Etablierung und Validierung eines Rattenmodells für pulmonale arterielle Hypertonie im Zusammenhang mit Lungenfibrose

Zusammenfassung

Hier wird die Methode zur Induktion der pulmonalen arteriellen Hypertonie im Zusammenhang mit Lungenfibrose (PF-PH) durch Injektion von Bleomycin in die Atemwege vorgestellt. Wir bieten auch einen Schritt-für-Schritt-Ansatz zur Validierung dieses Tiermodells an.

Zusammenfassung

Patienten mit Lungenfibrose haben ein höheres Risiko, an pulmonaler Hypertonie zu erkranken, einer Komplikation mit schlechter Prognose. Gegenwärtig ist der Mechanismus dieser Verbindung noch wenig verstanden. Ein großes Hindernis für den Fortschritt in diesem Bereich ist das Fehlen eines zuverlässigen Tiermodells für die Replikation von PF-PH. Ziel dieser Studie war es, ein stabiles PF-PH-Rattenmodell zu etablieren. Die Ratten wurden vor der Intervention über Nacht nüchtern. Unter Natrium-Pentobarbital-Anästhesie (45 mg/kg) wurde die Luftröhre mit einem PE50-Schlauch intubiert, der bis zu einer Tiefe von 3 cm (dem Abstand von der Stimmritze zur Sonde) eingeführt wurde. Bleomycin (BLM) wurde intratracheal als Einzeldosis verabreicht (5 mg/kg, gelöst in 0,2 ml 0,9% NaCl). Nach der Injektion wurden die Ratten sofort rotiert, um eine gleichmäßige Verteilung des BLM zu gewährleisten. 35 Tage nach der BLM-Injektion zeigten die Ratten eine fortschreitende Beeinträchtigung der Lungenfunktion und einen erhöhten rechtsventrikulären systolischen Druck und eine rechtsventrikuläre Hypertrophie, was die pathologischen Merkmale der pulmonalen Hypertonie offenbarte. Wir bieten eine allgemeine und zuverlässige Methode zur Etablierung eines Rattenmodells von PF-PH.

Einleitung

Pulmonale Hypertonie (PH) aufgrund einer interstitiellen Lungenerkrankung (ILD) ist klinisch häufig, mit einer geschätzten Prävalenz von 10 % bis 80 % bei Patienten mit idiopathischer Lungenfibrose (IPF), und sie wird auch häufig bei anderen fibrotischen ILDs beobachtet ^1,2. Zahlreiche Studien haben gezeigt, dass die Entwicklung von PH mit einer erheblichen Morbidität und einem verminderten Überleben verbunden ist ^3,4,5. Im Vergleich zur pulmonalen arteriellen Hypertonie (PAH) der Gruppe 1 ist die Pathogenese der pulmonalen arteriellen Hypertonie im Zusammenhang mit Lungenfibrose (PF-PH) nach wie vor wenig verstanden⁶. Der Zweck der Etablierung eines Tiermodells für PF-PH bei Ratten besteht darin, einen zuverlässigen Rahmen für die wissenschaftliche Forschung zur Lungenfibrose im Zusammenhang mit pulmonaler Hypertonie zu schaffen und potenzielle Wege für klinische therapeutische Anwendungen zu erkunden.

Bleomycin ist ein klassischer Induktor der Lungenfibrose, der in Tiermodellen weit verbreitet ist⁷. Weitere Untersuchungen von Blackburn et ^al.8 und unserem Labor⁹ haben gezeigt, dass Bleomycin auch typische pathologische Merkmale der pulmonalen Hypertonie auslösen kann, wie z. B. einen erhöhten rechtsventrikulären systolischen Druck (RVSP) und eine rechtsventrikuläre Hypertrophie. Mechanistisch induziert Bleomycin eine Lungenparenchymfibrose, eine hypoxische Vasokonstriktion und eine Verringerung der Dichte des Lungengefäßbetts, was zur Entwicklung einer pulmonalen Hypertonie führt⁶. Darüber hinaus beobachteten wir ab dem 7. Tag der Behandlung mit Bleomycin einen signifikanten Verlust an pulmonalen vaskulären Endothelzellen, der sich im Verlauf des Experiments zunehmend verschlechterte⁹. Dieses Phänomen deutet darauf hin, dass eine Bleomycin-induzierte pulmonale vaskuläre endotheliale Dysfunktion eine mögliche Rolle bei der Initiierung und dem Fortschreiten der pulmonalen Hypertonie spielen könnte.

Aufgrund der pulmonalen interstitiellen Fibrose befinden sich IPF-Patienten über einen langen Zeitraum in einem Zustand der Hypoxie, und es kommt zu kompensatorischen Veränderungen in den kardiopulmonalen Gefäßen, die zu pulmonaler Hypertonie führen⁶. Die Verwendung von Tiermodellen kann uns helfen, die zugrunde liegenden Mechanismen der menschlichen idiopathischen Lungenfibrose im Zusammenhang mit pulmonaler Hypertonie besser zu verstehen. Obwohl dieses Modell die pathologischen Merkmale menschlicher Krankheiten nicht vollständig simulieren kann, kann es dennoch wertvolle Erkenntnisse liefern. Es gibt viele experimentelle Modelle, die Lungenfibrose simulieren, wie z. B. die Einzeldosis-Atemwegsinfusion von Bleomycin, die Verabreichung von transformierenden Wachstumsfaktoren durch virale Vektoren und die Exposition gegenüber Siliziumdioxid ^8,10. Das BLM-Modell ist derzeit das am weitesten verbreitete und charakterisierte Modell, da es in kurzer Zeit leicht induziert werden kann und eine hohe Reproduzierbarkeit aufweist. Darüber hinaus wurden zeitliche Veränderungen der Lungenfibrose in einem Bleomycin-Mausmodell untersucht, bei dem von den Tagen 15 bis 21 eine erhöhte Expression von Fibrosemarkern und Genen, die mit der Krankheitspathologie assoziiert sind, wie Col1A1 und Col1A2, beobachtet wurde⁸. Kardiovaskuläre Veränderungen, wie z. B. rechtsventrikuläre Hypertrophie und ein signifikanter Anstieg der RVSP, wurden an oder nach Tag 33¹¹ festgestellt. Gleichzeitig hat unser Labor zuvor die Veränderungen der PH- und PF-Parameter von Rattenmodellen untersucht, die durch Bleomycin⁹ induziert wurden. Wir fanden heraus, dass zusätzlich zu den Merkmalen der Lungenfibrose (PF) wie einer fortschreitenden Beeinträchtigung der Lungenfunktion und der Kollagenablagerung bei Ratten typische Merkmale der pulmonalen Hypertonie (PH) innerhalb von 7 bis 35 Tagen nach einer einzigen Atemwegsinstillation mit Bleomycin auftraten. RVSP und Fulton Index zeigten eine Zunahme der Zeitabhängigkeit. Aktuell wurden in der Literatur verschiedene Tiere mit Lungenfibrose berichtet. Einige Experten haben vorgeschlagen, dass Rattenmodelle eine ausgeprägtere fibrotische Reaktion zeigten als die Mausmodelle¹². Um das Fortschreiten der Lungenfibrose in Kombination mit pulmonaler Hypertonie besser untersuchen zu können, ist daher ein Bleomycin-induziertes Rattenmodell der Schlüssel.

Protokoll

Die in dieser Studie beschriebenen Tierversuche wurden vom Animal Care and Use Committee des First Affiliated Hospital der Guangzhou Medical University genehmigt (ethische Zulassungsnummer: 2018-456).

1. Beschaffung von Versuchsratten

1. Teilen Sie die Ratten in zwei Gruppen ein: die normale Kontrollgruppe und die Modellgruppe mit 7 Ratten in jeder Gruppe. Verwenden Sie für die Studie 10 Wochen alte männliche Sprague-Dawley (SD) Ratten mit einem Gewicht von 200 ± 20 g

2. Induktion des PF-PH-Rattenmodells

1. Um ein Aufstoßen von Aspirationen während des Eingriffs zu verhindern, fasten Sie die Ratten über Nacht, bevor Sie modellieren.
2. Betäuben Sie Ratten durch intraperitoneale Injektion von Pentobarbital-Natrium (45 mg/kg), um die Genauigkeit und Sicherheit des Verfahrens zu gewährleisten und Schmerzen und Stress bei den Tieren zu minimieren. Bestätigen Sie die chirurgische Anästhesie, indem Sie nicht auf das Einklemmen der Zehen reagieren. Tragen Sie gleichzeitig eine Salbe auf die Augen der Ratten auf, um Trockenheit zu verhindern.
3. Intubieren Sie die Luftröhre der Ratte mit einem PE50-Schlauch, der bis zu einer Tiefe von 3 cm eingeführt wird (der Abstand von der Stimmritze zur Sonde).
4. Ziehen Sie mit einer 1-ml-Spritze (26 g) 0,2 ml Bleomycin (5 mg/kg, gelöst in 0,2 ml 0,9 % NaCl). Injizieren Sie die BLM-haltige Spritze als Einzeldosis durch eine Kanüle in die Atemwege. Bei Ratten in der Kontrollgruppe ist die intratracheale Verabreichung von steriler normaler Kochsalzlösung (0,2 ml) durchzuführen. Während dieses Prozesses benötigen Ratten keine Schmerzlinderung.
5. Um eine gleichmäßige Verteilung von Bleomycin zu gewährleisten, bringen Sie die Ratte in Rückenlage, halten Sie sie vorsichtig fest und drehen Sie sie langsam. Der empfohlene Drehwinkel beträgt 30°-45°, abwechselnd an den Seiten. Jede Umdrehung sollte 10-15 s lang beibehalten werden, 3x-4x wiederholen.
6. Legen Sie die Ratten auf Heizkissen, um die Körpertemperatur zu halten und ihren Status genau zu überwachen. Beobachten Sie, wann die Ratten beginnen, sich von selbst zu bewegen und die Tiere vom Heizkissen in einen separaten Käfig zu bringen, um sich zu erholen.
7. Nach 5 Wochen BLM-Injektion untersuchen Sie die Ratten, um festzustellen, ob das PF-PH-Modell mit Methoden wie echokardiographischer Überwachung, hämodynamischen Messungen und histologischer Analyse erfolgreich etabliert werden konnte.

3. Echokardiographische Überwachung

1. Betäuben Sie Ratten mit 4% Isofluran. Entfernen Sie das Fell der Ratte mit einer Haarentfernungscreme und tragen Sie Ultraschallgel auf ihre Brust auf.
2. Bestimmen Sie die funktionellen und strukturellen Parameter des rechten Herzens bei Ratten mit einer 250 MHz Ultraschallsonde. Um die beste Längsachsenansicht des Ventrikels zu erhalten, platzieren Sie die Sonde auf der linken Seite der Mittellinie der Brust des Tieres.
3. Entsprechend der individuellen Anatomie drehen Sie die Sonde um 15° gegen den Uhrzeigersinn relativ zur linken parasternalen Linie, wobei der Schneidezahn zur rechten Schulter zeigt, und stellen Sie die x- und y-Achse im B-Modus so ein, dass sich das gesamte Herz in der Mitte des Gesichtsfeldes befindet.
4. Wählen Sie Farbe , um die Blutflussfarbe zur Unterscheidung der Lungenarterie anzuzeigen (das Blutflusssignal der Lungenarterie in dieser Position ist blau).
5. Wählen Sie den PW-Modus (PW-Doppler), platzieren Sie die Probenahmeleitung unter der Pulmonalklappe und drehen Sie den PW-Winkelknopf, um die Richtung der Probenahmeleitung so einzustellen, dass die Probenahmerichtung parallel zur Richtung des Blutflusses in der Lungenarterie (ca. 25°) ist. Drücken Sie die PW-Taste erneut und erhalten Sie die Beschleunigungszeit/Auswurfzeit (PAT/PET) der Lungenarterien. Messen Sie mindestens fünf Herzzyklen und den Mittelwert. Verwenden Sie Cine, um das Bild zu speichern.
6. Stellen Sie das Tier auf einen niedrigen Kopf und einen hohen Fuß ein, platzieren Sie die Ultraschallsonde an der Spitze des Herzens des Tieres und fahren Sie den Ultraschall entlang der Spitze des Herzens, um die Vierkammer-Schnittfläche zu erhalten. Passen Sie die x- und y-Achsen im B-Modus an, um sicherzustellen, dass die vier Herzkammern sichtbar sind.
7. Zeigen Sie die Messleitung 2x an, indem Sie den M-Modus gedrückt halten, und platzieren Sie sie an der Verbindungsstelle zwischen dem Trikuspidalklappenring und der rechtsventrikulären freien Wand. Messen Sie den Trikuspidalklappen-Verschiebungsabstand (TAPSE) innerhalb von mindestens drei Herzzyklen und bewahren Sie ihn in Cine auf.
8. Platzieren Sie die Sonde in der Mittellinie des rechten Schlüsselbeins der Brust des Tieres und stellen Sie den Winkel zwischen der Sonde und der Brustkerbe des Tieres auf etwa 45° ein. Passen Sie das Bild im B-Modus so an, dass der rechte ventrikuläre Ventrikel und das interventrikuläre Septum sichtbar sind.
9. Wählen Sie den M-Modus , um die Messlinie 2x anzuzeigen, und platzieren Sie die Messlinie in der Mitte des interventrikulären Septums. Die Probenahmelinie verlief senkrecht zur rechtsventrikulären freien Wand. Speichern Sie das Bild, um die Dicke der rechten ventrikulären freien Wand zu erhalten.

4. Abschätzung der Lungenfunktion

1. Öffnen Sie die PFT-Software und überprüfen Sie, ob das Gerät erkannt wird. Kalibrieren Sie gemäß den Geräteanweisungen, um die Genauigkeit von Durchflusssensoren und Drucksensoren sicherzustellen. Stellen Sie Testparameter in der PFT-Software ein, wie z. B. Atemfrequenz, Atemzugvolumen, Testdauer usw.
2. Der Tierdetektionsmodus ist der Modus für Rattenstudien. Schalten Sie den Schalter des Hauptsteuergeräts ein und stellen Sie sicher, dass sich der Schalter jedes Signalverstärkers in der Aus-Position befindet.
3. Stellen Sie den Luftstrom entsprechend dem Körpergewicht des Tieres ein. Schalten Sie die Saugluftstromregelungsmutter ein und stellen Sie die Inspiration auf 5. Schalten Sie die Mutter zur Regelung des exspiratorischen Luftstroms ein und stellen Sie den langsamen Ablauf auf -4 ein. Stellen Sie den Druckwert auf 60 cm H₂O ein und kalibrieren Sie das Gerät dann in der Reihenfolge von FRC-Durchfluss, Durchfluss, hohem Durchfluss und Lungendruck mit einem Fehler von weniger als 0,5 %.
4. Ratten werden durch intraperitoneale Injektion mit Pentobarbital-Natrium (45 mg/kg) wie in Schritt 2.2 anästhesiert. Schneiden Sie die Haut in der Mitte des Halses ab und entfernen Sie den Muskel Schicht für Schicht.
5. Machen Sie im freiliegenden oberen Teil der zervikalen Luftröhre einen horizontalen Schnitt zwischen den Trachealknorpelringen. Führen Sie die Metallkanüle schnell in den Trachealschnitt ein und stellen Sie sicher, dass die Kanüle richtig positioniert und sicher ist. Verwenden Sie 4-0-Seidenfadennähte, um die Kanüle an der Luftröhre zu befestigen und zu verhindern, dass sie verrutscht oder sich löst. Platzieren Sie die Ratte in der PFT-Tierkammer und verbinden Sie die Trachealkanüle mit der Schnittstelle des Luftstromkanals außerhalb des Instruments.
6. Klicken Sie auf die Schaltfläche Start und untersuchen Sie die forcierte Vitalkapazität (FVC) und die dynamische Lungencompliance. Um die Datenkonsistenz zu gewährleisten, zeichnen Sie jeden Indikator mindestens 3x auf.
7. Nach Abschluss des Tests werden die Daten gespeichert und in die Analysesoftware exportiert. Verwenden Sie statistische Software, um die Daten zu analysieren und die Lungenfunktionsparameter verschiedener Gruppen zu vergleichen.

5. Hämodynamische und histologische Messungen

1. Detektion des rechtsventrikulären systolischen Drucks (RVSP)
   1. Ratten werden durch intraperitoneale Injektion mit Pentobarbital-Natrium (45 mg/kg) wie in Schritt 2.2 anästhesiert. Vergewissern Sie sich, dass die Ratte richtig betäubt wurde, indem Sie den Zeh einklemmen, um sicherzustellen, dass die Ratte nicht reagiert. Fixieren Sie den Bauch der Ratte nach oben auf der Versuchsbank und tragen Sie Augencreme auf die Augen der Ratte auf, um Trockenheit zu vermeiden.
   2. Machen Sie einen Schnitt (ca. 4 cm) auf der rechten Seite des Halses mit einer chirurgischen Schere und trennen Sie die Vena jugularis externa durch eine mikrochirurgische Zange. Trennen Sie die Venen mit einer Länge von ca. 1 cm vorsichtig mit einer Mikrozange und legen Sie zwei chirurgische Linien am distalen und proximalen Ende an.
   3. Weichen Sie das PE50-Röhrchen vor der Intubation mindestens 30 Minuten lang in normaler Kochsalzlösung mit 1 % Heparinnatrium oder EDTA ein. Stellen Sie den physiologischen Rekorder so ein, dass der Druck wieder auf die Linie 0 gebracht wird, und stellen Sie den Druckbereich auf 0-150 mmHg ein.
   4. Lidaten Sie das distale Ende der Vena jugularis externa mit einem Seidenfaden 4-0, heben Sie die proximale chirurgische Leitung vorsichtig an und platzieren Sie sie an der distalen Venenwand. Machen Sie mit einer kleinen Schere einen kleinen Schnitt (ca. 0,3 mm). Nach dem Einführen des PE50-Schlauchs in die Vena jugularis externa verwenden Sie einen Seidenfaden 4-0, um den Katheter mit der Vena jugularis externa zu verbinden, um ein Austreten von Blut zu verhindern.
   5. Beobachten Sie die venöse Druckwellenform auf dem Rekorder. Schieben Sie den Katheter langsam in den rechten Vorhof, und die Wellenform des rechten Vorhofs ist mit einer Amplitude von etwa 0-5 mmHg sichtbar. Nachdem der Katheter weiter vom rechten Vorhof in den rechten Ventrikel vorgedrungen ist, ist die Druckwellenform des rechten Ventrikels zu sehen. Wenn der Druck stabil ist, zeichnen Sie RVP 5 Minuten lang auf und die Daten werden gespeichert und mit einer Analysesoftware analysiert.
2. Nachweis des Fulton-Index
   1. Nach dem Nachweis von RVSP werden die Ratten nach einer Isofluran-Anästhesie (5%, 2 L/min O₂) durch Exsanguination eingeschläfert.
   2. Entfernen Sie nach der Thorakotomie das intakte Herz der Ratte mit einer Pinzette. Schneiden Sie die Ohrmuschel und das Bindegewebe in der Nähe des Herzens mit einer Schere ab.
   3. Schneiden Sie die freie Wand des rechten Ventrikels entlang der Lungenarterie ab. Bei diesem Gewebe handelt es sich um den rechten Ventrikel (RV). Das verbleibende Gewebe besteht aus dem linken Ventrikel und dem interventrikulären Septum (LV+S). Nach der Trennung die Oberfläche des rechten Ventrikels (RV) und des linken Ventrikels sowie des interventrikulären Septums (LV+S) mit Filterpapier abtropfen lassen und separat mit einer Analysenwaage wiegen. Nach der Erfassung des Gewichts des rechten Ventrikels (RV) und des linken Ventrikels plus Ventrikelseptum (LV+S) berechnen Sie das Gewichtsverhältnis des rechten Ventrikels zum linken Ventrikel plus Ventrikelseptum (RV/(LV+S)).
3. Histologische Färbung
   1. Verwenden Sie nach dem Öffnen der Brusthöhle eine 10-ml-Spritze, um 3 ml Kochsalzlösung zu entnehmen. Führen Sie die Spritze in die Lungenarterie ein und injizieren Sie langsam die Kochsalzlösung, um die Lunge zu spülen und Blut und andere Rückstände zu entfernen.
   2. Verwenden Sie eine Schere, um den rechten Zubehörlappen und den rechten vorderen Lappen der Lunge zu präparieren. Legen Sie diese beiden Lungenlappen zur Fixierung in 4% Formalin, um die Morphologie und Struktur des Gewebes zu erhalten. Legen Sie die verbleibenden drei Lungenlappen (z. B. die linke Lunge, den rechten Mittellappen und den rechten hinteren Lappen) zur gefrorenen Lagerung schnell in flüssigen Stickstoff, um sie für nachfolgende Experimente vorzubereiten.
   3. Entfernen Sie überschüssiges Fett und Bindegewebe von der Oberfläche des Lungengewebes, um sicherzustellen, dass die Gewebeblöcke sauber und ordentlich sind. Schneiden Sie die Lungenlappen in kleine Blöcke mit den Maßen 5 mm x 5 mm x 3 mm. Legen Sie die abgeschnittenen Gewebeblöcke in den Dörrautomat und dehydrieren Sie sie nach und nach mit einer Gradientenreihe von Alkohol (60 %, 70 %, 80 %, 90 %, 100 %).
   4. Tauchen Sie das Lungengewebe 2 h lang in Xylol, um Transparenz zu erreichen. Nach der Entnahme in geschmolzenem Paraffin bei 56-58 °C für 2 h einweichen, um eine vollständige Infiltration zu gewährleisten. Legen Sie dann das Gewebe in eine Form und positionieren Sie es mit der Schnittfläche nach unten, um es anschließend zu schneiden.
   5. Schneiden Sie den Wachsblock auf dem Mikrotom mit einer Dicke von 4-8^{μm 13} in Scheiben und lagern Sie ihn bei Raumtemperatur für die pathologische Färbung.
   6. Führen Sie die Trichromfärbung von Eosin und Masson durch¹⁴.

6. Nachweis von Hydroxyprolin (HYP)

1. Wiegen Sie 30-100 mg Lungengewebe in einem Glasröhrchen. 2 ml Salzsäurelösung (6 mol/l) zugeben und bei 110 °C im Ofen 2-6 h aufgären, bis keine großen Klumpen mehr sichtbar sind.
2. Stellen Sie nach dem Abkühlen den pH-Wert mit 1 ml NaOH-Lösung (10 mol/l) auf den Bereich von 6-8 ein und kondensieren Sie dann das destillierte Wasser auf 4 mL Lösung. Zum Schluss bei 28.620 x g bei 25 °C für 20 min zentrifugieren und den Überstand nehmen.
3. Heizen Sie den Mikroplatten-Reader 30 Minuten lang vor, stellen Sie die Wellenlänge auf 560 nm ein und stellen Sie das Gerät mit destilliertem Wasser auf Null.
4. Verdünnen Sie die Standardlösung mit destilliertem Wasser, um Standardlösungen mit Konzentrationen von 30, 15, 7,5, 3,75, 1,875, 0,938, 0,469 und 0,234 μg/ml herzustellen.
5. Nehmen Sie 60 μl des Probenüberstands und mischen Sie ihn mit 60 μl Reagenz A, dann lassen Sie ihn 20 Minuten bei Raumtemperatur stehen.
6. 60 μl Reagenz B und 120 μl destilliertes Wasser hinzufügen. Die angemischte Lösung für 20 min in ein 60 °C warmes Wasserbad stellen. Befolgen Sie die gleichen Schritte für jede Konzentration der Standardlösungen (z. B. 30, 15, 7,5, 3,75, 1,875, 0,938, 0,469, 0,234 μg/ml) und führen Sie die Vorgänge entsprechend durch.
7. Nachdem Sie 15 Minuten lang bei Raumtemperatur gestanden haben, nehmen Sie 200 μl der Lösung in die 96-Well-Platte, um den Lichtabsorptionswert bei 560 nm zu ermitteln. Plotten Sie die Standardkurve mit der Konzentration der Standardlösungen als x-Achse und den Messwerten als y-Achse, wobei Sie die Gleichung y=kx+b erhalten. Setzen Sie den gemessenen Wert der Probe in die Gleichung ein, um die Konzentration der Probe zu bestimmen.

Ergebnisse

Bleomycin-induzierte Lungenfibrose bei Ratten
Bleomycin wurde in Tiermodellen als klassischer Induktor der Lungenfibrose berichtet⁷. Hier wurden die Indizes der Lungenfibrose nach BLM-Stimulation bestimmt. Zunächst führten wir nach 35-tägiger BLM-Behandlung Lungenfunktionstests durch und stellten fest, dass sowohl die FVC (Abbildung 1E) als auch die dynamische Lungencompliance (Abbildung 1F<...

Diskussion

Die idiopathische Lungenfibrose ist eine fortschreitende, tödliche Erkrankung mit einer medianen Überlebenszeit von 2-3 Jahren nach der Diagnose, was auf eine düstere Prognose hindeutet⁹. Die pulmonale Hypertonie ist eine häufige Komorbidität der IPF, die die IPF schnell verschlechtert und die Prognose verschlechtert¹⁵. Zudem gab es für IPF-PH⁷ nur begrenzte Therapiemöglichkeiten. Daher ist es wichtig, ein tie...

Materialien

Name	Company	Catalog Number	Comments
Bleomycin	MedChemExpress	HY-17565A
Coupling agent	HYNAUT	BX-CSRH
Formalin fixative	Biosharp)	BL401B
Hair removal cream	LUSEN	LS-B-TMG-50
Hematoxylin eosin (HE) staining kit	Beyotime	C0189S
Isoflurane	RWD Life Science(China)	R510-22-10
Masson Tri-color dyeing kit	Beyotime	C0189S
Normal saline	KERONG	SLYS-001
syringe	Beyotime	FS701-50pcs