache und zuverlässige Methode beschrieben, die MI induzieren kann, und das MIRI-Modell, das von den zuvor veröffentlichten Methoden 4,5,6,7,8,9,15 adaptiert wurde. Mit dieser Methode können pathophysiologische Prozesse durch direkte Blockade des LAD durch Ligatur simuliert werden. Darüber hinaus kann dieses Modell durch die Entlastung der Ligatur auch eine Reperfusionsschädigung simulieren. In diesem Protokoll wird ein Präpariermikroskop für die LAD-Visualisierung verwendet. Dann kann der Forscher die LAD leicht identifizieren. In der Folge führt eine genaue Ligatur des LAD zu einem reproduzierbaren und vorhersagbaren Blutverschluss und einer ventrikulären Ischämie. Darüber hinaus können elektrokardiographische (EKG) Veränderungen verwendet werden, um Ischämie und Reperfusion zusätzlich zu den unter dem Mikroskop beobachteten Farbänderungen des LAD zu bestätigen. Diese Strategie führt zu einer kürzeren Verfahrensdauer, einem geringeren Risiko für chirurgische Komplikationen und weniger benötigten Versuchsmäusen. Die Methoden für den Troponin-T-Test, den Herzultraschall und die Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-Färbung werden ebenfalls beschrieben. Insgesamt ist dieses Protokoll sowohl für Studien des MI/MIR-Mechanismus als auch für die Arzneimittelforschung nützlich.

Protokoll

Tierstudien wurden vom Animal Care and Utilization Committee der Huazhong University of Science and Technology (Wuhan, China) genehmigt.

HINWEIS: Männliche C57BL/6J-Mäuse (8-10 Wochen) werden als Modelle verwendet. Mäuse haben freien Zugang zu Futter und Wasser und werden unter spezifischen, pathogenfreien Bedingungen gezüchtet. Der Raum wird unter kontrollierter Temperatur (22 °C ± 2 °C) und Luftfeuchtigkeit (45%-65%) gehalten. Mäuse werden in der Tierpflegeeinrichtung der Tongji Medical School (Wuhan, China) gemäß den von dieser Einrichtung festgelegten Richtlinien einer 12-stündigen Hell-Dunkel-Umgebung ausgesetzt. Verwenden Sie sterile mikrochirurgische Instrumente und chirurgisches Zubehör. Chirurgische Handschuhe und Masken sind während des gesamten Eingriffs erforderlich. Der experimentelle Arbeitsablauf ist in Abbildung 1A dargestellt.

1. Präoperative Vorbereitung

1. Verwenden Sie während des gesamten chirurgischen Eingriffs einen rechteckigen Operationstisch (OT) mit einem vorgewärmten Heizkissen (37 °C) (Abbildung 1B). Desinfizieren Sie die Tafel mit ultraviolettem Licht und 70%igem Alkohol, bevor Sie mit dem Verfahren beginnen.
2. Wiegen Sie alle Mäuse genau, um die Dosis der benötigten Anästhetika zu berechnen. Anschließend werden die Mäuse mit Ketamin (80 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) per intraperitonealer Injektion anästhesiert. Sorgen Sie für eine angemessene Narkosetiefe, indem Sie keinen Rückzugsreflex auf Zehenkneif- und Blinzelreflexe ausüben.
3. Legen Sie die Maus in Rückenlage mit Gaze unter den Kopf, um eine Überhitzung der Augen zu vermeiden. Tragen Sie Augensalbe auf die Augen auf, um sie vor dem Austrocknen zu schützen.
4. Rasieren Sie das Fell auf der linken präkordialen Brust mit einem elektrischen Rasierer. Verwenden Sie eine Fellentfernungscreme auf dem vorrasierten Brustkorb und massieren Sie sie mit einem sterilen Wattestäbchen ~1 Minute lang gleichmäßig ein. Wischen Sie das überschüssige lose Fell mit Gaze ab.
5. Verwenden Sie Povidon-Jod, gefolgt von 70%igem Alkohol, um den Bereich zu reinigen. Bedecke den Brustkorb mit Gaze.
6. Verwenden Sie eine 4-0-Naht unter den oberen Schneidezähnen und befestigen Sie sie am Verankerungspunkt (nahe dem Rand des OT über der Nase), um den Mund leicht offen zu halten und die Kanülierung zu erleichtern.
7. Ziehe am Schwanz, um den Körper gerade zu halten, und befestige den Schwanz mit Klebeband am OT. Befestigen Sie die vier Gliedmaßen und ziehen Sie sie an den anderen Verankerungspunkten fest. Wichtig ist, dass Sie die vorderen Gliedmaßen nicht überdehnen. Andernfalls kann es zu einer Beeinträchtigung der Atemwege kommen.
8. Verwende gebogene Pinzetten und Pinzetten, um den Kiefer zu öffnen und die Zunge anzuheben. Verwenden Sie einen Illuminator, um den Hals und die Stimmritze deutlich zu visualisieren.
9. Führen Sie eine 22-G-Kanüle vorsichtig mit einer stumpfen und abgeschnittenen Nadel durch den Mund ~1 cm den Rachen hinunter in die Luftröhre ein. Halten Sie die Zunge mit einer Hand fest, bewegen Sie sie mit einer stumpfen Pinzette leicht nach oben und führen Sie gleichzeitig mit der anderen Hand den Schlauch vorsichtig in die Luftröhre ein. Achten Sie darauf, den Schlauch nicht in die Speiseröhre einzuführen.
10. Entfernen Sie die Nadel vorsichtig. Überprüfen Sie die Intubation, indem Sie den Schlauch ins Wasser halten, um Blasen zu erkennen, bevor Sie ihn an das Beatmungsgerät anschließen.
11. Schließen Sie den Endotrachealtubus an ein Beatmungsgerät an, das auf 120/min eingestellt ist und dessen Tidalvolumen auf 250 μl eingestellt ist.
    HINWEIS: Die Einstellung des Beatmungsgeräts wird an das Körpergewicht angepasst (im Allgemeinen erfordert ein höheres Körpergewicht ein höheres Atemzugvolumen).
12. Überprüfen Sie die Intubation, indem Sie die bilaterale symmetrische Thoraxerweiterung überprüfen. Dann wird die Verbindung mit Klebeband am OT befestigt, um ein Herunterfallen des Schlauches zu vermeiden.
13. Platzieren Sie EKG-Elektroden an den Pfoten und schließen Sie sie an den EKG-Rekorder an. Überwachen Sie die Elektrophysiologie des Herzens während des gesamten Eingriffs.

2. Thorakotomie

1. Entferne die Gaze am Brustkorb. Desinfizieren Sie die Schnittbereiche erneut mit 70%igem Alkohol in drei Peeling-Zyklen. Decken Sie die Maus dann mit einem sterilen OP-Tuch mit einem Loch über dem Operationsfeld ab, um die Kontamination des Operationsfeldes zu reduzieren.
2. Machen Sie mit einem sterilen Skalpell einen schrägen Hautschnitt (0,8-1,0 cm) entlang der linken mittleren Schlüsselbeinlinie.
3. Führen Sie eine stumpfe Dissektion des Unterhautgewebes durch, um die darunter liegenden Rippen freizulegen. Achten Sie darauf, Gefäße, Rippen und Lungen nicht zu verletzen. Stoppen Sie die Blutung, indem Sie sterile Baumwollapplikatoren verwenden.
4. Identifizieren und machen Sie einen Schnitt von ca. 6-8 mm im dritten Zwischenrippenraum. Führen Sie dann eine stumpfe Dissektion des Gewebes im Zwischenküstenraum durch, um die Brusthöhle zu öffnen. Achten Sie darauf, die Arteria thoracica interna nicht zu verletzen.
5. Verwende eine Pinzette, um den Interkostalraum zu überspannen. Führen Sie vorsterilisierte, selbstgemachte Retraktoren (Abbildung 1C) in den Brustkorb ein und ziehen Sie sie zurück, um den Einschnitt auf ~6 mm Breite zu spreizen. Befestigen Sie die Retraktoren mit Gummibändern am OP.
6. Entfernen Sie das umliegende Gewebe vorsichtig, um das Herz vollständig freizulegen. Ziehen Sie den Herzbeutel vorsichtig mit einer gebogenen Pinzette ab, ohne das Herz zu verletzen. Nun ist eine freie Sicht auf das Herz gegeben.

3. LAD-Ligatur

HINWEIS: Der LAD erscheint als dünne rote Linie, die senkrecht von der Nähe des Apex nach unten durch die linke Herzkammer verläuft. Der LAD hat eine leuchtend rote Farbe, also achten Sie darauf, ihn nicht mit einer Vene zu verwechseln. In der Regel befindet sich die Ligaturstelle ~1-2 mm unterhalb der linken Ohrmuschel. Diese Ligaturposition erzeugt etwa 40%-50% der Ischämie im linken Ventrikel. Eine höhere Position führt zu einer ausgedehnteren Infarktzone. Eine weiter entfernte Lokalisation führt zu einer kleineren Infarktzone.

1. Verwenden Sie ein Präpariermikroskop und richten Sie ein fokussiertes und geeignetes Licht für die LAD-Visualisierung. Drücken Sie vorsichtig auf die Stelle unterhalb der gewählten Ligaturposition, um die LAD vorübergehend zu vergrößern (≤5 s pro Mal). Überprüfen Sie die LAD auf diese Weise erneut.
2. Verwende eine spitz zulaufende Nadel (3/8, 2,5 x 5), um eine 8-0 zu passieren Seidenligatur unter dem LAD unter dem Präpariermikroskop. Seien Sie vorsichtig mit der Nadeltiefe: nicht zu tief, um in die linke Herzkammer einzudringen, und nicht zu flach, um eine Beschädigung der LAD zu vermeiden.
3. Binde die Ligatur mit einem lockeren Doppelknoten. Der Schlaufendurchmesser beträgt ca. 2-3 mm.
4. Legen Sie einen 2-3 mm PE-10 Schlauch in eine Schlaufe parallel zur Arterie.
5. Ziehen Sie die Ligaturschlaufe vorsichtig fest, bis sie sich um die Arterie und den Schlauch befindet. Befestigen Sie dann die Schlaufe mit einem Schlupfknoten. Achten Sie darauf, die Herzmuskelwand nicht durch übermäßigen Anzugsdruck zu beschädigen.
   HINWEIS: Für die Scheinoperationsgruppe wird keine Ligatur durchgeführt.
6. Bestätigen Sie die Beendigung des Blutflusses im LAD: beobachten Sie nach der Ligatur eine blassere Farbe in der Vorderwand des LV. Darüber hinaus deutet eine signifikante ST-Erhöhung innerhalb weniger Herzschläge auch auf eine Okklusion^{hin 16}. Wenn eine permanente Ligatur erforderlich ist (z. B. MI), entfernen Sie den PE-10-Schlauch und binden Sie den LAD direkt mit einem Knoten. Setzen Sie den verbleibenden Vorgang fort, wie in Schritt 4.3 unten beschrieben.
7. Entfernen Sie die Retraktoren aus dem Einschnitt. Verschließen Sie dann die Wunde vorübergehend mit einer Bulldoggenklemme. Die Dauer der Ischämie richtet sich nach dem Versuchsplan. Stellen Sie sicher, dass die Maus weiterhin mit dem Beatmungsgerät verbunden ist.

4. Reperfusion

1. Wenn die Periode der Ischämie endet, entfernen Sie die Bulldoggenklemme und führen Sie die Retraktoren erneut ein, um den Einschnitt zu öffnen und das Herz (insbesondere die Ligaturstelle) freizulegen.
2. Lösen Sie den Strumpfknoten und entfernen Sie den PE-10-Schlauch. Bestätigen Sie die Wiederherstellung des Blutflusses in diesem Schritt, indem Sie innerhalb von 20 Sekunden beobachten, wie sich die Farbe wieder zu Rosa-Rot ändert. Gleichzeitig sollte das EKG genau beobachtet werden: Eine mögliche Auflösung der ST-Hebung deutet ebenfalls auf eine Reperfusion hin.
3. Belassen Sie das 8-0 Ligatur in situ für die anschließende Evans-Blue- und TTC-Färbung. In anderen Fällen entfernen Sie die Naht in diesem Schritt.
4. Entfernen Sie die Retraktoren und schließen Sie den Einschnitt, indem Sie die dritte und vierte Rippe mit einer 4-0-Nylonnaht vernähen. Achten Sie darauf, die Lunge nicht zu verletzen. Drücken Sie die Luft heraus, die in der Brusthöhle eingeschlossen sein könnte, indem Sie sanft auf die Brust drücken, während Sie die Nahtknoten binden.
5. Verschließen Sie die Muskelschichten mit durchgehenden Nähten. Schließen Sie die Haut mit einer 4-0-Nylonnaht; Durchgehende Nähte und unterbrochene Nähte sind akzeptabel.

5. Nachsorge

1. Beobachten Sie die Maus sorgfältig auf Anzeichen einer Erholung von der Narkose, z. B. Bewegungen des Schwanzes oder der Schnurrhaare. Danach nimmt die Maus in der Regel ein normales Atemmuster mit einer Atemfrequenz von etwa 150 Schlägen pro Minute wieder auf. Extubieren Sie die Maus, indem Sie den Schlauch langsam entfernen.
2. Überwachen Sie die Maus für weitere 3-5 Minuten, um sicherzustellen, dass keine Atemnot auftritt.
3. Verabreichen Sie 100 μl Buprenorphin (0,1 mg/ml, s.c.), nachdem die Maus zu atmen begonnen hat. Verabreichen Sie in den nächsten 24 Stunden alle 4-6 Stunden eine zusätzliche Dosis. Verabreichen Sie Ibuprofen als zusätzliche Schmerzlinderung im Trinkwasser als 0,2 mg/ml-Lösung für 2 Tage vor und ≤7 Tage nach der Operation.
4. Halten Sie die Mäuse warm und verringern Sie das Sterberisiko, indem Sie Wärmedämmdecken verwenden, da Mäuse nach der Narkose zu Unterkühlung neigen.

6. Validierung nach dem Eingriff

1. Troponin-T-Test
   1. Es werden Blutproben aus den retroorbitalen Plexus entnommen und die Seren durch Zentrifugation isoliert (3.000 × g, 10 min, Raumtemperatur).
   2. Verdünnen Sie 20 μl Serum auf 100 μl mit Kochsalzlösung für den Troponin-T-Test. Die restlichen Proben werden bei -80 °C gelagert.
   3. Erkennen Sie das Troponin T (cTnT mit einem handelsüblichen Kit gemäß den Anweisungen des Herstellers.
2. Ultraschall des Herzens
   HINWEIS: Der Herzultraschall wird verwendet, um Herzfunktions- und Wandbewegungsanomalien in verschiedenen Stadien vor und nach der Operation gemäß dem Versuchsdesign^17,18 zu beurteilen. Gemessen werden verschiedene Parameter wie Ventrikelwanddicke, Ventrikelvolumen, Ventrikelhöhlendurchmesser, Ejektionsfraktion und Kurzachsenverkürzungsfraktion.
   1. Betäuben Sie die Mäuse mit Ketamin (80 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg) per intraperitonealer Injektion.
   2. Rasiere die Brust mit einem elektrischen Rasierer. Fellentfernungscreme verwenden und gleichmäßig einmassieren. Wischen Sie das überschüssige lose Fell mit Gaze ab.
   3. Setzen Sie die Maus auf den OP und sichern Sie die vier Gliedmaßen mit Klebeband.
   4. Platzieren Sie die Ultraschallsonde (30 MHz) im vorderen Bereich des Herzens in ~ 30° zum Brustbein. Die Sonde in dieser Ansicht ist auf die Längsachse des Herzens ausgerichtet. Stellen Sie den Ultraschall in den B-Modus; Die linke Herzkammer, der linke Vorhof, die Mitralklappe und die aufsteigende Aorta können eindeutig identifiziert werden. Verwenden Sie die Videoaufzeichnung, um Daten für die anschließende Analyse zu erhalten.
   5. Durch Drehen des Schallkopfes um 90° im Uhrzeigersinn erhalten Sie eine parasternale Kurzachsenansicht auf Höhe der Papillarmuskeln, um die linke und rechte Herzkammer eindeutig zu erkennen. Verwenden Sie dann den B-Modus und den M-Modus , um die Herzfunktion und Morphometrie zu beurteilen.
   6. Berechnen Sie den linksventrikulären enddiastolischen Durchmesser (Dd), den endsystolischen Durchmesser (Ds) und die interventrikuläre Septumdicke, indem Sie die entsprechende Stelle in den Ultraschallbildern angeben.
      HINWEIS: Das Gerät berechnet manuell das linksventrikuläre enddiastolische Volumen (LVEDV) und das endsystolische Volumen (LVESV). Außerdem berechnet die Maschine die Werte für die fraktionierte Verkürzung (FS) und die Auswurffraktion (EF) mit den Formeln FS = (Dd-Ds)/Dd × 100 % und EF= (LVEDV-LVESV)/LVEDV × 100 %. Wählen Sie fünf aufeinanderfolgende Herzzyklen aus und ermitteln Sie deren Mittelwerte.
3. Messung der Myokardinfarktgröße
   HINWEIS: Die Evans-Blue/TTC-Färbung wird zur Messung der Infarktgröße verwendet, da sie die Lebensfähigkeit des Gewebes beurteilen kann¹⁹. Es wird empfohlen, innerhalb von 72 Stunden nach der Reperfusion zu färben, da die Narbe schrumpft. Dieser Schritt wird nach der Euthanasie des Tieres mit 200 mg/kg Pentobarbital-Natrium durch intraperitoneale Injektion durchgeführt.
   1. Legen Sie das Herz erneut frei, indem Sie die vorherigen Verfahren aus den Schritten 2.2 bis 2.5 befolgen. Anschließend wird die LAD am Ende der gewünschten Reperfusionsdauer an der Ausgangsstelle religiert, die durch die in Schritt 4.3 erwähnte Naht validiert wurde.
   2. Kanülieren Sie die Aorta und perfundierten Sie dann das Herz mit 0,3 ml 1%iger Evansblau-Lösung. Das Myokard der nicht-ischämischen Region ist blau gefärbt. Nach der Perfusion wird das Herz schnell entfernt, indem die Aorta mit einer Schere durchtrennt wird.
   3. Waschen Sie dann das Herz in KCl-Lösung (30 mM), um den Herzschlag zu stoppen. Bei -20 °C für ≥4 h lagern, nachdem das umgebende Fettgewebe entfernt wurde.
   4. Schneiden Sie das Herz in Querrichtung mit einem scharfen Skalpell in fünf Scheiben mit einer Dicke von 1 mm. Die Scheiben werden gewogen und anschließend mit 2% TTC für 40 min bei 37 °C inkubiert.
      HINWEIS: Nach der Inkubation werden die Infarktbereiche als weiß abgegrenzt, während lebensfähiges Gewebe in Nicht-Infarktbereichen rot bleibt.
   5. Die Scheiben über Nacht mit 4% Formaldehyd fixieren.
      HINWEIS: Diese Aktion verstärkt den Kontrast zwischen dem Infarktbereich und dem Nicht-Infarktbereich. Außerdem werden die Scheiben verkleinert.
   6. Fotografieren Sie die Scheiben mit einer Digitalkamera. Berechnen Sie dann den Risikobereich (AAR), den Infarktbereich und die nicht-ischämische Zone mithilfe einer Grafiksoftware.
      HINWEIS: Nach der Evans-Blue/TTC-Doppelfärbung ist der blaue Bereich der "normale" Bereich. Die übrigen Bereiche (einschließlich Weiß und Rot) sind die Bereiche mit "Ischämierisiko": Der weiße Bereich ist der Myokardinfarktbereich (IA) und der rote Bereich ist der ischämische (aber nicht infarktierte) Bereich. Unter Berücksichtigung der Inkonsistenz der Größe der Herzschnitte werden die Ergebnisse um das Gewicht bereinigt.
      
      Zuweisen:
      A1-A5 für Bereich der Infarktzone / Bereich des Herzschnitts;
      B1-B5 für Bereich der Nicht-Infarktzone/ Bereich des Herzschnitts;
      W1-W5 für Gewicht der Herzscheibe.
      
      Dann:
      Gesamtgewicht des infarktierten Myokards: W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5;
      Gesamtgewicht des nicht infarktierten Myokards: W1 × B1 + W2 × B2 + W3 × B3 + W4 × B4+ W5 × B5;
      Gesamtgewicht AAR = (W1 + W2 + W3 + W4 + W5) - (W1 × A1 + W2 × A2 + W3 × A3 + W4 × A4 + W5 × A5)
      
      Endlich:
      Der Bereich der myokardialen Ischämie wird als Prozentsatz der AAR im linken Ventrikel berechnet:
      
      Der Bereich des Myokardinfarkts wird als Prozentsatz der IA im AAR berechnet:
      

Ergebnisse

Der experimentelle Arbeitsablauf ist in Abbildung 1A dargestellt. Der Forscher kann die Zeitknoten entsprechend dem Versuchsdesign bei Studienbeginn planen. Die Dauer der LAD-Ligatur richtet sich nach dem Forschungszweck. Bei Myokardinfarkt kann die Forschung den Reperfusionsschritt ignorieren. Herzultraschall ist in verschiedenen Stadien der Studie verfügbar, da er nicht-invasiv ist, während die Evans-Blue/TTC-Färbung nur durchgeführt werden kann, wenn die Maus getötet wird. Für Forsc...

Diskussion

In den letzten Jahren hat sich die Erstellung von Modellen für MI und MIRI in der klinischen und wissenschaftlichen Forschung rasant entwickelt^20,21. Es gibt jedoch noch einige Fragen, wie z. B. die Mechanismen der Maßnahmen und wie MI/MIRI verbessert werden können, die geklärt werden müssen. Hier wird ein modifiziertes Protokoll zur Etablierung eines murinen Modells von MI und MIRI beschrieben. Einige wichtige Punkte müssen sorgfältig abgewogen werden.

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
0.9 % sodium chloride solution	Kelun Industry Group,China		-
4% paraformaldehyde fixing solution	Servicebio,China	G1101	-
4-0 silk suture	Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products,China	C412	-
8-0 suture	Shanghai Pudong Jinhuan Medical Products,China	H801	-
Buprenorphine	IsoReag,China	IR-11190	-
Camera	Canon,Japan	EOS 80D	-
Depilatory cream	Veet,French		-
Elecsys Troponin T hs STAT	Roche,Germany		-
Electrochemical luminescence immunoanalyzer	Roche,Germany	Elecsys 2010	-
Evans blue	Sigma,America	E2129	-
Eye scissors	Shanghai Medical Instruments,China	JC2303	-
Haemostatic forceps	Shanghai Medical Instruments,China	J31020	-
High frequency in vivo imaging systems	Visualsonics,Canada	Vevo2100	-
Ibuprofen	PerFeMiKer,China	CLS-12921	-
Intravenous catheter	Introcan,Germany	4254090B	-
Ketamine	Sigma-Aldrich,America	K2753	-
Medical alcohol	Huichang ,China		-
Microneedle holders	Shanghai Medical Instruments,China	WA2040	-
Microscopic shears	Shanghai Medical Instruments,China	WA1040	-
Microsurgical forceps	Shanghai Medical Instruments,China	WA3020	-
Mouse electrocardiograph	Techman,China	BL-420F	-
Needle holders	Shanghai Medical Instruments,China	JC3202	-
operating floor	Chico,China	ZK-HJPT	-
PE-10 tube	Huamei,China		-
Pentobarbital	Merck,America	1030001	-
Rodent Ventilator	Shanghai Alcott Biotech,China	ALC-V8S-P	-
Stereo microscope	Aomei Industry,China	SZM0745-STL3-T3	-
Surgical thermostatic heating pad	Globalebio, China	GE0-20W	-
Triphenyltetrazolium chloride	Servicebio,China	G1017	-
Xylazine	Huamaike Biochemicals and Life Science Research Prouducts,China	323004	-