Unsere Arbeit wurde durch die finanzielle Unterstützung von McKnight Endowment Fund for Neuroscience (PAS), das National Institute on Drug Abuse (R01 DA019022; PAS) vom National Institute on Alcohol Abuse und ein Pre-Doc-Stipendium an NIH NRSA PA (F31AA017042) und Alkoholismus. Die GIRK2-L257W Mutante wurde durch Dr. Prafulla Aryal zur Verfügung gestellt. Fluoreszenzmikroskop und Sponsoring freundlicherweise von Leica Instruments zur Verfügung gestellt.

1. Ortsspezifische Mutagenese Wir verwenden Säugetieren Expressionsplasmid pcDNA3.1 Kodierung einer cDNA für GIRK2 und die Einführung einer Punktmutation mit Stratagene (Agilent Technologies) Quikchange XL II Mutagenese-Kit nach den Anweisungen des Herstellers. Primer-Sequenz kann leicht erzeugt werden mittels Online-Primer-Design-Programm finden Sie unter: <a href="https://www.genomics.agilent.com/CollectionSubpage.aspx?PageType=Tool&amp;SubPageType=ToolQCPD&amp;PageID=15">https://www.genomics.agilent.com/CollectionSubpage.aspx?PageType=Tool&amp;SubPageType=ToolQCPD&amp;PageID=15</a> Hinweis: Wir verwenden Standard-Eppendorf 1,5 ml Röhrchen anstelle von BD 14 ml-Röhrchen in das Protokoll beschrieben. Allerdings ist die Verwendung von XL10-Gold ultracompetent E. coli vorbehandelt mit β-Mercaptoethanol, 30s Hitzeschock Zeit und NZY + (oder NZYM +) Medien sind entscheidend für die erfolgreiche Mutagenese. Wenn möglich, kann eine zusätzliche Engineering stille Mutation, die eine neue Restriktionsschnittstelle schafft praktisch sein für das Screening Mutantenkolonien unten. 2. Miniprep, DNA-Sequenzierung und Maxiprep 2,1 Qiagen Miniprep und Sequenzierung. Individuelle Bakterienkolonien werden gepflückt und aufgewachsen in LB-Medium mit Ampicillin (AMP). Wir folgen den Anweisungen des Herstellers für die Reinigung der cDNA. Eine einfache Restriktionsverdau kann bestätigen die erfolgreiche Einführung der Mutation verwendet werden, wenn eine Restriktionsschnittstelle in Schritt 1 oben eingebaut wird. Automatisierte DNA-Sequenzierung ist off-site, getan und ist von wesentlicher Bedeutung, um das Vorhandensein der Mutation in der cDNA zu bestätigen, als auch zu beurteilen, ob es irgendwelche unerwünschte Mutationen. Dieser Schritt ist sehr wichtig. Wir sequenzieren das gesamte GIRK kodierende Sequenz mittels Forward-und Reverse-T7-Promotor BGH Sequenzierungsprimern dass Flanke multiple Klonierungsstelle des pcDNA3.1 Plasmid. Hinweis: Es ist wichtig, sorgfältig zu untersuchen die Sequenzierung Elektropherogramm, um eine ausreichende Qualität der Sequenzierung Daten zu gewährleisten. Hochwertige Elektropherogramm hat scharfe, nicht-überlappenden Peaks mit wenig Hintergrundgeräuschen. 2,2 Qiagen Maxiprep. Wir folgen den Anweisungen des Herstellers. Hinweis: Dieser Schritt ist in unseren Experimenten enthalten, um die Reinheit der cDNA, die wir finden, ist für eine effiziente Transfektion wichtig zu verbessern. 3. Kultur und Transfektion von Zellen HEK293T All diese Schritte sollten in einem sterilen Gewebekultur Haube getan werden. 3,1 Zellkultur HEK293T Zellen sind bequem zu bedienen, weil sie einfach zu Kultur (37 ° C, 5% CO 2 befeuchteten Inkubator), haben schnelle Replikation, hohe Transfektionseffizienz und sind zugänglich für whole-cell Patch-Clamp-Elektrophysiologie. HEK293T Zellen exprimieren SV40 large T Antigen, das episomalen Replikation von Plasmid pcDNA3.1 gewährleistet. HEK293T Zellen werden in DMEM mit niedrigem Glucosegehalt Medien mit L-Glutamin und 10% fötalem Rinderserum (FBS) gezüchtet. Für die Passage Zellen, fügen 0,25% Trypsin / EDTA zu konfluent (90-95%) HEK293T Zellen, warten, bis die Zellen aus dem Gewebe Gericht zu lösen, dann stoppen die Enzymaktivität durch Zugabe von frischem Medium mit FBS /. Platte ~ 1 X 10 5 Zellen / Well in eine 12-Well-Zellkulturschale zusammen mit 1 ml Antibiotika-freien Kulturmedien pro Vertiefung. (1 x 10 5 Zellen ~ 350 ul Zellsuspension aus konfluenten T25-Kolben mit 10 ml Medium resuspendiert erhalten). 3,2 Transfektion Nach 8-24 Uhr, wird HEK-Zellen am Kunststoff haften und sind bereit für die Transfektion. Transfektion von Zellen mit 0,2 ug Kanal cDNA, 0,4 pg M2R-Rezeptor-cDNA und 0,04 pg YFP cDNA mit Invitrogen Lipofectamine 2000. Hinweis: wir verwenden eine kleine Menge von YFP cDNA zu bestimmen, welche Zellen erfolgreich transfiziert (grüne Zellen wird wahrscheinlich enthalten sowohl GIRK Kanäle und M2-Rezeptoren). Die Konzentration der cDNA zu nutzen, müssen Sie für jeden Klon eingestellt werden. 3,3 Fluoreszenz Visualisierung von transfizierten Zellen. Legen Sie 12-Well-Platte auf der Bühne eines invertierten Fluoreszenzmikroskop und untersuchen Zellen für YFP Ausdruck. Vergleichen Sie DIC Bild und notieren Sie die ungefähre Anzahl der grünen Zellen. Dies ermöglicht eine Abschätzung der Transfektionseffizienz. 3.4 Vorbereitung der 24-Well-Schalen und Poly-D-Lysin beschichteten Deckgläsern Saubere 12 mm Glasdeckgläschen (Warner, CS-12R) durch Schütteln sie über Nacht mit Radiacwash, gefolgt von Waschen mit entionisiertem Wasser und über Nacht unter Schütteln in 95% Ethanol. Bewahren Sie die sauberen Deckgläschen in 70% igem Ethanol bis zur Verwendung. Legen Sie Deckgläser in einer Petrischale mit Ethanol Flamme aus Ethanol mit einer Pinzette und Brenner, eind in eine Vertiefung einer sterilen 24-Well-Platte. Abdeckung jedes Well mit 250 ul von Poly-D-Lysin (PDL)-Lösung [0,2 mg / mL] und lassen Sie die Deckgläser sich über Nacht in PDL-Lösung unter sterilen Haube getaucht. Wickeln Sie den 24-Well-Platte in Parafilm, um Verdunstung zu vermeiden. Am nächsten Morgen, absaugen und waschen PDL 2x mit sterilem Wasser. Lassen Platten offen unter der Haube trocknen, dann decken. Die 24 Well-Schalen mit beschichteten Deckgläser können in mit steriler Aluminiumfolie gewickelt und bei Raumtemperatur gelagert Wochen. 3,5 Plating transfizierten HEK293T Zellen auf dem Deckglas 24 Stunden nach der Transfektion, Teilen von Zellen in 24-Well-Platte (~ 4 X 10 3 Zellen / well) mit Glasdeckgläschen mit Poly-D-Lysin beschichtet. Hinweis: transfizierten Zellen können bis zu 24-72 Stunden nach der Transfektion verwendet werden. Die Zellen werden aufgeteilt auf einzelne Deckgläser für Patch-Clamp-Elektrophysiologie Experiment liefern. 4. Elektrophysiologie 4.1 Vorbereiten Lösungen Extrazelluläre (Bad) Lösung: 20 mM KCl, 140 mM NaCl, 0,5 mM CaCl 2, 2 mM MgCl 2 und 10 mM HEPES (pH 7,4 eingestellt mit NaOH). Aliquot 20K Badlösung und fügen entsprechende Modulatoren <ul><li> 20K + Ba 2 +: Lösung mit 1 mM BaCl 2: ein spezifischer Inhibitor der inneren Gleichrichtung Ströme </li><li> 20K + Carbachol: Lösung mit 5 uM Carbachol: eine spezifische M2R Agonist; M2R Paare an G-Proteine, die offen GIRK Kanäle </li><li> 20K + Ethanol: Badlösung mit 100 mM EtOH zu GIRK Kanäle direkt aktivieren </li></ul> Ort Bad Lösungen in Spritzen (Lösung Container) von den schnellen Austausch Perfusion System. Hinweis: Wir verwenden ein Warner Quetschventil System, das Bad-Lösungen zu kontrollieren. PE-Schlauch wird empfohlen. Intern / Elektrode-Lösung: 140 mM KCl, 20 mM NaCl, 5 mM EGTA, 5,4 mM MgCl 2, 10 mM HEPES (pH 7,4) mit 2,5 mM K 2 ATP und 0,3 uM Li 2 GTP. Wir machen die Elektrode Lösung ohne ATP-und GTP. Wir gesondert vorbereiten Aliquots von ATP und GTP, die bei -80 ° C gelagert werden, und fügen Sie die Elektrode Lösung auf dem Tag des Experiments. Wir halten Spritze mit endgültigen Elektrode Lösung auf Eis, um die ATP / GTP zu bewahren. Wir Sterilfilter (0,2 um) die interne / externe Lösungen für das mikrobielle Wachstum zu hemmen und zu reduzieren Möglichkeit einer Verstopfung der Rohre und der Elektrode. 4,2 Pulling Elektroden Wir verwenden Narishige zweistufigen vertikale Abzieher und Borosilikatglas Elektrode von Warner Instrument (1,5 mm Außendurchmesser, 0,86 mm Innendurchmesser und 7,5 cm Länge), um Elektroden mit 3-7 MOhm Widerstand, wenn sie mit intrazellulären Lösung gefüllt zu erhalten. Hinweis: Es ist notwendig, um experimentell zu bestimmen Parameter für die Elektrode Abzieher und die Art der Elektrode aus Glas in Ihrem Labor. Für unsere vertikale Abzieher, verwenden wir eine Kochstufe von 60,2 für das erste Zug-und ~ 43 für den zweiten Zug. 4,3 Whole-cell Patch-Clamp- <ol><li> Berg Deckglas in einer 35-mm-Schale mit wenig Vaseline, Deckel mit externen Lösung und Ort Schüssel auf der Bühne eines invertierten Fluoreszenzmikroskop. Verwenden Sie DIC zu fokussieren und zu finden Zellen, Schalter auf YFP-Fluoreszenz zu YFP-positiven Zellen zu lokalisieren. </li><li> Position Spitze der Perfusion vielfältig in der Nähe einer grünen Zelle (20-30 um aus der Zelle von Interesse = 2-3 Zelllänge abgesehen). </li><li> Fill-Elektroden mit einer Lösung, hängen Sie es an die headstage von Axopatch 200B Verstärker (Axon Instruments) mit den folgenden Voreinstellungen: Gain 1, Konfiguration: whole-cell β = 1, mode V-Klemme. </li><li> Bewerben Überdruck auf der Elektrode zu verhindern das Verstopfen der Pipette, und verwenden Sie den Manipulator Elektrodenspitze knapp oberhalb der Zelle zu platzieren. </li><li> To Zero der Pipette Potenzial, wählen Sie das Seal Test, um eine Prüfspannung Schritt zu liefern. Die 5 mV rechteckförmige Spannung Schritt wird in der Seal-Test Fenster CLAMPEX erscheinen. Passen Sie die Pipette Offset-Potentiometer auf den Verstärker an die Basis-Linie auf 0 nA zu bringen. Alternativ Null der Pipette Potenzial durch Einschalten des Verstärkers Modus-Wahlschalter auf V-Track-Modus und das Messgerät Regler VTrack und verwenden Sie die Pipette Offset-Potentiometer am Verstärker, um die Spannung am Verstärker Meter Anzeige auf &quot;0.00&quot; zu bringen. </li><li> Überprüfen Widerstand der Elektrode mit Dichtheitsprüfung Kommando der CLAMPEX 8.2 Software (sollte 3-7 MOhm sein). </li><li> Öffnen einer gespeicherten Protokoll-Datei oder erstellen Sie ein neues Protokoll. So öffnen Sie Protokoll-Datei aus dem Hauptmenü wählen Sie übernimmt dann Open Protocol und wählen Sie eine gespeicherte Spannung Protokoll-Datei. Für dieses Experiment wurde das Protokoll erstellt, um Membranpotential at-40mV zu halten, liefern eine Einzeldosis von 50 ms Spannung Schritt bis -100 mV und Rampe bis +40 mV über 200 ms. Dieses Protokoll wird alle 2 Sekunden ausgeführt. Die Rampe Protokoll erlaubt die Beobachtung der Umkehr Potenzial und nach innen Nachbesserung GIRK Kanäle. Für Spannung Ionenkanälen kann eine rechteckige Spannung Schritt besser geeignet. </li><li> Anfahrt Zelle mit Feineinstellung des Manipulators, lassen positive Druck, nach dem Berühren der Zelloberfläche gelten Unterdruck und überwachen Erhöhung des Widerstandes in der Seal-Test Oszilloskop-Fenster. Nach Widerstand in der GOhm Bereich ist, hat der Elektrode auf Membran (Gigaseal gebildet hat) abgedichtet. </li><li> Tragen Sie einen Puls von Unterdruck an die Zellmembran zu durchbrechen und erhalten Zugang in die Zelle. Einmal in der whole-cell-Konfiguration, werden Sie kapazitiven Ströme erhöht registrieren. </li><li> Switch to Membrane Test in CLAMPEX und notieren Sie sich den Zugang Widerstand Ra, Membranwiderstand Rm, Membran-Kapazität Cm und überprüfen Sie mit dem Auge die exponentielle Anpassung der theoretischen Kurve der realen kapazitiven Strom. Membrane Kapazität ist proportional zur Größe der Zellen und wird später verwendet werden, um die Stromdichte zu berechnen. </li><li> Wechseln Sie wieder zu testen, legen Sie V-Out (Membranpotential) bis -40 mV und Filter bei 10 kHz Seal </li><li> Ausgleich für Membran-Kapazität und Serienwiderstand am Verstärker mit den folgenden Schritten: <ol class="lalpha"><li> Schalten Sie die gesamte Zelle CAP einschalten. Passen Whole Cell CAP und Serienwiderstand wählt hin und her, bis Sie eine flache Testpuls bekommen. Sie müssen möglicherweise auch Pipette Kapazität FAST CAP Regler einstellen. </li><li> Schalten Sie% PREDICTION Knopf, um etwa 60-80%, wieder re-Einstellung Whole Cell GAP und der Serienwiderstand dial (Sie müssen eventuell Pipette Kapazität Entschädigung FAST CAP-Knopf als auch einstellen). </li><li> Schalten Sie% COMP-zu 100% ohne Oszillieren der Zelle, während er versuchte zu halten den Puls flach durch Neueinstellung Whole Cell CAP und Serienwiderstand (Sie müssen eventuell Pipette Kapazität Entschädigung FAST CAP-Knopf als auch einstellen). Stellen Sie die Verzögerung durch eine Verringerung der Zeit konstant. </li><li> Notieren Sie sich Werte für Cm (Membran-Kapazität), Rs (Vorwiderstand),% COMP, PRED% und Lag Zeit auf den Verstärker in das Notebook gesetzt. Die Cm und Rs sollte etwa die gleiche wie die Cm und Rm in der Membran-Test oben gemessen werden. </li></ol></li><li> Schalten Sie externe Lösung Ventil in die Badlösung Kontrolle. Stellen Sie den Verstärker 8-poligen Bessel-Filter bis 2kHz, öffnen Sie ein Voltage-Clamp-Protokoll und beginnt die Aufnahme Ströme. </li><li> Wir erfassen GIRK Ströme mit einer Rampe Protokoll, das bis -100 mV-Schritten für 50 ms dann Rampen von 100 mV bis +40 mV über 200 ms und ausgeliefert wird alle 2 Sekunden. Die Rampe Protokoll erlaubt die Beobachtung der Umkehr Potential und zur aktiven Korrektur Eigentum GIRK Kanäle. Bei Raumtemperatur (22-25 ° C), die GIRK Strom sollte in der Nähe reverse -50 mV (mit 20 mM KCl in der Badewanne), die in der Nähe der berechneten Gleichgewichtspotential für K (E K = -50 mV) ist, dann bleiben ziemlich flach bei Potentialen positiv zu E K. </li><li> Experimentelles Protokoll: Nach der Aufzeichnung einer stabilen Basislinie, zur Lösung 20K + Carbachol Schalter und warten Höhepunkt Reaktion, wechseln Sie wieder auf 20K Badlösung, dann gelten 20K + Ethanol und warten Peak-Ansprechen, dann 20K Badlösung Schalter, und schließlich 20K + Ba 2 +-Lösung. Während der Anwendung dieser Medikamente sehen Sie Änderungen in der Amplitude GIRK Ströme (die meisten bei -100 mV ausgesprochen). Beachten Sie die Trace-Nummer entsprechend der Anwendung der unterschiedlichen extrazellulären Lösungen in das Notebook. Ein einziger Clampfit Datei enthält alle Sweeps für die gesamte Experiment. </li></ol> 5. Data Analysis Wir verwenden Clampfit 9.2 Software, um Daten GIRK Ströme bei -100 mV zu analysieren. <ol><li> Öffnen Sie die Datei mit der Aufzeichnung, set cursor bei -100 mV. Standardmäßig finden Sie alle Spuren auf dem Bildschirm überlagert. Durch Drücken von &quot;Write-Cursor&quot;-Symbol erstellen Sie Excel-ähnliche Tabellenkalkulation mit numerischen Daten. </li><li> Durch die Zuordnung X, um die Trace-Nummer Spalte und Y, um den Cursor-Spalte und Drücken von &quot;Create Graph&quot;-Symbol schnell zurückgreifen kann eine Zeit-Gänge-Plot des Experiments. </li><li> Berechnen basalen Strom, der durch Subtraktion in Anwesenheit von Ba 2 + Strom aus Strom im externen Perfusionslösung allein (&quot;20K aktuellen&quot; minus &quot;20K + Ba 2 + current&quot;) aufgezeichnet. Berechnen induzierten Ströme durch Subtraktion basalen Strom in 20K aus dem aktivierten Ströme (&quot;20K + Carbachol aktuellen&quot; minus &quot;20K aktuellen&quot;; &quot;20K + Ethanol aktuellen&quot; minus &quot;20K current&quot;). Berechnen Sie die Stromdichte (pA / pF), indem der Strom durch Membran Kapazität (direkt aus dem Verstärker eingelesen). Berechnen Prozent Aktivierung, indem induzierten Ströme durch basale Ströme und mit 100 multipliziert. </li></ol> 6. Repräsentative Ergebnisse Sie sollten in der Lage sein Datensatz aus Zellen mit Wildtyp-Kanäle transfizierten Strom. Für GIRK Kanälen messend in der extrazellulären Lösung mit 20 mM K + (und 145 mM K + intrazellulären) sollten sie stark nach innen Berichtigung und eine Umkehr Potenzial von ~ -50 mV, die eine wesentliche Eigenschaft von Kalium-Kanälen ist zu zeigen. Die Wildtyp-Strom stark ansteigen auf Carbachol Anwendung (3-5 mal mehr basalen Strom) und reagieren ähnlich wie die 100 mM Ethanol. Hinweis: das Zeichen Konvention für Elektrophysiologie ist, dass nach innen gerichteten Strom negativ ist und nach außen laufenden positiv ist. Für die L257W-Mutation in der Alkohol-Bindungstasche von GIRK2, werden Sie abgeschwächte Reaktionen sowohl Carbachol und Ethanol zu sehen. Dies deutet darauf hin, dass L 257 in Alkohol und G-Protein-Aktivierung GIRK2 Kanäle beteiligt ist. Weitere Beispiele für die Ergebnisse der GIRK2 Mutagenese, siehe jüngste Veröffentlichung von Aryal et al. 1. <img src="/files/ftp_upload/2189/2189fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Window of Clampfit 8,0 zeigt die Daten-Datei für Wildtyp-GIRK2 Aufnahme. Obere linke Tafel zeigt überlagert fegt in Reaktion auf eine Rampenspannung Protokoll in Gegenwart von verschiedenen externen bah-Lösungen erfasst. Cursor 1 ist bei -100 mV positioniert. Die Cursor-Werte sind, um die Tabelle (rechts) geschrieben. Untere linke Tafel zeigt das Diagramm der Sweep Anzahl vs, Strom. Notieren Sie sich die Zunahme des Stroms (Auslenkung nach unten) mit Ethanol (EtOH) und Carbachol (Carb) und Strom-Hemmung mit Ba 2 +. <img src="/files/ftp_upload/2189/2189fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Window of Clampfit 8,0 zeigt die Daten-Datei für eine Mutante GIRK2-L257W Aufnahme. Beschreibungen sind die gleichen wie in Abbildung 1. Beachten Sie den Verlust von Carbachol (Carb) Aktivierung und Reduktion von EtOH-induzierte Ströme in der Mutante Kanäle.

<ol>
	<li>Aryal, P., Dvir, H., Choe, S., Slesinger, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+discrete+alcohol+pocket+involved+in+GIRK+channel+activation.">A discrete alcohol pocket involved in GIRK channel activation.</a> Nature Neurosci. 12, 988-995 (2009).</li><li>Panchenko, V. A., Glasser, C. R., Mayer, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+similarities+between+glutamate+receptor+channels+and+K++channels+examined+by+scanning+mutagenesis.">Structural similarities between glutamate receptor channels and K+ channels examined by scanning mutagenesis.</a> J Gen Phys. 117, 345-360 (2001).</li><li>Doyle, D. A., Cabral, M. o. r. a. i. s., Pfuetzner, J., Kuo, R. A., Gulbis, A., Cohen, J. M., Chait, S. L., &amp;amp, B. T., MacKinnon, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+structure+of+the+potassium+channel:+molecular+basis+of+K++conduction+and+selectivity.">The structure of the potassium channel: molecular basis of K+ conduction and selectivity.</a> Science. 280, 69-77 (1998).</li><li>Nishida, M., Cadene, M., Chait, B. T., MacKinnon, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystal+structure+of+a+Kir3.1-prokaryotic+Kir+channel+chimera.">Crystal structure of a Kir3.1-prokaryotic Kir channel chimera.</a> EMBO J. 26, 4005-4015 (2007).</li><li>Tao, X., Avalos, J. L., Chen, J., MacKinnon, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystal+structure+of+the+eukaryotic+strong+inward-rectifier+K++channel+Kir2.2+at+3.1+&amp;Aring;+resolution.">Crystal structure of the eukaryotic strong inward-rectifier K+ channel Kir2.2 at 3.1 &amp;Aring; resolution.</a> Science. 326, 1668-1674 (2009).</li></ol>

Site-Mutagenese ist ein klassischer Ansatz zur Struktur-Funktions-Beziehungen von Ionenkanälen zu untersuchen. Es beruht auf der Prämisse, dass durch Änderung einer kritischen Rest des Ionenkanals man in der Lage zu ausgeprägten Veränderungen in den Kanal-Funktion zu beobachten beruhen. Im Gegensatz dazu können viele Mutationen in nicht-kritische Position ohne größere Störungen auf den Kanal-Funktion eingeführt werden. Typischerweise wird der Rückstand in Frage zuerst zu Alanin, eine kleine, nicht-polare Aminosäure, die durch Mutation von Tryptophan, der größten der Aminosäuren 2 gefolgt mutiert. Wenn der Rückstand ist wichtig, um den Kanal-Funktion, werden beide Mutationen verändern Kanal Aktivität. Wenn eine weniger wichtige Rest mutiert ist, sind die Auswirkungen der Mutation, vor allem zu Alanin oft unauffällig. Tryptophan-Mutationen sind eher Veränderungen aufgrund sterischer Hindernisse mit dem Tryptophan Größe verbundenen verursachen. Oft kann, wenn die strukturellen Informationen fehlt, systematische Mutation zu Alanin oder Tryptophan in einem Fragment des Kanals (Alanin-oder Tryptophan-Scan) verwendet, um kritische Rückstände zu lokalisieren. Es ist wichtig zu beachten, dass mehrere Klone mit unterschiedlichen Punktmutationen in parallel damit für die Prüfung mehrerer Rückstände innerhalb relativ kurzer Zeit hergestellt werden können. In jüngster Zeit haben mehrere Kristallstrukturen der Kanäle zur Verfügung stehen 3,4,5. Sie können verwendet werden, um mögliche Schlüssel Rückstände getestet mit dem Ansatz in diesem Protokoll beschrieben werden vorzuschlagen. Messungen an Wildtyp-Kanal sollte immer begleiten die Messung eines mutierten Kanal als eine positive Kontrolle, um sicherzustellen, dass die Transfektion und elektrophysiologischen Experimenten richtig fertig waren dienen. Punktmutationen können mangels eines funktionierenden Strom ein Strom ähnlich dem Wildtyp-oder eine veränderte Regulierung der Kanal-Aktivität führen. Mangelnde messbarer Strom kann durch unsachgemäße Faltung oder verändert Menschenhandel. In einem solchen Fall kann es sinnvoll sein, um herauszufinden, ob der Kanal richtig Verkehre auf der Oberfläche mit einem Biotinylierung Assay oder Immunfluoreszenzfärbung gegen extrazelluläre Tag (ohne Zellpermeabilisierung) zwischen nicht-funktionalen Kanäle auf der Plasmamembran und Kanäle im Inneren der Zelle beibehalten zu unterscheiden . Schließlich ist es ratsam, nicht nur basale Aktivität des Kanals, sondern auch Folgen der Mutation auf dem Kanal Regelung zu untersuchen. Verschiedene Mechanismen der Modulation des Kanals Funktion könnte in Abhängigkeit von den Ionenkanal von Interesse, einschließlich Regulierung durch G-Proteine, PIP2, Ionen, ATP-Konzentration, Phosphorylierung (mit Tyrosin, Serin oder Threonin-Mutation), Ubiquitinierung oder Sumoylierung (mit Lysin Mutation) untersucht werden und direkte Kanalöffner oder Blocker.

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 <div>
 <table border="1">
 <thead>
 <tr>
 <td>Material Name</td>
 <td>Type</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue Number</td>
 <td>Comment</td>
 </tr>
 </thead>
 <tbody>
 
<tr>
<td>Chemicals</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>Varies</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Mini Prep Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Qiagen</td>
<td>27104</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Radiacwash</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Biodex</td>
<td>005-100</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Poly-D-lysine hydrobromide</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>BD Biosciences</td>
<td>CB40210</td>
<td>Poly-L-lysine can also be used</td>
</tr>
<tr>
<td>Maxi Prep Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Qiagen</td>
<td>12263</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>QuickChange XL II Site Directed Mutagenesis Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Stratagene</td>
<td>200512-5</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Lipofectamine 2000</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Invitrogen</td>
<td>11668-027</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cover slips &#x02C6;&#x2026; 12 mm</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>CS-12R</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Capillary Glass Tubing Borosilicate-standard wall</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>G150-3</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td><a href="http://www.leica-microsystems.com/products/light-microscopes/clinical/inverted-microscopes/details/product/leica-dmi3000-b/" target="_blank">Inverted fluorescence microscope</a></td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Leica</td>
<td>DMI3000 B</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Electrophysiology</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Nikon/ Leica/ Zeiss</td>
<td>Any inverted DIC (Hoffmann) microscope with fluorescence</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Molecular Devices</td>
<td>Axon Axopatch 200B amplifier</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Perfusion system</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Warner Instruments</td>
<td>VC-6 Perfusion MM-6</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Digitizer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Molecular Devices</td>
<td>Digidata 1320 digitizer</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Manipulators</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sutter Instruments</td>
<td>Manipulator: MP-85</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Electrode Puller</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Narishige</td>
<td>PC10 vertical electrode puller</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Isolation Table</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Technical Manufacturing Corporation</td>
<td>Air table</td>
<td>&nbsp;</td> </tbody>
 </table>
 </div>

mutagenesis and functional analysis of ion channels heterologously expressed in mammalian cells

Wir werden zeigen, wie die funktionalen Auswirkungen der Einführung einer Punktmutation in einem Ionenkanal-Studie. Wir studieren G Protein-gekoppelten innerlich Behebung Kalium (bezeichnet als GIRK) Kanäle, die wichtig sind für die Regelung der Erregbarkeit der Neuronen. Es gibt vier verschiedene Säugetier-GIRK Kanal-Untereinheiten (GIRK1-GIRK4) - konzentrieren wir uns auf GIRK2, weil es ein Homotetramer Formen. Die Stimulation der verschiedenen Typen von G-Protein-gekoppelte Rezeptoren (GPCRs), wie die Muskarin-Rezeptor (M2R), führt zur Aktivierung von GIRK Kanäle. Alkohol auch direkt aktiviert GIRK Kanäle. Wir werden zeigen, wie man eine Aminosäure durch eine gezielte Veränderung eines oder mehrerer Nukleotide in der cDNA für die GIRK Kanal mutieren. Diese mutierte cDNA-Sequenz wird in Bakterien amplifiziert, gereinigt, und das Vorhandensein der Punktmutation wird durch DNA-Sequenzierung bestätigt werden. Die cDNAs für die mutierten und Wildtyp-GIRK Kanäle in humanen embryonalen Nierenzellen HEK293T Zellen in vitro kultiviert transfiziert werden. Schließlich wird whole-cell Patch-Clamp-Elektrophysiologie benutzt, um die makroskopischen Kalium Ströme durch die ektopische Expression eines Wildtyp-oder mutierte GIRK Kanäle zu untersuchen. In diesem Experiment untersuchen wir die Wirkung einer L257W-Mutation in GIRK2 Kanäle auf M2R-abhängig und Alkohol-abhängige Aktivierung.

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Mutagenesis and Functional Analysis of Ion Channels Heterologously Expressed in Mammalian Cells

Wir werden zeigen, wie man die Wirkung einer einzelnen Punktmutation auf die Funktion eines Ionenkanals zu studieren.

Mutagenese und funktionale Analyse von Ionenkanälen heterolog in Säugerzellen exprimierten

We will demonstrate how to study the functional effects of introducing a point mutation in an ion channel. We study G protein-gated inwardly rectifying ...

mutagenesis-functional-analysis-ion-channels-heterologously-expressed

Research

JoVE Journal

Biology

17.3K Aufrufe.  Salk Institute for Biological Studies. Wir werden zeigen, wie man die Wirkung einer einzelnen Punktmutation auf die Funktion eines Ionenkanals zu studieren.

Serie: Mutagenesis and Functional Analysis of Ion Channels Heterologously Expressed in Mammalian Cells

Patch Clamp Recording of Ion Channels Expressed in  Xenopus Oocytes

Since its development by Sakmann and Neher 1, 2, the patch clamp has become established as an extremely useful technique for electrophysiological measurement of single or multiple ion channels in cells. This technique can be applied to ion channels in both their native environment and expressed in heterologous cells, such as oocytes harvested from the African clawed frog, Xenopus laevis. Here, we describe the well-established technique of patch clamp recording from Xenopus oocytes. This technique is used to measure the properties of expressed ion channels either in populations (macropatch) or individually (single-channel recording). We focus on techniques to maximize the quality of oocyte preparation and seal generation. With all factors optimized, this technique gives a probability of successful seal generation over 90 percent. The process may be optimized differently by every researcher based on the factors he or she finds most important, and we present the approach that have lead to the greatest success in our hands.

This is intended as an introduction to patch clamp recording from Xenopus laevis oocytes. It covers vitelline membrane removal, formation of a gigaohm seal (gigaseal), and the optional conversion of the patch to the outside-out topology.

Patch Clamp Recording von Ionenkanälen in Xenopus Oozyten exprimiert

Since its development by Sakmann and Neher 1, 2, the patch clamp has become established as an extremely useful technique for electrophysiological ...

Forschung

Biologie

Pulse-chase Analysis of N-linked Sugar Chains from Glycoproteins in Mammalian Cells

Attachment of the Glc3Man9GlcNAc2 precursor oligosaccharide to nascent polypeptides in the ER is a common modification for secretory proteins. Although this modification was implicated in several biological processes, additional aspects of its function are emerging, with recent evidence of its role in the production of signals for glycoprotein quality control and trafficking. Thus, phenomena related to N-linked glycans and their processing are being intensively investigated. Methods that have been recently developed for proteomic analysis have greatly improved the characterization of glycoprotein N-linked glycans. Nevertheless, they do not provide insight into the dynamics of the sugar chain processing involved. For this, labeling and pulse-chase analysis protocols are used that are usually complex and give very low yields. We describe here a simple method for the isolation and analysis of metabolically labeled N-linked oligosaccharides. The protocol is based on labeling of cells with [2-3H] mannose, denaturing lysis and enzymatic release of the oligosaccharides from either a specifically immunoprecipitated protein of interest or from the general glycoprotein pool by sequential treatments with endo H and N-glycosidase F, followed by molecular filtration (Amicon). In this method the isolated oligosaccharides serve as an input for HPLC analysis, which allows discrimination between various glycan structures according to the number of monosaccharide units comprising them, with a resolution of a single monosaccharide. Using this method we were able to study high mannose N-linked oligosaccharide profiles of total cell glycoproteins after pulse-chase in normal conditions and under proteasome inhibition. These profiles were compared to those obtained from an immunoprecipitated ER-associated degradation (ERAD) substrate. Our results suggest that most NIH 3T3 cellular glycoproteins are relatively stable and that most of their oligosaccharides are trimmed to Man9-8GlcNAc2. In contrast, unstable ERAD substrates are trimmed to Man6-5GlcNAc2 and glycoproteins bearing these species accumulate upon inhibition of proteasomal degradation.

We describe a method for analysis of the alteration of N-linked glycans through the early life of glycoproteins after their biosynthesis in mammalian cells. This is achieved by pulse-chase analysis of metabolically labeled glycans, enzymatic release from glycoproteins and examination by HPLC.

Pulse-Chase-Analyse von N-verknüpften Zuckerketten von Glykoproteinen in Säugerzellen

Attachment of the Glc3Man9GlcNAc2 precursor oligosaccharide to nascent polypeptides in the ER is a common modification for secretory proteins. Although ...

Analysis of DNA Double-strand Break (DSB) Repair in Mammalian Cells

DNA double-strand breaks are the most dangerous DNA lesions that may lead to massive loss of genetic information and cell death. Cells repair DSBs using two major pathways: nonhomologous end joining (NHEJ) and homologous recombination (HR). Perturbations of NHEJ and HR are often associated with premature aging and tumorigenesis, hence it is important to have a quantitative way of measuring each DSB repair pathway. Our laboratory has developed fluorescent reporter constructs that allow sensitive and quantitative measurement of NHEJ and HR. The constructs are based on an engineered GFP gene containing recognition sites for a rare-cutting I-SceI endonuclease for induction of DSBs. The starting constructs are GFP negative as the GFP gene is inactivated by an additional exon, or by mutations. Successful repair of the I-SceI-induced breaks by NHEJ or HR restores the functional GFP gene. The number of GFP positive cells counted by flow cytometry provides quantitative measure of NHEJ or HR efficiency.

Analysis of DNA Double-strand Break DSB Repair in Mammalian Cells

This article describes GFP-based fluorescence in vivo assays that separately quantify homologous recombination and nonhomologous end joining in mammalian cells.

Die Analyse der DNA-Doppelstrang Break (DSB) Reparatur in Säugerzellen

DNA double-strand breaks are the most dangerous DNA lesions that may lead to massive loss of genetic information and cell death.  Cells repair DSBs using ...

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may also be used to study the structure-function relationship for other ion channels and neurotransmitter receptors1. BK channels are widely expressed in different tissues and have been implicated in many physiological functions, including regulation of smooth muscle contraction, frequency tuning of inner hair cells and regulation of neurotransmitter release2-6. BK channels are activated by membrane depolarization and by intracellular Ca2+ and Mg2+ 6-9. Therefore, the protocol is designed to control both the membrane voltage and the intracellular solution. In this protocol, messenger RNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes (stage V-VI) followed by 2-5 days of incubation at 18&deg;C10-13. Membrane patches that contain single or multiple BK channels are excised with the inside-out configuration using patch clamp techniques10-13. The intracellular side of the patch is perfused with desired solutions during recording so that the channel activation under different conditions can be examined. To summarize, the mRNA of BK channels is injected into Xenopus laevis oocytes to express channel proteins on the oocyte membrane; patch clamp techniques are used to record currents flowing through the channels under controlled voltage and intracellular solutions.

Patch Clamp and Perfusion Techniques for Studying Ion Channels Expressed in Xenopus oocytes

Ionic current of BK channels is recorded using patch clamp techniques. BK channels are expressed in Xenopus oocytes by injecting messenger RNA. The intracellular solution during patch clamp recordings is controlled by a perfusion system.

Patch-Clamp-und Perfusion Techniken zur Untersuchung von Ionenkanälen ausgedrückt in Xenopus Oozyten

The protocol presented here is designed to study the activation of the large conductance, voltage- and Ca2+-activated K+ (BK) channels. The protocol may ...

Optimized Transfection Strategy for Expression and Electrophysiological Recording of Recombinant Voltage-Gated Ion Channels in HEK-293T Cells

The in vitro expression and electrophysiological recording of recombinant voltage-gated ion channels in cultured human embryonic kidney cells (HEK-293T) is a ubiquitous research strategy. HEK-293T cells must be plated onto glass coverslips at low enough density so that they are not in contact with each other in order to allow for electrophysiological recording without confounding effects due to contact with adjacent cells. Transfected channels must also express with high efficiency at the plasma membrane for whole-cell patch clamp recording of detectable currents above noise levels. Heterologous ion channels often require long incubation periods at 28&deg;C after transfection in order to achieve adequate membrane expression, but there are increasing losses of cell-coverslip adhesion and membrane stability at this temperature. To circumvent this problem, we developed an optimized strategy to transfect and plate HEK-293T cells. This method requires that cells be transfected at a relatively high confluency, and incubated at 28&deg;C for varying incubation periods post-transfection to allow for adequate ion channel protein expression. Transfected cells are then plated onto glass coverslips and incubated at 37&deg;C for several hours, which allows for rigid cell attachment to the coverslips and membrane restabilization. Cells can be recorded shortly after plating, or can be transferred to 28&deg;C for further incubation. We find that the initial incubation at 28&deg;C, after transfection but before plating, is key for the efficient expression of heterologous ion channels that normally do not express well at the plasma membrane. Positively transfected, cultured cells are identified by co-expressed eGFP or eGFP expressed from a bicistronic vector (e.g. pIRES2-EGFP) containing the recombinant ion channel cDNA just upstream of an internal ribosome entry site and an eGFP coding sequence. Whole-cell patch clamp recording requires specialized equipment, plus the crafting of polished recording electrodes and L-shaped ground electrodes from borosilicate glass. Drug delivery to study the pharmacology of ion channels can be achieved by directly micropipetting drugs into the recording dish, or by using microperfusion or gravity flow systems that produce uninterrupted streams of drug solution over recorded cells.

Reliable method for highly efficient in vitro expression and subsequent electrophysiological recording of recombinant voltage-gated ion channels in cultured human embryonic kidney cells (HEK-293T).

Optimierte Transfektion Strategie für Expression und elektrophysiologische Ableitung von rekombinantem Voltage-Gated Ion Channels in HEK-293T-Zellen

The in vitro expression and electrophysiological recording of recombinant voltage-gated ion channels in cultured human embryonic kidney cells (HEK-293T) ...

Analysis of mRNA Nuclear Export Kinetics in Mammalian Cells by Microinjection

In eukaryotes, messenger RNA (mRNA) is transcribed in the nucleus and must be exported into the cytoplasm to access the translation machinery. Although the nuclear export of mRNA has been studied extensively in Xenopus oocytes1 and genetically tractable organisms such as yeast2 and the Drosophila derived S2 cell line3, few studies had been conducted in mammalian cells. Furthermore the kinetics of mRNA export in mammalian somatic cells could only be inferred indirectly4,5. In order to measure the nuclear export kinetics of mRNA in mammalian tissue culture cells, we have developed an assay that employs the power of microinjection coupled with fluorescent in situ hybridization (FISH). These assays have been used to demonstrate that in mammalian cells, the majority of mRNAs are exported in a splicing dependent manner6,7, or in manner that requires specific RNA sequences such as the signal sequence coding region (SSCR) 6. In this assay, cells are microinjected with either in vitro synthesized mRNA or plasmid DNA containing the gene of interest. The microinjected cells are incubated for various time points then fixed and the sub-cellular localization of RNA is assessed using FISH. In contrast to transfection, where transcription occurs several hours after the addition of nucleic acids, microinjection of DNA or mRNA allows for rapid expression and allows for the generation of precise kinetic data.

Here we describe an assay that employs the power of microinjection coupled with fluorescent in situ hybridization in order to accurately measure the nuclear export kinetics of mRNA in mammalian somatic cells.

Die Analyse der mRNA Nuclear Export Kinetics in Säugerzellen durch Mikroinjektion

In eukaryotes, messenger RNA (mRNA) is transcribed in the nucleus and must be exported into the cytoplasm to access the translation machinery. Although ...

Mutagenesis and Functional Selection Protocols for Directed Evolution of Proteins in E. coli

The efficient generation of genetic diversity represents an invaluable molecular tool that can be used to label DNA synthesis, to create unique molecular signatures, or to evolve proteins in the laboratory. Here, we present a protocol that allows the generation of large (>1011) mutant libraries for a given target sequence. This method is based on replication of a ColE1 plasmid encoding the desired sequence by a low-fidelity variant of DNA polymerase I (LF-Pol I). The target plasmid is transformed into a mutator strain of E. coli and plated on solid media, yielding between 0.2 and 1 mutations/kb, depending on the location of the target gene. Higher mutation frequencies are achieved by iterating this process of mutagenesis. Compared to alternative methods of mutagenesis, our protocol stands out for its simplicity, as no cloning or PCR are involved. Thus, our method is ideal for mutational labeling of plasmids or other Pol I templates or to explore large sections of sequence space for the evolution of activities not present in the original target. The tight spatial control that PCR or randomized oligonucleotide-based methods offer can also be achieved through subsequent cloning of specific sections of the library. Here we provide protocols showing how to create a random mutant library and how to establish drug-based selections in E. coli to identify mutants exhibiting new biochemical activities.

Mutagenesis and Functional Selection Protocols for Directed Evolution of Proteins in E. coli

Here we demonstrate a simple protocol to create a random mutant library for a given target sequence. We show how this method, which is performed in vivo in Escherichia coli, can be coupled with functional selections to evolve new enzymatic activities.

Mutagenese und Functional Selection Protocols for Directed Evolution von Proteinen in E. coli</em

The efficient generation of genetic diversity represents an invaluable molecular tool that can be used to label DNA synthesis, to create unique molecular ...

Analysis of Cell Cycle Position in Mammalian Cells

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of cell proliferation underlies the pathology of diseases like cancer. As such there is great need to be able to investigate cell proliferation and quantitate the proportion of cells in each phase of the cell cycle. It is also of vital importance to indistinguishably identify cells that are replicating their DNA within a larger population. Since a cell&prime;s decision to proliferate is made in the G1 phase immediately before initiating DNA synthesis and progressing through the rest of the cell cycle, detection of DNA synthesis at this stage allows for an unambiguous determination of the status of growth regulation in cell culture experiments.
DNA content in cells can be readily quantitated by flow cytometry of cells stained with propidium iodide, a fluorescent DNA intercalating dye. Similarly, active DNA synthesis can be quantitated by culturing cells in the presence of radioactive thymidine, harvesting the cells, and measuring the incorporation of radioactivity into an acid insoluble fraction. We have considerable expertise with cell cycle analysis and recommend a different approach. We Investigate cell proliferation using bromodeoxyuridine/fluorodeoxyuridine (abbreviated simply as BrdU) staining that detects the incorporation of these thymine analogs into recently synthesized DNA. Labeling and staining cells with BrdU, combined with total DNA staining by propidium iodide and analysis by flow cytometry1 offers the most accurate measure of cells in the various stages of the cell cycle. It is our preferred method because it combines the detection of active DNA synthesis, through antibody based staining of BrdU, with total DNA content from propidium iodide. This allows for the clear separation of cells in G1 from early S phase, or late S phase from G2/M. Furthermore, this approach can be utilized to investigate the effects of many different cell stimuli and pharmacologic agents on the regulation of progression through these different cell cycle phases.
In this report we describe methods for labeling and staining cultured cells, as well as their analysis by flow cytometry. We also include experimental examples of how this method can be used to measure the effects of growth inhibiting signals from cytokines such as TGF-&beta;1, and proliferative inhibitors such as the cyclin dependent kinase inhibitor, p27KIP1. We also include an alternate protocol that allows for the analysis of cell cycle position in a sub-population of cells within a larger culture5. In this case, we demonstrate how to detect a cell cycle arrest in cells transfected with the retinoblastoma gene even when greatly outnumbered by untransfected cells in the same culture. These examples illustrate the many ways that DNA staining and flow cytometry can be utilized and adapted to investigate fundamental questions of mammalian cell cycle control.

Determining the cell cycle position of a population of cells, or understanding how signals affect proliferation, can be readily measured by flow cytometry using this protocol. We report a simple experimental approach to staining cells and quantifying their position in the cell cycle.

Analyse des Zellzyklus Position in Säugerzellen

The regulation of cell proliferation is central to tissue morphogenesis during the development of multicellular organisms. Furthermore, loss of control of ...

Induction and Analysis of Epithelial to Mesenchymal Transition

Epithelial to mesenchymal transition (EMT) is essential for proper morphogenesis during development. Misregulation of this process has been implicated as a key event in fibrosis and the progression of carcinomas to a metastatic state. Understanding the processes that underlie EMT is imperative for the early diagnosis and clinical control of these disease states. Reliable induction of EMT in vitro is a useful tool for drug discovery as well as to identify common gene expression signatures for diagnostic purposes. Here we demonstrate a straightforward method for the induction of EMT in a variety of cell types. Methods for the analysis of cells pre- and post-EMT induction by immunocytochemistry are also included. Additionally, we demonstrate the effectiveness of this method through antibody-based array analysis and migration/invasion assays.

A straightforward method is described for the induction of epithelial to mesenchymal transition (EMT) in a variety of cell types. Methods for the analysis of cells in EMT states by immunocytochemistry are included.

Induktion und Analyse von epithelialen zu mesenchymalen Transition

Epithelial  to mesenchymal transition (EMT) is essential for proper morphogenesis during  development. Misregulation of this  process has been implicated ...

Isolation and Functional Analysis of Mitochondria from Cultured Cells and Mouse Tissue

Comparison between two or more distinct groups, such as healthy vs. disease, is necessary to determine cellular status. Mitochondria are at the nexus of cell heath due to their role in both cell metabolism and energy production as well as control of apoptosis. Therefore, direct evaluation of isolated mitochondria and mitochondrial perturbation offers the ability to determine if organelle-specific (dys)function is occurring. The methods described in this protocol include isolation of intact, functional mitochondria from HEK cultured cells and mouse liver and spinal cord, but can be easily adapted for use with other cultured cells or animal tissues. Mitochondrial function assessed by TMRE and the use of common mitochondrial uncouplers and inhibitors in conjunction with a fluorescent plate reader allow this protocol not only to be versatile and accessible to most research laboratories, but also offers high throughput.

Comparison of mitochondrial membrane potential between samples yields valuable information about cellular status. Detailed steps for isolating mitochondria and assessing response to inhibitors and uncouplers using fluorescence are described. The method and utility of this protocol are illustrated by use of a cell culture and animal model of cellular stress.

Isolierung und funktionale Analyse von Mitochondrien aus kultivierten Zellen und Maus-Gewebe

Comparison between two or more distinct groups, such as healthy vs. disease, is necessary to determine cellular status. Mitochondria are at the nexus of ...