JoVE Logo
Autoren
Kontakt

Anmelden

Zum Anzeigen dieser Inhalte ist ein JoVE-Abonnement erforderlich. Melden Sie sich an oder starten Sie Ihre kostenlose Testversion.

In diesem Artikel

  • Zusammenfassung
  • Zusammenfassung
  • Einleitung
  • Protokoll
  • Ergebnisse
  • Diskussion
  • Offenlegungen
  • Danksagungen
  • Materialien
  • Referenzen
  • Nachdrucke und Genehmigungen

Zusammenfassung

Das vorliegende Protokoll beschreibt die echokardiographische Beurteilung der linksventrikulären Morphologie, Funktion und des koronaren Blutflusses bei 7 Tage alten neugeborenen Mäusen.

Zusammenfassung

Die Echokardiographie ist ein nicht-invasives Verfahren, das die Bewertung struktureller und funktioneller Parameter in Tiermodellen kardiovaskulärer Erkrankungen ermöglicht und zur Beurteilung der Auswirkungen potenzieller Behandlungen in präklinischen Studien eingesetzt wird. Echokardiographische Studien werden normalerweise an jungen erwachsenen Mäusen (d. H. 4-6 Wochen alt) durchgeführt. Die Beurteilung der frühen neonatalen kardiovaskulären Funktion wird aufgrund der geringen Größe der Mauswelpen und der damit verbundenen technischen Schwierigkeiten in der Regel nicht durchgeführt. Eine der wichtigsten Herausforderungen besteht darin, dass die kurze Länge der Gliedmaßen der Welpen verhindert, dass sie die Elektroden in der Echokardiographie-Plattform erreichen. Die Körpertemperatur ist die andere Herausforderung, da Welpen sehr anfällig für Temperaturschwankungen sind. Daher ist es wichtig, einen praktischen Leitfaden für die Durchführung echokardiographischer Studien an kleinen Mauswelpen zu erstellen, um Forschern zu helfen, frühe pathologische Veränderungen zu erkennen und das Fortschreiten von Herz-Kreislauf-Erkrankungen im Laufe der Zeit zu untersuchen. Die aktuelle Arbeit beschreibt ein Protokoll zur Durchführung der Echokardiographie bei Mäusewelpen im frühen Alter von 7 Tagen. Die echokardiographische Charakterisierung der kardialen Morphologie, Funktion und des Koronarflusses bei neonatalen Mäusen wird ebenfalls beschrieben.

Einleitung

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, die kardiale Morphologie, Funktion und den Koronararterienfluss bei 7 Tage alten neonatalen Mauswelpen mittels Echokardiographie zu untersuchen. Der Grund für die Entwicklung dieser Technik besteht darin, frühe Veränderungen des Koronarflusses und der Herzfunktion in Mausmodellen für Herzerkrankungen zu bestimmen1. Der nicht-invasive Charakter der Echokardiographie ist vorteilhaft, da sie es Forschern ermöglicht, die kardiovaskuläre Funktion unter physiologischen Bedingungen zu beurteilen, und den Forschern ein Screening-Werkzeug für die Untersuchung gezielter Therapien zur Behandlung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen zur Verfügung stellt 2,3. Traditionell werden echokardiographische Studien mit jungen erwachsenen Mäusen durchgeführt (4-6 Wochen); Einige Mäusemodelle (d.h. genetisch veränderte Modelle) zeigen jedoch bereits in diesem Alter krankhafte Veränderungen und Herzfunktionsstörungen. Daher hat sich die Herzforschung im Tiermodell vor allem auf Therapeutika konzentriert, die Herzfunktionsstörungen lindern oder behandeln. Im Gegensatz dazu wurden die Forschungsanstrengungen in jüngerer Zeit neu ausgerichtet, um sich auf präventive Maßnahmen und frühzeitige Interventionen bei Herzerkrankungen zu konzentrieren4.

Frühere Studien haben die Verwendung der Echokardiographie zur Messung der Herzfunktion in Modellen des Myokardinfarkts bei Neugeborenenmäusen beschrieben 5,6; Diese Studien konnten jedoch den Koronarfluss nicht messen und vor allem während des Eingriffs kein Elektrokardiogramm (EKG) und keine Herzfrequenzdaten (HR) aufzeichnen, höchstwahrscheinlich aufgrund der geringen Größe der Gliedmaßen der Welpen, die die Elektrodenpads nicht erreichen konnten. Wir überwinden dieses Problem in diesem Protokoll, indem wir Aluminiumfolie an den Gliedmaßen befestigen, damit sie die Elektrodenpads erreichen und einen EKG-Schaltkreis erstellen können. Darüber hinaus beschreibt und charakterisiert dieses Protokoll den Koronararterienfluss bei neugeborenen Mäusen.

Diese Studie erhielt B-Mode- und M-Mode-Bilder in parasternalen langen und kurzen Achsenansichten zur Messung struktureller und funktioneller Parameter 2,3. Zu den morphologischen Parametern gehörten linksatriale Dimensionen, linksventrikuläre (LV) Dimensionen, LV-Wanddicke, LV-Masse und relative Wandstärke (RWT). Zu den funktionellen Parametern gehörten Ejektionsfraktion (EF), fraktionierte Verkürzung (FS), Herzzeitvolumen (CO) und Geschwindigkeit der Umfangsfaserverkürzung (Vcf). Pulswellen-Doppler (PW) wurde verwendet, um den Aortenfluss in der parasternalen Kurzachsenansicht (PSAX) und den mitralen Blutfluss in der apikalen Vierkammeransicht zu messen. Die apikale Vierkammeransicht wurde auch verwendet, um einen Gewebedoppler am septalen Teil des Mitralklappenrings durchzuführen. Der Koronarfluss an der linken vorderen absteigenden Koronararterie (LAD) wurde ebenfalls anhand einer modifizierten parasternalen Langachsenansicht (PLAX) untersucht. Die Koronarflussreserve (CFR) wurde nach einer Stressherausforderung berechnet, die durch eine erhöhte Isoflurankonzentration induziert wurde.

Das vorliegende Protokoll zeigt, dass echokardiographische Studien in einem sehr frühen Alter an neonatalen Mäusen durchgeführt werden können, was eine frühzeitige Erkennung von Herzpathologien und longitudinale Follow-up-Studien der LV-Hämodynamik und der Koronarflussparameter in verschiedenen Mäusemodellen ermöglicht. Diese Technik kann verwendet werden, um die Rolle von genetischen Veränderungen oder pharmakologischen Eingriffen in die Herzfunktion im frühen postnatalen Alter zu untersuchen. Darüber hinaus bietet das Protokoll ein wertvolles Werkzeug, um den Beginn von Herzerkrankungen früh im Leben zu bestimmen, so dass Forscher die molekularen Mechanismen entschlüsseln können, die den Anfangsstadien von Herzerkrankungen in verschiedenen Mausmodellen zugrunde liegen.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protokoll

Alle Experimente wurden vom Animal Care and Use Committee der University of Illinois in Chicago genehmigt. Für die Experimente wurden 7 Tage alte FVB/N-Mäuse verwendet. Das Protokoll ist unterteilt in Mausvorbereitung, Echokardiographie-Bildaufnahme und Post-Imaging-Tierpflege.

1. Mausvorbereitung

  1. Holen Sie die 7 Tage alten Mäuse aus dem Brutkäfig.
    HINWEIS: In diesem frühen Alter ist es schwierig, das Geschlecht des Tieres durch körperliche Untersuchung zu bestimmen.
  2. Legen Sie EKG-Gel (siehe Materialtabelle) auf die erwärmten Plattform-Elektrodenpads. Legen Sie Aluminiumfolienstreifen (~1,5 Zoll x 0,25 Zoll) auf die Elektrodenpads, um den Elektrodenbereich zu erweitern und mit Klebeband zu befestigen (Abbildung 1A). Anschließend legen Sie das EKG-Gel auf die Aluminiumfolienstreifen.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Gel unter den Aluminiumfolienstreifen während des Eingriffs nicht austrocknet. Wenn das passiert, fügen Sie mehr Gel hinzu, um die Leitfähigkeit zu erhalten.
  3. Schneiden Sie einen Finger aus einem Nitrilhandschuh heraus und passen Sie ihn so an, dass er sowohl den Isofluran/Sauerstoff-Nasenkegel auf der einen Seite als auch die Mausnase auf der anderen Seite bedeckt (Abbildung 1B).
  4. Legen Sie den Mauswelpen in die Isofluran-Induktionskammer und beginnen Sie mit der Isofluranabgabe bei einer Konzentration von 2,5%, die von 100% Sauerstoff angetrieben wird (Abbildung 1C).
  5. Legen Sie den betäubten Welpen in Rückenlage auf die Bildgebungsplattform mit den Pfoten auf die Aluminiumfolienpads und sichern Sie ihn mit Klebeband. Stellen Sie sicher, dass der Stromkreis vollständig ist und dass das EKG aufzeichnet.
  6. Verringern Sie die Isofluranabgabe auf 1,5%, angetrieben von 100% Sauerstoff. Befestigen Sie den ausgeschnittenen Finger vom Handschuh um die Nase des Welpen mit Klebeband. Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie, indem Sie die Pfoten des Welpen kneifen.
  7. Legen Sie eine dicke Schicht vorgewärmtes Ultraschallgel auf den Oberkörper des Welpen. Verwenden Sie zwei Mullrollen, um das Ultraschallgel an Ort und Stelle zu halten (Abbildung 1D).
  8. Verwenden Sie eine Heizlampe, um die normale Körpertemperatur des Welpen aufrechtzuerhalten (Abbildung 1E).
    HINWEIS: Eine rektale Sonde wurde in der aktuellen Studie aufgrund der geringen Größe des Welpen nicht zur Überwachung der Körpertemperatur verwendet.

2. Echokardiographische Bildaufnahme und -analyse

  1. Durchführung der transthorakalen Echokardiographie mit einem Echokardiographiegerät, das mit einem linearen Array-Wandler bei 40 MHz für den B-Modus und bei 32 MHz für Doppler (Bildrate 233) ausgestattet ist (siehe Materialtabelle), gemäß den Echokardiographieprotokollen 7,8,9 bei erwachsenen Mäusen.
  2. Vermeiden Sie es, übermäßigen Druck auf die Brusthöhle des Welpen auszuüben, wenn Sie den Echowandler während der echokardiographischen Bildaufnahme platzieren.
    HINWEIS: Aufgrund der geringen Größe des Welpen kann das Gewicht des Schallkopfes selbst zu einer veränderten Herzfunktion oder zum Tod führen.
  3. Nehmen Sie die PLAX-Ansicht des linksventrikulären Ausflusstrakts und des linken Vorhofs auf.
    1. Legen Sie den Schallkopf in die Halterung, mit der Indexmarkierung in Richtung der rechten Schulter des Welpen.
    2. Senken Sie den Schallkopf, bis er mit dem Gel in Berührung kommt, und visualisieren Sie den linksventrikulären Ausflusstrakt im B-Modus (Abbildung 2A).
    3. Verwenden Sie den M-Modus an den Aortenblättchen, um den maximalen Durchmesser des linken Vorhofs (LA) an der Endsystole zu messen (Abbildung 2B, Tabelle 1). Drücken Sie die Taste Cine Store , um die Daten aufzuzeichnen.
  4. Nehmen Sie die PSAX-Ansicht des linken Ventrikels auf, um die Kammerabmessungen, die Wanddicke, den Aortenfluss und den Lungenfluss zu messen.
    1. Drehen Sie den Messumformer ~90° im Uhrzeigersinn des PLAX, um die PSAX-Ansicht zu erhalten.
    2. Platzieren Sie die Sonde auf Höhe der Papillenmuskulatur und verwenden Sie den M-Mode, um den linksventrikulären Innendurchmesser (LVID), die interventrikuläre Septumdicke (IVS) und PW während Systole und Diastole zu messen (Abbildung 3A, Tabelle 1). Drücken Sie die Taste Cine Store , um die Daten aufzuzeichnen.
    3. Berechnen Sie den RWT, einen Hypertrophieindex, unter Verwendung der diastolischen Kammerabmessungen wie folgt 3,10:
      (PW + IVS an der Enddiastole) / (LVID an der Enddiastole)
    4. Bewegen Sie den Schallkopf in Richtung der Basis des Herzens und verwenden Sie den Farbdoppler, um die Lungenarterie zu visualisieren. Drücken Sie PW Doppler, um die pulmonale Spitzenflussgeschwindigkeit, die Lungenflussprofile, die Lungenauswurfzeit (PET) und die Lungenbeschleunigungszeit (PAT) zu quantifizieren11,12 (Abbildung 3B). Drücken Sie die Taste Cine Store, um die Daten aufzuzeichnen.
    5. Bewegen Sie den Wandler weiter in Richtung Basis, und verwenden Sie den Farbdoppler, um den Aortenfluss zu visualisieren (Abbildung 3C). Verwenden Sie PW Doppler, um den Blutfluss zu visualisieren und die Aortenauswurfzeit (AET) zu messen. Drücken Sie die Taste Cine Store , um die Daten aufzuzeichnen.
    6. Berechnen Sie den Vcf (circ/sec)13,14, einen Indikator für die Myokardleistung, unter Verwendung der LVID-Enddiastole (LVIDd), der LVID-Endsystole (LVIDs) und der AET wie folgt (Tabelle 1):
      (LVIDd - LVIDs) / (LVIDd x AET)
  5. Nehmen Sie die apikale Vier-Kammer-Ansicht auf.
    1. Stellen Sie die Plattform in die Trendelenburg-Position, neigen Sie sie nach links, und stellen Sie die Sonde so ein, dass die vier Kammern sichtbar werden (Abbildung 4A).
    2. Verwenden Sie Farbdoppler, um den Blutfluss zu visualisieren, und PW-Doppler an der Spitze der Mitralklappenblättchen in der Mitte der Mitralklappenöffnung, um den Mitralfluss aufzuzeichnen. Drücken Sie den Cine Store , um die Daten aufzuzeichnen.
    3. Berechnen Sie in dieser Ansicht die folgenden Parameter 2,3,10 (Abbildung 4B und Tabelle 1):
      1. Berechnen Sie das E/A-Verhältnis, das die maximale Geschwindigkeit des Blutflusses in der frühen Phase der Diastole (E) über die maximale Geschwindigkeit des Blutflusses in der späten Phase der Diastole (A) ist.
      2. Bestimmen Sie die E-Wellenverzögerungszeit (DT), die die Zeit vom Höhepunkt E bis zum Ende der frühen Diastole ist.
      3. Berechnen Sie die isovolumische LV-Relaxationszeit (IVRT), die die Zeit vom Aortenklappenverschluss bis zur Mitralklappenöffnung ist.
      4. Berechnen Sie die isovolumische LV-Kontraktionszeit (IVCT), die die Zeit vom Mitralklappenverschluss bis zur Aortenklappenöffnung ist.
    4. Verwenden Sie den Gewebedoppler auf der Septumseite des Mitralklappenrings in einer Vierkammeransicht, um die maximale myokardiale Relaxationsgeschwindigkeit in der frühen diastolischen Füllung (e') und späten diastolischen Füllung (a') sowie die maximale systolische myokardiale Kontraktionsgeschwindigkeit (s') zu messen (Abbildung 4C und Tabelle 1). Drücken Sie die Taste Cine Store , um die Daten aufzuzeichnen.
  6. Nehmen Sie die modifizierte PLAX-Ansicht auf, um die linke vordere absteigende Koronararterie zu untersuchen.
    1. Verwenden Sie eine modifizierte PLAX-Ansicht15, bewegen Sie den Messumformer seitlich und neigen Sie den Strahl in Richtung Vorderseite (Abbildung 5A).
    2. Bewegen Sie die Sonde und verwenden Sie den Farbdoppler, um den Ursprung der linken Hauptkoronararterie (LCA) zu visualisieren, die aus der Aorta generiert wird. Identifizieren Sie die LAD-Arterie, die aus der LCA erzeugt wird und zwischen der linksventrikulären Vorderwand und dem rechtsventrikulären Ausflusstraktverläuft 16,17. Wenden Sie in dieser Position PW-Doppler an, um den LAD-Fluss zu messen (Abbildung 5B). Drücken Sie die Taste Cine Store, um die Daten aufzuzeichnen.
    3. Berechnen Sie die folgenden LAD-Koronararterienflussparameter (Abbildung 5C und Tabelle 2): maximale koronare Flussgeschwindigkeit (CFV), mittlere CFV und Geschwindigkeits-Zeit-Integral (VTI).
      HINWEIS: Alle diese Parameter werden bei einer basalen Isoflurankonzentration von 1,5% (Ausgangswert) gemessen.
    4. Erhöhen Sie die Isoflurankonzentration auf 2,5% und warten Sie 5 Minuten, um den maximalen Durchfluss zu erreichen (Abbildung 5C). Drücken Sie die Taste Cine Store, um die Daten aufzuzeichnen. Berechnen Sie CFR als Verhältnis von diastolischem Peak-CFV bei maximalem Durchfluss zu diastolischem Peak-CFV zu Studienbeginn18,19,20 (Tabelle 2):
      CFR = diastolischer Peak CFV (2,5%) / diastolischer Peak CFV (1,5%)

3. Tierüberwachung und -pflege nach der Bildgebung

  1. Nach Abschluss der echokardiographischen Bildgebung reinigen Sie den Welpen sorgfältig und lassen Sie ihn ca. 2 Minuten von der Narkose erholen.
  2. Bevor Sie den Welpen in seinen Käfig zurückbringen, schmieren Sie den Welpen mit der Bettwäsche der Käfigmutter, um eine Ablehnung oder Kannibalisierung zu verhindern.
  3. Beobachten Sie das Verhalten der Mutter für etwa 30 Minuten nach dem Eingriff. Wenn aggressives Verhalten beobachtet wird, euthanasieren Sie den Welpen gemäß den Verfahrensrichtlinien des Tieres.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Ergebnisse

Diese Studie verwendete 7 Tage alte Mauswelpen, um die Herzmorphologie, Funktion und den Fluss der Koronararterien zu charakterisieren. Die Handhabung der Maus muss mit Vorsicht erfolgen, und die Mausplattform muss an die geringe Größe der Welpen angepasst werden, wie in Abbildung 1 beschrieben. Ein repräsentatives Bild der PLAX-Ansicht ist in Abbildung 2A und ergänzendem Video 1 dargestellt. In dieser Ansicht wurde der M-Modus verwendet, um...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Diskussion

Im Zeitalter der Präventivmedizin ist eine frühzeitige Beurteilung von Veränderungen der kardiovaskulären Funktion erforderlich, um den Ausbruch der Krankheit festzustellen und geeignete interventionelle Therapien zu entwickeln. Mäuse werden zunehmend als präklinische Modelle in der Herzforschung verwendet, und echokardiographische Studien werden typischerweise mit jungen erwachsenen Mäusen durchgeführt. Um jedoch die Rolle genetischer Veränderungen oder pharmakologischer Interventionen in den frühen Stadien vo...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken Chad M. Warren, MS (University of Illinois at Chicago), für die Bearbeitung dieses Manuskripts. Diese Arbeit wurde durch NIH / NHLBI K01HL155241 und AHA CDA849387 Zuschüsse für PCR unterstützt.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materialien

NameCompanyCatalog NumberComments
Depilating agentNair Hair Remover
Electrode gelParker Laboratories15-60
High Frequency UltrasoundFUJIFILM VisualSonics, Inc.Vevo 2100
IsofluraneMedVetRXISO-250
Linear array high frequency transducerFUJIFILM VisualSonics, Inc.MS550D
Mice breeding pairCharles River LaboratoriesFVB/NStrain Code 207
Ultrasound GelParker Laboratories11-08
Vevo Lab SoftwareFUJIFILM VisualSonics, Inc.Verison 5.5.1

Referenzen

  1. Le, V. P., Wagenseil, J. E. Echocardiographic Characterization of Postnatal Development in Mice with Reduced Arterial Elasticity. Cardiovascular Engineering and Technology. 3 (4), 424-438 (2012).
  2. Nagueh, S. F., et al. Recommendations for the Evaluation of Left Ventricular Diastolic Function by Echocardiography: An Update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 17 (12), 1321-1360 (2016).
  3. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal: Cardiovascular Imaging. 16 (3), 233-270 (2015).
  4. Chrysant, S. G. A new paradigm in the treatment of the cardiovascular disease continuum: focus on prevention. Hippokratia. 15 (1), 7-11 (2011).
  5. Blom, J. N., Lu, X., Arnold, P., Feng, Q. Myocardial infarction in neonatal mice, a model of cardiac regeneration. Journal of Visualized Experiments. (111), e54100(2016).
  6. Mahmoud, A. I., Porrello, E. R., Kimura, W., Olson, E. N., Sadek, H. A. Surgical models for cardiac regeneration in neonatal mice. Nature Protocol. 9 (2), 305-311 (2014).
  7. Chowdhury, S. A. K., et al. Modifications of sarcoplasmic reticulum function prevent progression of sarcomere-linked hypertrophic cardiomyopathy despite a persistent increase in myofilament calcium response. Frontiers in Physiology. 11, 107(2020).
  8. Batra, A., et al. Deletion of P21-activated kinase-1 induces age-dependent increased visceral adiposity and cardiac dysfunction in female mice. Molecular and Cellular Biochemistry. 476 (3), 1337-1349 (2021).
  9. Capote, A. E., et al. B-arrestin-2 signaling is important to preserve cardiac function during aging. Frontiers in Physiology. 12, 1302(2021).
  10. Armstrong, W. F., Ryan, T., Feigenbaum, H. Feigenbaum's Echocardiography. 7th ed. , Wolters Kluwer Health/Lippincott Williams & Wilkins. (2010).
  11. Su, J., et al. Impact of chronic hypoxia on proximal pulmonary artery wave propagation and mechanical properties in rats. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 314 (6), 1264-1278 (2018).
  12. Rudski, L. G., et al. Guidelines for the echocardiographic assessment of the right heart in adults: a report from the American Society of Echocardiography endorsed by the European Association of Echocardiography, a registered branch of the European Society of Cardiology, and the Canadian Society of Echocardiography. Journal of the American Society of Echocardiography. 23 (7), 685-713 (2010).
  13. Wilson, J. R., Reichek, N. Echocardiographic indices of left ventricular function. A comparison. Chest. 76 (4), 441-447 (1979).
  14. Stypmann, J., et al. Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice. Lab Animal. 43 (2), 127-137 (2009).
  15. Wikstrom, J., Gronros, J., Bergstrom, G., Gan, L. M. Functional and morphologic imaging of coronary atherosclerosis in living mice using high-resolution color Doppler echocardiography and ultrasound biomicroscopy. Journal of the American College of Cardiology. 46 (4), 720-727 (2005).
  16. Douglas, P. S., Fiolkoski, J., Berko, B., Reichek, N. Echocardiographic visualization of coronary artery anatomy in the adult. Journal of the American College of Cardiology. 11 (3), 565-571 (1988).
  17. Lambertz, H., Lethen, H., Tries, H. P., Kersting, S. Non-invasive assessment of coronary flow reserve - valuable functional information in cardiac workflow. Ultraschall in der Medizin. 25 (1), 25-33 (2004).
  18. Lenzarini, F., Di Lascio, N., Stea, F., Kusmic, C., Faita, F. Time course of isoflurane-induced vasodilation: A Doppler ultrasound study of the left coronary artery in mice. Ultrasound in Medicine and Biology. 42 (4), 999-1009 (2016).
  19. Gan, L. M., Wikstrom, J., Bergstrom, G., Wandt, B. Non-invasive imaging of coronary arteries in living mice using high-resolution echocardiography. Scandinavian Cardiovascular Journal. 38 (2), 121-126 (2004).
  20. Gan, L. M., Wikstrom, J., Fritsche-Danielson, R. Coronary flow reserve from mouse to man--from mechanistic understanding to future interventions. Journal of Cardiovascular Translational Research. 6 (5), 715-728 (2013).
  21. Krzanowski, M., Bodzon, W., Dimitrow, P. P. Imaging of all three coronary arteries by transthoracic echocardiography. An illustrated guide. Cardiovascular Ultrasound. 1, 16(2003).
  22. Constantinides, C., Mean, R., Janssen, B. J. Effects of isoflurane anesthesia on the cardiovascular function of the C57BL/6 mouse. ILAR Journal. 52 (3), 21-31 (2011).
  23. Ha, T. W., Oh, B., Kang, J. O. Electrocardiogram recordings in anesthetized mice using lead II. Journal of Visualized Experiments. (160), e61583(2020).
  24. Chu, V., et al. Method for non-invasively recording electrocardiograms in conscious mice. BMC Physiology. 1, 6(2001).
  25. Hartley, C. J., et al. Effects of isoflurane on coronary blood flow velocity in young, old and ApoE(-/-) mice measured by Doppler ultrasound. Ultrasound in Medicine and Biology. 33 (4), 512-521 (2007).
  26. You, J., Wu, J., Ge, J., Zou, Y. Comparison between adenosine and isoflurane for assessing the coronary flow reserve in mouse models of left ventricular pressure and volume overload. American Journal of Physiology: Heart and Circulatory Physiology. 303 (10), 1199-1207 (2012).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Weitere Artikel entdecken

MedizinAusgabe 182

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Kontakt

BIBLIOTHEKS-EMPFEHLUNG

JoVE-Newsletter

Forschung

Lehre

Autoren

Bibliothekare

ÜBER JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten