1. Vorbereitung für die Autopsie <ol><li> Wichtige Teile der grobe Obduktion (Autopsie) sind die Geschichte des Tieres und der Beschreibung der Befunde. </li><li> Ein Veterinärpathologe Lesen Ihrer Histopathologie Dias können nicht das Tier gesehen haben und sich auf Sie verlassen für die Hintergrund-Informationen. </li><li> Beschreiben Sie genau, was Sie, bevor Sie das Tier einschläfern zu sehen. Zum Beispiel, &quot;weiblichen Maus, einer von fünf in den Käfig; C57BL/6N; geneigtem Kopf nach rechts&quot; oder &quot;braunen männlichen Ratten, Stamm unbekannt; Tier kratzt, es gibt kreisrundem Haarausfall auf dem Rücken, in der Nähe des Schwanzes und Kopf &quot;. </li><li> Verwenden Sie klare, beschreibende, objektive Sprache. Modifikatoren wie &quot;mild&quot;, &quot;mäßig&quot; und &quot;schwer&quot; kann nützlich sein, wenn die Schwellenwerte zwischen den Ebenen klar abzugrenzen. Beschreiben Dinge in Bezug auf Essen oder Haushaltsgegenstände ist in der Regel nicht empfohlen. </li><li> Wiegen und Messen Tiere, Erkenntnisse oder Organen ist oft nützlich. Eine &quot;große Milz&quot; Sie könnte eine normale Milz zu einem anderen Beobachter. Zu sagen, dass die Milz Maßnahmen 3cm x 1.5cm bietet mehr objektive Informationen. </li><li> Fotodokumentation kann von unschätzbarem Wert. </li><li> Beachten Sie alle relevanten Gesundheits-und persönliche Schutzausrüstung für die Arbeit mit lebenden Tieren, potentiell infektiösen Kadavern oder Chemikalien wie Formalin erforderlich. </li></ol> 2. Gross postmortalen Lage und Untersuchung von Herz, Lunge, Leber, Nieren und Milz <ol><li> Sammle die nötigen Materialien vor Euthanasie des Tieres. Minimal, muss dies eine Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche, Zangen, Scheren, Etiketten für Container, Fixativ und Medien oder Sammelröhrchen / cups, die möglicherweise benötigt werden. </li><li> Kurz über den Zustand, Verhalten und Bewegung des Tieres. Beobachten und aufzeichnen Atemmuster (zB schnelle, flache) sowie ambulante Fähigkeit und Gang (zB Hinken, kreisen, Tremor). </li><li> Euthanize das Tier nach üblichen Verfahren in Ihrer Institution, immer dem AVMA Richtlinien. </li><li> Beurteilen Sie den Körper des Tieres Voraussetzung für Haut und Fell Anomalien, Abmagerung oder Austrocknung. Notieren Sie sich alle künstlichen Manipulationen, Implantate oder chirurgische Narben. </li><li> Überprüfen Sie alle externen Öffnungen (Ohren, Augen, Nase, After, Genital-Öffnungen, und in der Mundhöhle). Die Verwendung eines Binokular ist für eine engere Beobachtung empfohlen. </li><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Mit Schere, incise die Haut über die gesamte Länge des ventrum aus dem Anus bis zum Kinn, was Haut und Einschneiden der Bauchwand, Freilegung der Bauchorgane, der Speicheldrüsen und Vorhaut / Klitoris Drüsen und Hals-und Achsel-Lymphknoten. Schneiden Sie den Brustkorb zu entlarven und zu untersuchen, die Brustorgane, indem 2 Schnitte seitlich bis jeder Seite des Brustkorbs, dann über, an der Spitze des Brustbeins, einen Raum groß genug, um gründlich zu untersuchen alle Lungenlappen zu öffnen. </li><li> Untersuchen Sie das Aussehen des Muskel-Skelett-Struktur. </li><li> Werten Sie alle Organe auf Anomalien. Insbesondere finden und identifizieren das Herz und die Lunge in den Brustraum. Insbesondere finden und identifizieren die Leber, Nieren und Milz in der Bauchhöhle. Notieren Sie alle Farbänderungen, Größenunterschiede, fehlende oder mislocated Organe. Beachten Sie die Konsistenz von Oberflächen, keine zusätzlichen Gewebe (z. B. Massen), Fluidtaschen, oder das Vorhandensein von Flüssigkeit in der Bauchhöhle / Brusthöhle. </li><li> Beobachten Sie den Gastrointestinaltrakt für den Inhalt, oder das Fehlen von Inhalten, mit besonderem Augenmerk für die verdickten Wänden, Massen, und / oder Blutungen. Inzision der Niere (links Längsschnitt, rechts-Querschnitt, auf der Mittellinie, sondern außermittig) mit einem Skalpell oder einer Rasierklinge zu Parenchym für etwas Ungewöhnliches zu überprüfen. Überprüfen Sie das Mesenterium für vergrößerte Lymphknoten und / oder Massen. </li><li> Untersuchen des Urogenitalsystems, auf der Suche nach Blockaden, Fluidtaschen, Blutungen oder andere Auffälligkeiten. </li></ol> 3. Postmortem Sammlung von Herz, Leber, Nieren und Milz für die Histopathologie <ol><li> Sammeln entsprechender Größe, beschrifteten Behälter (s) mit einer geeigneten Menge von 10% neutral gepuffertem Formalin gefüllten (NBF). Passen Sie die Höhe von 10% NBF, um ein 20:1-Verhältnis von Fixiermittel, um Gewebe zu erhalten. </li><li> Legen Sie die Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche und setzen das Gewebe von Interesse. </li><li> Entfernen Sie das Gewebe von der Karkasse mit einer Pinzette und Schere. </li><li> Tissue sollten eng beschnitten werden, um Fett und unnötige Bindegewebe zu entfernen. Tissue sollte sauber sein Blut, die Nutzung normal (oder physiologische) Kochsalzlösung) als notwendig zu spülen. Verwenden Sie niemals destilliertes oder Leitungswasser auf Gewebe zu spülen. </li><li> Legen Sie das Gewebe in den Behälter von 10% NBF. </li></ol><ol><li> Sammeln entsprechender Größe, beschrifteten Behälter (s) mit einer geeigneten Menge von 10% NBF gefüllt. Passen Höhe von 10% NBF, um ein 20:1-Verhältnis von Fixiermittel, um Gewebe zu erhalten. </li><li> Legen Sie die Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Expose der Luftröhre, Herz und Lunge. </li><li> Mit Schere und Pinzette entfernen Sie die Haut und Muskeln, die über der ventralen Brust-und Gebärmutterhalskrebs Regionen. </li><li> Mit Schere und Pinzette, entfernen Sie den Brustkorb Aussetzen des Herzens und der Lunge, indem sie 2 Schnitte seitlich bis jeder Seite des Brustkorbs, dann über in der Nähe des Schlüsselbeins, um einen Raum groß genug, um gründlich zu untersuchen alle Lungenlappen zu öffnen. </li><li> Schneiden Sie die Nackenmuskulatur, die sich von dem Brustbein und Rippen, die Kiefer, einschließlich derjenigen, die über der Luftröhre. </li><li> Legen Schere unter den vorderen Rand des Brustkorbs und machen 2 Schnitte, einer auf jeder Seite, um den Abschnitt des Knochens über der Luftröhre zu entfernen. </li><li> Fassen Sie die Luftröhre in der Nähe des Kiefers mit einer Pinzette und schneiden vollständig durch die Luftröhre mit einer Schere über der Zange platziert </li><li> Sanft Schlepper der Luftröhre nach oben mit der Zange, Schnippeln ventralen Gewebe-Verbindungen mit der Schere, bis die gesamte Menge von Thorax-Gewebe (Luftröhre, Lunge und Herz, das manchmal auch als die &quot;pflücken&quot;) hat aus dem Körper entfernt worden. </li><li> Lay die Lunge flach auf der Arbeitsfläche. </li><li> Lose Krawatte ein Stück Nahtmaterial oder in der Küche umschlingen die Luftröhre kümmern, keine zu engen ziehen. </li><li> Füllen Sie eine Spritze mit Fixiermittel und fügen Sie eine Nadel, die klein genug, um die Luftröhre zu betreten. Bei Mäusen, arbeitet ein 1ml oder 3ml Spritze mit einer 26-Gauge-Nadel gut. Für Ratten, arbeitet ein 5ml-Spritze mit einer 18-Gauge-Spritze gut. </li><li> Führen Sie die Nadel in die Öffnung der Luftröhre und die Verwendung einer Pinzette in die Luftröhre umgibt die Nadel zu halten. Beginnen Sie langsam Füllung der Lunge mit Fixativ. </li><li> Füllen Sie den Lungen, bis sie vollständig aufgeblasen. Nicht über-oder underinflate. Die Höhe der Fixiermittel benötigt, um vollständig aufzublasen der Lunge variiert je nach Alter, Dehnungs-und Gesundheitszustand des Tieres. <ol><li> Over-Inflation wird durch Flüssigkeit sickert und Schäumen aus dem Lungengewebe nachgewiesen werden. </li><li> Minderdruck von Lungen erscheinen flach und nicht voll in alle Bereiche erfasst. </li></ol></li><li> Entfernen Sie die Nadel aus der Luftröhre. </li><li> Ziehen Sie das Nahtmaterial oder String um die Luftröhre zu Rückfluss von Fixativ aus den Lungen zu verhindern. </li><li> Setzen Sie den aufgeblasenen Lungen in Fixativ mit ca. 20:1 Fixativ, um Gewebe-Verhältnis. </li></ol> 5. Postmortem Sammlung von Gehirn <ol><li> Sammeln entsprechender Größe, beschrifteten Behälter (s) mit einer geeigneten Menge von 10% NBF gefüllt. Passen Höhe von 10% NBF, um ein 20:1-Verhältnis von Fixiermittel, um Gewebe zu erhalten. </li><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte Kadaver in ventralen Liegen auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Mit Schere und Pinzette, entfernen Sie die Haut und Muskeln, die über der Schädeldecke. </li><li> Mit einer Schere entfernen den Kopf vollständig von der Karkasse. </li><li> Mit einer kleinen Schere legen Sie die untere Klinge in das Foramen magnum, die Öffnung, wo der Schädel öffnet sich in den Wirbelkanal und halten Schere spitz nach oben, beginnen Schneiden direkt nach oben und durch die Mittellinie der Schädeldecke. </li><li> Mit einer Pinzette, reflektieren die beiden Hälften der Kalotte Aussetzen des Gehirns. 1. Wenn möglich, stellen Sie die freiliegenden Gehirn in Fixativ noch im Schädel. Dies ermöglicht dem Gewebe Firma vor der Entfernung aus dem Schädel zu werden, wenn dies erforderlich ist. Viele Pathologen bevorzugen, dass Teile des Gehirns sind, während noch in den Schädel geschnitten. </li><li> Vorsichtig auf den Kopf des Schädels, so dass die Schwerkraft hilft das Gewebe aus dem Schädel fallen. </li><li> Mit einer gebogenen Pinzette vorsichtig schieben Sie die Zange entlang der Außenkante des Gehirns und unter dem Gehirn ab dem Riechkolben, sich auf die im Großhirn und zum Kleinhirn. Vorsichtig mit der Pinzette eine Bindegewebe oder Nerven, die das Gehirn hemmen fallen aus dem Schädel zu kneifen. </li><li> Legen Sie das Gehirn in Fixativ mit einem ungefähren Verhältnis 20:1 von Gewebe zu Fixativ. </li></ol> 6. Postmortem Sammlung der mesenterialen Lymphknoten (MLN) <ol><li> Tissue-Kollektion für PCR-Analyse sollte mit aseptischen werden. Flamme sterilisiert, autoklaviert oder äquivalent sterilisierten Instrumente sollten genutzt werden. </li><li> Montieren Sie sterile Eppendorf-Röhrchen und einer sterilen Schere und Pinzette. </li><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf einer sauberen Dissektion Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Mit sterilisiert Schere und Pinzette incise der ventralen Bauchwand aus dem Genitalbereich auf die Basis des Brustkorbs, Entfernen von Haut und Muskulatur und Freilegen der Darm. </li><li> Die MLN sind in der Bauchhöhle in den mesenterialen Gewebe entlang des Dickdarms, unmittelbar angrenzend an den Blinddarm entfernt. </li><li> So finden Sie die MLN, suchen Sie zunächst den Blinddarm, die die großen, Komma geformten Abschnitt des Darms ist. Der Doppelpunkt erstreckt sich von der Blinddarm, und es kann oft durch die Anwesenheit von fäkalen Pellets identifiziert werden. Die MLN sind im Mesenterium entlang des Dickdarms neben Blinddarm entfernt. Es kann als eine gelbe, ovale oder kugelförmige kleine Klumpen Gewebe in den weißen mesenterialen Gewebe identifiziert werden und ist oft etwas dicker und fester in der Textur als das umgebende Mesenterium und Fett. Verwenden Anatomie Text Bücher als notwendig für die Orientierung. </li><li> Unter aseptischen und sterilen Instrumenten entfernen MLN und Ort in ein Eppendorf-Röhrchen mit der Identifizierung beschriftet. </li></ol> 7. Postmortem Sammlung von Atemwegserkrankungen absaugen <ol><li> Montieren benötigten Nachschub - sterilen Pipette, sterile Schere und Pinzette, sterile Lösungen, um über die Atemwege gespült werden, und eine saubere Sezieren Bord oder eine ähnliche Arbeit Oberfläche. </li><li> Legen Sie die eingeschläfert Maus oder Ratte Kadaver in Rückenlage auf dem Sezieren Bord. </li><li> Für bronchiale Aspiration in Ratten, auf die Atemwege durch die Luftröhre. Für die nasale Absaugen in Ratten, den Zugang entweder durch die Luftröhre oder durch den Nasen-Rachen-Gehörgang. Für bronchiale oder nasale saugt bei Mäusen, Zugriff auf die Atemwege durch den Nasen Gehörgang. </li><li> Wenn beide Nasenschleimhaut und Bronchien saugt notwendig sind, führen Sie die Bronchien absaugen zuerst. Führen nasal absaugen mit einer neuen sterilen Pipette. </li><li> Tracheal-Zugang (empfohlene Methode für Ratten): <ol><li> Zurückhalten der Haut weg von der Halswirbelsäule bis subkutanen Gewebe freizulegen. </li><li> Entfernen Sie die Speicheldrüsen und Halsmuskulatur zur Luftröhre aussetzen. </li><li> Mit sterilen Instrumenten, incise der Luftröhre, den Zugang zu dem Lumen ermöglichen. Pflegen Sie Asepsis während Sammlung (Fahren Sie mit Schritt 7.7). </li></ol></li><li> Nasen-Rachen-Nasengang Zugang (nasal absaugen und Bronchien absaugen, empfohlene Methode für Mäuse aufgrund der geringeren Größe der Luftröhre): <ol><li> Dieses Verfahren kann sowohl für die nasale absaugen und Bronchien absaugen durchgeführt werden. </li><li> Mit Flamme sterilisiert oder autoklaviert Instrumente, sever der Kiefergelenke (Kiefer) Gelenk-und reflektieren den Unterkiefer vom Oberkiefer, Freilegung der Nasen-Rachen-Gehörgang. Pflegen Sie Asepsis während Sammlung (Fahren Sie mit Schritt 7.7). </li></ol></li><li> Draw etwa 1 ml der Probenahme Flüssigkeit in einer sterilen Pipette. Dies kann physiologische Kochsalzlösung werden, Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung oder Trypticase-Soja-Bouillon. (Go auf 7,8 oder 7,9 Schritt, je nachdem, welche absaugen Sie sammeln.) </li><li> Bronchiale Aspiration: 1. Aseptischen Bedingungen einfügen Pipette in Tracheallumen, gerichtet kaudal und injizieren Sie langsam die Probenahme Flüssigkeit in den Bronchien und der Lunge. Ziehen Sie die Sampling-Flüssigkeit aus den Bronchien und der Lunge in die Pipette und entfernen Sie die Pipette aus der Luftröhre. Nicht alle der Flüssigkeit in die Pipette zurück. Wiederholen Sie, wenn mehr Flüssigkeit für die Prüfung benötigt wird. </li><li> Nasal absaugen: <ol><li> Aseptischen Bedingungen einfügen Pipette in den Nasen-Rachen Gehörgang (Mäuse) oder Tracheallumen (Ratten), gerichtet kranial und injizieren Sie langsam die Probenahme Flüssigkeit in die Nasenhöhle. </li><li> Stellen Sie sicher, dass die Nasenhöhle durch den Kontakt der Nase Gaumen mit der Pipettenspitze oder durch Beobachtung von Flüssigkeit in den Hohlraum, wie Menisken bildet sich an der Nasenöffnung (Nasenlöcher) oder als Flüssigkeit sichtbar durch die transluzente mündlichen Gaumen gesehen gezwungen erreicht ist. Flüssigkeit sollte nicht gesehen Verlassen durch den Mund sein. Wenn ja, neu orientieren die Pipette. </li><li> Ziehen Sie die Sampling-Flüssigkeit aus der Nasenhöhle in die Pipette und entfernen Sie die Pipette aus dem Gehörgang oder der Luftröhre. </li></ol></li><li> Überführen Probe geeigneten Medien oder Container für die Prüfung. </li></ol> 8. Repräsentative Ergebnisse <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. Bauch-und Brustorgane in der Maus. Diese Organe sind in der Regel sichtbar, wenn ein Tier zum ersten Mal geöffnet (keines der Organe wurden verschoben, um auch in anderen Organen im Bauchraum aussetzen). A) Thymus, b) Herz, c) Lungen, d) Membran, e) Leber , f) Dünndarm, g) Blinddarm, h) Harnblase. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. Bauch-und retroperitonealen Organe in der Maus. Wenn der Darm und Leber gehoben und bewegt werden (oder entfernt), diese Organe can gesehen werden. a) Leber (als Referenz), b) Darm (als Referenz), c) Magen, d) Milz, e) Nieren, f) Colon descendens, g) Gebärmutter. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig3.jpg" alt="Abbildung 3" /> Abbildung 3. Männlichen Geschlechtsorgane. Diese kann größer in größeren, geschlechtsreifen Rüden. A) Samenblasen und Koagulieren Drüsen, b) Hoden (geschoben in die Bauchhöhle vom Hodensack durch den Leistenkanal Ringe, die offen bleiben bei Mäusen und Ratten), c) der Harnblase, d) Präputial Drüsen, e) Nebenhoden. <img src="/files/ftp_upload/2966/2966fig4.jpg" alt="Abbildung 4" /> Abbildung 4. Weiblichen Geschlechtsorgane. A) nicht-graviden Uterus (Mäuse und Ratten haben einen Uterus bicornis) b) Eierstock, in einem Eierstock Fettpolster, c begraben) Harnblase, d) der Klitoris Drüsen (analog zu den männlichen Vorhaut Drüsen) .

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	<li>AVMA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> AVMA Guidelines on Euthanasia. , (2007).</li><li>Feldman, D. B., Seely, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Necropsy Guide: Rodents and the rabbit. , (1988).</li><li>King, J. M., Dodd, D. C., Roth, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Necropsy Book. , (2006).</li><li>Kittel, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+2.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 2. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 413-431 (2004).</li><li>Komarek, V., Fox, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chapter+1.">Chapter 1.</a> The Mouse in Biomedical Research. , 1-22 (2007).</li><li>Morawietz, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--Part+3.+A+joint+publication+of+the+RITA+and+NACAD+groups.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--Part 3. A joint publication of the RITA and NACAD groups.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 433-449 (2004).</li><li>Popesko, P., Raijtov&#225;, V., Hor&#225;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Colour Atlas of Anatomy of Small Laboratory Animals. 2, 91-106 (2002).</li><li>Ruehl-Fehlert, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Revised+guides+for+organ+sampling+and+trimming+in+rats+and+mice--part+1.">Revised guides for organ sampling and trimming in rats and mice--part 1.</a> Exp Toxicol Pathol. 55, 91-106 (2003).</li></ol>

Die Autoren sind alle Mitarbeiter von Charles River Labor Nagetier diagnostischen Labor, wo diese Dienste kommerziell angeboten werden.

Die Datensammlung am Ende der Studie kann eine Obduktion der Tiere. Beschreiben Sie auch, was man sieht und denken Sie daran, alle Gewebe zu untersuchen. Diese Verfahren sind in erster Linie auf Autopsie und Probennahme für Infektionskrankheiten Überwachung zu optimieren konzipiert, aber die meisten sind leicht zu konzentrieren Untersuchungen von mutmaßlichen Krankheit Vorfälle oder Ausbrüche, in denen vielleicht nur eine Teilmenge der Prozeduren eingesetzt werden würden angepasst. Viele der Verfahren sind auch f?...

<table border="1"><tbody><tr><th> Reagent Name </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </th><th> Kommentare </th></tr><tr><td> Schneidbrett </td><td> Thermo Electron Corp Cat # 36114 </td><td> Cat # 36114 </td><td></td></tr><tr><td> Kleine Schere </td><td> Roboz </td><td> RS-5910, G204 </td><td> 23mm Klingen, 3,5 &quot;Länge, gerade </td></tr><tr><td> Medium Schere </td><td> Roboz </td><td> RS-6808, G207 </td><td> 5 &quot; </td></tr><tr><td> Große Schere </td><td> Roboz </td><td> RS-6826, G65 &quot; </td><td> 6,25 &quot; </td></tr><tr><td> Pinzetten-Curved </td><td> Roboz </td><td> RS-8254 (M1/21004) </td><td> 4,5 &quot;, gezahnt, leichten Kurve </td></tr><tr><td> Pinzetten-Microdissecting </td><td> Roboz </td><td> RS-5238 </td><td> Hudson-(Ewald) </td></tr><tr><td> Pinzetten-Tissue Zange </td><td> Roboz </td><td> RS - 8160 </td><td> Rat Zahn </td></tr><tr><td> Flamme Sterilisator </td><td> Oxford Labware Produkte </td><td> Bacti-Cinerator # 5889-001007 </td><td></td></tr><tr><td> Skalpell </td><td> Cancer Diagnostics, Inc. </td><td> Finger Skalpelle Nr. 60, Kat. Nr. FS0060 </td><td></td></tr><tr><td> Pipetten </td><td> VWR </td><td> Pasteur Pipettieren Sie 5 4.3 &quot;, Kat. Nr. 14672-400 </td><td></td></tr><tr><td> Autoclave Taschen </td><td> Proper Manufacturing Company </td><td> Sterilisator Bag Papier Beutel Cat # 021002 (3100923) E09110 </td><td> Für Pasteurpipetten </td></tr><tr><td> Peleusball </td><td> VWR </td><td> Cat # 56310-240 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf-Röhrchen </td><td> Sarstedt </td><td> SafeSeal Mikroröhrchen 2ml, Ref # 72,695 </td><td></td></tr><tr><td> Eppendorf-Röhrchen </td><td> Argos </td><td> 5 ml Mikroröhrchen Cat # T20765-C </td><td></td></tr><tr><td> Spritze </td><td> BD (Beckton Dickenson) </td><td> 1ml-309602 3 ml-300910 5ml-10ml 309603 Cat # 309604 20ml Cat # 309661 </td><td></td></tr><tr><td> Needles </td><td> BD </td><td> 26G-18G 309625-305195 </td><td></td></tr><tr><td> Neutral gepuffertem Formalin </td><td> VWR </td><td> 20L 10% NBF, Kat. Nr. 16004-128 </td><td></td></tr><tr><td> Saline </td><td> ThermoScientific </td><td> Buffered Saline Blood Bank, Kat. Nr. 23-309-178 </td><td></td></tr><tr><td> Trypticase Soja-Brühe </td><td> Becton Dickenson </td><td> TSB: Getrocknete, Kat. Nr. 211825 </td><td></td></tr><tr><td> Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung </td><td> Sigma Aldrich </td><td> HA Buffer, Cat # p3813-10PAK </td><td></td></tr><tr><td> Formalin Tassen </td><td> VWR </td><td> 4 Unzen Cat # 36318-852 8 Unzen Cat # 36318-860 16 Unzen Cat # 36318-858 </td><td></td></tr><tr><td> Große Formalin Tassen </td><td> Oakridge Produkte </td><td> 32 Unzen-Container Cat # 0432-1100 </td><td></td></tr><tr><td> Extra große Formalin Tasse </td><td> VWR </td><td> HDPE Multipurpose 160 Unzen Behälter Cat # 89038-282 </td><td></td></tr><tr><td> Nahtmaterial </td><td> Henry Schein </td><td> Geflochtene Seide chirurgisches Nahtmaterial, Ref # 100-5000, M766750 </td><td> Für Mauslunge Inflation </td></tr><tr><td> Schnur </td><td> Staples </td><td> Cat # QUA-46173 </td><td> Für Rattenlunge Inflation </td></tr></tbody></table>

diagnostic necropsy and selected tissue and sample collection in rats and mice

Es gibt mehrere Sample-Typen, die von einem Tier eingeschläfert gesammelt werden, um möglicherweise zu diagnostizieren oder entdecke Infektionserreger in ein Tier Kolonie. Proper Sammlung von Geweben für weitere histologische Verarbeitung kann Auswirkungen auf die Qualität der Testergebnisse. Dieser Artikel beschreibt das Verhalten eines Bruttogrundgehalt Untersuchung einschließlich Identifizierung von Herz, Leber, Lunge, Nieren und Milz, und wie diese Organe zu sammeln. Zusätzlich vier desto schwieriger Gewebe / Probennahme-Techniken werden demonstriert. Lung Sammlung und Perfusion kann besonders anspruchsvoll wie das Gewebe muss ordnungsgemäß mit einem Fixativ, um für Innere des Gewebes richtig zu fixieren und gründliche histologische Untersuchung zu ermöglichen aufgeblasen werden. Dieser Artikel zeigt, die Schritt für Schritt Technik, um die Lunge zu entfernen und pumpen sie mit Fixativ, um eine optimale Fixierung des Gewebes innerhalb von 24 Stunden zu erreichen. Brain-Sammlung kann ähnlich herausfordernd wie das Gewebe weich und leicht beschädigt werden. Dieser Artikel zeigt, die Schritt für Schritt Technik zu entlarven und entfernen Sie das Gehirn aus dem Schädel mit minimaler Schädigung des Gewebes. Die mesenterialen Lymphknoten ist ein gutes Beispiel geben, in denen viele gemeinsame Infektionserreger erkennen als Darmviren länger anhalten in den Lymphknoten, als sie im Kot abgestoßen werden. Dieser Artikel zeigt, die Schritt für Schritt Verfahren zum Auffinden und aseptisch Entfernen der mesenterialen Lymphknoten. Schließlich kann die Identifizierung von Infektionserregern der Atemwege durch bakterielle Kultur oder PCR-Tests von Nasen-und / oder bronchiale Flüssigkeit ansaugt bei der Obduktion entnommen durchgeführt werden. Dieses Verfahren beschreibt, Beschaffung und Vorbereitung der Atemwege absaugen Probe für die Bakterienkultur und PCR-Tests.

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Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Dieser Artikel beschreibt die Verfahren für die Durchführung eine grundlegende Obduktion einer Maus oder Ratte, und die Sammlung der wichtigsten Organe, sowie eine größere Herausforderung Probe Typen aus für histologische, mikrobiologische und PCR Auswertung.

Diagnostic Necropsy und ausgewählte Gewebe und Probenentnahme bei Ratten und Mäusen

There are multiple sample types that may be collected from a euthanized animal in order to help diagnose or discover infectious agents in an animal ...

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Research

JoVE Journal

Biology

74.0K Aufrufe.  Charles River. Dieser Artikel beschreibt die Verfahren für die Durchführung eine grundlegende Obduktion einer Maus oder Ratte, und die Sammlung der wichtigsten Organe, sowie eine größere Herausforderung Probe Typen aus für histologische, mikrobiologische und PCR Auswertung.

Serie: Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

Using Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) to Develop Diagnostic Tools

Using Micro-Electro-Mechanical Systems MEMS to Develop Diagnostic Tools

Mit Micro-Electro-Mechanical Systems (MEMS) zu Diagnose-Tools entwickeln

Forschung

Biologie

Manual Restraint and Common Compound Administration Routes in Mice and Rats

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research. Working confidently and humanely with mice and rats requires a basic competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle animals. One-handed, two-handed, and restraint with specially designed restraint objects will be illustrated. Often, another part of the research or testing use of animals is the effective administration of compounds to mice and rats. Although there are a large number of possible administration routes (limited only by the size and organs of the animal), most are not used regularly in research. This video will illustrate several of the more common routes, including intravenous, intramuscular, subcutaneous, and oral gavage. The goal of this article is to expose a viewer unfamiliar with these techniques to basic restraint and substance administration routes. This video does not replace required hands-on training at your facility, but is meant to augment and supplement that training.

Working safely and humanely with research rodents requires a core competency in handling and restraint methods. This article will present the basic principles required to safely handle and effectively administer compounds to mice and rats.

Manuelle Restraint und Common Compound Verabreichungswege bei Mäusen und Ratten

Being able to safely and effectively restrain mice and rats is an important part of conducting research.  Working confidently and humanely with mice and ...

Germ Cell Transplantation and Testis Tissue Xenografting in Mice

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies showed that microinjection of germ cells from fertile donor mice into the seminiferous tubules of infertile recipient mice results in donor-derived spermatogenesis and sperm production by the recipient animal2. The use of donor males carrying the bacterial &beta;-galactosidase gene allowed identification of donor-derived spermatogenesis and transmission of the donor haplotype to the offspring by recipient animals1. Surprisingly, after transplantation into the lumen of the seminiferous tubules, transplanted germ cells were able to move from the luminal compartment to the basement membrane where spermatogonia are located3. It is generally accepted that only SSCs are able to colonize the niche and re-establish spermatogenesis in the recipient testis. Therefore, germ cell transplantation provides a functional approach to study the stem cell niche in the testis and to characterize putative spermatogonial stem cells. To date, germ cell transplantation is used to elucidate basic stem cell biology, to produce transgenic animals through genetic manipulation of germ cells prior to transplantation4,5, to study Sertoli cell-germ cell interaction6,7, SSC homing and colonization3,8, as well as SSC self-renewal and differentiation9,10.
Germ cell transplantation is also feasible in large species11. In these, the main applications are preservation of fertility, dissemination of elite genetics in animal populations, and generation of transgenic animals as the study of spermatogenesis and SSC biology with this technique is logistically more difficult and expensive than in rodents. Transplantation of germ cells from large species into the seminiferous tubules of mice results in colonization of donor cells and spermatogonial expansion, but not in their full differentiation presumably due to incompatibility of the recipient somatic cell compartment with the germ cells from phylogenetically distant species12. An alternative approach is transplantation of germ cells from large species together with their surrounding somatic compartment. We first reported in 2002, that small fragments of testis tissue from immature males transplanted under the dorsal skin of immunodeficient mice are able to survive and undergo full development with the production of fertilization competent sperm13. Since then testis tissue xenografting has been shown to be successful in many species and emerged as a valuable alternative to study testis development and spermatogenesis of large animals in mice14.

Protocols for germ cell transplantation and testis tissue xenografting are described. Germ cell transplantation results in donor-derived spermatogenesis in recipient testes and represents a functional reconstitution assay for identification of spermatogonial stem cells (SSCs). Testis tissue xenografting reproduces testis development and spermatogenesis of various donor species in recipient mice.

Germ Cell Transplantation und Hodengewebe in Mäusen Xenografting

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies ...

Ovariectomy and 17&beta;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are commonly ovariectomized in order to ablate the rapidly cycling hormone production, replacing the 17&beta;-estradiol exogenously. There is, however, lack of consensus regarding how the hormone should be administered to obtain physiological serum concentrations. This is crucial since the 17&beta;-estradiol level/administration method profoundly influences the experimental results1-3. We have in a series of studies characterized the different modes of 17&beta;-estradiol administration, finding that subcutaneous silastic capsules and per-oral nut-cream Nutella are superior to commercially available slow-release pellets (produced by the company Innovative Research of America) and daily injections in terms of producing physiological serum concentrations of 17&beta;-estradiol4-6. Amongst the advantages of the nut-cream method, that previously has been used for buprenorphine administration7, is that when used for estrogen administration it resembles peroral hormone replacement therapy and is non-invasive. The subcutaneous silastic capsules are convenient and produce the most stable serum concentrations. This video article contains step-by-step demonstrations of ovariectomy and 17&beta;-estradiol hormone replacement by silastic capsules and peroral Nutella in rats and mice, followed by a discussion of important aspects of the administration procedures.

Ovariectomy and 17&amp;#946;-estradiol Replacement in Rats and Mice: A Visual Demonstration

Ovariectomy and subsequent replacement of 17&beta;-estradiol by means of silastic capsules and peroral Nutella are demonstrated in rats and mice.

Ovariektomie und 17β-Estradiol Ersatz bei Ratten und Mäusen: Die bildliche Darstellung

Estrogens are a family of female sexual hormones with an exceptionally wide spectrum of effects. When rats and mice are used in estrogen research they are ...

Proteomic Sample Preparation from Formalin Fixed and Paraffin Embedded Tissue

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale quantitative analysis of formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) tissue. The procedure comprises four distinct steps. The first one is the preparation of sections from the FFPE material and microdissection of cells of interest. In the second step the isolated cells are lysed and processed using 'filter aided sample preparation' (FASP) technique. In this step, proteins are depleted from reagents used for the sample lysis and are digested in two-steps using endoproteinase LysC and trypsin. 
After each digestion, the peptides are collected in separate fractions and their content is determined using a highly sensitive fluorescence measurement. Finally, the peptides are fractionated on 'pipette-tip' microcolumns. The LysC-peptides are separated into 4 fractions whereas the tryptic peptides are separated into 2 fractions. In this way prepared samples allow analysis of proteomes from minute amounts of material to a depth of 10,000 proteins. Thus, the described workflow is a powerful technique for studying diseases in a system-wide-fashion as well as for identification of potential biomarkers and drug targets.

Archival formalin fixed and paraffin embedded (FFPE) clinical samples are valuable material for investigation of diseases. Here we demonstrate a sample preparation workflow allowing in-depth proteomic analysis of microdissected FFPE tissue.

Proteomik Probenvorbereitung von Formalin fixiert und in Paraffin eingebetteten Gewebe

Preserved clinical material is a unique source for proteomic investigation of human disorders. Here we describe an optimized protocol allowing large scale ...

Milk Collection Methods for Mice and Reeves' Muntjac Deer

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native host. Milk collection from animals allows scientists the opportunity to study many aspects of reproduction including vertical transmission, passive immunity, mammary gland biology, and lactation. Obtaining adequate volumes of milk for these studies is a challenging task, especially from small animal models. Here we illustrate an inexpensive and facile method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer that does not require specialized equipment or extensive training. This particular method requires two researchers: one to express the milk and to stabilize the animal, and one to collect the milk in an appropriate container from either a Muntjac or mouse model. The mouse model also requires the use of a P-200 pipetman and corresponding pipette tips. While this method is low cost and relatively easy to perform, researchers should be advised that anesthetizing the animal is required for optimal milk collection.

Milk Collection Methods for Mice and Reeves&#039; Muntjac Deer

Milk collection from animal models facilitates various research avenues: understanding passive immunity, identifying pathogens responsible for vertical transmission and, through the use of transgenic mice, even commercial production of proteins found in human breast milk. Here we illustrate a simple method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer.

Milchauffangmethoden für Mäuse und Reeves Muntjac Deer

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native ...

Dissection of the Auditory Bulla in Postnatal Mice: Isolation of the Middle Ear Bones and Histological Analysis

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called the auditory bulla houses the ossicles, whereas the auditory capsule encloses the inner ear, namely the cochlea and semicircular canals. Murine ossicles are essential for hearing and thus of great interest to researchers in the field of otolaryngology, but their metabolism, development, and evolution are highly relevant to other fields. Altered bone metabolism can affect hearing function in adult mice, and various gene-deficient mice show changes in morphogenesis of auditory ossicles in utero. Although murine auditory ossicles are tiny, their manipulation is feasible if one understands their anatomical orientation and 3D structure. Here, we describe how to dissect the auditory bulla and capsule of postnatal mice and then isolate individual ossicles by removing part of the bulla. We also discuss how to embed the bulla and capsule in different orientations to generate paraffin or frozen sections suitable for preparation of longitudinal, horizontal, or frontal sections of the malleus. Finally, we enumerate anatomical differences between mouse and human auditory ossicles. These methods would be useful in analyzing pathological, developmental and evolutionary aspects of auditory ossicles and the middle ear in mice.

We present a protocol to isolate the auditory bulla, capsule, and ossicles from postnatal mice for whole mount and histological analysis.

Dissektion der Auditory Bulla in postnatale Mäuse: Die Isolierung der Gehörknöchelchen und histologische Analyse

In most mammals, auditory ossicles in the middle ear, including the malleus, incus and stapes, are the smallest bones. In mice, a bony structure called ...

Cystometric and External Urethral Sphincter Measurements in Awake Rats with Implanted Catheter and Electrodes Allowing for Repeated Measurements

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually performed as terminal analysis under urethane anesthesia. It is well known that anesthetic drugs can influence bladder function. Hence, the aim of this technique is to perform cystometric measurements of the urinary bladder and external urethral sphincter in lightly restrained awake rats. For this purpose, a bladder catheter is implanted into the bladder dome. Subsequently, two electrodes are implanted bilateral to the external urethral sphincter and a ground electrode is sutured to a non-responsive skeletal muscle. The bladder catheter and the three electrodes are finally tunneled subcutaneously to the neck region and affixed to a harness. With this technique, the lower urinary tract can be measured at multiple time points in the same animal to assess lower urinary tract function. The main application of this technique is the follow-up of simultaneous urinary bladder and external urethral sphincter function in awake healthy rats and after induction of a disease or injury. Moreover, subsequent lower urinary tract monitoring can be performed during evaluation of the disease/injury and to monitor treatment efficacy.

This protocol first describes the surgical procedure of the permanent implantation of a urinary bladder catheter combined with external urethral sphincter electrodes, and second, the measurement of the function of the urinary bladder and external urethral sphincter in implanted awake animals.

Zystometrischen und externen urethralen Sphincter Messungen in wach Ratten mit implantierten Katheter und Elektroden für wiederholte Messungen

Lower urinary tract function is mainly assessed by means of cystometric bladder function analysis in rodents. Conventional cystometries are usually ...

Determination of Reproductive Competence by Confirming Pubertal Onset and Performing a Fertility Assay in Mice and Rats

Assessment of reproductive competence is critical for understanding the impact of a treatment or genetic manipulation on the reproductive axis, also termed the hypothalamic-pituitary-gonadal axis. The reproductive axis is a key integrator of environmental and internal input adapting fertility to favorable conditions for reproduction. Prior to embarking upon a fertility study in mice and rats, sexual maturity is evaluated to exclude the possibility that the observed reproductive phenotypes are caused by delayed or absent pubertal onset. This protocol describes a non-invasive approach to assess pubertal onset in males through the determination of preputial separation, and in females through vaginal opening and first estrus. After the confirmation of the completion of puberty and the achievement of sexual maturity, a fertility study can be initiated. The procedure describes the optimal breeding conditions for mice and rats, how to set up a fertility study, and what parameters to evaluate and determine if the treatment or gene deletion has an impact on fertility.

Many treatments and genetic mutations impact the timing of sexual maturity and fertility. This protocol describes a non-invasive method to evaluate pubertal onset in mice and rats prior to setting up a fertility study in sexually mature animals.

Bestimmung der reproduktive Kompetenz durch Bestätigung pubertären Beginn und Durchführung eines Fruchtbarkeit Assays bei Mäusen und Ratten

Assessment of reproductive competence is critical for understanding the impact of a treatment or genetic manipulation on the reproductive axis, also ...

Tissue Collection of Bats for -Omics Analyses and Primary Cell Culture

As high-throughput sequencing technologies advance, standardized methods for high quality tissue acquisition and preservation allow for the extension of these methods to non-model organisms. A series of protocols to optimize tissue collection from bats has been developed for a series of high-throughput sequencing approaches. Outlined here are protocols for the capture of bats, desired demographics to be collected for each bat, and optimized methods to minimize stress on a bat during tissue collection. Specifically outlined are methods for collecting and treating tissue to obtain (i) DNA for high molecular weight genomic analyses, (ii) RNA for tissue-specific transcriptomes, and (iii) proteins for proteomic-level analyses. Lastly, also outlined is a method to avoid lethal sampling by creating viable primary cell cultures from wing clips. A central motivation of these methods is to maximize the amount of potential molecular and morphological data for each bat and suggest optimal ways to preserve tissues so they retain their value as new methods develop in the future. This standardization has become particularly important as initiatives to sequence chromosome-level, error-free genomes of species across the world have emerged, in which multiple scientific parties are spearheading the sequencing of different taxonomic groups. The protocols outlined herein define the ideal tissue collection and tissue preservation methods for Bat1K, the consortium that is sequencing the genomes of every species of bat.

This is a protocol for the optimal tissue preparation for genomic, transcriptomic, and proteomic analyses of bats caught in the wild. It includes protocols for bat capture and dissection, tissue preservation, and cell culturing of bat tissue.

Gewebesammlung von Fledermäusen für -Omics Analysen und primäre Zellkultur

As high-throughput sequencing technologies advance, standardized methods for high quality tissue acquisition and preservation allow for the extension of ...