Wir danken Life Sciences und der Fakultät der Künste und Wissenschaften an der Queens University für die Finanzierung dieser Arbeit. Ebenso danken wir der Chin-Sang Labor für die Bereitstellung der benötigten Reagenzien, Geräte und technische Unterstützung. Wir danken auch QGEM 2011 vor allem Tony Er für seinen Beitrag zu der Diskussion.

1. Vorbereiten / Waschen der Worms <ol><li> Synchronisieren Würmer jungen Erwachsenen 11. </li><li> Pipette 2 ml der S Basal auf eine 5 cm Chemotaxis Platte inszenierter Würmer, die nur den Rasen von OP50 E. gelöscht haben coli. Kippen Sie die Platte wie notwendig, um sicherzustellen, dass die Würmer aus der Plattenoberfläche in den Puffer gewaschen werden. </li><li> Je 1 ml der Wurm-S Basal Lösung in ein Reaktionsgefäß. </li><li> Zentrifuge für 10 sec mit einer PicoFuge bei 6.600 Umdrehungen pro Minute. </li><li> Saugen Sie die S Basal, so dass die Pellets von Würmern ungestört. </li><li> 1 ml S Basal Lösung des Mikrozentrifugenröhrchens, kehren ein paar Mal, um die Würmer zu waschen. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 1,4 bis 1,6 noch dreimal. </li><li> Zentrifuge für 10 sec ein fünftes Mal, diesmal Absaugen der Überstand auf ein Gesamtvolumen von ca. 100 ul. </li><li> Pipette 2 ul der Würmer auf eine NGM Platte, um sicherzustellen, gibt es zwischen 50 und 250 Würmer in jedem 2 ul Probe. Einstellendie Konzentration von Würmern in der S Basal durch Resuspendieren die Würmer in einem kleineren oder größeren Volumens von S Basal benötigt. </li><li> Verwenden Sie die Würmer in dem Test sofort nach dem Waschen die Würmer für bis zu 1 Stunde. </li></ol> 2. Vorbereitung der Test-Platten <ol><li> Kennzeichnung der Unterseite eines 5 cm Platte, teilen Sie die Schale in 4 gleich große Quadranten. Chemotaxis NGM-Agar oder verwendet werden. Ein Minimum von 3 Versuche pro genetische Belastung getestet erforderlich. </li><li> Markieren Sie einen Kreis mit einem Radius von 0,5 cm um den Ursprung (Abbildung 1). </li><li> Markieren Sie einen Punkt in jedem Quadranten entweder mit einem &quot;T&quot; für &quot;Test&quot; oder &quot;C&quot; für &quot;Control&quot;, um sicherzustellen, dass die Seiten gleich weit vom Ursprung und zueinander stehen. Die Punkte müssen mindestens 2 cm vom Ursprungs sein. Markieren Sie die oben links und unten rechts Quadranten als Test-Quadranten und dem oberen rechten und unteren linken Quadranten als Kontrollen (Abbildung 1). </li></ol> 3. Ausführen des Assay </p&gt; <ol><li> Mischen Sie die Testlösung durch die Kombination von gleichen Volumina der Testverbindung und 0,5 M Azid (ein Anästhetikum verwendet werden, um die Würmer bei Erreichen eines Quadranten verhaften). Mischen der Kontrolllösung durch Kombinieren des verwendeten Lösungsmittels, um die Testverbindung mit 0,5 M Azid verdünnen. </li><li> Pipette 2 ul der Wurm-Lösung (hergestellt in 1.8) aus dem Pellet auf die Herkunft (wo sich die beiden Linien schneiden). </li><li> Unmittelbar nach, Pipette 2 ul der Testlösung auf die beiden &quot;T&quot;-Websites. Ebenso pipettieren die gleiche Menge der Kontroll-Lösung auf die beiden &quot;C&quot;-Sites. </li><li> Sobald die Schnecke und Geruchsstoff Tropfen in den Agar absorbiert wurden, ersetzen Sie den Deckel und drehen Sie die Platten. </li><li> Nach 60 min, legen die Würmer in einem 4 ° C Inkubator. Nur nehmen Sie die Platte aus dem Inkubator, wenn sie gezählt werden können. Weggehen Würmer bei Raumtemperatur kann es ihnen ermöglichen, wieder zu mobilisieren. </li><li> Notieren Sie sich die Anzahl der Würmer in jedem Quadranten, die vollständig überquert die innere circle. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 3.2 bis 3.6 mit der Kontroll-Lösung sowohl in der Test-und Kontrollgruppe Quadranten. Dies wird als der Steuerscheibe dienen. Drei solcher Platten werden sollten, und laufen als entsprechende Steuerung dienen. </li></ol> 4. Die Interpretation der Ergebnisse / Bestimmung der Chemotaxis Index <ol><li> Berechnen Sie die Chemotaxis Index mit Gleichung 1. Dies ergibt eine chemotaktische Index zwischen -1.0 und +1.0. </li></ol> (1) Chemotaxis Index = (# Worms in beiden Versuchsreihen Quadranten - # Worms bei den Kontroll-Quadranten) / (Gesamtanzahl erzielter Worms) A +1.0 Punkte zeigt maximale Anziehungskraft in Richtung des Ziels und stellt 100% der Würmer Ankunft in den Quadranten mit der chemischen Ziel. Ein Index von -1.0 ist ein Beweis für maximale Abstoßung. Ähnliche Testverfahren wurden bereits 3 (Tabelle 1) eingesetzt. <ol start="2"><li> Melden Sie den Mittelwert Chemotaxis Index (CI) und Standardfehler des Mittelwertes (SEM). Mache eine Student-T-Test Vergleich der Daten aus den Versuchs-und Kontrollgruppen Platten. </li></ol>

<ol>
	<li>Bargmann, C. I., Hartwieg, E., Horvitz, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant-selective+genes+and+neurons+mediate+olfaction+in+C.+elegans.">Odorant-selective genes and neurons mediate olfaction in C. elegans.</a> Cell. 74, 515-527 (1993).</li><li>Bargmann, C. I., Horvitz, H. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemosensory+neurons+with+overlapping+functions+direct+chemotaxis+to+multiple+chemicals+in+C.+elegans.">Chemosensory neurons with overlapping functions direct chemotaxis to multiple chemicals in C. elegans.</a> Neuron. 7, 729-742 (1991).</li><li>Lee, J., Jee, C., McIntire, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ethanol+preference+in+C.+elegans.">Ethanol preference in C. elegans.</a> Genes Brain Behav. 8, 578-585 (2009).</li><li>Swierczek, N. A., Giles, A. C., Rankin, C. H., Kerr, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+behavioral+analysis+in+C.+elegans.">High-throughput behavioral analysis in C. elegans.</a> Nat. Methods. 8, 592-598 (2011).</li><li>Ward, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemotaxis+by+the+nematode+Caenorhabditis+elegans:+identification+of+attractants+and+analysis+of+the+response+by+use+of+mutants.">Chemotaxis by the nematode Caenorhabditis elegans: identification of attractants and analysis of the response by use of mutants.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 70, 817-821 (1973).</li><li>Colbert, H. A., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odorant-specific+adaptation+pathways+generate+olfactory+plasticity+in+C.+elegans.">Odorant-specific adaptation pathways generate olfactory plasticity in C. elegans.</a> Neuron. 14, 803-812 (1995).</li><li>Kauffman, A., Parsons, L., Stein, G., Wills, A., Kaletsky, R., Murphy, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=C.+elegans+Positive+Butanone+Learning,+Short-term,+and+Long-term+Associative+Memory+Assays.">C. elegans Positive Butanone Learning, Short-term, and Long-term Associative Memory Assays.</a> J. Vis. Exp. (49), e2490 (2011).</li><li>Troemel, E. R., Kimmel, B. E., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reprogramming+chemotaxis+responses:+sensory+neurons+define+olfactory+preferences+in+C.+elegans.">Reprogramming chemotaxis responses: sensory neurons define olfactory preferences in C. elegans.</a> Cell. 91, 161-169 (1997).</li><li>Pierce-Shimomura, J. T., Morse, T. M., Lockery, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+fundamental+role+of+pirouettes+in+Caenorhabditis+elegans+chemotaxis.">The fundamental role of pirouettes in Caenorhabditis elegans chemotaxis.</a> J Neurosci. 19, 9557-9569 (1999).</li><li>Frokjaer-Jensen, C., Ailion, M., Lockery, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ammonium-acetate+is+sensed+by+gustatory+and+olfactory+neurons+in+Caenorhabditis+elegans.">Ammonium-acetate is sensed by gustatory and olfactory neurons in Caenorhabditis elegans.</a> PLoS One. 3, e2467 (2008).</li><li>Porta-de-la-Riva, M., Fontrodona, L., Villanueva, A., Cer&#243;n, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Basic+Caenorhabditis+elegans+Methods:+Synchronization+and+Observation.">Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation.</a> J. Vis. Exp. (64), e4019 (2012).</li><li>Sengupta, P., Bargmann, C. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell+fate+specification+and+differentiation+in+the+nervous+system+of+Caenorhabditis+elegans.">Cell fate specification and differentiation in the nervous system of Caenorhabditis elegans.</a> Dev. Genet. 18, 73-80 (1996).</li><li>Hart, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behavior.">Behavior.</a> WormBook. , (1895).</li></ol>

Wir haben nichts zu offenbaren.

Chemotaxis, obwohl durch eine komplexe Reihe von neuronalen und zellulären Mechanismen gesteuert werden, können leicht und objektiv quantifiziert mit Chemotaxisassays sein. Um die besten Ergebnisse aus den Tests zu erhalten, müssen bestimmte kritische Schritte unternommen werden. Erstens, die Inszenierung der Würmer ist wichtig, was in Einklang experimentellen Ergebnisse. Worms in verschiedenen Lebensphasen unterschiedlich verhalten 13; so gemischten Bühne Würmer können Skew experimentellen Ergebnisse....

Ward entwickelte die erste Chemotaxisassay 1973 5, und seitdem hat weitreichende Anwendungen. Neurobiologie ist ein Feld, das von der Verwendung einer Vielzahl von Chemotaxisassays profitiert hat. Olfaktorischen Adaption, eine einfache Form von Lernen und Gedächtnis, hat in C nachgewiesen elegans mit Chemotaxisassays 6. Sie sind auch verwendet worden, um zu zeigen, dass C. elegans entwickeln können Ethanol-Toleranz ein Ergebnis, das zeigt nicht nur das Verhalten Plastizität der Würmer, aber das zeigt auch, dass die Würmer kann sehr nützlich sein bei der Untersuchung der Abhängigkeit von Alkohol in Menschen 3. Assays wurden auch entwickelt, um die Fähigkeit zu demonstrieren C. elegans zu speichern kurz-und langfristigen Speicher durch die zeigen, dass Verbände von den Würmern zwischen Lockstoffe und Nahrungsmittel (OP50) 7 gemacht werden. Darüber hinaus die umfangreichen derzeit verfügbaren Informationen über die C gegeben elegans Genoms, die chemotaxis Verhalten von C. elegans wurde mehrfach durch Mutationen induzieren 1,8 verändert. Dies ermöglicht viele spannende Möglichkeiten Engineering, wie die Entwicklung von C. elegans als bioremediation Tool. So, da die anfängliche Entwicklung des Chemotaxis-Assay im Jahr 1973 hat es sich häufig verändert und verwendet, um Geheimnisse in einer Vielzahl von Disziplinen aufzuklären. Bestimmte Tests zum Ziel, die spezifische Route von den Würmern zu einem Ziel gemacht zu entdecken. Die prototypische Assay dieser Art wurde von Ward 5 entwickelt. Drei Würmer wurden am geschmolzene Agar für 15 min platziert. Ihre Bewegungen wurden durch den Aufdruck sie bleiben, wie sie von der Peripherie der Platte bis zu einer Steigung ein Lockmittel in der Mitte der Platte reiste zurückverfolgt. Alle Würmer auf der Platte wurden verhaftet mit Chloroform am Ende jeder Studie. Ein Nachkomme dieser Methode platziert einen einzigen Wurm in der Mitte der Platte mit dem Lockstoff und der Kontrolle einert gleich und entgegengesetzt Abstände vom Ursprung 2. Pierce-Shimomura et al. entwickelte einen Test, um die genaue Art der Bewegung in Chemotaxis 9 beteiligt beobachten. Einzelne Würmer wurden in 9 cm Petrischalen entweder mit einer einheitlichen Konzentration der Lockstoff oder einer radialen geformten Verlauf angeordnet ist, die ihren Höhepunkt in der Quelle der Lockstoff. Ein Computer-Software-Programm, das die Schnecke erkannt wurde verwendet, um das beobachtete Verhalten aufzuzeichnen. Ein Video-Kamera, die an einem Mikroskop gearbeitet in Verbindung mit der Stufe, um die Petrischale automatisch als der Test lief, um sicherzustellen, die Schnecke blieb im Blickfeld. Daraus wurde mehr detaillierte Informationen über die Ursache entdeckt Pirouetten von C. angezeigt elegans. Andere Tests, ähnlich wie die hier beschriebenen, testeten die Reaktion von einer großen Population von Würmern zu testen Verbindungen. Zwei-Quadranten-Chemotaxis-Assays wurdenverwendet werden, um die Rollen zu erforschen, die verschiedenen Neuronen, Rezeptoren und Signaltransduktionsmoleküle wenn C gespielt elegans wurde verschiedenen Verbindungen 1 ausgesetzt. 20-50 gewaschenen Würmer in der Nähe der Mitte der Platte mit einem Lockstoff und eine Steuereinheit an polaren Enden zusammen mit dem Anästhetikum, Natriumazid (NaN 3) angeordnet ist. Nach 60 min wurde eine chemotaktischen Index mit Werten von -1,0 bis +1,0 der Grundlage der Differenz zwischen dem, wie viele Würmer wurden dem Lockstoff oder der Steuerung befestigt erzeugt. Eine ähnliche chemotaktischen Index wurde in dem Assay in diesem Artikel berichtet verwendet, obwohl die zuvor Assay nicht streng bewerten unbewegliche Würmer. Dieser Assay wurde dann weiter auf das Testen der Wirkungen von neuronalen Ablation auf die Chemotaxis aufgebracht. Eine weitere Variante des vorstehend genannten Assay wurde durchgeführt, wobei 100-200 Würmer in der Mitte einer Platte mit vier Quadranten 3 angeordnet wurden. Benachbarten Quadranten enthalten entweder den Test oderKontrollsubstanz. Wie in früheren Untersuchungen wurden die Würmer durch Einwirkung von Natriumazid bevor erzielt immobilisiert. Ein ähnliches Verfahren wird hier als eine Möglichkeit der Auswertung der Reaktion von C beschrieben elegans, um verschiedene Verbindungen. Jedoch hat das Verfahren unter den zusätzlichen Vorteil, nur die Bewertung Würmer, die einen Schwellenwert trennende Abstand von unbeweglichen Würmer mobilen bestanden haben. Andere Tests haben ähnliche Richtlinien zu ignorieren immobile Würmer eingearbeitet. Frøkjær-Jensen et al. entwickelten ein vielseitiges Assay, der zum Testen sowohl flüchtige als auch wasserlösliche Verbindungen 10 werden kann. Eine Petrischale wurde in vier Quadranten unterteilt. Die oberen und unteren Quadranten nicht enthalten Lösungsmittel. Die linken Quadranten enthalten Wasser und die rechte enthielt das Lockmittel. Beim Testen flüchtige Riechstoffe wurde der Analyt auf dem Deckel der Schale angeordnet ist, über den entsprechenden Quadranten, während wasserlösliche Verbindungen wurden direkt am aga platziertr. Die Verfahren, die derzeit existieren für die Bewertung der chemotaktischen Reaktion von C. elegans werden ständig verfeinert, um ihre Benutzerfreundlichkeit, Effizienz und Genauigkeit zu optimieren. Also, während der Test hier beschrieben hat die Fähigkeit zur Beurteilung der größten Anzahl von Würmern (maximaler Durchsatz:. 250 Würmer / Stunde pro Platte, etwas größer als der Durchsatz von Lee et al 3 gezeigt), die wahre Stärke dieser Methode ist die prägnanten Höhepunkt von vielen der Attribute der früheren Assays (Tabelle 1).

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>S Basal (- cholesterol) [5.8 g NaCl; 1 M K phosphate buffer, pH 6.0; dH2O to 1 liter.] Autoclave</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PicoFuge</td>
 <td>Stratagene</td>
 <td>400552</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Microscopes</td>
 <td>Leica</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dissecting</td>
 <td>Leica</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>P1000 Pipette</td>
 <td>Gilson</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>P10 Pipette</td>
 <td>Gilson</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>0.5 M Sodium Azide</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Chemotaxis Agar [1.6% BBL-agar (Benton-Dickinson) or 2% Difco-agar. Autoclave. Add 5 mM potassium phosphate, pH 6.0; 1 mM CaCl2, 1 mM MgSO4]</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ethanol/Distilled Water</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Test Compounds (eg. 0.5% diacetyl)</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Agar</td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>166-0600</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>NH4Cl</td>
 <td>Amresco</td>
 <td>CA97062-046</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MOPS</td>
 <td>VWR</td>
 <td>CA12001-120</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>NH4OH</td>
 <td>BDH</td>
 <td>CABDH8641-2</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>0.25% Tween 20</td>
 <td>Bio-Rad</td>
 <td>170-6531</td>
 <td>&nbsp;</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

c. elegans chemotaxis assay

Viele Organismen verwenden Chemotaxis zu suchen, Nahrungsquellen, vermeiden Schadstoffe und finden mates. Caenorhabditis elegans hat eine beeindruckende Chemotaxis Verhalten. Die Prämisse Prüfung des Ansprechens die Würmer zu einem Duftstoff ist, sie in einem Bereich zu platzieren und beobachten die Bewegung in Reaktion auf einen Geruchsstoff hervorgerufen. Auch mit den vielen verfügbaren Assays optimieren Wurm Ausgangsposition relativ zu sowohl der Steuer-und Testflächen, bei gleichzeitiger Minimierung der Interaktion von Würmern mit einander, während eine signifikante Stichprobengröße bleibt ein work in progress 1-10. Die hier beschriebene Methode zielt darauf ab, diese Probleme durch Änderung der Assay durch Bargmann et al. 1 entwickelt anzugehen. Eine Petrischale in vier Quadranten unterteilt ist, sind zwei gegenüberliegende Quadranten mit der Aufschrift &quot;Test&quot; und zwei &quot;Control&quot; bezeichnet. Betäubungsmittel wird in allen Test-und Kontrollgruppe Websites platziert. Die Würmer sind in der Mitte der Platte mit einem circl platzierte um den Ursprung markiert, um sicherzustellen, dass unbewegliche Würmer werden ignoriert. Mit Hilfe eines Vier-Quadranten-System anstatt einer 2 oder zwei 1 eliminiert Verzerrungen bei der Bewegung der Würmer, da sie gleich weit von Test-und Kontrollproben sind, unabhängig davon, auf welcher Seite des Ursprungs sie begann. Dies umgeht das Problem der Würmer ist gezwungen, durch ein Cluster von anderen Würmern zu reisen, um zu einem Geruchsstoff, die Würmer verzögern können oder sie zu zwingen, einen Umweg zu nehmen, was zu einer falschen Interpretation ihrer vorgesehenen Weg zu reagieren. Diese Methode zeigt auch praktische Vorteile durch einen größeren Stichprobenumfang und so der Forscher, um die Assay unbeaufsichtigt laufen und schießen die Würmer, wenn die Redezeit ist abgelaufen.

Vergleich Wildtyp (N2) C. elegans zur odr-10 (KY10)-Mutante. Wir verwendeten Diacetyl, eine bekannte C. elegans Lockstoff, um Wildtyp-Würmern der einer Mutante, die den Rezeptor für Diacetyl 1,12 fehlt vergleichen. Für Wildtyp (N2) Würmer die chemotaktische Index war 0,100 ± 0,066 zu Ethanol und 0,839 ± 0,031 bis 0,5% Diacetyl. Wie erwartet, löst Diacetyl einen signifikanten chemoattractive Antwort von Wildtyp-Würmer (P &lt;0,003). Dagegen ...

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C. elegans Chemotaxis Assay

Verfahren zur quantitativen Bewertung der chemotaktischen Reaktion von<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Beschrieben. A chemotaktischen Index (CI) wurde als eine Möglichkeit, genau zu ermitteln Reaktion von Würmern zu bestimmten Zielen und als Plattform des Vergleichs zwischen Stämmen und Verbindungen von Interesse verwendet.

C. elegans Chemotaxis-Assay

Many organisms use chemotaxis to seek out food sources, avoid noxious substances, and find mates.  Caenorhabditis elegans has impressive chemotaxis ...

Research

JoVE Journal

Biology

C. elegans Chemotaxis Assay

45.0K Aufrufe.  Queen's University. Verfahren zur quantitativen Bewertung der chemotaktischen Reaktion von Caenorhabditis elegans Beschrieben. A chemotaktischen Index (CI) wurde als eine Möglichkeit, genau zu ermitteln Reaktion von Würmern zu bestimmten Zielen und als Plattform des Vergleichs zwischen Stämmen und Verbindungen von Interesse verwendet.

Serie: C. elegans Chemotaxis Assay

Generation of Stable Transgenic C. elegans Using Microinjection

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1. The plasmid DNA rearranges to form extrachromosomal concatamers that are stably inherited, though not with the same efficiency as actual chromosomes 2. A gene of interest is co-injected with an obvious phenotypic marker, such as rol-6 or GFP, to allow selection of transgenic animals under a dissecting microscope. The exogenous gene may be expressed from its native promoter for cellular localization studies. Alternatively, the transgene can be driven by a different tissue-specific promoter to assess the role of the gene product in that particular cell or tissue. This technique efficiently drives gene expression in all tissues of C. elegans except for the germline or early embryo 3. Creation of transgenic animals is widely utilized for a range of experimental paradigms. This video demonstrates the microinjection procedure to generate transgenic worms. Furthermore, selection and maintenance of stable transgenic C. elegans lines is described.

This video demonstrates the technique of microinjection into the gonad of C. elegans to create transgenic animals.

Generierung von stabilen transgenen C. elegans mit Mikroinjektion

Transgenic Caenorhabditis elegans can be readily created via microinjection of a DNA plasmid solution into the gonad 1.  The plasmid DNA rearranges to ...

Forschung

Biologie

Application of a C. elegans Dopamine Neuron Degeneration Assay for the Validation of Potential Parkinson's Disease Genes

Improvements to the diagnosis and treatment of Parkinson's disease (PD) are dependent upon knowledge about susceptibility factors that render populations at risk. In the process of attempting to identify novel genetic factors associated with PD, scientists have generated many lists of candidate genes, polymorphisms, and proteins that represent important advances, but these leads remain mechanistically undefined. Our work is aimed toward significantly narrowing such lists by exploiting the advantages of a simple animal model system. While humans have billions of neurons, the microscopic roundworm Caenorhabditis elegans has precisely 302, of which only eight produce dopamine (DA) in hemaphrodites. Expression of a human gene encoding the PD-associated protein, alpha-synuclein, in C. elegans DA neurons results in dosage and age-dependent neurodegeneration.
Worms expressing human alpha-synuclein in DA neurons are isogenic and express both GFP and human alpha-synuclein under the DA transporter promoter (Pdat-1). The presence of GFP serves as a readily visualized marker for following DA neurodegeneration in these animals. We initially demonstrated that alpha-synuclein-induced DA neurodegeneration could be rescued in these animals by torsinA, a protein with molecular chaperone activity 1. Further, candidate PD-related genes identified in our lab via large-scale RNAi screening efforts using an alpha-synuclein misfolding assay were then over-expressed in C. elegans DA neurons. We determined that five of seven genes tested represented significant candidate modulators of PD as they rescued alpha-synuclein-induced DA neurodegeneration 2. Additionally, the Lindquist Lab (this issue of JoVE) has performed yeast screens whereby alpha-synuclein-dependent toxicity is used as a readout for genes that can enhance or suppress cytotoxicity. We subsequently examined the yeast candidate genes in our C. elegans alpha-synuclein-induced neurodegeneration assay and successfully validated many of these targets 3, 4.
Our methodology involves generation of a C. elegans DA neuron-specific expression vector using recombinational cloning of candidate gene cDNAs under control of the Pdat-1 promoter. These plasmids are then microinjected in wild-type (N2) worms, along with a selectable marker for successful transformation. Multiple stable transgenic lines producing the candidate protein in DA neurons are obtained and then independently crossed into the alpha-synuclein degenerative strain and assessed for neurodegeneration, at both the animal and individual neuron level, over the course of aging.

Application of a C. elegans Dopamine Neuron Degeneration Assay for the Validation of Potential Parkinson&#039;s Disease Genes

This video demonstrates how to use C. elegans to assess dopaminergic neuron neurodegeneration as a model for Parkinson's disease. Furthermore, genetic screens are used to identify factors that either enhance degeneration or are neuroprotective.

Die Anwendung eines C. elegans Dopamin Neuron Degeneration Assay für die Validierung von potenziellen Parkinson Genes

Improvements to the diagnosis and treatment of Parkinson's disease (PD) are dependent upon knowledge about susceptibility factors that render populations ...

Paradigms for Pharmacological Characterization of C. elegans Synaptic Transmission Mutants

The nematode, Caenorhabditis elegans, has become an expedient model for studying neurotransmission. C. elegans is unique among animal models, as the anatomy and connectivity of its nervous system has been determined from electron micrographs and refined by pharmacological assays. In this video, we describe how two complementary neural stimulants, an acetylcholinesterase inhibitor, called aldicarb, and a gamma-aminobutyric acid (GABA) receptor antagonist, called pentylenetetrazole (PTZ), may be employed to specifically characterize signaling at C. elegans neuromuscular junctions (NMJs) and facilitate our understanding of antagonistic neural circuits.
Of 302 C. elegans neurons, nineteen GABAergic D-type motor neurons innervate body wall muscles (BWMs), while four GABAergic neurons, called RMEs, innervate head muscles. Conversely, thirty-nine motor neurons express the excitatory neurotransmitter, acetylcholine (ACh), and antagonize GABA transmission at BWMs to coordinate locomotion. The antagonistic nature of GABAergic and cholinergic motor neurons at body wall NMJs was initially determined by laser ablation and later buttressed by aldicarb exposure. Acute aldicarb exposure results in a time-course or dose-responsive paralysis in wild-type worms. Yet, loss of excitatory ACh transmission confers resistance to aldicarb, as less ACh accumulates at worm NMJs, leading to less stimulation of BWMs. Resistance to aldicarb may be observed with ACh-specific or general synaptic function mutants. Consistent with antagonistic GABA and ACh transmission, loss of GABA transmission, or a failure to negatively regulate ACh release, confers hypersensitivity to aldicarb. Although aldicarb exposure has led to the isolation of numerous worm homologs of neurotransmission genes, aldicarb exposure alone cannot efficiently determine prevailing roles for genes and pathways in specific C. elegans motor neurons. For this purpose, we have introduced a complementary experimental approach, which uses PTZ.
Neurotransmission mutants display clear phenotypes, distinct from aldicarb-induced paralysis, in response to PTZ. Wild-type worms, as well as mutants with specific inabilities to release or receive ACh, do not show apparent sensitivity to PTZ. However, GABA mutants, as well as general synaptic function mutants, display anterior convulsions in a time-course or dose-responsive manner. Mutants that cannot negatively regulate general neurotransmitter release and, thus, secrete excessive amounts of ACh onto BWMs, become paralyzed on PTZ. The PTZ-induced phenotypes of discrete mutant classes indicate that a complementary approach with aldicarb and PTZ exposure paradigms in C. elegans may accelerate our understanding of neurotransmission. Moreover, videos demonstrating how we perform pharmacological assays should establish consistent methods for C. elegans research.

This video demonstrates how to employ two neural stimulants, aldicarb and pentylenetetrazole (PTZ), in complementary ways to study synaptic function in the nematode, C. elegans. This complementary approach may also be used to shed light on evolutionarily conserved mechanisms for modulating neuronal synchrony and has implications for epilepsy and seizures.

Paradigmen für pharmakologische Charakterisierung von C. elegans Synaptic Transmission Mutanten

The nematode, Caenorhabditis elegans, has become an expedient model for studying neurotransmission. C. elegans is unique among animal models, as the ...

Dissecting and Recording from The C. Elegans Neuromuscular Junction

Neurotransmission is the process by which neurons transfer information via chemical signals to their post-synaptic targets, on a rapid time scale. This complex process requires the coordinated activity of many pre- and post-synaptic proteins to ensure appropriate synaptic connectivity, conduction of electrical signals, targeting and priming of secretory vesicles, calcium sensing, vesicle fusion, localization and function of postsynaptic receptors and finally, recycling mechanisms. As neuroscientists it is our goal to elucidate which proteins function in each of these steps and understand their mechanisms of action. Electrophysiological recordings from synapses provide a quantifiable read out of the underlying electrical events that occur during synaptic transmission. By combining this technique with the powerful array of molecular and genetic tools available to manipulate synaptic proteins in C. elegans, we can analyze the resulting functional changes in synaptic transmission. 
The C. elegans NMJs formed between motor neurons and body wall muscles control locomotion, therefore, mutants with uncoordinated locomotory phenotypes (known as unc s) often perturb synaptic transmission at these synapses 1. Since unc mutants are maintained on a rich supply of a bacterial food source, they remain viable as long as they retain some pharyngeal pumping ability to ingest food. This, together with the fact that C. elegans exist as hermaphrodites, allows them to pass on mutant progeny without the need for elaborate mating behaviors. These attributes, coupled with our recent ability to record from the worms NMJs 2,3,7 make this an excellent model organism in which to address precisely how unc mutants impact neurotransmission. 
The dissection method involves immobilizing adult worms using a cyanoacrylic glue in order to make an incision in the worm cuticle exposing the NMJs. Since C. elegans adults are only 1 mm in length the dissection is performed with the use of a dissecting microscope and requires excellent hand-eye coordination. NMJ recordings are made by whole-cell voltage clamping individual body wall muscle cells and neurotransmitter release can be evoked using a variety of stimulation protocols including electrical stimulation, light-activated channel-rhodopsin-mediated depolarization 4 and hyperosmotic saline, all of which will be briefly described.

Application of electrophysiology to accessible synapses provides a quantifiable measure of synaptic activity, useful in analyzing synaptic mutants. This article describes a dissection method used to expose the neuromuscular junctions (NMJ) of Caenorhabditis elegans (C. elegans) and briefly discusses some of the uses to which this preparation can be applied.

Dissecting und Aufnahme von C. elegans neuromuskulären Synapse

Neurotransmission is the process by which neurons transfer information via chemical signals to their post-synaptic targets, on a rapid time scale.   This ...

Generation of Transgenic C. elegans by Biolistic Transformation

The number of laboratories using the free living nematode C. elegans is rapidly growing. The popularity of this biological model is attributed to a rapid generation time and short life span, easy and inexpensive maintenance, fully sequenced genome, and array of RNAi resources and mutant animals. Additionally, analysis of the C. elegans genome revealed a great similarity between worms and higher vertebrates, which suggests that research in worms could be an important adjunct to studies performed in whole mice or cultured cells. A powerful and important part of worm research is the ability to use transgenic animals to study gene localization and function. Transgenic animals can be created either via microinjection of the worm germline or through the use of biolistic bombardment. Bombardment is a newer technique and is less familiar to a number of labs. Here we describe a simple protocol to generate transgenic worms by biolistic bombardment with gold particles using the Bio-Rad PDS-1000 system. Compared with DNA microinjection into hermaphrodite germline, this protocol has the advantage of not requiring special skills from the operator with regards to identifying worm anatomy or performing microinjection. Further multiple transgenic lines are usually obtained from a single bombardment. Also in contrast to microinjection, biolistic bombardment produces transgenic animals with both extrachromosomal arrays and integrated transgenes. The ability to obtain integrated transgenic lines can avoid the use of mutagenic protocols to integrate foreign DNA. In conclusion, biolistic bombardment can be an attractive method for the generation of transgenic animals, especially for investigators not interested in investing the time and effort needed to become skilled at microinjection.

Generation of Transgenic C. elegans by Biolistic Transformation

Transgenic worms are commonly used in C. elegans research. Described is a simple, yet effective, protocol to introduce transgenes into worms using biolistic bombardment with DNA-coated gold particles. The effort involved and results of bombardment compare favorably with microinjection for the generation of transgenic animals.

Erzeugung von transgenen C. elegans Nach Biolistic Transformation

The number of laboratories using the free living nematode C. elegans is rapidly growing. The popularity of this biological model is attributed to a rapid ...

RNAi Screening to Identify Postembryonic Phenotypes in C. elegans

C. elegans has proven to be a valuable model system for the discovery and functional characterization of many genes and gene pathways1. More sophisticated tools and resources for studies in this system are facilitating continued discovery of genes with more subtle phenotypes or roles. 
Here we present a generalized protocol we adapted for identifying C. elegans genes with postembryonic phenotypes of interest using RNAi2. This procedure is easily modified to assay the phenotype of choice, whether by light or fluorescence optics on a dissecting or compound microscope. This screening protocol capitalizes on the physical assets of the organism and molecular tools the C. elegans research community has produced. As an example, we demonstrate the use of an integrated transgene that expresses a fluorescent product in an RNAi screen to identify genes required for the normal localization of this product in late stage larvae and adults. First, we used a commercially available genomic RNAi library with full-length cDNA inserts. This library facilitates the rapid identification of multiple candidates by RNAi reduction of the candidate gene product. Second, we generated an integrated transgene that expresses our fluorecently tagged protein of interest in an RNAi-sensitive background. Third, by exposing hatched animals to RNAi, this screen permits identification of gene products that have a vital embryonic role that would otherwise mask a post-embryonic role in regulating the protein of interest. Lastly, this screen uses a compound microscope equipped for single cell resolution.

RNAi Screening to Identify Postembryonic Phenotypes in C. elegans

We describe a sensitized method to identify postembryonic regulators of protein expression and localization in C. elegans using an RNAi-based genomic screen and an integrated transgene that expresses a functional, fluorescently tagged protein.

RNAi-Screening auf postembryonalen Phänotypen in Identifizieren C elegans</em

C. elegans has proven to be a valuable model system for the discovery and functional characterization of many genes and gene pathways1. More sophisticated ...

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has since been used extensively as a model organism 1. C. elegans possesses key attributes such as simplicity, transparency and short life cycle that have made it a suitable experimental system for fundamental biological studies for many years 2. Discoveries in this nematode have broad implications because many cellular and molecular processes that control animal development are evolutionary conserved 3.
C. elegans life cycle goes through an embryonic stage and four larval stages before animals reach adulthood. Development can take 2 to 4 days depending on the temperature. In each of the stages several characteristic traits can be observed. The knowledge of its complete cell lineage 4,5 together with the deep annotation of its genome turn this nematode into a great model in fields as diverse as the neurobiology 6, aging 7,8, stem cell biology 9 and germ line biology 10. 
An additional feature that makes C. elegans an attractive model to work with is the possibility of obtaining populations of worms synchronized at a specific stage through a relatively easy protocol. The ease of maintaining and propagating this nematode added to the possibility of synchronization provide a powerful tool to obtain large amounts of worms, which can be used for a wide variety of small or high-throughput experiments such as RNAi screens, microarrays, massive sequencing, immunoblot or in situ hybridization, among others. 
Because of its transparency, C. elegans structures can be distinguished under the microscope using Differential Interference Contrast microscopy, also known as Nomarski microscopy. The use of a fluorescent DNA binder, DAPI (4',6-diamidino-2-phenylindole), for instance, can lead to the specific identification and localization of individual cells, as well as subcellular structures/defects associated to them.

Basic Caenorhabditis elegans Methods: Synchronization and Observation

The easiness of maintaining and propagating the nematode C. elegans make it a nice model organism to work with. The possibility of synchronizing worms allows the work with a significant amount of subjects at the same developmental stage, what facilitates the study of one particular process in many animals.

Grundlegende<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Methoden: Synchronisation und Observation

Research into the molecular and developmental biology of the nematode Caenorhabditis elegans was begun in the early seventies by Sydney Brenner and it has ...

A Method for Culturing Embryonic C. elegans Cells

C. elegans is a powerful model system, in which genetic and molecular techniques are easily applicable. Until recently though, techniques that require direct access to cells and isolation of specific cell types, could not be applied in C. elegans. This limitation was due to the fact that tissues are confined within a pressurized cuticle which is not easily digested by treatment with enzymes and/or detergents. Based on early pioneer work by Laird Bloom, Christensen and colleagues 1 developed a robust method for culturing C. elegans embryonic cells in large scale. Eggs are isolated from gravid adults by treatment with bleach/NaOH and subsequently treated with chitinase to remove the eggshells. Embryonic cells are then dissociated by manual pipetting and plated onto substrate-covered glass in serum-enriched media. Within 24 hr of isolation cells begin to differentiate by changing morphology and by expressing cell specific markers. C. elegans cells cultured using this method survive for up 2 weeks in vitro and have been used for electrophysiological, immunochemical, and imaging analyses as well as they have been sorted and used for microarray profiling.

A Method for Culturing Embryonic C. elegans Cells

We describe here a revised protocol for large-scale culture of embryonic C. elegans cells. Embryonic C. elegans cells cultured in vitro using this method, appear to differentiate and recapitulate the expression of genes in a cell specific manner. Techniques that require direct access to the cells or isolation of specific cell types from the other tissues can be applied on C. elegans cultured cells.

Ein Verfahren zur Kultivierung von embryonalen<em&gt; C. elegans</em&gt; Zellen

C. elegans is a powerful model system, in which genetic and molecular techniques are easily applicable. Until recently though, techniques that require ...

Antibody Staining in C. Elegans Using &quot;Freeze-Cracking&quot;

To stain C. elegans with antibodies, the relatively impermeable cuticle must be bypassed by chemical or mechanical methods. "Freeze-cracking" is one method used to physically pull the cuticle from nematodes by compressing nematodes between two adherent slides, freezing them, and pulling the slides apart. Freeze-cracking provides a simple and rapid way to gain access to the tissues without chemical treatment and can be used with a variety of fixatives. However, it leads to the loss of many of the specimens and the required compression mechanically distorts the sample. Practice is required to maximize recovery of samples with good morphology. Freeze-cracking can be optimized for specific fixation conditions, recovery of samples, or low non-specific staining, but not for all parameters at once. For antibodies that require very hard fixation conditions and tolerate the chemical treatments needed to chemically permeabilize the cuticle, treatment of intact nematodes in solution may be preferred. If the antibody requires a lighter fix or if the optimum fixation conditions are unknown, freeze-cracking provides a very useful way to rapidly assay the antibody and can yield specific subcellular and cellular localization information for the antigen of interest.

Antibody Staining in C. Elegans Using &quot;Freeze-Cracking&quot;

"Freeze-cracking," a method for exposing the inner tissues of the nematode C. elegans to antibodies for protein localization, is demonstrated.

Antikörperfärbung in<em&gt; C. Elegans</em&gt; Mit der &quot;Freeze--Cracking&quot;

To stain C.  elegans with antibodies, the relatively impermeable cuticle must be  bypassed by chemical or mechanical methods.  "Freeze-cracking" is one ...

Measuring the Effects of Bacteria on C. Elegans Behavior Using an Egg Retention Assay

C. elegans egg-laying behavior is affected by environmental cues such as osmolarity1 and vibration2. In the total absence of food C. elegans also cease egg-laying and retain fertilized eggs in their uterus3. However, the effect of different sources of food, especially pathogenic bacteria and particularly Enterococcus faecalis, on egg-laying
	behavior is not well characterized. The egg-in-worm (EIW) assay is a useful tool to quantify the effects of different types of bacteria, in this case E. faecalis, on egg- laying behavior.
	
	EIW assays involve counting the number of eggs retained in the uterus of C. elegans4. The EIW assay involves bleaching staged, gravid adult C. elegans to remove the cuticle and separate the retained eggs from the animal. Prior to bleaching, worms are exposed to bacteria (or any type of environmental cue) for a fixed period of time. After bleaching, one is very easily able to count the number of eggs retained inside the uterus of the worms. In this assay, a quantifiable increase in egg retention after E. faecalis exposure can be easily measured. The EIW assay is a behavioral assay that may be used to screen for potentially pathogenic bacteria or the presence of environmental toxins. In addition, the EIW assay may be a tool to screen for drugs that affect neurotransmitter signaling since egg-laying behavior is modulated by neurotransmitters such as serotonin and acetylcholine5-9.

Measuring the Effects of Bacteria on C. Elegans Behavior Using an Egg Retention Assay

An egg-in-worm (EIW) assay is a useful method to quantify egg-laying behavior. Alterations in egg laying can be a behavioral response of the model organism Caenorhabditis elegans to potentially harmful environmental substances such as those produced by pathogenic bacteria.

Messung der Auswirkungen von Bakterien auf<em&gt; C. Elegans</em&gt; Verhalten Mit einem Ei Retention Assay

C. elegans egg-laying behavior is  affected by environmental cues such as osmolarity1 and  vibration2. In the total absence of food C. elegans also cease ...