These experiments were funded by the NIH grant #RAI093634A. We express immense gratitude to Jenny Powers, DVM, PhD, for her assistance in muntjac milking.

1. Maus Melken Protokoll Die in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren wurden durch IACUC genehmigt. 1. Trennung des Dam von Offspring <ol><li> Wählen Sie den Damm, um gemolken zu werden. Wählen Sie einen Damm mit einem Wurf von 4 oder mehr Welpen, die 8-12 Tage nach der Geburt zu bieten maximale Milchsammel-Sammlung ist zwar zu jedem Zeitpunkt nach der Geburt bis zu 21 Tagen möglich. </li><li> Trennen Sie die Staumauer aus ihrem Wurf mindestens 2 Stunden vor dem Melken. Hinweis: Sollte ein Wunsch, mehr als ein Damm in einem bestimmten Zeitraum zu melken, ist es akzeptabel, die Dämme getrennt im gleichen Käfig mit ausreichend Nahrung und Wasserversorgung unterzubringen. </li></ol> 2. Verabreichung von Oxytocin, Anästhesie und Augen Schmiermittel <ol><li> Verwalten Sie 2 IE / kg von Oxytocin intraperitoneal (IP). Oxytocin ist ein Hormon, das in den Milchdrüsen von säugende Weibchen wirkt, um die Freisetzung von Milch zu stimulieren. Oxytocin kann fr erworben werdenom ein Tierarzt. </li><li> Verwalten eines Narkosemischung, die 80 bis 100 mg / kg Ketamin in Kombination mit 5-10 mg / kg Xylazin IP. So könnte beispielsweise eine 10 ml Stamm Anästhetikagemische im Voraus für Mäuse mit einem Gewicht ca. 30 g vorbereitet werden und würde 0,1 ml Xylazin, 8,9 ml H 2 O und 1,0 ml Ketamin enthalten. 0,25 ml Gesamt Betäubung wird eine Maus dieser Größe für ca. 20-30 min zu sedieren, die ausreichend Zeit für Milchsammel bieten sollte. Hinweise: Um festzustellen, dass das Tier betäubt wurde erfolgreich ist, setzen sie auf dem Bauch auf einer festen Oberfläche; sie sollte nicht zu bewegen ihre Füße oder der Versuch, auf die Füße steigen, wenn sie vollständig betäubt wird. Im Falle einer Maus nicht vollständig mit der ursprünglichen Dosis betäubt, kann der Forscher ein weiteres verwalten ¼ oder ½ der ursprünglichen Dosis des Narkosegemisch je nach Größe der Maus und / oder das Niveau der Sedierung, die die Maus bereits erreicht hat . Allerdings könnte dies increase die Chance auf eine negative Reaktion auf Anästhesie, und kann auch in der Maus ist mehr tief anästhesiert und / oder für eine längere Zeit betäubt führen. Hinweis: Wenn mehr als ein Melken Damm, ist es notwendig, Oxytocin und Betäubungsspritzen aufgrund der kurzen Halbwertszeit von Oxytocin und Sedierung Zeiten für Ketamin und Xylazin staffeln. </li><li> Eine kleine Menge von Augen Schmiermittel auf die Ecke jedes Auge und verbreiten, um die Augen der Maus vor dem Austrocknen während der Narkose zu vermeiden. </li></ol> 3. Milchauffang Die Milchsammlung wird am einfachsten mit zwei Forschern durchgeführt: ein Forscher, um die narkotisierten Maus zu halten, während die Milch (als R1 bezeichnet) und ein Forscher, um die Milch (R2) sammeln manuell abzugeben. Dieses Verfahren kann auch mit einer Person durchgeführt werden, wenn die Maus auf einer ebenen Fläche befestigt ist, um Schaden zu vermeiden. <ol><li> R2 sollte mit sterilem Alkoholtupfer ausgestattet werden, einen P-200 pipEtman, eine saubere Pipettenspitze für jede Maus und einen Behälter, um die Milch, wie ein 1,5-ml-Eppendorf-Röhrchen oder einem 1,2 ml Kryoröhrchen (siehe Tabelle der Materialien) zu halten. </li><li> Wie der Oxytocin zu wirken beginnt, wird Milch in den Brustbereich Enttäuschung der Maus die sichtbar werden (siehe Abbildung 1A). R1: Packen Sie eine sterile Alkohol Prep Pad und wischen Sie die Brustfläche der Maus den Bereich vor dem Melken reinigen. Manuell Ausdruck Milch aus der Zitze mit dem Daumen und Zeigefinger, um sanft zu massieren und drücken die Brustgewebe in einer Aufwärtsbewegung, bis ein sichtbarer Wulst Milch beginnt an der Basis des Saugers bilden. </li><li> Drücken Sie die P-200 Pipetman Kolben, um seine erste Station, um Luft aus der Pipettenspitze freizugeben und die Vorbereitungen für Milchsammel. </li><li> Positionieren Sie die Pipettenspitze an der Spitze der Tropfen Milch, und ziehen Sie die Milch in die Pipettenspitze durch langsames Lösen Druck auf den Kolben. Achten Sie darauf, um die Spitze zu nahe an der Zitze oder die Haut gesetzt (sieheAbbildung 1b). Es ist nicht notwendig, um den Kolben vollständig zu lösen, da dies die Milch bis hin zu der Oberseite der Pipettenspitze zu ziehen und wird es schwierig, die oft viskose Milch in den Aufnahmebehälter auszustoßen. </li><li> Vertreibt die Milch in den Behälter mit dem Daumen, um den Kolben über den ersten Anschlag drücken (siehe Abbildung 1C). Zur Vertreibung von Kleinmengen zu erleichtern, drücken Sie die Pipettenspitze an der Seite der Röhre, so dass keine Flüssigkeit verloren geht. </li><li> Weiterhin Milch aus jeder Zitze manuell auszudrücken, Bewegen entweder im Uhrzeigersinn oder gegen den Uhrzeigersinn, um nicht alle Zitzen überspringen. Es ist akzeptabel und sinnvoll, zurück zu kommen und immer wieder ausdrücken Milch aus der Zitze gleiche sollte es mehr Milch als andere zu produzieren. </li></ol> 4. Betäubungsmittel Reversal in der Dam <ol><li> In den meisten Fällen ist es für die Mutter zu beginnen zu beginnen, während des Melkvorgangs aufwachen. Ist dies nicht der Fall, legen Sie die Staumauer in einem cage indirekt unter einer Wärmequelle, wie einen beheizten zirkulierenden Decke, bis sie beginnt, um aufzuwachen. Hinweis: Da die Mutter beginnt zu erwachen, halten genaue Beobachtung ihrer Tätigkeit, bis sie in der Lage, über ihren Käfig auf ihrem eigenen Fuß ist. </li><li> Nachdem der Damm über den Käfig in Bewegung, ohne Kampf, legen Sie sie zurück in ihre ursprüngliche Käfig mit ihrem Wurf. Keine negativen Auswirkungen haben, in Bezug auf die Welpen &#39;Fähigkeit, nach Milchsammel füttern festgestellt worden. </li></ol> 2. Muntjaks Melk-Protokoll Die in diesem Protokoll beschriebenen Verfahren wurden durch IACUC genehmigt. 1. Trennung der Doe von Offspring <ol><li> Wählen Sie das doe gemolken werden. Reeves &#39;muntjac Hirsche in der Regel geben Geburt ein Kitz 2. Milch Die Hirschkuh am Tag nach der Geburt, um das Kitz Möglichkeit, den Zugang zu essentiellen Nährstoffe im Colostrum 8 gewinnen können. Hinweis: Die Kitz in der Regel versteckt und nicht während der proc wiederEDURE; Trennung von der Mutter-Kind-Paar ist nicht erforderlich. </li></ol> 2. Verabreichung von Oxytocin, Anästhesie und Augen Schmiermittel <ol><li> Verwalten 10 IU / kg Oxytocin intramuskulär (IM). Oxytocin ist ein Hormon, das in den Milchdrüsen von säugende Weibchen wirkt, um die let-down von Milch zu stimulieren. Oxytocin kann von einem Tierarzt erworben werden. </li><li> Verwalten Sie die BAM Betäubung IM Butorphanol 11 enthält 0,45 mg / kg, Azaperon 0,25 mg / kg, medetomadine 0,07 mg / kg. Eine Dosis des Narkose BAM Mischung eine muntjac für ca. 20-30 Minuten, die genügend Zeit für die komplette Milchsammlung bietet sedieren. Eine weitere Option für Narkose ist Midazolam bei 1-2 mg / kg, die eine muntjac für ca. 10-15 min beruhigen wird. Während dies eine angemessene Zeit für Milchsammlung, ist diese Betäubung schneller verstoffwechselt als BAM und das Tier kann versuchen, am Ende des kürzeren Zeitraum zu entkommen. Hinweis: Minimale Reaktion auf Schmerz, Kleinere Reflexe bei Berührung die Ohren, gefolgt von der Fähigkeit der R1, die MJ ohne Kampf zu halten bedeutet, dass das Tier wurde erfolgreich betäubt. Anmerkung: In dem Fall eines muntjac nicht vollständig mit der ursprünglichen Dosis anästhesiert kann der Forscher eine weitere verabreichen ¼ oder ½ der ursprünglichen Dosis des Anästhetikums Mischung abhängig von der Größe des Tieres und / oder das Niveau der Sedierung, die bereits hat erreicht. Dies könnte jedoch die Möglichkeit einer negativen Reaktion auf die Anästhesie zu erhöhen, und kann auch in der muntjac wobei tiefer betäubt und / oder für eine längere Zeit betäubt führen. </li><li> Tragen Sie eine kleine Menge des Schmiermittels in die Ecke eines jeden Auges und die Ausbreitung auf die Augen des muntjac die vor dem Austrocknen während der Narkose zu vermeiden. </li></ol> 3. Milchauffang Die Milchsammlung wird am einfachsten mit zwei Forschern durchgeführt werden; ein Forscher, die in narkotisierten muntjac haltendie Runde, während die Milch (als R1 bezeichnet), und eine zweite Forscher, den Kopf des muntjac in einem komfortablen und sicheren Position zu halten und die Milch (R2) sammeln manuell abzugeben. <ol><li> Je nach der Narkose verwendet wird, sollte das Melken entweder 1) in ihre Stifte geführt werden, um einen sicheren Platz für sie zu sorgen sollten sie aufwachen während des Verfahrens (Midazolam-induzierten) oder 2) in einer Bettwäsche frei Vorraum Sauberkeit halten (BAM- induziert). </li><li> R1 und R2 sollte mit Ethanol getränkten Gaze und mehrere 15 ml konischen Polypropylen-Röhrchen, um die Milch zu halten ausgestattet werden. </li><li> Wie der Oxytocin zu wirken beginnt, wird Milch Enttäuschung geworden in den Brustbereich des muntjac sichtbar. R1: Sanitize behandschuhten Hände und Finger, sowie das gesamte Euter und jede einzelne Zitze des Tieres mit dem Ethanol-getränkten Gaze. R2: Halten Sie den Kopf des muntjac in einer sicheren und bequemen Position, um eine einfache Atem ermöglichen und zu verhindern, Pansen Aufstoßen. Halten Sie die Sammelröhrchen cl<html> ose an die Zitze wird, ohne es zu berühren, Verunreinigungen zu verhindern gemolken. </li><li> Express-Milch aus einer Zitze mit Hilfe der Daumen und Zeigefinger drücken Sie leicht die Brustgewebe in einer Aufwärtsbewegung, bis die Zitze mit Milch angeschwollen, und sanft rollen die Milch aus der Zitze und in das Rohr, das hält R2 (siehe Abbildung 2 ). </li><li> Hinweis: Die Milch kommt in einem Bach, so ist es wichtig für R2 zu haben, das Sammelrohr so ​​positioniert, dass wenig bis gar keine Milch verschwendet werden. </li><li> Die muntjac Euter ist in Quadranten unterteilt. R1: Weiter zur Milch aus jedem Quadranten ausdrücken, bis die Milch nicht mehr so ​​leicht fließt. Wenn Milch nicht von einer Zitze ausgedrückt werden, ausdrücklich von allen anderen Zitzen vor der Rückkehr in die erste. Es ist akzeptabel und sinnvoll, zurück zu kommen und immer wieder ausdrücken Milch aus der Zitze gleiche sollte es mehr Milch als andere zu produzieren. </li></ol> 4. Betäubungsmittel Reversal in der Doe t &quot;&gt; Es ist üblich, Midazolam-induzierten doe zu beginnen, um beim Melken aufwachen. In den meisten Fällen wird das Reh versuchen, zu entkommen, bevor die gesamte Milch wurde zum Ausdruck gebracht. Minor Zurückhaltung ist in dem Bemühen, die Milch zu erhöhen Ausbeute, aber die Sicherheit und den Komfort der beiden Forscher und der Hirschkuh sind gleichermaßen wichtig. <ol><li> Verwalten Atipamezol bei 2,5 mg / mg subkutan medetomadine für eine schnelle Umkehr der BAM betäubt doe. Hinweis: Bei beiden Arten der Narkose, ist es erforderlich, eine enge Beobachtung des doe zu halten, bis sie in der Lage, auf eigene Faust, ohne zu stolpern oder fallen zu Fuß ist, und ist in der Lage zu essen und zu trinken, ohne Angst vor Aspiration oder Ersticken. Keine negativen Auswirkungen haben, in Bezug auf die Fähigkeit, Kitz nach Milchsammlung pflegen festgestellt worden. </li></ol>

<ol>
	<li>Dueling, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Muntiacus reevesi. Animal Diversity Web. , (2004).</li><li>Pei, K., Taber, R., O'Gara, B., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Breeding+cycle+of+the+Formosan+Reeves+muntjac+(Muntiacus+reevesi+micrurus)+in+northern+Taiwan,+Republic+of+China.">Breeding cycle of the Formosan Reeves muntjac (Muntiacus reevesi micrurus) in northern Taiwan, Republic of China.</a> Mammalia. 59 (2), 223-228 (1995).</li><li>Browning, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transmission+of+prions+from+mule+deer+and+elk+with+chronic+wasting+disease+to+transgenic+mice+expressing+cervid+PrP.">Transmission of prions from mule deer and elk with chronic wasting disease to transgenic mice expressing cervid PrP.</a> J. Virol. 78 (23), 13345-13350 (2004).</li><li>Van de perre, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transfer+of+antibody+via+mother's+milk.">Transfer of antibody via mother's milk.</a> Vaccine. 21 (24), 3374-3376 (2003).</li><li>Maden, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+modified+mice+produce+human+milk+protein.">Genetically modified mice produce human milk protein.</a> BioNews. , (2009).</li><li>Rodgers, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Practical+aspects+of+milk+collection+in+the+rat.">Practical aspects of milk collection in the rat.</a> Lab. Anim. 29 (4), 450-455 (1995).</li><li>Depeters, E. J., Hovey, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+collecting+milk+from+mice.">Methods for collecting milk from mice.</a> J. Mammary Gland Biol. Neoplasia. 14 (4), 397-400 (2009).</li><li>Knight, C. H., Maltz, E., Docherty, A. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Milk+yield+and+composition+in+mice:+effects+of+litter+size+and+lactation.">Milk yield and composition in mice: effects of litter size and lactation.</a> 84 (1), 127-133 (1986).</li><li>Hedrich, H. J., Bullock, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+laboratory+mouse.">The laboratory mouse.</a> , 735-736 (2004).</li><li>Nishimori, K., Young, L. J., Guo, Q., Wang, Z., Insel, T. R., Matzuk, M. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Oxytocin+is+required+for+nursing+but+is+not+essential+for+parturition+or+reproductive+behavior.">Oxytocin is required for nursing but is not essential for parturition or reproductive behavior.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 93 (21), 11699-11704 (1996).</li><li>Miller, B. F., Osborn, D. A., Lance, W. R., Howze, M. M., Warren, R. J., Miller, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Butorphanol-azaperone-medetomidine+for+immobilization+of+captive+white-tailed+deer.">Butorphanol-azaperone-medetomidine for immobilization of captive white-tailed deer.</a> 45 (2), 457-467 (2009).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Maus Es gibt mehrere Faktoren zu berücksichtigen, wenn das Sammeln Milch von einer Maus zu machen, einschließlich 1) die Zeit, die für die Sammlung beiseite gesetzt, 2) die Dosis von Oxytocin verabreicht, 3), wie viele Jungtiere die Mutter ist derzeit Pflege und 4) die Menge der Zeit, die seit der Geburt zum Zeitpunkt der Sammlung durchlaufen hat. Mit früheren Studien als Richtlinien, machten wir uns um die Bedingungen für die Milchleistung zu optimieren. <p class="...

Tiermodelle geben Einblick in Krankheitspathologie, die nicht durch in vitro-Analyse gewonnen werden können. Um die wirksamsten Ergebnisse zu erzielen, ist es wichtig, ein Tiermodell, das eng mit der Krankheit und verwandte Spezies von Interesse verwendet wird. Zum Beispiel, die Reeves &#39;muntjac (Muntiacus reevesi), eine kleine asiatische Hirsche 1,2 und transgenen Mäusen, die Hirsch Prion-Protein (CerTgPrP) 3 exprimieren sind nützlich, Tiermodelle für Hirscharten. Beide Arten sind polyestrous, so dass das ganze Jahr über Zucht, und somit eine konsistente Quelle für schwangerschaftsbedingten Gewebe und Flüssigkeiten, um spezifische Mechanismen in Hirsch Biologie zu studieren. Untersuchungen von Milch haben eine breite Palette von Anwendungen, die einfach (und kostengünstig) sind in Tiermodellen erreicht als beim Menschen. Forscher könnten Milch und Kolostrum als eine potenzielle Quelle von 1) Übertragung von Infektionskrankheiten zu untersuchen, 2) Immunglobuline von Mutter zu Kind in die Entwicklungs übertragenpment der passiven Immunität 4 und 3) Lactoferrin, ein Protein in der menschlichen Muttermilch in passive Immunität, die Forscher versuchen derzeit, beteiligt gefunden kommerziell produzieren 5. Sammeln eine erhebliche Menge an Milch von Kleintieren kann sich als eine schwierige Aufgabe sein. Rogers vorgeschlagen, einen Ansatz für die Milch von Ratten 6, die anschließend in Mäuse verwendet wurde, zu sammeln. DePeters und Hovey vorgeschlagen zwei Verfahren zur Milchsammlung, eine mit einer manuell erzeugten Unterdruck durch ein Gummipipettenkolben in eine Pasteur-Pipette befestigt erzeugt, und einem zweiten, das den Aufbau einer Melkeinheit, die dann an eine Vakuumquelle angeschlossen (wie erforderlich wie einen Wasserhahn), um Maus Milch 7 ernten. Hier schlagen wir eine einfache, kostengünstige Methode zur Erfassung von Milch von Mäusen und Reeves &#39;muntjac Rehe, die nur leicht verfügbaren Laborausstattung und grundlegende technische Fähigkeiten erfordert. Unsere Methode liefert ausreichend Milchmengen für verschiedeneAnwendungen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1009">
	<tbody>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:360px;">Materials-Mouse</td>
			<td style="width:297px;"></td>
			<td style="width:236px;"></td>
			<td style="width:116px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Name of Material/Reagent</td>
			<td>Vendor</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketamine (KetaVed 100 mg/mL) (dose: 80-100 mg/kg)</td>
			<td>MWI/Vedco</td>
			<td>011075</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Xylazine (TranquiVed 100 mg/ml) (dose:5-10 mg/kg)</td>
			<td>MWI/Vedco</td>
			<td>NADA 139236</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Eye lubricant</td>
			<td>MWI/Apexa</td>
			<td>701013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Oxytocin (2 IU/kg)</td>
			<td>Vet One</td>
			<td>501013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;">Materials- Muntjac</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Name of Material/Reagent</td>
			<td>Vendor</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Midazolam (1-2 mg/kg)</td>
			<td>Amerisource Bergen Drug Corp</td>
			<td>924326</td>
			<td>optional: researcher can either use Midazolam on its own or BAM combination as an anesthetic</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Butorphanol tartrate (Torbugesic) (0.45 mg/kg)</td>
			<td>Fort Dodge Animal Health</td>
			<td>NADA 135-780</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Azaperone tartrate (0.25 mg/kg)</td>
			<td>ZooPharm</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Medetomadine HCl (0.07 mg/kg)</td>
			<td>ZooPharm</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Antipamezol hydrochloride (Antisedan) (dose: 0.25 mg/kg)</td>
			<td>Orion Corporation</td>
			<td>NADA 141-033</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Oxytocin (10 IU/kg)</td>
			<td>Vet One</td>
			<td>501013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;">Equipment- Mouse</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Name of Equipment</td>
			<td>Vendor</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">P-200 Pipetman</td>
			<td>Gilson</td>
			<td>F123601</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">200 &#956;L pipette tips</td>
			<td>Light Labs</td>
			<td>B-2004-SH</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">1 ml syringes</td>
			<td>MWI</td>
			<td>005427</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">27 gauge needles</td>
			<td>MWI</td>
			<td>002031</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;"></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;">Equipment- Muntjac</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Name of Equipment</td>
			<td>Vendor</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">15 ml conical tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21008-918</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">22 gauge needles</td>
			<td>MWI</td>
			<td>873</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">3 ml luer lock syringes</td>
			<td>MWI</td>
			<td>001377</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

milk collection methods for mice and reeves' muntjac deer

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native host. Milk collection from animals allows scientists the opportunity to study many aspects of reproduction including vertical transmission, passive immunity, mammary gland biology, and lactation. Obtaining adequate volumes of milk for these studies is a challenging task, especially from small animal models. Here we illustrate an inexpensive and facile method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer that does not require specialized equipment or extensive training. This particular method requires two researchers: one to express the milk and to stabilize the animal, and one to collect the milk in an appropriate container from either a Muntjac or mouse model. The mouse model also requires the use of a P-200 pipetman and corresponding pipette tips. While this method is low cost and relatively easy to perform, researchers should be advised that anesthetizing the animal is required for optimal milk collection.

Maus Aus unseren Experimenten haben wir festgestellt, dass es möglich ist, ungefähr 100-400 &amp;mgr; l Milch einer Labormaus, hängt von mehreren Variablen zu sammeln. Diese Variablen umfassen 1) die Zeit für die Sammlung beiseite gesetzt, 2) die Dosis von Oxytocin verabreicht, 3), wie viele Jungtiere die Mutter ist derzeit Pflege und 4) die Menge der Zeit nach der Geburt. Unsere Studien haben gezeigt, dass die höchste Ausbeute erhalten wird, wenn die Dämme von ihren N...

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Milk Collection Methods for Mice and Reeves&#039; Muntjac Deer

Milk collection from animal models facilitates various research avenues: understanding passive immunity, identifying pathogens responsible for vertical transmission and, through the use of transgenic mice, even commercial production of proteins found in human breast milk. Here we illustrate a simple method for milk collection in mice and Reeves&#8217; muntjac deer.

Milchauffangmethoden für Mäuse und Reeves Muntjac Deer

Animal models are commonly used throughout research laboratories to accomplish what would normally be considered impractical in a pathogen&#8217;s native ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Milk Collection Methods for Mice and Reeves' Muntjac Deer

19.7K Aufrufe.  Colorado State University. Milk collection from animal models facilitates various research avenues: understanding passive immunity, identifying pathogens responsible for vertical transmission and, through the use of transgenic mice, even commercial production of proteins found in human breast milk. Here we illustrate a simple method for milk collection in mice and Reeves’ muntjac deer. 

Serie: Milk Collection Methods for Mice and Reeves' Muntjac Deer

Gibberella zeae Ascospore Production and Collection for Microarray Experiments.

Fusarium graminearum Schwabe (teleomorph Gibberella zeae) is a plant pathogen causing scab disease on wheat and barley that reduces crop yield and grain quality. F. graminearum also causes stalk and ear rots of maize and is a producer of mycotoxins such as the trichothecenes that contaminate grain and are harmful to humans and livestock (Goswami and Kistler, 2004).

The fungus produces two types of spores. Ascospores, the propagules resulting from sexual reproduction, are the main source of primary infection.  These spores are forcibly discharged from mature perithecia and dispersed by wind (Francl et al 1999). Secondary infections are mainly caused by macroconidia which are produced by asexual means on the plant surface. To study the developmental processes of ascospores in this fungus, a procedure for their collection in large quantity under sterile conditions was required. Our protocol was filmed in order to generate the highest level of information for understanding and reproducibility; crucial aspects when full genome gene expression profiles are generated and interpreted. In particular, the variability of ascospore germination and biological activity are dependent on the prior manipulation of the material. The use of video for documenting every step in ascospore production is proposed in order to increase standardization, complying with the increasingly stringent requirements for microarray analysis. The procedure requires only standard laboratory equipment. Steps are shown to prevent contamination and favor time synchronization of ascospores.

To study the developmental processes of ascospores in Gibberella zeae, a procedure for collection under sterile conditions is filmed in order to generate the highest level of information for protocol description. This should facilitate the reproducibility of the experiment, a crucial aspect when full genome expression profile tests are implemented.

Gibberella zeae Ascosporen Produktion und Sammlung für Microarray-Experimente.

Fusarium graminearum Schwabe (teleomorph Gibberella zeae) is a plant pathogen causing scab disease on wheat and barley that reduces crop yield and grain ...

Forschung

Biologie

Seawater Sampling and Collection

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass concentration, nucleic acid purification, cell abundance, nutrient and trace gas analyses. For today's demonstration samples were collected from the deck of the HMS John Strickland operating in Saanich Inlet. An A-frame derrick, with a multi-purpose winch and cable system, is used in combination with Niskin or Go-Flo water sampling bottles. Conductivity, Temperature, and Depth (CTD) sensors are also used to sample the underlying water mass. To minimize outgassing, trace gas samples are collected first.  Then, nutrients, water chemistry, and cell counts are determined. Finally, waters are collected for biomass filtration. The set-up and collection time for a single cast is ~1.5 hours at a maximum depth of 215 meters. Therefore, a total of 6 hours is generally needed to complete the collection series described here.

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass concentration, nucleic acid purification, cell abundance, nutrient and trace gas analyses.

Meerwasser Probenahme und Sammlung

This video documents methods for collecting coastal marine water samples and processing them for various downstream applications including biomass ...

Diagnostic Necropsy and Selected Tissue and Sample Collection in Rats and Mice

There are multiple sample types that may be collected from a euthanized animal in order to help diagnose or discover infectious agents in an animal colony. Proper collection of tissues for further histological processing can impact the quality of testing results. This article describes the conduct of a basic gross examination including identification of heart, liver, lungs, kidneys, and spleen, as well as how to collect those organs. Additionally four of the more difficult tissue/sample collection techniques are demonstrated. Lung collection and perfusion can be particularly challenging as the tissue needs to be properly inflated with a fixative in order for inside of the tissue to fix properly and to enable thorough histologic evaluation. This article demonstrates the step by step technique to remove the lung and inflate it with fixative in order to achieve optimal fixation of the tissue within 24 hours. Brain collection can be similarly challenging as the tissue is soft and easily damaged. This article demonstrates the step by step technique to expose and remove the brain from the skull with minimal damage to the tissue. The mesenteric lymph node is a good sample type in which to detect many common infectious agents as enteric viruses persist longer in the lymph node than they are shed in feces. This article demonstrates the step by step procedure for locating and aseptically removing the mesenteric lymph node. Finally, identification of infectious agents of the respiratory tract may be performed by bacterial culture or PCR testing of nasal and/or bronchial fluid aspirates taken at necropsy. This procedure describes obtaining and preparing the respiratory aspirate sample for bacterial culture and PCR testing.

This article describes the procedures for conducting a basic postmortem examination of a mouse or rat, and the collection of basic organs, as well as more challenging sample types from for histological, microbiological, and PCR evaluation.

Diagnostic Necropsy und ausgewählte Gewebe und Probenentnahme bei Ratten und Mäusen

There are multiple sample types that may be collected from a euthanized animal in order to help diagnose or discover infectious agents in an animal ...

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

Grundlegende<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Methoden: Synchronisation und Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

Methods for Skin Wounding and Assays for Wound Responses in C. elegans

The C. elegans epidermis and cuticle form a simple yet sophisticated skin layer that can repair localized damage resulting from wounding. Studies of wound responses and repair in this model have illuminated our understanding of the cytoskeletal and genomic responses to tissue damage. The two most commonly used methods to wound the C. elegans adult skin are pricks with microinjection needles, and local laser irradiation. Needle wounding locally disrupts the cuticle, epidermis, and associated extracellular matrix, and may also damage internal tissues. Laser irradiation results in more localized damage. Wounding triggers a succession of readily assayed responses including elevated epidermal Ca2+ (seconds-minutes), formation and closure of an actin-containing ring at the wound site (1-2 hr), elevated transcription of antimicrobial peptide genes (2-24 hr), and scar formation. Essentially all wild type adult animals survive wounding, whereas mutants defective in wound repair or other responses show decreased survival. Detailed protocols for needle and laser wounding, and assays for quantitation and visualization of wound responses and repair processes (Ca dynamics, actin dynamics, antimicrobial peptide induction, and survival) are presented.

Methods for Skin Wounding and Assays for Wound Responses in C. elegans

The adult C. elegans skin is a tractable model for studies of epithelial wound responses, including wound closure, scar formation, and innate immunity.

Verfahren zur Haut Verwundung und Assays für Wound Antworten in<em&gt; C. elegans</em

The C. elegans epidermis and cuticle form a simple yet sophisticated skin layer that can repair localized damage resulting from wounding. Studies of wound ...

Milk Collection in the Rat Using Capillary Tubes and Estimation of Milk Fat Content by Creamatocrit

Milk, as the sole source of nutrition for the newborn mammal, provides the necessary nutrients and energy for offspring growth and development. It also contains a vast number of bioactive compounds that greatly affect the development of the neonate. The analysis of milk components will help elucidate key factors that link maternal metabolism and health with offspring growth and development. The laboratory rat represents a popular model organism for maternal studies, and rat milk can be used to examine the effect of various maternal physiological, nutritional, and pharmacological interventions on milk components, which may then impact offspring health. Here a simple method of manually collecting milk from the lactating rat that can be performed by a single investigator, does not require specialized vacuum or suction equipment, and provides sufficient milk for subsequent downstream analysis is described. A method for estimating the fat content of milk by measuring the percentage of cream within the milk sample, known as the creamatocrit, is also presented. These methods can ultimately be used to increase insight into maternal-child health and to elucidate maternal factors that are involved in proper growth and development of offspring.

Milk is a primary source of nutrition for the neonate. Analysis of milk components may provide insight into maternal factors that affect offspring health. This protocol describes a manual method of collecting milk samples from the lactating rat, which can then be used for further downstream analysis.

Milchsammlung in der Ratte Mit Kapillarröhrchen und Schätzung der Milchfettgehalt von Creamatocrit

Milk, as the sole source of nutrition for the newborn mammal, provides the necessary nutrients and energy for offspring growth and development. It also ...

Methods for the Isolation, Culture, and Functional Characterization of Sinoatrial Node Myocytes from Adult Mice

Sinoatrial node myocytes (SAMs) act as the natural pacemakers of the heart, initiating each heart beat by generating spontaneous action potentials (APs). These pacemaker APs reflect the coordinated activity of numerous membrane currents and intracellular calcium cycling. However the precise mechanisms that drive spontaneous pacemaker activity in SAMs remain elusive. Acutely isolated SAMs are an essential preparation for experiments to dissect the molecular basis of cardiac pacemaking. However, the indistinct anatomy, complex microdissection, and finicky enzymatic digestion conditions have prevented widespread use of acutely isolated SAMs. In addition, methods were not available until recently to permit longer-term culture of SAMs for protein expression studies. Here we provide a step-by-step protocol and video demonstration for the isolation of SAMs from adult mice. A method is also demonstrated for maintaining adult mouse SAMs in vitro and for expression of exogenous proteins via adenoviral infection. Acutely isolated and cultured SAMs prepared via these methods are suitable for a variety of electrophysiological and imaging studies.

Methods are demonstrated for the isolation of sinoatrial node myocytes (SAMs) from adult mice for patch clamp electrophysiology or imaging studies. Isolated cells can be used directly or can be maintained in culture to permit expression of proteins of interest, such as genetically encoded reporters.

Verfahren zur Isolierung, Kultur, und funktionelle Charakterisierung von Sinoatrialknoten Myozyten aus erwachsenen Mäusen

Sinoatrial node myocytes (SAMs) act as the natural pacemakers of the heart, initiating each heart beat by generating spontaneous action potentials (APs). ...

Determination of Sialic Acids in Liver and Milk Samples of Wild-type and CMAH Knock-out Mice.

CMAH (cytidine monophosphate-N-acetylneuraminic acid hydroxylase) is responsible for the oxidation of cytidine monophosphate-N-acetylneuraminic acids in mammals. However, humans cannot oxidize cytidine monophosphate-N-acetylneuraminic acid to cytidine monophosphate-N-glycolylneuraminic acid due to a primary exon deletion of the CMAH gene. To understand the effects and implications of the lack of CMAH activity in more detail, a Cmah knock-out model in mice is of keen interest in basic and applied research. The analysis method to determine the phenotype of this mouse model is herein described in detail, and is based on the detection of both N-acetylneuraminic acid and N-glycolylenuraminic acid in the liver and milk of wild-type and Cmah knock-out mice. Endogenous sialic acids are released and derivatized with o-phenylenediamine to generate fluorogenic derivatives, which can be subsequently analyzed by HPLC. The presented protocol can be also applied for the analysis of milk and tissue samples from various other origins, and may be of use to investigate the nutritional and health effects of N-glycolylneuraminic acid.

Determination of Sialic Acids in Liver and Milk Samples of Wild-type and CMAH Knock-out Mice.

We describe a HPLC-based method for the determination of N-acetylneuraminic acid and N-glycolylenuraminic acid in mouse liver and milk.

Bestimmung von Sialinsäuren in Leber- und Milchproben von Wildtyp und<em&gt; CMAH</em&gt; Knock-out Mäuse.

CMAH (cytidine monophosphate-N-acetylneuraminic acid hydroxylase) is responsible for the oxidation of cytidine monophosphate-N-acetylneuraminic acids in ...

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish species is that it possesses interfertile cave and river-dwelling populations. This enables the genetic mapping of heritable traits that were fixed during adaptation to the different environments of these populations. While this species can be maintained and bred in the lab, it is challenging to both obtain embryos during the daytime and create hybrid embryos between strains. In vitro fertilization (IVF) has been used with a variety of different model organisms to successfully and repeatedly breed animals in the lab. In this protocol, we show how, by acclimatizing A. mexicanus to different light cycles coupled with changes in water temperature, we can shift breeding cycles to a chosen time of the day. Subsequently, we show how to identify suitable parental fish, collect healthy gametes from males and females, and produce viable offspring using IVF. This enables related procedures such as the injection of genetic constructs or developmental analysis to occur during normal working hours. Furthermore, this technique can be used to create hybrids between the cave and surface-dwelling populations, and thereby enable the study of the genetic basis of phenotypic adaptations to different environments.

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

In vitro fertilization is a commonly used technique with a variety of model organisms to maintain lab populations and produce synchronized embryos for downstream applications. Here, we present a protocol that implements this technique for different populations of the Mexican tetra fish, Astyanax mexicanus.

Gamete Collection und In-Vitro-Fertilisation von Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish ...

Tissue Collection of Bats for -Omics Analyses and Primary Cell Culture

As high-throughput sequencing technologies advance, standardized methods for high quality tissue acquisition and preservation allow for the extension of these methods to non-model organisms. A series of protocols to optimize tissue collection from bats has been developed for a series of high-throughput sequencing approaches. Outlined here are protocols for the capture of bats, desired demographics to be collected for each bat, and optimized methods to minimize stress on a bat during tissue collection. Specifically outlined are methods for collecting and treating tissue to obtain (i) DNA for high molecular weight genomic analyses, (ii) RNA for tissue-specific transcriptomes, and (iii) proteins for proteomic-level analyses. Lastly, also outlined is a method to avoid lethal sampling by creating viable primary cell cultures from wing clips. A central motivation of these methods is to maximize the amount of potential molecular and morphological data for each bat and suggest optimal ways to preserve tissues so they retain their value as new methods develop in the future. This standardization has become particularly important as initiatives to sequence chromosome-level, error-free genomes of species across the world have emerged, in which multiple scientific parties are spearheading the sequencing of different taxonomic groups. The protocols outlined herein define the ideal tissue collection and tissue preservation methods for Bat1K, the consortium that is sequencing the genomes of every species of bat.

This is a protocol for the optimal tissue preparation for genomic, transcriptomic, and proteomic analyses of bats caught in the wild. It includes protocols for bat capture and dissection, tissue preservation, and cell culturing of bat tissue.

Gewebesammlung von Fledermäusen für -Omics Analysen und primäre Zellkultur

As high-throughput sequencing technologies advance, standardized methods for high quality tissue acquisition and preservation allow for the extension of ...