Dr. de Caestecker Labor wird durch NIH 1RO1 HL093057-01 und 1RC4DK090770-01 unterstützt. Dr. Harris &#39;Labor wird durch DK38226, DK51265, DK62794 und Finanzierung von der Veterans Administration unterstützt. Unterstützung für Maus Nierenschädigung Operationen, Serum-Kreatinin und Fibrose Assays auch von der Vanderbilt O&#39;Brien Kidney Injury-Center Zuschuss 1P30 DK079341 vorgesehen.

<ol><li> Autoklav alle chirurgischen Instrumente vor der Operation. Beachten Sie, dass, wenn man mehrere Operationen durchführen wird auf verschiedenen Mäusen, Spülen Sie die Instrumente nach Gebrauch und dann sterilisieren mit einem heißen Perle Sterilisator. Es ist nicht ausreichend, um in 70% Ethanol einweichen. </li><li> Geben Sie 0,5 ml S / C sterile Kochsalzlösung prä-und postoperativ sofort für den Verlust von Körperflüssigkeit während der Operation zu kompensieren. </li><li> Wiegen die Mäuse. </li><li> Anesthetize Maus mit IP Xylazin / Ketamin Mischung. Es dauert in der Regel 3-5 min für die Mäuse, um chirurgische Anästhesie Ebene zu erreichen. </li><li> Rasur das OP-Gebiet mit genügend Grenzgebiet, um Haare aus Verunreinigung des Inzisionsstelle halten. Dies muss in einem vorbereitenden Bereich ausgeführt werden, nicht, wo die Operation durchgeführt wird. </li><li> Apply Augen Schmier-Salbe für die Augen ein Austrocknen zu verhindern während des Verfahrens. </li><li> Platzieren Sie die Maus in Bauchlage auf der beheizten Oberfläche mit einem saugfähigen Pad Bank abgedeckt. Band Beine auf die chirurgische Oberfläche. </li><li> Bei der Verwendung vondas Wasserbad-System setzen Wärme bei 38 ° C 1 Stunde vor der Operation. </li><li> Aseptische Herstellung mit Betadine Lösung Tupfer-Stick: schrubben vom Zentrum des Ortes in Richtung der Peripherie 3x, jedes Mal durch Schrubben mit Nolvasan gefolgt, um die Betadine entfernen. Alle Betadine sollte aus dem Operationsfeld entfernt werden, bevor Einschnitt durch Spülen mit Nolvasan. Vor Beginn der aseptischen Verfahren Handschuhe sollten geändert werden, um steril sein werden. </li><li> Titelbild Operationsfeld mit einer sterilen Operationstuch. Dies wird Haarsträhne vom Betreten des OP-Feld zu verhindern und eine Fläche, auf der sterilen Instrumente während der Operation lag. </li><li> Ertasten Niere Lage durch die Haut. </li><li> Schneiden Sie die Rückenhaut entlang der Mittellinie der Maus (ca. 1,5 cm) mit einer Schere und Pinzette. </li><li> Separate Haut und des subkutanen Schichten über den linken und rechten dorsalen Seiten durch diesen Einschnitt durch stumpfe Dissektion mit einer Schere und Pinzette. </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt durch die rechte flank Muskeln und Faszien oberhalb der Niere und exteriorisieren der rechten Niere. </li><li> Vorsichtig zerlegen die oberen und unteren Pole der Niere frei von umgebendem Gewebe. Beachten Sie, dass Fettgewebe aus der ganzen oberen Pol der Nebenniere trägt seine eigene Blutversorgung, die abgeschaltet werden kann die Niere geschoben aber offensichtlich nicht von der Maus (Abbildung 1) entfernt werden enthält. Nach der Befreiung Niere vom umgebenden Gewebe, binden das 4-0 Seidenfaden um den Hilus der rechten Niere mit einem Doppel chirurgischen Knoten. Lassen Sie ein Ende des Fadens in ~ 2 lange zu halten, bis die Niere, wie Sie Schneiden distal der Knoten sind so zu visualisieren kann die Website zu schneiden. Spülen Sie den Stumpf mit steriler Kochsalzlösung. </li><li> Schließen Sie die Muskulatur durch resorbierbares Nahtmaterial. </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt durch die linke Flanke Muskeln und Faszien oberhalb der Niere und exteriorisieren der linken Niere (Abbildung 2A). </li><li> Sorgfältig halten Niere mit stumpfen Pinzette beim Loslassen NierenStiel aus den umliegenden Fettgewebe mit einer Pinzette (2B-2F). Zu viel Druck auf die Niere mit den stumpfen Pinzette kann Nierenschädigung so muss man sich daran erinnern, um bei der Gestaltung &quot;Schein&quot;-Kontrollen für die Studien. Wenn Sie, dass Ihr Schein Kontrollen Nierenschädigung (wie durch einen Anstieg des Serum-Kreatinin belegt) zu finden, eine alternative Methode können Sie prüfen, um die umliegende Fettgewebe aus der renalen Stiel lösen ist, sanft rollen die Gewebe mit Salzlösung getränkte sterile Baumwolle Wattestäbchen. Nach unserer Erfahrung wird das Fett ziemlich eng an die Nieren Stiel befestigt und kann nicht einfach mit einem Wattestäbchen entfernt werden, so kann dies nicht der erste Ansatz, den Sie verwenden möchten wäre. Jedoch, wie andere Aspekte dieses Modells, ist dies etwas, das Sie haben, um für sich selbst mit der Praxis und Erfahrung zu etablieren wird. </li><li> Clamp links renalen Stiel mit nicht traumatischen Gefäßklemme mit Haltezange (zu Klemme Platzierung zu erleichtern), verwenden Sie Timer für verschiedene clamp Zeiten abhängig von der Maus-Stamm und Verletzungsschwere erforderlich (siehe Tabelle 1). </li><li> Decken Sie die linke Niere mit der Haut (2H). </li><li> Titelbild Hautschnitt mit Kochsalzlösung getränkten Gaze. </li><li> Exteriorisieren Niere, bestätigen einheitlich dunkle Aussehen und lassen Sie die Klammer nach den angegebenen Zeiten, und bestätigen, dass düsteren Erscheinungsbild einheitlich kehrt in der Niere (2I / G). Wenn die Niere nicht schnell und gleichmäßig wieder perfuse (pink up) sollte die Maus aus der weiteren Analyse ausgeschlossen werden. Schieben Sie zurück in die Niere Retroperitonealraum. </li><li> Schließen Sie die Muskelschicht mit resorbierbares Nahtmaterial. </li><li> Schließen Sie die Hautschicht mit Monofilament Nylon-resorbierbares Nahtmaterial. </li><li> Verwalten Buprenorphin Analgesie. </li><li> Übertragen Mäuse vom OP-Feld auf einem Heizkissen, bis sie aufwachen. </li><li> Bringen Sie die Mäuse Tierraum. </li><li> Überwacht die Mäuse und geben zusätzliche Dosenvon Buprenorphin wie oben angegeben alle 8-12 h für Schmerzen oder Beschwerden. Klinische Zeichen was Verabreichung von Analgetika sind Depressionen oder andere Verhaltensänderungen, Auffälligkeiten oder Körperhaltung wie Piloerektion, gekrümmte Haltung, mangelnde Pflege und Essen, oder Immobilität. </li></ol>

<ol>
	<li>Singh, A. P., Junemann, A., Muthuraman, A., Jaggi, A. S., Singh, N., Grover, K., Dhawan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+acute+renal+failure.">Animal models of acute renal failure.</a> Pharmacological reports: PR. 64, 31-44 (2012).</li><li>Heyman, S. N., Rosenberger, C., Rosen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+ischemia-reperfusion:+Biases+and+myths-the+proximal+vs.+Distal+hypoxic+tubular+injury+debate+revisited.">Experimental ischemia-reperfusion: Biases and myths-the proximal vs. Distal hypoxic tubular injury debate revisited.</a> Kidney Int. 77, 9-16 (2010).</li><li>Lieberthal, W., Nigam, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Acute+renal+failure.+II.+Experimental+models+of+acute+renal+failure:+Imperfect+but+indispensable.">Acute renal failure. II. Experimental models of acute renal failure: Imperfect but indispensable.</a> Am. J. Physiol. Renal Physiol. 278, F1-F12 (2000).</li><li>Dunn, S. R., Qi, Z., Bottinger, E. P., Breyer, M. D., Sharma, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Utility+of+endogenous+creatinine+clearance+as+a+measure+of+renal+function+in+mice.">Utility of endogenous creatinine clearance as a measure of renal function in mice.</a> Kidney Int. 65, 1959-1967 (2004).</li><li>Yuen, P. S., Dunn, S. R., Miyaji, T., Yasuda, H., Sharma, K., Star, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simplified+method+for+HPLC+determination+of+creatinine+in+mouse+serum.">A simplified method for HPLC determination of creatinine in mouse serum.</a> Am. J. Physiol. Renal Physiol. 286, F1116-F1119 (2004).</li><li>Hetu, P. O., Gingras, M. E., Vinet, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+validation+of+a+rapid+liquid+chromatography+isotope+dilution+tandem+mass+spectrometry+(LC-IDMS/MS)+method+for+serum+creatinine.">Development and validation of a rapid liquid chromatography isotope dilution tandem mass spectrometry (LC-IDMS/MS) method for serum creatinine.</a> Clin. Biochem. 43, 1158-1162 (2010).</li><li>Keppler, A., Gretz, N., Schmidt, R., Kloetzer, H. M., Groene, H. J., Lelongt, B., Meyer, M., Sadick, M., Pill, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+creatinine+determination+in+mice+and+rats:+An+enzymatic+method+compares+favorably+with+a+high-performance+liquid+chromatography+assay.">Plasma creatinine determination in mice and rats: An enzymatic method compares favorably with a high-performance liquid chromatography assay.</a> Kidney Int. 71, 74-78 (2007).</li><li>Yang, L., Besschetnova, T. Y., Brooks, C. R., Shah, J. V., Bonventre, J. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Epithelial+cell+cycle+arrest+in+G2/M+mediates+kidney+fibrosis+after+injury.">Epithelial cell cycle arrest in G2/M mediates kidney fibrosis after injury.</a> Nat. Med. 16, 535-543 (2010).</li><li>Shanley, P. F., Rosen, M. D., Brezis, M., Silva, P., Epstein, F. H., Rosen, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Topography+of+focal+proximal+tubular+necrosis+after+ischemia+with+reflow+in+the+rat+kidney.">Topography of focal proximal tubular necrosis after ischemia with reflow in the rat kidney.</a> Am. J. Pathol. 122, 462-468 (1986).</li><li>Chawla, L. S., Amdur, R. L., Amodeo, S., Kimmel, P. L., Palant, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+severity+of+acute+kidney+injury+predicts+progression+to+chronic+kidney+disease.">The severity of acute kidney injury predicts progression to chronic kidney disease.</a> Kidney Int. 79, 1361-1369 (2012).</li><li>Lo, L. J., Go, A. S., Chertow, G. M., McCulloch, C. E., Fan, D., Ordonez, J. D., Hsu, C. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Dialysis-requiring+acute+renal+failure+increases+the+risk+of+progressive+chronic+kidney+disease.">Dialysis-requiring acute renal failure increases the risk of progressive chronic kidney disease.</a> Kidney Int. 76, 893-899 (2009).</li><li>Burne, M. J., Haq, M., Matsuse, H., Mohapatra, S., Rabb, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+susceptibility+to+renal+ischemia+reperfusion+injury+revealed+in+a+murine+model.">Genetic susceptibility to renal ischemia reperfusion injury revealed in a murine model.</a> Transplantation. 69, 1023-1025 (2000).</li><li>Muller, V., Losonczy, G., Heemann, U., Vannay, A., Fekete, A., Reusz, G., Tulassay, T., Szabo, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sexual+dimorphism+in+renal+ischemia-reperfusion+injury+in+rats:+Possible+role+of+endothelin.">Sexual dimorphism in renal ischemia-reperfusion injury in rats: Possible role of endothelin.</a> Kidney Int. 62, 1364-1371 (2002).</li><li>Schmitt, R., Marlier, A., Cantley, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zag+expression+during+aging+suppresses+proliferation+after+kidney+injury.">Zag expression during aging suppresses proliferation after kidney injury.</a> J. Am. Soc. Nephrol. 19, 2375-2383 (2008).</li><li>Oxburgh, L., de Caestecker, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemia-reperfusion+injury+of+the+mouse+kidney.">Ischemia-reperfusion injury of the mouse kidney.</a> Methods Mol. Biol. 886, 363-379 (2012).</li></ol>

Autoren haben keine Interessenkonflikte offen zu legen.

Wir beschreiben zwei Modelle der IR-AKI, um die Auswirkungen von mittelschweren und schweren Nierenschädigung zu studieren. Diese ermöglichen uns die konsistente und vorhersagbare Verletzungen mit geringer Sterblichkeit zu induzieren. Unser Protokoll beschreibt viele der Schwierigkeiten und Fallstricke traditionell mit diesem Modell verbunden. Darüber hinaus haben wir gezeigt, dass abhängig von der Länge der renalen Stiel Klemmung, das Modell eine weitgehend reversible milde und moderate AKI oder mehr schwere AKI i...

Eine Vielzahl von experimentellen Modellen der akuten Nierenschädigung (AKI) wurden entwickelt, um die Vielfalt und Komplexität des menschlichen Daseins (siehe Referenz für eine aktuelle, umfassende Überprüfung 1) entsprechen. Jedes dieser Modelle hat seine eigenen Stärken und Schwächen, und während jeder ahmt die entsprechenden menschlichen Bedingungen mit unterschiedlichen Wirkungsgraden, keine präzise Modellierung der Pathophysiologie von ihren menschlichen Pendants. Ischämie Reperfusion (IR)-induzierten AKI als Modell von akuter Ischämie-induzierter Nierenschädigung in Nagetieren entwickelt. Während die Schwere der Schädigung der Nierentubuli in diesem Modell zu sehen ist selten bei Patienten mit renaler Minderdurchblutung Verletzungen 2 beobachtet, trotz ihrer Einschränkungen und vor allem wegen der relativ reproduzierbare Natur dieses Modells seines umfangreichen Einsatzes hat vorgesehen, und es wird erwartet, wird weiterhin wichtige Erkenntnisse über viele der gemeinsamen grundlegenden Mechanismen der AKI, Reparatur und Therapie 3 vorzusehen. IR Chirurgie erfordert familiarity mit der Maus Niere Anatomie, die wir in einer vereinfachten Form in Abbildung 1 dargestellt sind. Renal Ischämie-Reperfusion (IR) Verletzungen Operation kann über ventralen (Bauchschnitt) oder dorsal (retroperitoneale) Ansätze durchgeführt werden. Wir verwenden eine dorsale Ansatz, da es weniger traumatisch ist, so dass eine schnellere Genesung und eine verbesserte Überlebensrate (insbesondere, wenn das Erlernen der ersten Prozedur). Renal IR Verletzung kann einseitig oder beidseitig erfolgen. Dies führt jedoch Unterschiede zwischen effektiver Klemme Druck (die von Zwischenschaltung perihiläre Fett zwischen den Spannbacken führen) und / oder Unterschiede in der renalen Ischämie zwischen Reaktionen auf Seiten mehr unterschiedliche Ergebnisse. Zwar ist dies kein unüberwindbares Problem, kann es Variabilität zwischen den Experimenten zu erhöhen, das ist ein großes Problem für dieses Modell. Einseitige IR mit contra-lateraler Nephrektomie durchgeführt werden. Dies ist unsere Methode der Wahl, da es reduziert Variabilität Klemmung zwischen Pedikel und gleichzeitig einllows man beurteilen Nierenfunktion, die unberührt mit einseitiger IR allein ist. Es wurde darüber diskutiert, was ist die praktischste vs optimale Methode, um die Nierenfunktion bei Mäusen zu beurteilen. Blut-Harnstoff-Stickstoff (BUN) liefert ein Maß für die Nierenfunktion und ist ein nützlicher &quot;ersten Blick&quot; Marker in einigen Modellen von AKI, einschließlich IR Verletzungen. Allerdings kann BUN Ebenen Vol. Status der Mäuse, die betroffen sein könnten betroffen sein, insbesondere nach ventralen Zugang IR Verletzungen, wenn verzögerte Erholung reduziert orale Aufnahme von Flüssigkeiten für eine Anzahl von Tagen nach der Operation. Serum-Kreatinin wird weniger durch Flüssigkeitszufuhr Status beeinflusst, sondern ist eindeutig durch Muskelmasse beeinflusst. Eine der Schwierigkeiten, mit Serum-Kreatinin-Messungen hat Probleme mit dem Nachweis der Nicht-Kreatinin Chromogene in Maus-Serum mit Pikrinsäure Techniken. Alternativ haben einige Zentren eine HPLC-basiertes Verfahren zur Maus Kreatinin quantifizieren, die nicht von diesem Artefakt 4 betroffen ist entwickelt. Allerdings unlike BUN und Kreatinin-Pikrinsäure-Assays, die nur verlangen 5-10 ul Serum, erfordern HPLC-Assays ~ 25 ul Serum pro Test, die, wenn sie in doppelte durchgeführt wird ~ 100 ul Vollblut pro Assay benötigt. Dies kann Mäusestudien limitierend sein. Einige Zentren haben empfindlichere HPLC und Massenspektrometrie-basierte Methoden, die Analyse kleiner Probenvolumina 5, 6 ermöglichen entwickelt. Allerdings sind diese Techniken nicht allgemein verfügbar. Eine Alternative, enzymatische Kaskade Assay (was nur 5-10 ul Serum) wurde in Maus und Ratte Serumproben wurden ausgewertet und gezeigt, dass eng parallel HPLC-Messungen von Serum-Kreatinin während Pikrinsäure-Assays immer überschätzen Kreatinin-Werte 7. Während dieser Test ist nicht weit verbreitet in der AKI Literatur verwendet wird, ist der Test im Handel erhältlich, einfach zu bedienen, und wir finden, gibt zuverlässige Ergebnisse mit diesem Modell von IR-induzierten AKI in Mäusen.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Drug or solution</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ketamine (anesthetic)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-881-9413 (100 mg/ml)</td>
			<td>Final concentration 30 mg/ml Ketamine with 3 mg/ml Xylazine administered at 3-4 ml/kg (100 mg/kg Ketamine and 10 mg/kg Xylazine)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylazine (analgesic)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-808-1939 (100 mg/ml)</td>
			<td>As above</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Antisedan (anti-Xylazine)</td>
			<td>Webster Veterinary</td>
			<td>07-867-7097 (5 mg/ml)</td>
			<td>Optional: to reverse effects of Xylazine in order to increase the rate of recovery after surgery Use 0.5-0.7 mg/kg</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buprenorphine (analgesic)</td>
			<td>Bedford Laboratories</td>
			<td>NDC 55390-100-10 (0.3 mg/ml)</td>
			<td>Dose 0.05-0.1 &mu;g/g every 8-12 hr. Make up a 1:5 dilution in sterile normal saline preoperatively and give 2.5-5 &mu;l/g of the diluted solution.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ophthalmic ointment</td>
			<td>Dechra</td>
			<td>NDC 17033-211-38</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Betadine swab sticks</td>
			<td>Purdue Products L.P.</td>
			<td>NDC 67618-153-01</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nolvasan Surgical Scrub</td>
			<td>Pfizer Animal Care</td>
			<td>300253</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 2. Drugs and solutions for I/R surgery.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Iris Scissors</td>
			<td>Integra Miltex</td>
			<td>VWR 21909-404</td>
			<td>For skin and muscle dissection</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved iris forceps</td>
			<td>FST</td>
			<td>11065-07</td>
			<td>To hold skin and muscle, to remove peri-nephric fat</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt forceps</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5228</td>
			<td>To manipulate kidneys</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp (795 g pressure)</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5459</td>
			<td>Good for C57BL/6 and BALB/c mice strains</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schwartz clip applying forceps</td>
			<td>ROBOZ</td>
			<td>RS-5450</td>
			<td>For RS-5459 clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vascular clamp (75-85 g pressure)</td>
			<td>FST</td>
			<td>18055-02</td>
			<td>Optimal for CD1 mice strain, but also can be used for C57BL/6 and BALB/c</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro-Serrefine Clamp Applicator-14 cm with Lock</td>
			<td>FST</td>
			<td>18056-14</td>
			<td>For FST 18055-02 clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gayman T/Pump (water-bath heated platform)</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>TP-650</td>
			<td>The water heater is set at 38 &deg;C 1 hr prior surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>15" W x 24" Heated platform</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>HHP-2</td>
			<td>Connect to Gayman heated water pump</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>Model 39DP</td>
			<td>Uses microwave for heating. This is useful for warming during recovery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbable suture (Vicryl 5-0)</td>
			<td>ETHICON</td>
			<td>VCP834G</td>
			<td>For fascia and muscle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-absorbable suture: monofilament nylon MONOMID 6/0 660B)</td>
			<td>CP Medical</td>
			<td>CP-B660B-03</td>
			<td>For skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Halsey needle holder: Tungsten Carbide/13 cm</td>
			<td>FST</td>
			<td>12501-13</td>
			<td>To hold suture needles</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timer</td>
			<td>FST</td>
			<td>06-662-3</td>
			<td>To quantify ischemia time</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hot bead sterilizer</td>
			<td>FST</td>
			<td>18000-45</td>
			<td>To sterilize instruments between mice if you are performing multiple surgeries (it is not sufficient to soak instruments in ethanol)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electric razor</td>
			<td>Braintree Scientific</td>
			<td>CLP-22965</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tape</td>
			<td>Durapore</td>
			<td>1538-0</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml Syringe</td>
			<td>EXELint</td>
			<td>26044</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile cotton tipped applicators</td>
			<td>Kendall</td>
			<td>8884541300</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absorbent BenchPad</td>
			<td>VWR</td>
			<td>56617-014</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical drapes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>21902-985</td>
			<td>Need to be autoclaved</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2'' x 2'' Gauze Pads</td>
			<td>Medi-First</td>
			<td>60673</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sterile gloves</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>2D7251</td>
			<td>&nbsp;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 3. Equipment and instruments for I/R surgery.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

ischemia-reperfusion model of acute kidney injury and post injury fibrosis in mice

Ischämie-Reperfusion akuten Nierenschädigung (AKI-IR) wird weithin als ein Modell der AKI in Mäusen verwendet, aber die Ergebnisse sind oft sehr variabel mit hohen, oft nicht gemeldet Sterblichkeit, die Analysen verwechseln kann. Bilaterale renale Stiel Klemmung wird häufig verwendet, um IR-AKI induzieren, aber die Unterschiede zwischen effektiver Klemme Drücke und / oder renalen Reaktionen auf Ischämie zwischen Nieren oft mehr variable Ergebnissen führen. Darüber hinaus werden kürzere Klemme mal bekannt, mehr variable tubuläre Schädigung induzieren, während Mäuse und unterziehen bilateralen Verletzungen mit längeren Klemme mal konsequenter tubuläre Schädigung entwickeln sie oft innerhalb der ersten 3 Tage nach der Verletzung wegen schwerer Niereninsuffizienz sterben. Um nach der Verletzung das Überleben zu verbessern und zu erhalten mehr konsistente und vorhersagbare Ergebnisse, haben wir zwei Modelle der einseitigen Ischämie-Reperfusion Verletzungen durch kontralaterale Nephrektomie gefolgt entwickelt. Beide Operationen werden durchgeführt unter Verwendung eines dorsalen Zugang, wodurch chirurgischen Stress durch from ventralen Laparotomie, die gemeinhin für Maus IR-AKI Operationen verwendet. Für die Induktion der mittleren Verletzungen BALB / c Mäusen zu unterziehen einseitiger Einspannung des renalen Stiel für 26 min unterzogen und gleichzeitig kontralaterale Nephrektomie. Mit diesem Ansatz entwickeln 50-60% der Mäuse moderate AKI 24 Stunden nach der Verletzung, aber 90-100% der Mäuse überleben. Um weitere schwere AKI induzieren, unterziehen BALB / c Mäusen Nieren Stiel Klemmung für 30 min durch kontralaterale Nephrektomie 8 Tagen nach Verletzungen gefolgt. Dies ermöglicht funktionelle Beurteilung der Nierenfunktion Genesung nach Verletzungen mit 90-100% Überleben. Frühe posttraumatische Tubulusschäden sowie nach der Verletzung Fibrose sind sehr konsistent mit diesem Modell.

Moderate IR-induzierten AKI. Einseitige IR mit gleichzeitiger kontralaterale Nephrektomie deutlich reduziert Schwankungen bei den Ergebnissen, aber mit kürzeren Klammer mal notwendig, dass die Mäuse, um dieses Verfahren zu überleben, haben wir noch festgestellt, dass nur 50-60% der Mäuse die erwartete Niereninsuffizienz 24 Stunden entwickelt nach der Verletzung (Abbildung 3A). In der Praxis bedeutet dies schafft Schwierigkeiten der Auswertung von Daten, es sei denn die Studien Behan...

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Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Wir beschreiben Modelle der mittelschweren und schweren Ischämie-Reperfusion-induzierte Nierenschädigung, in denen die Mäuse unterziehen einseitige renale Stiel Klemm gefolgt durch gleichzeitige oder verzögerte kontralaterale Nephrektomie sind. Diese Modelle konsequent führen zu Nierenfunktionsstörungen und posttraumatische Fibrose, aber Verletzungsschwere und Überleben sind abhängig von Maus Hintergrund, Alter und chirurgischen Einrichtungen.

Ischämie-Reperfusion-Modell des akuten Nierenschädigung und nach der Verletzung Fibrose bei Mäusen

Ischemia-reperfusion induced acute kidney injury (IR-AKI) is widely used as a model of AKI in mice, but results are often quite variable with high, often ...

ischemia-reperfusion-model-acute-kidney-injury-post-injury-fibrosis

Research

JoVE Journal

Medicine

39.2K Aufrufe.  Vanderbilt University Medical Center. Wir beschreiben Modelle der mittelschweren und schweren Ischämie-Reperfusion-induzierte Nierenschädigung, in denen die Mäuse unterziehen einseitige renale Stiel Klemm gefolgt durch gleichzeitige oder verzögerte kontralaterale Nephrektomie sind. Diese Modelle konsequent führen zu Nierenfunktionsstörungen und posttraumatische Fibrose, aber Verletzungsschwere und Überleben sind abhängig von Maus Hintergrund, Alter und chirurgischen Einrichtungen.

Serie: Ischemia-reperfusion Model of Acute Kidney Injury and Post Injury Fibrosis in Mice

Normothermic Cardiac Arrest and Cardiopulmonary Resuscitation: A Mouse Model of Ischemia-Reperfusion Injury

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused by whole-body hypoperfusion.5,6 Successful reproduction of whole-body hypoperfusion in rodent models has been fraught with 
difficulty.7-9,9,10 Models which employ focal ischemia have repeatedly demonstrated results which do not translate to the clinical setting, and larger 
animal models which allow for whole body hypoperfusion lack access to the full toolset of genetic manipulation possible in the mouse.11,12 However, in recent 
years a mouse model of cardiac arrest and cardiopulmonary resuscitation has emerged which can be adapted to model AKI.13 This model reliably reproduces 
physiologic, functional, anatomic, and histologic outcomes seen in clinical AKI, is rapidly repeatable, and offers all of the significant advantages of a murine surgical 
model, including access to genetic manipulative techniques, low cost relative to large animals, and ease of use. Our group has developed extensive experience 
with use of this model to assess a number of organ-specific outcomes in AKI.14,15

A powerful model for perioperative and critical care related acute kidney injury is presented. Using whole body hypoperfusion induced by cardiac arrest it is possible to nearly replicate the histologic and functional changes of clinical AKI.

Normothermen Herzstillstand und Herz-Lungen: Ein Maus-Modell der Ischämie-Reperfusionsschaden

Acute Kidney Injury (AKI) is a common, highly lethal, complication of critical illness which has a high mortality1-4 and which is most 
frequently caused ...

Forschung

Medizin

Murine Model of Intestinal Ischemia-reperfusion Injury

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, hypotension, necrotizing enterocolitis, bowel transplantation, trauma and chronic inflammation. Intestinal ischemia-reperfusion (IR) injury is a consequence of acute mesenteric ischemia, caused by inadequate blood flow through the mesenteric vessels, resulting in intestinal damage. Reperfusion following ischemia can further exacerbate damage of the intestine. The mechanisms of IR injury are complex and poorly understood. Therefore, experimental small animal models are critical for understanding the pathophysiology of IR injury and the development of novel therapies.
Here we describe a mouse model of acute intestinal IR injury that provides reproducible injury of the small intestine without mortality. This is achieved by inducing ischemia in the region of the distal ileum by temporally occluding the peripheral and terminal collateral branches of the superior mesenteric artery for 60 min using microvascular clips. Reperfusion for 1 hr, or 2 hr after injury results in reproducible injury of the intestine examined by histological analysis. Proper position of the microvascular clips is critical for the procedure. Therefore the video clip provides a detailed visual step-by-step description of this technique. This model of intestinal IR injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Here we describe the detailed procedure of intestinal ischemia-reperfusion in mice which results in reproducible injury without mortality to encourage the standardization of this technique across the field. This model of intestinal ischemia-reperfusion injury can be utilized to study the cellular and molecular mechanisms of injury and regeneration.

Murine Modell der intestinalen Ischämie-Reperfusionsschaden

Intestinal ischemia is a life-threatening condition associated with a broad range of clinical conditions including atherosclerosis, thrombosis, ...

A Mouse Model of Retinal Ischemia-Reperfusion Injury Through Elevation of Intraocular Pressure

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, diabetic retinopathy, and retinal vascular occlusions. Rodent models of I/R injury are providing significant insights into mechanisms and treatment strategies for human I/R injury, especially with regard to neurodegenerative damage in the retinal neurovascular unit. Presented here is a protocol for inducing retinal I/R injury in mice through elevation of intraocular pressure (IOP). In this protocol, the ocular anterior chamber is cannulated with a needle, through which flows the drip of an elevated saline reservoir. Using this drip to raise IOP above systolic arterial blood pressure, a practitioner temporarily halts inner retinal blood flow (ischemia). When circulation is reinstated (reperfusion) by removal of the cannula, severe cellular damage ensues, resulting ultimately in retinal neurodegeneration. Recent studies demonstrate inflammation, vascular permeability, and capillary degeneration as additional elements of this model. Compared to alternative retinal I/R methodologies, such as retinal arterial ligation, retinal I/R injury by elevated IOP offers advantages in its&#160;anatomical specificity, experimental tractability, and technical accessibility, presenting itself as a valuable tool for examining neuronal pathogenesis and therapy in the retinal neurovascular unit.

This article describes a procedure for inducing retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure in mice. Retinal ischemia-reperfusion injury by elevated intraocular pressure serves to model human pathologies characterized by compromised oxygen and nutrient delivery in the retina, enabling researchers to examine potential cellular mechanisms and treatments for human diseases of the retinal neurovascular unit.

Ein Maus-Modell der Netzhautischämie-Reperfusionsschaden Durch Erhöhung des intraokularen Druck

Retinal ischemia-reperfusion (I/R) is a pathophysiological process contributing to cellular damage in multiple ocular conditions, including glaucoma, ...

Evaluation of Coronary Flow Reserve After Myocardial Ischemia Reperfusion in Rats

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via recanalization of the coronary artery is the most effective strategy for reducing the size of ischemic myocardium. The coronary microvasculature cannot be visualized and imaged&#160;in vivo, but there are several invasive and noninvasive techniques that can be used to assess parameters which depend directly on coronary microvascular function. The endothelial function after ischemia reperfusion can be assessed also at the level of the coronary circulation via the coronary flow reserve (CFR).&#160;In this study, peak velocity of left anterior descending (LAD) coronary arteries was measured in rats in vivo via Transthoracic Doppler Echocardiography during resting and stress challenge (induced by Dobutamine). A normal heart can increase its coronary blood flow up to four times above the resting values during stress induction. Following ischemia reperfusion, we found a significantly diminished CFR, which can be used as a marker of coronary microvascular dysfunction. CFR has opened a window on the importance of microvascular dysfunction and has been shown to predict cardiovascular risk independent of whether the severe obstructive disease is present.

Coronary flow reserve (CFR), is defined as the ratio of maximal coronary blood flow to the resting coronary blood flow. We present a protocol for evaluating CFR in rats via ultrasound, which offers the opportunity to predict cardiovascular risk factors in the absence of obstructive coronary disease.

Bewertung des koronaren Flussreservats nach Myokard-Ischämie-Reperfusion bei Ratten

Coronary artery disease is the leading cause of death worldwide. After an acute myocardial infarction, early and successful myocardial intervention via ...

A Pre-clinical Rat Model for the Study of Ischemia-reperfusion Injury in Reconstructive Microsurgery

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many areas of biomedical research due to its cost-effectiveness and its translation to humans. This protocol describes a method to create a preclinical free skin flap model in rats with ischemia-reperfusion injury. The described 3 cm x 6 cm rat free skin flap model is easily obtained after the placement of several vascular ligatures and the section of the vascular pedicle. Then, 8 h after the ischemic insult and completion of the microsurgical anastomosis, the free skin flap develops the tissue damage. These ischemia-reperfusion injury-related damages can be studied in this model, making it a suitable model for evaluating therapeutic agents to address this pathophysiological process. Furthermore, two main monitoring techniques are described in the protocol for the assessment of this animal model: transit-time ultrasound technology and laser speckle contrast analysis.

Here, we describe a pre-clinical animal model for studying the pathophysiology of ischemia-reperfusion injury in reconstructive microsurgery. This free skin flap model based on the superficial caudal epigastric vessels in the rat may also allow for the evaluation of different therapies and compounds to counteract ischemia-reperfusion injury-related damage.

Ein präklinisches Rattenmodell zur Untersuchung von Ischämie-Reperfusionsverletzungen in der rekonstruktiven Mikrochirurgie

Ischemia-reperfusion injury is the main cause of flap failure in reconstructive microsurgery. The rat is the preferred preclinical animal model in many ...

Delayed Intramyocardial Delivery of Stem Cells after Ischemia Reperfusion Injury in a Murine Model

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, cardiac stem cell therapy is studied by delivering SCs concurrently with the induction of myocardial injury. However, this approach presents two significant limitations: the early hostile pro-inflammatory ischemic environment may affect the survival of transplanted SCs, and it does not represent the subacute infarction scenario where SCs will likely be used. Here we describe a two-part series of surgical procedures for the induction of ischemia-reperfusion injury and delivery of mesenchymal stem cells (MSCs). This method of stem cell administration may allow for the longer viability and retention around damaged tissue by circumventing the initial immune response. A model of ischemia reperfusion injury was induced in mice accompanied by the delivery of mesenchymal stem cells (3.0 x 105), stably expressing the reporter gene firefly luciferase under the constitutively expressed CMV promoter, intramyocardially 7 days later. The animals were imaged via ultrasound and bioluminescent imaging for confirmation of injury and injection of cells, respectively. Importantly, there was no added complication rate when performing this two-procedure approach for SC delivery. This method of stem cell administration, collectively with the utilization of state-of-the-art reporter genes, may allow for the in vivo study of viability and retention of transplanted SCs in a situation of chronic ischemia commonly seen clinically, while also circumventing the initial pro-inflammatory response. In summary, we established a protocol for the delayed delivery of stem cells into the myocardium, which can be used as a potential new approach in promoting regeneration of the damaged tissue.

Stems cells are continuously investigated as potential treatments for individuals with myocardial damage, however, their decreased viability and retention within injured tissue can impact their long-term efficacy. In this manuscript we describe an alternative method for stem cell delivery in a murine model of ischemia reperfusion injury.

Verzögerte intramyokardiale Lieferung von Stammzellen nach Ischämie-Reperfusionsverletzung in einem Murine-Modell

There is significant interest in the use of stem cells (SCs) for the recovery of cardiac function in individuals with myocardial injuries. Most commonly, ...

Acute Kidney Injury Model Induced by Cisplatin in Adult Zebrafish

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney due to its low molecular weight. Such accumulation causes the death of tubular cells and can induce the development of Acute Kidney Injury (AKI), which is characterized by a quick decrease in kidney function, tissue damage, and immune cells infiltration. If administered in specific doses cisplatin can be a useful tool as an AKI inducer in animal models. The zebrafish has appeared as an interesting model to study renal function, kidney regeneration, and injury, as renal structures conserve functional similarities with mammals. Adult zebrafish injected with cisplatin shows decreased survival, kidney cell death, and increased inflammation markers after 24 h post-injection (hpi). In this model, immune cells infiltration and cell death can be assessed by flow cytometry and TUNEL assay. This protocol describes the procedures to induce AKI in adult zebrafish by intraperitoneal cisplatin injection and subsequently demonstrates how to collect the renal tissue for flow cytometry processing and cell death TUNEL assay. These techniques will be useful to understand the effects of cisplatin as a nephrotoxic agent and will contribute to the expansion of AKI models in adult zebrafish. This model can also be used to study kidney regeneration, in the search for compounds that treat or prevent kidney damage and to study inflammation in AKI. Moreover, the methods used in this protocol will improve the characterization of tissue damage and inflammation, which are therapeutic targets in kidney-associated comorbidities.

This protocol describes the procedures to induce Acute Kidney Injury (AKI) in adult zebrafish using cisplatin as a nephrotoxic agent. We detailed the steps to evaluate the reproducibility of the technique and two techniques to analyze inflammation and cell death in the renal tissue, flow cytometry and TUNEL, respectively.

Akute Nierenverletzung Modell induziert durch Cisplatin bei erwachsenen Zebrafischen

Cisplatin is commonly used as chemotherapy. Although it has positive effects in cancer-treated individuals, cisplatin can easily accumulate in the kidney ...

Organ Ischemia-Reperfusion Injury by Simulating Hemodynamic Changes in Rat Liver Transplant Model

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, including ischemia-reperfusion injury (IRI) of extrahepatic organs. This model requires numerous experiments and devices. The duration of anhepatic phase is closely related to the time to develop IRI after transplantation. In this experiment, we used hemodynamic changes to induce extrahepatic organ damage in rats and determined the maximum tolerance time. The time until the most severe organ injury varied for different organs. This method can easily be replicated and can also be used to study IRI of the extrahepatic organs after liver transplantation.

This paper provides a detailed description of how to build an animal model of the anhepatic phase (liver ischemia) in rats to facilitate basic research into ischemia-reperfusion injury after liver transplantation.

OrganIschemia-Reperfusion Verletzung durch Simulation hämodynamischer Veränderungen im Lebertransplantationsmodell der Ratte

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats is a tried and proven animal model used for preoperative, intraoperative, and postoperative studies, ...

An Effective Mouse Model of Unilateral Renal Ischemia-Reperfusion Injury

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models are the only available resources that mimic the complexities of the IRI-associated damage encountered in vivo. This paper describes an effective mouse model of unilateral renal IRI that delivers highly reproducible data. Ischemia is induced by occluding the right renal pedicle for 30 min followed by reperfusion. In addition to the surgical procedure, a sequential overview of the expected physiological and histopathological changes following renal IRI will be provided by comparing data from seven different reperfusion times (4 h, 8 h, 16 h, 1 day, 2 days, 4 days, and 7 days). Critical data for planning experiments ahead, such as mean surgical time, average anesthetic consumption, and body weight changes over time, will be shared. This work will help researchers implement a reliable renal IRI model and select the appropriate reperfusion time that aligns with their intended investigative goals.

Renal ischemia-reperfusion injury is associated with high morbidity and mortality in hospitalized patients. Here, we present a simple and effective mouse model of unilateral renal ischemia-reperfusion injury and provide a sequential overview of representative pathological changes observed in the kidney.

Ein effektives Mausmodell der einseitigen renalen Ischämie-Reperfusionsverletzung

Ischemia-reperfusion injury (IRI) is the leading cause of acute renal failure and is a significant contributor to delayed graft function. Animal models ...

Induction of Myocardial Infarction and Myocardial Ischemia-Reperfusion Injury in Mice

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of heart reflow and induce secondary myocardial injury. A simple and reproducible model of myocardial infarction and myocardial ischemia-reperfusion injury is a good tool for researchers. Here, a customizable method to create a myocardial infarction (MI) model and MIRI by precision ligation of the left anterior descending coronary artery (LAD) through micromanipulation is described. Accurate and reproducible ligature positioning of the LAD helps obtain consistent results for heart injury. ST-segment changes can help to identify model accuracy. The serum level of cardiac troponin T (cTnT) is used to assess the myocardial injury, cardiac ultrasound is employed to evaluate the myocardial systolic function, and Evans-Blue/triphenyl tetrazolium chloride staining is used to measure infarct size. In general, this protocol reduces procedure duration, ensures controllable infarct size, and improves mouse survival.

Here we describe a simple and reproducible method that can induce myocardial infarction or myocardial ischemia-reperfusion injury in mice by precision ligation of the left anterior descending coronary artery through micromanipulation.

Induktion von Myokardinfarkt und myokardialer Ischämie-Reperfusionsschädigung bei Mäusen

Acute myocardial infarction is a common cardiovascular disease with high mortality. Myocardial reperfusion injury can counteract the beneficial effects of ...