Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation, der McKnight Endowment Fund for Neuroscience, der Christopher and Dana Reeve Foundation und Amerisure Charitable Foundation unterstützt.

<ol>
	<li>Hammarlund, M., Nix, P., Hauth, L., Jorgensen, E. M., Bastiani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Axon+regeneration+requires+a+conserved+MAP+kinase+pathway.">Axon regeneration requires a conserved MAP kinase pathway.</a> Science. 323, 802-806 (2009).</li><li>Steinmeyer, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+a+femtosecond+laser+microsurgery+system.">Construction of a femtosecond laser microsurgery system.</a> Nature protocols. 5, 395-407 (2010).</li><li>Wu, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Caenorhabditis+elegans+neuronal+regeneration+is+influenced+by+life+stage,+ephrin+signaling,+and+synaptic+branching.">Caenorhabditis elegans neuronal regeneration is influenced by life stage, ephrin signaling, and synaptic branching.</a> Proc Natl Acad. 104, 15132-15137 (2007).</li><li>Gilleland, C. L., Rohde, C. B., Zeng, F., Yanik, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microfluidic+immobilization+of+physiologically+active+Caenorhabditis+elegans.">Microfluidic immobilization of physiologically active Caenorhabditis elegans.</a> Nature protocols. 5, 1888-1902 (2010).</li><li>Raabe, I., Vogel, S. K., Peychl, J., Tolic-Norrelykke, I. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+nanosurgery+and+cell+enucleation+using+a+picosecond+laser.">Intracellular nanosurgery and cell enucleation using a picosecond laser.</a> J. Microsc. 234, 1-8 (2009).</li><li>Hutson, M. S., Ma, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+and+cavitation+dynamics+during+pulsed+laser+microsurgery+in+vivo.">Plasma and cavitation dynamics during pulsed laser microsurgery in vivo.</a> Physical review letters. 99, 158104-158104 (2007).</li><li>Venugopalan, V., Guerra, A., Nahen, K., Vogel, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+laser-induced+plasma+formation+in+pulsed+cellular+microsurgery+and+micromanipulation.">Role of laser-induced plasma formation in pulsed cellular microsurgery and micromanipulation.</a> Physical review letters. 88, 078103-078103 (2002).</li><li>Bourgeois, F., Ben-Yakar, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Femtosecond+laser+nanoaxotomy+properties+and+their+effect+on+axonal+recovery+in+C.+elegans.">Femtosecond laser nanoaxotomy properties and their effect on axonal recovery in C. elegans.</a> Opt Express. 16, 5963-5963 (2008).</li><li>O'Brien, G. S., Rieger, S., Martin, S. M., Cavanaugh, A. M., Portera-Cailliau, C., Sagasti, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two-photon+axotomy+and+time-lapse+confocal+imaging+in+live+zebrafish+embryos.">Two-photon axotomy and time-lapse confocal imaging in live zebrafish embryos.</a> J. Vis. Exp. (24), e1129-e1129 (2009).</li><li>Tsai, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma-mediated+ablation:+an+optical+tool+for+submicrometer+surgery+on+neuronal+and+vascular+systems.">Plasma-mediated ablation: an optical tool for submicrometer surgery on neuronal and vascular systems.</a> Curr. Opin. Biotechnol. 20, 90-99 (2009).</li><li>Chung, S. H., Clark, D. A., Gabel, C. V., Mazur, E., Samuel, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+the+AFD+neuron+in+C.+elegans+thermotaxis+analyzed+using+femtosecond+laser+ablation.">The role of the AFD neuron in C. elegans thermotaxis analyzed using femtosecond laser ablation.</a> BMC Neurosci. 7, 30-30 (2006).</li><li>Shen, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ablation+of+cytoskeletal+filaments+and+mitochondria+in+live+cells+using+a+femtosecond+laser+nanoscissor.">Ablation of cytoskeletal filaments and mitochondria in live cells using a femtosecond laser nanoscissor.</a> Mech. Chem. Biosyst. 2, 17-25 (2005).</li><li>Rao, G. N., Kulkarni, S. S., Koushika, S. P., Rau, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+nanosecond+laser+axotomy:+cavitation+dynamics+and+vesicle+transport.">In vivo nanosecond laser axotomy: cavitation dynamics and vesicle transport.</a> Opt. Express. 16, 9884-9894 (2008).</li><li>Rohde, C. B., Yanik, M. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Subcellular+in+vivo+time-lapse+imaging+and+optical+manipulation+of+Caenorhabditis+elegans+in+standard+multiwell+plates.">Subcellular in vivo time-lapse imaging and optical manipulation of Caenorhabditis elegans in standard multiwell plates.</a> Nat. Commun. 2, 271-271 (2011).</li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Es gibt mehrere gute Gespräche von Laser-Mikrochirurgie mit verschiedenen Lasersystemen 3,5-11. Femtosekunden-IR-Laser sind der &quot;Goldstandard&quot; für die subzelluläre Laserablation 12 und praktisch, wenn mit einem bildgebenden Einrichtung verbunden sind, aber sie sind oft zu teuer für einzelne Benutzer. Wenn Sie ein Femtosekunden-IR-Laser für die Bildgebung Ihre Probe wegen der Tiefe der Bildgebung erfordern dann müssen Sie wahrscheinlich eine für Laser Axotomie. Transparente Gewebe mit Ziel Axone innerhalb von 30-50 um der Oberfläche sind wahrscheinlich machbar mit blauen und grünen Lasern in der 20 UJ / Pulsbereich durch eine hohe na Immersionslinse ausgerichtet. Es wird mehr Kollateralschäden mit der Nano-und Pikosekunden-Lasern im Vergleich mit dem Femtosekunden-Laser, zumal die Tiefe des Ziels Axon erhöht. C. elegans ist transparent und alle Axone sind innerhalb von 20-30 um von der Oberfläche. Wir routinemäßig geschnitten Motor Axone, die innerhalb von 5 um von der Oberfläche sind. Wir haben auch einfach Axtons in den Nerv Ring, der etwa 20 um von der Epidermis Oberfläche. Wir fanden das Limit für das Schneiden von Axonen zu etwa 30-50 um sein durch den Durchmesser eines erwachsenen Wurm. Es ist wahrscheinlich, dass die Laser-Ablation hier beschriebene System würde auch die Arbeit mit vielen verschiedenen Präparate, die den Kriterien der Transparenz und Tiefe der Ziel-Axone fit. Dennoch ist es ein wenig überraschend, da die theoretischen Vorteile der Femtosekunden-IR-Lasern, die Nano-und Pikosekunden 355 nm und 532 nm Laser durchführen, damit auch für Laser-Axotomie in C. elegans 6,13. Wir sehen keine Unterschiede in Axonregeneration in Reaktion auf Laser Axotomie mit Nanosekunden-440 nm, 532 nm Nanosekunden, und Femtosekunden-IR-Laser. Solid-State-355 nm UV-Laser sind über die gleichen Kosten wie der 532 nm diodengepumpte passiv Q-Switched Festkörperlaser, erfordern aber entweder höhere Mächte oder Optik, die effizient leiten diese kürzeren Wellenlängen. Die meisten Optiken sind für eine gute Leistung mit sichtbarem 400 -700 nm Licht. 355 nm-Laser anbieten würde einige Vorteile 6, wie reduzierte Plasma-Schwelle, kleiner Spot-Größe und einen langen Pass dichroitische wäre effizient direkte 100% der Abtragslaser zum Ziel und ermöglichen die gleichzeitige Darstellung von GFP ohne Verlust der Probe-Signal. Blau 440 nm Laser behielte die Vorteile der Arbeit mit einem sichtbaren Licht-Laser (gute Leistung mit Standard-Optik und Sicherheit). Leider sind die Kosten eines DPP Q-switched Festkörper 440 nm Laser-3-fache der Kosten einer 355nm oder 532 nm Laser mit ähnlicher Leistung zu diesem Zeitpunkt. Wenn wir entwarfen ein neues System für C elegans, wo Zieltiefe minimal ist, würden wir für eine UV-transparente Linse (Kosten über $ 3.000 für eine 40X 1.3na Öl-Objektiv mit 50-70% Transmission bei 355 nm) und einem 355 nm Laser produziert 5-10 UJ / Puls bei 1 opt -20 kHz. Axon-Ablation wird angenommen, dass aufgrund der Plasma-Formation. Kürzere Impulse werden Plasma-Schwellenwerte bei niedriger Leistung und der Plasma-Volumen w produzieren<html> krank werden, kleineren 6. Das Ziel ist, die kleinste und kurzlebigsten Plasma durch Anpassung der Pulsenergie auf den niedrigsten Energie zu erzeugen. Größere langlebige Plasmen erzeugt Kavitationsblasen, die Schäden umliegenden Zellen. Wir haben in der Regel, dass Ablation mit ca. 50-100 Impulse bei der höchsten Frequenz (dh 2,5 kHz) gefunden die besten Ergebnisse. Dies deutet darauf hin, dass Schäden kann schrittweise über eine Reihe von Impulsen, um eine bessere Kontrolle das Ausmaß der Schäden integriert werden. Die Laserablation hier beschriebene System ist sehr nachsichtig, wenn der Strahl ausgerichtet und erweitert genau. Wir beginnen Schneiden Axone bei erwachsenen Würmern bei 10% Laserleistung (durchschnittlich 0,3 mW gemessen bei 2500 Hz und schätzungsweise 1 UJ / Impuls) und kann mit begrenzten lokalen Beschädigungen bis 14% Stromausfall. Sie können größere Flächen von Schäden von 15 bis 39% Laserleistung zu beobachten, sondern nur über 40% Leistung (ca. 1 mW Durchschnitt bei 2500 Hz gemessen) nicht die Würmer explodieren durch große Kavitationsblasen und Schäden an der Wurm Nagelhaut. e_content &quot;&gt; Die Steinmeyer et al. 2010 2 Papier ist eine hervorragende Ressource für den Aufbau eines Laser-Ablation System. Leon Avery hat auch eine schöne praktische Beschreibung eines Laser-Ablation System auf einem günstigen N2-Gas 337 nm Laser basiert und er bietet einige große praktische Beratung (elegans.swmed.edu / Worm_labs / Avery /). Bei der Gestaltung Ihres eigenen Systems sollten Sie zuerst mit Ihrem Mikroskop zu reden, um festzustellen, wie die Abtragslaser zum Mikroskopobjektiv Ziel. Ihre Mikroskop auf einer Schwingungsisolierung Tisch montiert werden soll (Newport, TMI, Thor). Ein Steckbrett top ist optimal, aber eine solide Stahl-Spitze noch mit magnetischen Stellungsregler eingesetzt werden. Ein spezieller Zwischen-Modul auf einer aufrechten Rahmen ist schön, weil alle optischen Elemente an ihrem Platz gelassen werden können. Allerdings ist es kann billiger und bequemer, eine Kamera-Anschluss (invertiert) oder ein &quot;Kombinierer&quot; als Anhang einer epi-Fluoreszenz-Port zu verwenden. Sie müssen die Größe der hinteren Öffnung und die Durchlässigkeit kennen (in der a<html> blation Laserwellenlänge) des Objektivs die Sie verwenden möchten. Sobald Sie sich für einen Laser (zB CryLaS, TEEM, Crystal oder CRC), sollten Sie Thor oder Newport für die Hilfe bei der Auswahl der richtigen optischen Elementen, Hard-und Sicherheitseinrichtungen zu kontaktieren. Wir entschieden uns für ein duales galiläischen Beam Expander, um Platz zu sparen, sondern ein einfacher Kepler-Expander ist eine Option (F2/F1 = Ausdehnungskoeffizient). Eine benutzerdefinierte Beam Expander wird die am wenigsten teuer sein, aber Newport, Thor, und mehrere der Laser-Hersteller bieten hervorragende Qualität kommerziellen Beam Expander. Einige Laser-Hersteller bieten auch manuelle und elektronisch gesteuerte Dämpfer, die kostengünstig und platzsparend kann, aber nicht so vielseitig wie die Glan-Thompson-Polarisator und eine halbe Wellenlängen-Platte. Sie müssen auch entscheiden, wie mit dem Laser zu kontrollieren. Sie können eine LabView basierte Controller, einen kommerziellen TTL-Generator oder Software, die vom Laser-Unternehmen zur Verfügung gestellt. Diskutieren Sie die Optionen mit den spezifischen Laser-Hersteller. tent &quot;&gt; Wir haben eine Liste der Hardware haben wir nur als allgemeine Richtlinie verwendet werden, vorausgesetzt. Das hier beschriebene System kostet etwa 15.000 $, wenn unsere bestehenden Imaging-System aufgenommen. Ihr lokaler Physik-Abteilung wird oft jemand bereit ist, eine praktische Einführung in bieten sicher die Arbeit mit freien Strahl-Laser. Alternative Methoden zur Immobilisierung und Zeitraffer-Aufnahme von C. elegans wurden kürzlich beschrieben. 14 Fehlerbehebung Der schwierigste und entscheidende Schritt ist die Ausrichtung der zentrierten aufgeweitete Strahl auf die optische Achse des Mikroskops. Sobald Sie den Strahl zentriert und durch die Galilei-Objektiven arbeiten hart, um es an ausgerichtet innerhalb von 5 um des Mikroskops die optische Achse muss vor der Verwendung der Kippspiegel für die endgültige Ausrichtung des Zentrums erweitert. Häufiger Gebrauch der Kippspiegel, um den Strahl zu dem Mikroskop align verschiebt es ab Achse durch den StrahlExpander. mit äußerster Vorsicht kann man den Laserstrahl mit der entsprechenden ND-Filter dämpfen und direkt die Laserstrahl-Profil auf einem reflektierenden Ziel (Vorderseite Spiegel). Sie können sanft anstoßen dem Mikroskop genau Zentrum des Strahls in der 60X Ziel Sichtfeld (wenn sie nicht in die up / down Bandbreite Sie brauchen, um die Schiene höhenverstellbar zentriert). Das Strahlprofil kann zur präzisen Ausrichtung des Mikroskops optischen Achse zu einer zentrierten Strahl, der rund ist und &quot;Flares&quot; symmetrisch zu geben. Eine asymmetrische Flare ist ein Indiz dafür, dass das Mikroskop Achse nicht optimal ausgerichtet sind (oder die Schiene ist nicht Ebene). Schließlich sollten Sie einstellen L3 und sehen eine gleichmäßige und symmetrische Expansion und Kontraktion des Strahls. Fokus des Mikroskops genau auf der Zielfläche und passen Sie dann L3, um den Laserstrahl auf den kleinsten Punkt zu fokussieren. Sie sollten nun feststellen, dass der Laserstrahl innerhalb von 5 um des Zentrums ist es, wenn über LSCM oder CCD-System abgebildet und die Ablation Spot ist innerhalb von1um von Z konzentrieren. Wenn Sie feststellen, sind Sie &quot;sprengen&quot; Würmer oder konsequent Generierung großer Kavitationsblasen Axone Ihr Problem ist wahrscheinlich die Feinjustierung der Ablation Laser geschnitten. Achten Sie darauf, das Minimum (&lt;500nm) Ablation Ort, um die Z-Fokus (Einstellung der Konvergenz mit L3-Objektiv) und der XY Treuhand spot (Einstellung mit dem letzten kinematisch montierten Spiegel) lokalisiert ist. Targeting Axone näher an der Oberfläche wird weniger Laserleistung. Ebenso werden kleinere Tiere (L1 und L2) benötigen weniger Laserleistung für Axotomie gegenüber, die die gleichen Axone bei Erwachsenen. Wenn Ihr Wildtyp Axone nicht regenerieren oder die Axone Bleichmittel sollten Sie versuchen Reduzierung Bildgebung Laserleistung oder Verringerung der Abtastrate. Wenn Ihr Würmer sterben oder krank verringern Sie den Prozentsatz Agarose in 1%-Schritten. Achten Sie darauf, sich nicht bewegen das Deckglas nach der Montage Würmer wie diese verursachen oft wird sie zu sterben, wenn mit hohen Pro-Prozentpunkt Agarose und Mikrosphären. Wenn Ihr Würmer oder Burst während eines Time-Lapse-Sitzung sterben liegt es an: 1. Prozentsatz Agarose ist zu hoch. 2. Schäden an der Abtragslaser Nagelhaut. 3. Die Bewegung der Deckglas nach der Montage. Bei Schäden an der Nagelhaut ein Verschulden trifft es wirkt sich nur auf Montage Würmer, die mit dem Abtragslaser wurden gezielt. Wenn Ihr Wurm bewegt sich viel während eines Time-Lapse-Sitzung versuchen, den Anteil Agarose in 0,5% Schritten. Gesunde Axone in gesunde Würmer sind immer &quot;aktiv&quot; und Anzeige ein einheitliches Niveau der Fluoreszenz. Wenn Sie eine plötzliche Abnahme der Fluoreszenz oder der Tätigkeit zu sehen, wird der Wurm Sterbenden oder Toten. Mehrere Perlen oder fragmentiert Axone sind ein sicheres Zeichen für einen sterbenden oder toten Wurm. Wenn Sie Probleme mit Ihrer Axone im Fokus während der gesamten Zeitspanne Sitzung haben, kann es verschiedene Probleme. Prüfen Sie zunächst, Ihre Bühne Drift durch bildgebende einer inerten Probe auf einem Objektträger aus Glas über 10 hrs. Ein paar Mikrometer Drift kann durch thermische Instabilität, aber größer als 5 um liegt wahrscheinlich daran, mechanische Probleme mit Ihrem Mikroskop. Probleme mit Montage sind häufiger. Lassen Sie Ihre montiert Würmer mit Ihrem Mikroskoptisch Gleichgewicht für 30 Minuten, bevor Sie Ihren Zeitraffer. Prüfen Sie, ob Vaseline Dichtung nicht undicht werden im Laufe der Zeit verfallen Sitzung.

<table border="1"><tbody><tr><th> Name des Reagenzes </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </th><th> Kommentare (optional) </th></tr><tr><td> 535 nm Laser </td><td> CryLaS </td><td> FDSS532Q3 </td><td> (TEEM, Crystal und CRC bieten auch vergleichbare Laser) </td></tr><tr><td> Alle Optiken und Hardware </td><td></td><td></td><td> (Thor bietet vergleichbare Optik und Hardware) </td></tr><tr><td> SUPREMA Optical Mount, 1,0-Durchmesser </td><td> Newport </td><td> SS100-F2KN </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Durchmesser von 1 &quot;post, 1&quot; height </td><td> Newport </td><td> PS-1 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Durchmesser von 1 &quot;post Gabel </td><td> Newport </td><td> PS-F </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Achromatische Zero-Order Wavel Plate, ½ Welle Retardierung, 400-700nm </td><td> Newport </td><td> 10RP52-1 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Rotation Stage, 1 &quot;Aperature </td><td> Newport </td><td> RSP-1T </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Durchmesser von 1 &quot;post, 1&quot; height </td><td> Newport </td><td> PS-1 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Durchmesser von 1 &quot;post Gabel </td><td> Newport </td><td> PS-F </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Glan-Laser Calcit Polarisator, 430-700nm </td><td> Newport </td><td> 10GL08AR.14 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Polarizer Rotation Berg </td><td> Newport </td><td> RM25A </td><td> 1 </td></tr><tr><td> ¼ &quot;Abstandhalter für Durchmesser von 1&quot; post </td><td> Newport </td><td> PS-0.25 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> ½ &quot;Höhe, Durchmesser von 1&quot; post </td><td> Newport </td><td> PS-0.5 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Fork, 1 &quot;Durchmesser Beitrag </td><td> Newport </td><td> PS-F </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Breite Dump </td><td> Newport </td><td> PL15 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Mikroskopobjektivs Berg </td><td> Newport </td><td> LH-OBJ1 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Durchmesser von 1 &quot;post, 1&quot; height </td><td> Newport </td><td> PS-1 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Durchmesser von 1 &quot;post Gabel </td><td> Newport </td><td> PS-F </td><td> 1 </td></tr><tr><td> High-Energy Nd: YAG Laser Mirror, 25,4 mm Durchmesser, 45 °, 532 nm </td><td> Newport </td><td> 10Q20HE.2 </td><td> 4 </td></tr><tr><td> SUPREMA Optical Mount, 1,0 Zoll Durchmesser, Abstand Montagebohrung </td><td> Newport </td><td> SN100C-F </td><td> 2 </td></tr><tr><td> High Precision Knob Einstellschraube, 12,7 reisen, 100TPI </td><td> Newport </td><td> AJS100-0.5K </td><td> 4 </td></tr><tr><td> Gewindeadapter, ¼ -20 männlich, 8-32 weiblich </td><td> Newport </td><td> SS-1-B </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Rod Clamp für 1,5-Zoll-Durchmesser-Stab </td><td> Newport </td><td> 340-RC </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Rod, 14 Zoll (35,5 cm) hoch </td><td> Newport </td><td> 40 </td&gt; <td> 1 </td></tr><tr><td> Schiene Träger für X26, quadratisch 40mm Länge </td><td> Newport </td><td> CN26-40 </td><td> 4 </td></tr><tr><td> Steel Rail, 384mm (15 &quot;) Länge </td><td> Newport </td><td> X26-384 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Rod Plattform für 1,5-Zoll-Durchmesser-Stab </td><td> Newport </td><td> 300-P </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Rod, 14 Zoll (35,5 cm) hoch </td><td> Newport </td><td> 40 </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Plankonkavlinse, 12,7 mm Durchmesser, 25 mm-EFL, 430-700nm </td><td> Newport </td><td> KPC025AR.14 </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Plankonvexlinse, 25,4 mm Durchmesser, 50.2mm EFL, 430-700nm </td><td> Newport </td><td> KPX082AR.14 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Plankonvexlinse, 25,4 mm Durchmesser, 62.9mm EFL, 430-700nm </td><td> Newport </td><td> KPX085AR.14 </td><td> 1 </td></tr><tr><td> Objektiv mit fester Brennweite Mount, 0,5 &quot;Durchmesser, 1,0&quot; Axis Höhe </td><td> Newport </td><td> LH-0.5 </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Objektiv mit fester Brennweite Mount, 1,0 &quot;Durchmesser, 1,0&quot; Axis Höhe </td><td> Newport </td><td> LH-1 </td><td> 2 </td></tr><tr><td> Microspheres 0.1um </td><td> Polysciences </td><td> 00876 </td><td></td></tr><tr><td> Agarose </td><td> RPI </td><td> A20090 </td><td> EBO-Angelegenheiten </td></tr><tr><td> Muscimol </td><td> Sigma </td><td> M1523 </td><td></td></tr></tbody></table>

constructing a low-budget laser axotomy system to study axon regeneration in c. elegans

Laser Axotomie von Zeitraffer-Mikroskopie folgte, ist eine sensitive Assay für Axonregeneration Phänotypen in C. elegans 1. Die größte Schwierigkeit dieses Tests ist die wahrgenommenen Kosten ($ 25-100K) und technisches Know-how für die Implementierung eines Laser-Ablation System 2,3 notwendig. Allerdings können Solid-State-Puls-Laser mit bescheidenen Kosten (&lt;$ 10K) bieten robuste Leistung für Laser-Ablation in transparent Zubereitungen, Ziel Axone sind &quot;nahe&quot; an der Gewebeoberfläche. Aufbau und Abgleich eines Systems kann in einem Tag erreicht werden. Der Strahlengang wird durch Licht aus dem Fokus Kondensator zur Abtragslaser versehen bietet eine praktische Ausrichtung zu führen. Eine Zwischenschicht-Modul mit allen Optiken entfernt werden, um die Abtragslaser gewidmet sein und versichert, dass keine optischen Elemente während einer Laser-Ablation-Sitzung müssen verschoben werden. Ein dichroitischer in der Zwischen-Modul ermöglicht die gleichzeitige Bildgebung und Laserablation. Zentrieren des Laserstrahls to ausgehenden Strahl aus dem fokussierten Mikroskop Kondensorlinse führt die anfängliche Ausrichtung des Systems. Eine Vielzahl von Linsen sind zur Konditionierung eingesetzt und erweitern Sie den Laserstrahl auf die Rückseite Apertur des Objektivs gewählt zu füllen. Endgültige Ausrichtung und die Prüfung erfolgt mit einer Stirnfläche verspiegeltem Glas gleiten Ziel durchgeführt. Laserleistung wird angepasst, um eine Mindestgröße Ablation spot (&lt;1um) geben. Die Ablation Spot ist mit leichten Korrekturen der letzten kinematisch montierten Spiegel die Haare in der Imaging-Fenster fest Kreuz zentriert. Laserleistung für Axotomie werden ca. 10x höher als für die minimale Abtragung Fleck auf der Ziel-Rutsche (dies kann mit dem Ziel, das Sie variiert je nach Nutzung) benötigt werden. Worms kann für die Laser-Axotomie und Zeitraffer-Bildgebung durch die Montage auf Agarose-Pads (oder in mikrofluidischen Kammern 4) immobilisiert werden. Agarose-Pads lassen sich leicht mit 10% Agarose in ausgewogener Salzlösung in der Mikrowelle geschmolzen gemacht. Ein Tropfen geschmolzenen Agarose wird auf eine Glasplatte gelegt und abgeflacht mit einem anderenGlasträger in einem Pad ca. 200 um dick (eine einzelne Schicht aus der Zeit Band auf benachbarten Folien ist als Abstandhalter verwendet werden). A &quot;Sharpie&quot; cap dient zum Ausschneiden eines uniformierten Durchmesser runde Pad von 13mm. Betäubungsmittel (1UL Muscimol 20mm) und Microspheres (Chris Fang-Yen persönliche Mitteilung) (1UL 2,65% Polystyrol 0,1 um in Wasser) in die Mitte des Pads um 3-5 Würmer orientierten gefolgt, so dass sie auf ihrer linken Seite liegende hinzugefügt werden. Ein Deckglas aufgebracht wird und dann Vaseline wird verwendet, um das Deckglas versiegeln und verhindern Verdampfung der Probe.

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Constructing a Low-budget Laser Axotomy System to Study Axon Regeneration in C. elegans

Laser Axotomie gefolgt von Zeitraffer-Imaging ist eine sensible Art und Weise zum Testen der Auswirkungen von Mutationen in<em&gt; C. elegans</em&gt; Auf Axonregeneration. Eine hochwertige, aber preiswerte, kann Laser-Ablation System problemlos an die meisten Mikroskope hinzugefügt werden. Zeitraffer-Aufnahme mehr als 15 Stunden erfordert eine sorgfältige Immobilisierung des Wurms.

Der Aufbau eines Low-Budget-Laser Axotomie System, um Axon Regeneration in Study C. elegans</em

Laser axotomy followed by time-lapse microscopy is a sensitive assay for axon regeneration phenotypes in C. elegans1.  The main difficulty of this assay ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

Constructing a Low-budget Laser Axotomy System to Study Axon Regeneration in C. elegans

15.3K Aufrufe.  University of Utah. Laser Axotomie gefolgt von Zeitraffer-Imaging ist eine sensible Art und Weise zum Testen der Auswirkungen von Mutationen in C. elegans Auf Axonregeneration. Eine hochwertige, aber preiswerte, kann Laser-Ablation System problemlos an die meisten Mikroskope hinzugefügt werden. Zeitraffer-Aufnahme mehr als 15 Stunden erfordert eine sorgfältige Immobilisierung des Wurms.

Serie: Constructing a Low-budget Laser Axotomy System to Study Axon Regeneration in C. elegans

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

The aortic valve, located between the left ventricle and the aorta, allows for unidirectional blood flow, preventing backflow into the ventricle. Aortic valve leaflets are composed of interstitial cells suspended within an extracellular matrix (ECM) and are lined with an endothelial cell monolayer. The valve withstands a harsh, dynamic environment and is constantly exposed to shear, flexion, tension, and compression. Research has shown calcific lesions in diseased valves occur in areas of high mechanical stress as a result of endothelial disruption or interstitial matrix damage1-3. Hence, it is not surprising that epidemiological studies have shown high blood pressure to be a leading risk factor in the onset of aortic valve disease4. 
The only treatment option currently available for valve disease is surgical replacement of the diseased valve with a bioprosthetic or mechanical valve5. Improved understanding of valve biology in response to physical stresses would help elucidate the mechanisms of valve pathogenesis. In turn, this could help in the development of non-invasive therapies such as pharmaceutical intervention or prevention. Several bioreactors have been previously developed to study the mechanobiology of native or engineered heart valves6-9. Pulsatile bioreactors have also been developed to study a range of tissues including cartilage10, bone11 and bladder12. The aim of this work was to develop a cyclic pressure system that could be used to elucidate the biological response of aortic valve leaflets to increased pressure loads. 
The system consisted of an acrylic chamber in which to place samples and produce cyclic pressure, viton diaphragm solenoid valves to control the timing of the pressure cycle, and a computer to control electrical devices. The pressure was monitored using a pressure transducer, and the signal was conditioned using a load cell conditioner. A LabVIEW program regulated the pressure using an analog device to pump compressed air into the system at the appropriate rate. The system mimicked the dynamic transvalvular pressure levels associated with the aortic valve; a saw tooth wave produced a gradual increase in pressure, typical of the transvalvular pressure gradient that is present across the valve during diastole, followed by a sharp pressure drop depicting valve opening in systole. The LabVIEW program allowed users to control the magnitude and frequency of cyclic pressure. The system was able to subject tissue samples to physiological and pathological pressure conditions. This device can be used to increase our understanding of how heart valves respond to changes in the local mechanical environment.

Design of a Cyclic Pressure Bioreactor for the Ex Vivo Study of Aortic Heart Valves

A cyclic pressure bioreactor capable of subjecting heart valve tissue to physiological and pathological pressure conditions has been designed. A LabVIEW program allows users to control pressure magnitude, amplitude and frequency. This device can be used to study the mechanobiology of heart valve tissue or isolated cells.

Entwurf eines zyklischen Druck Bioreaktor für die Ex Vivo Studium der Aorten-Herzklappen

The aortic valve, located between the left ventricle and the aorta, allows for unidirectional blood flow, preventing backflow into the ventricle. Aortic ...

Forschung

Biotechnik

An Experimental System to Study Mechanotransduction in Fetal Lung Cells

Mechanical forces generated in utero by repetitive breathing-like movements and by fluid distension are critical for normal lung development. A key component of lung development is the differentiation of alveolar type II epithelial cells, the major source of pulmonary surfactant. These cells also participate in fluid homeostasis in the alveolar lumen, host defense, and injury repair. In addition, distal lung parenchyma cells can be directly exposed to exaggerated stretch during mechanical ventilation after birth. However, the precise molecular and cellular mechanisms by which lung cells sense mechanical stimuli to influence lung development and to promote lung injury are not completely understood. Here, we provide a simple and high purity method to isolate type II cells and fibroblasts from rodent fetal lungs. Then, we describe an in vitro system, The Flexcell Strain Unit, to provide mechanical stimulation to fetal cells, simulating mechanical forces in fetal lung development or lung injury. This experimental system provides an excellent tool to investigate molecular and cellular mechanisms in fetal lung cells exposed to stretch. Using this approach, our laboratory has identified several receptors and signaling proteins that participate in mechanotransduction in fetal lung development and lung injury.

Mechanical forces play a key role in lung development and lung injury. Here, we describe a method to isolate rodent fetal lung type II epithelial cells and fibroblasts and to expose them to mechanical stimulation using an in vitro system.

Ein experimentelles System, um Mechanotransduktion in fetalen Lunge Zellen zu untersuchen

Mechanical forces generated in utero by repetitive breathing-like movements and by fluid distension are critical for normal lung development. A key ...

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are available for microfluidic devices using soft lithography techniques 1-3. Microfluidic devices have been used for sub-cellular imaging 4,5, in vivo laser microsurgery 2,6 and cellular imaging 4,7. In vivo imaging requires immobilization of organisms. This has been achieved using suction 5,8, tapered channels 6,7,9, deformable membranes 2-4,10, suction with additional cooling 5, anesthetic gas 11, temperature sensitive gels 12, cyanoacrylate glue 13 and anesthetics such as levamisole 14,15. Commonly used anesthetics influence synaptic transmission 16,17 and are known to have detrimental effects on sub-cellular neuronal transport 4. In this study we demonstrate a membrane based poly-dimethyl-siloxane (PDMS) device that allows anesthetic free immobilization of intact genetic model organisms such as Caenorhabditis elegans (C. elegans), Drosophila larvae and zebrafish larvae. These model organisms are suitable for in vivo studies in microfluidic devices because of their small diameters and optically transparent or translucent bodies. Body diameters range from ~10 &mu;m to ~800 &mu;m for early larval stages of C. elegans and zebrafish larvae and require microfluidic devices of different sizes to achieve complete immobilization for high resolution time-lapse imaging. These organisms are immobilized using pressure applied by compressed nitrogen gas through a liquid column and imaged using an inverted microscope. Animals released from the trap return to normal locomotion within 10 min.
We demonstrate four applications of time-lapse imaging in C. elegans namely, imaging mitochondrial transport in neurons, pre-synaptic vesicle transport in a transport-defective mutant, glutamate receptor transport and Q neuroblast cell division. Data obtained from such movies show that microfluidic immobilization is a useful and accurate means of acquiring in vivo data of cellular and sub-cellular events when compared to anesthetized animals (Figure 1J and 3C-F 4).
Device dimensions were altered to allow time-lapse imaging of different stages of C. elegans, first instar Drosophila larvae and zebrafish larvae. Transport of vesicles marked with synaptotagmin tagged with GFP (syt.eGFP) in sensory neurons shows directed motion of synaptic vesicle markers expressed in cholinergic sensory neurons in intact first instar Drosophila larvae. A similar device has been used to carry out time-lapse imaging of heartbeat in ~30 hr post fertilization (hpf) zebrafish larvae. These data show that the simple devices we have developed can be applied to a variety of model systems to study several cell biological and developmental phenomena in vivo.

Simple Microfluidic Devices for in vivo Imaging of C. elegans, Drosophila and Zebrafish

A simple microfluidic device has been developed to perform anesthetic free in vivo imaging of C. elegans, intact Drosophila larvae and zebrafish larvae. The device utilizes a deformable PDMS membrane to immobilize these model organisms in order to perform time lapse imaging of numerous processes such as heart beat, cell division and sub-cellular neuronal transport. We demonstrate the use of this device and show examples of different types of data collected from different model systems.

Einfache mikrofluidischen Systemen für<em&gt; In vivo</em&gt; Imaging der<em&gt; C. elegans</em&gt;,<em&gt; Drosophila</em&gt; Und Zebrafisch

Micro fabricated fluidic devices provide an accessible micro-environment for in vivo studies on small organisms. Simple fabrication processes are ...

Quantitative Locomotion Study of Freely Swimming Micro-organisms Using Laser Diffraction

Soil and aquatic microscopic organisms live and behave in a complex three-dimensional environment. Most studies of microscopic organism behavior, in contrast, have been conducted using microscope-based approaches, which limit the movement and behavior to a narrow, nearly two-dimensional focal field.1 We present a novel analytical approach that provides real-time analysis of freely swimming C. elegans in a cuvette without dependence on microscope-based equipment. This approach consists of tracking the temporal periodicity of diffraction patterns generated by directing laser light through the cuvette. We measure oscillation frequencies for freely swimming nematodes.
Analysis of the far-field diffraction patterns reveals clues about the waveforms of the nematodes. Diffraction is the process of light bending around an object. In this case light is diffracted by the organisms. The light waves interfere and can form a diffraction pattern. A far-field, or Fraunhofer, diffraction pattern is formed if the screen-to-object distance is much larger than the diffracting object. In this case, the diffraction pattern can be calculated (modeled) using a Fourier transform.2
C. elegans are free-living soil-dwelling nematodes that navigate in three dimensions. They move both on a solid matrix like soil or agar in a sinusoidal locomotory pattern called crawling and in liquid in a different pattern called swimming.3 The roles played by sensory information provided by mechanosensory, chemosensory, and thermosensory cells that govern plastic changes in locomotory patterns and switches in patterns are only beginning to be elucidated.4 We describe an optical approach to measuring nematode locomotion in three dimensions that does not require a microscope and will enable us to begin to explore the complexities of nematode locomotion under different conditions.

Microscopic organisms like the free-swimming nematode C. elegans, live and behave in a complex three-dimensional environment. We report on a novel approach that provides analysis of C. elegans using diffraction patterns. This approach consists of tracking the temporal periodicity of diffraction patterns generated by directing laser light through a cuvette.

Quantitative Locomotion Study of Frei Schwimmen Mikroorganismen mittels Laserbeugung

Soil and aquatic microscopic organisms live and behave in a complex three-dimensional environment. Most studies of microscopic organism behavior, in ...

Measurement of Tension Release During Laser Induced Axon Lesion to Evaluate Axonal Adhesion to the Substrate at Piconewton and Millisecond Resolution

The formation of functional connections in a developing neuronal network is influenced by extrinsic cues. The neurite growth of developing neurons is subject to chemical and mechanical signals, and the mechanisms by which it senses and responds to mechanical signals are poorly understood. Elucidating the role of forces in cell maturation will enable the design of scaffolds that can promote cell adhesion and cytoskeletal coupling to the substrate, and therefore improve the capacity of different neuronal types to regenerate after injury.
Here, we describe a method to apply simultaneous force spectroscopy measurements during laser induced cell lesion. We measure tension release in the partially lesioned axon by simultaneous interferometric tracking of an optically trapped probe adhered to the membrane of the axon. Our experimental protocol detects the tension release with piconewton sensitivity, and the dynamic of the tension release at millisecond time resolution. Therefore, it offers a high-resolution method to study how the mechanical coupling between cells and substrates can be modulated by pharmacological treatment and/or by distinct mechanical properties of the substrate.

We measured the tension release in an axon that was partially lesioned with a laser dissector by simultaneous force spectroscopy measurement performed on an optically-trapped probe adhered to the membrane of the axon. The developed experimental protocol evaluates the axon adhesion to the culture substrate.

Messung der Spannungsstifte Während Laser Induced Axon Läsion Axonal Haftung auf dem Substrat und auswerten zu Pikonewton Millisekundenauflösung

The formation of functional connections in a developing neuronal network is influenced by extrinsic cues. The neurite growth of developing neurons is ...

Planar Gradient Diffusion System to Investigate Chemotaxis in a 3D Collagen Matrix

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to their surrounding area, leading to cell movement and migration. In order to understand the mechanisms that can alter and/or affect cell migration, one can study these forces. In theory, understanding the fundamental mechanisms and forces underlying cell migration holds the promise of effective approaches for treating diseases and promoting cellular transplantation. Unfortunately, modern chemotaxis chambers that have been developed are usually restricted to two dimensions (2D) and have complex diffusion gradients that make the experiment difficult to interpret. To this end, we have developed, and describe in this paper, a direct-viewing chamber for chemotaxis studies, which allows one to overcome modern chemotaxis chamber obstacles able to measure cell forces and specific concentration within the chamber in a 3D environment to study cell 3D migration. More compelling, this approach allows one to successfully model diffusion through 3D collagen matrices and calculate the coefficient of diffusion of a chemoattractant through multiple different concentrations of collagen, while keeping the system simple and user friendly for traction force microscopy (TFM) and digital volume correlation (DVC) analysis.

Cell migration is an important part of human development and life. In order to understand the mechanisms that can alter cell migration, we present a planar gradient diffusion system to investigate chemotaxis in a 3D collagen matrix, which allows one to overcome modern diffusion chamber limitations of existing assays.

Planar Gradient Diffusionssystem, um Chemotaxis in einem 3D-Kollagen-Matrix Untersuchen

The importance of cell migration can be seen through the development of human life. When cells migrate, they generate forces and transfer these forces to ...

Construction of Defined Human Engineered Cardiac Tissues to Study Mechanisms of Cardiac Cell Therapy

Human cardiac tissue engineering can fundamentally impact therapeutic discovery through the development of new species-specific screening systems that replicate the biofidelity of three-dimensional native human myocardium, while also enabling a controlled level of biological complexity, and allowing non-destructive longitudinal monitoring of tissue contractile function. Initially, human engineered cardiac tissues (hECT) were created using the entire cell population obtained from directed differentiation of human pluripotent stem cells, which typically yielded less than 50% cardiomyocytes. However, to create reliable predictive models of human myocardium, and to elucidate mechanisms of heterocellular interaction, it is essential to accurately control the biological composition in engineered tissues. 
To address this limitation, we utilize live cell sorting for the cardiac surface marker SIRP&#945; and the fibroblast marker CD90 to create tissues containing a 3:1 ratio of these cell types, respectively, that are then mixed together and added to a collagen-based matrix solution. Resulting hECTs are, thus, completely defined in both their cellular and extracellular matrix composition.
Here we describe the construction of defined hECTs as a model system to understand mechanisms of cell-cell interactions in cell therapies, using an example of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells (hMSC) that are currently being used in human clinical trials. The defined tissue composition is imperative to understand how the hMSCs may be interacting with the endogenous cardiac cell types to enhance tissue function. A bioreactor system is also described that simultaneously cultures six hECTs in parallel, permitting more efficient use of the cells after sorting.

This manuscript describes the creation of defined engineered cardiac tissues using surface marker expression and cell sorting. The defined tissues can then be used in a multi-tissue bioreactor to investigate mechanisms of cardiac cell therapy in order to provide a functional, yet controlled, model system of the human heart.

Bau von Defined Menschen Engineered Herzgewebe zur Untersuchung Mechanismen der Herzzelltherapie

Human cardiac tissue engineering can fundamentally impact therapeutic discovery through the development of new species-specific screening systems that ...

Production of Metal Nanoparticles by Pulsed Laser-ablation in Liquids: A Tool for Studying the Antibacterial Properties of Nanoparticles

The emergence of multidrug-resistant bacteria is a global clinical concern leading some to speculate about our return to a "pre-antibiotics" era of medicine. In addition to efforts to identify novel small-molecule antimicrobial drugs, there has been great interest in the use of metal nanoparticles as coatings for medical devices, wound dressings, and consumer packaging, due to their antimicrobial properties. The wide variety of methods available for nanoparticle synthesis results in a broad spectrum of chemical and physical properties which can affect antibacterial efficacy. This manuscript describes the pulsed laser-ablation in liquids (PLAL) method to create nanoparticles. This approach allows for the fine tuning of nanoparticle size, composition, and stability using post-irradiation methods as well as the addition of surfactants or volume excluders. By controlling particle size and composition, a large range of physical and chemical properties of metal nanoparticles can be explored which may contribute to their antimicrobial efficacy thereby opening new avenues for antibacterial development.

The antimicrobial properties of metals such as copper and silver have been recognized for centuries. This protocol describes pulsed laser-ablation in liquids, a method of synthesizing metal nanoparticles that provides the ability to fine tune the properties of these nanoparticles to optimize their antimicrobial effects.

Herstellung von Metallnanopartikeln durch gepulste Laserablation in Flüssigkeiten: Ein Werkzeug zum Studium der antibakteriellen Eigenschaften von Nanopartikeln

The emergence of multidrug-resistant bacteria is a global clinical concern leading some to speculate about our return to a "pre-antibiotics" era of ...

Three-dimensional Tissue Engineered Aligned Astrocyte Networks to Recapitulate Developmental Mechanisms and Facilitate Nervous System Regeneration

Neurotrauma and neurodegenerative disease often result in lasting neurological deficits due to the limited capacity of the central nervous system (CNS) to replace lost neurons and regenerate axonal pathways. However, during nervous system development, neuronal migration and axonal extension often occur along pathways formed by other cells, referred to as &#34;living scaffolds&#34;. Seeking to emulate these mechanisms and to design a strategy that circumvents the inhibitory environment of the CNS, this manuscript presents a protocol to fabricate tissue engineered astrocyte-based &#34;living scaffolds&#34;. To create these constructs, we employed a novel biomaterial encasement scheme to induce astrocytes to self-assemble into dense three-dimensional bundles of bipolar longitudinally-aligned somata and processes. First, hollow hydrogel micro-columns were assembled, and the inner lumen was coated with collagen extracellular-matrix. Dissociated cerebral cortical astrocytes were then delivered into the lumen of the cylindrical micro-column and, at a critical inner diameter of &#60;350 &#181;m, spontaneously self-aligned and contracted to produce long fiber-like cables consisting of dense bundles of astrocyte processes and collagen fibrils measuring &#60;150 &#181;m in diameter yet extending several cm in length. These engineered living scaffolds exhibited &#62;97% cell viability and were virtually exclusively comprised of astrocytes expressing a combination of the intermediate filament proteins glial-fibrillary acidic protein (GFAP), vimentin, and nestin. These aligned astrocyte networks were found to provide a permissive substrate for neuronal attachment and aligned neurite extension. Moreover, these constructs maintain integrity and alignment when extracted from the hydrogel encasement, making them suitable for CNS implantation. These preformed constructs structurally emulate key cytoarchitectural elements of naturally occurring glial-based &#34;living scaffolds&#34; in vivo. As such, these engineered living scaffolds may serve as test-beds to study neurodevelopmental mechanisms in vitro or facilitate neuroregeneration by directing neuronal migration and/or axonal pathfinding following CNS degeneration in vivo.

We showcase the development of self-assembled, three-dimensional bundles of longitudinally aligned astrocytic somata and processes within a novel biomaterial encasement. These engineered &#34;living scaffolds&#34;, exhibiting micron-scale diameter yet extending centimeters in length, may serve as test-beds to study neurodevelopmental mechanisms or facilitate neuroregeneration by directing neuronal migration and/or axonal pathfinding.

Dreidimensionale Gewebezüchtungen ausgerichtet Astrozyten Netzwerke Nervensystem Regeneration zu rekapitulieren Entwicklungsmechanismen

Neurotrauma and neurodegenerative disease often result in lasting neurological deficits due to the limited capacity of the central nervous system (CNS) to ...

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved useful as a convenient live imaging platform providing capabilities for precise control of experimental conditions in real time. In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing WormSpa, a previously-published custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes. To illustrate the capability, we performed proof-of-principle experiments in which worms were infected in the device with pathogenic bacteria, and the dynamics of expression of immune response genes and egg laying were monitored continuously in individual animals. The simple design and operation of this device make it suitable for users with no previous experience with microfluidic-based experiments. We propose that this approach will be useful for many researchers interested in longitudinal observations of biological processes under well-defined conditions.

A Microfluidic Platform for Longitudinal Imaging in Caenorhabditis elegans

In this article, we demonstrate live imaging of individual worms employing a custom microfluidic device. In the device, multiple worms are individually confined to separate chambers, allowing multiplexed longitudinal surveillance of various biological processes.

Mikrofluidische Plattform für längs-Imaging in Caenorhabditis elegans

In the last decade, microfluidic techniques have been applied to study small animals, including the nematode Caenorhabditis elegans, and have proved ...