Die Autoren danken Giulio Cossu, Martina Ragazzi und dem gesamten Labor für die hilfreiche Diskussion und Unterstützung und Jeff Chamberlain für die freundliche Bereitstellung von MyoD-ER-Vektoren. Alle Versuche mit lebenden Tieren wurden in Übereinstimmung mit allen relevanten regulatorischen und institutionellen Behörden, Vorschriften und Richtlinien abgeschlossen. Die Arbeit im Autorenlabor wird vom UK Medical Research Council, den 7. Rahmenprogrammen der Europäischen Gemeinschaft Optistem und Biodesign und dem italienischen Duchenne-Elternprojekt unterstützt.

1. Bewertung des myogenen und Engraftment-Potenzials
<ol><li>
In vitro: MyoD-induzierte Differenzierung<ol>
<li>Generieren Sie eine stabile Zelllinie von IDEMs, die mit dem tamoxifen-induzierbaren MyoD-ER lentiviralen Vektor transduziert werden und die Vielzahl der Infektionen titifizieren (MOI; z. B. 1, 5 und 50) unter Verwendung der in 1.1.9 (MyHC) beschriebenen Färbung als Ergebnis der Effizienz des Verfahrens.</li>
		<li>Eine 3,5 cm große Schale mit 1 ml 1% Matrigel beschichten und 30 min bei 37 °C bebrüten.</li>
		<li>Waschen Sie den Teller zweimal mit Medium, Samen 1 x 105 MyoD-ER transduzierte IDEMs in der 3,5 cm Gewebekulturschale und inkubieren bei 37 °C in Wachstumsmedium.</li>
		<li>Erwarten Sie, dass Zellen in ein oder zwei Tagen den Zusammenfluss erreichen, und fügen Sie dann 1 M 4OH-Tamoxifen in das Wachstumsmedium(1. Dosis) ein.</li>
		<li>Ersetzen Sie nach 24 Stunden das Wachstumsmedium durch differenzierungsmittel, ergänzt durch 1 M 4OH-Tamoxifen(2. und letzte Dosis).</li>
		<li>Ersetzen Sie die Hälfte des Mediums jeden zweiten Tag durch ein frisches Differenzierungsmedium.</li>
		<li>Untersuchen Sie täglich die Kulturen auf Myotube-Bildung.</li>
		<li>Nach einer Woche (5 Tage im Differenzierungsmedium) die Platten vorsichtig mit PBS waschen und mit 4 % Paraformaldehyd für 5 min bei RT fixieren.</li>
		<li>Führen Sie eine Immunfluoreszenzfärbung mit Antikörpern gegen Myosin-schwere Kette (MyHC) durch, um das Vorhandensein von Myotuben zu bestätigen. Gegenfleck mit einem Kernfarbstoff(z.B. Hoechst).</li>
	</ol>
</li>
</ol>Die Effizienz der Differenzierung wird als Prozentsatz der Kerne in MyHC-positiven Zellen bewertet: Fahren Sie mit dem nächsten Schritt fort, wenn die Effizienz >50% beträgt.
<ol start="2"><li>
In vivo: Engraftment in ein Modell der akuten Muskelregeneration Um den In-vivo-Beitrag von MyoD-ER IDEMs zur Muskelregeneration zu bewerten, sind die Zellen zuvor mit einer Vektorkodierung für das grüne Fluoreszenzprotein (GFP) gekennzeichnet, die es ermöglicht, sie im Gewebe zu verfolgen. MyoD-ER GFP IDEMs werden dann in erwachsene murinische Muskeln injiziert, die zuvor mit einem Myotoxin(z.B. Kardiotoxin) verletzt wurden. Um eine Immunabstoßung gegen xenogene (z. B. HIDEMs) oder genetisch manipulierte/korrigierte Zellen zu vermeiden, ist es erforderlich, entweder immundefizienten oder immunsuppressiven Mäusen zu verwenden.<ol>
<li>Die Tiere mit einer intraperitonealen Injektion von 3,5 l/g 10 mg/ml Tamoxifen (lipolösliche Form) 24 Stunden vor der Transplantation und Pretreat-Zellen, die 1 M 4OH-Tamoxifen (wässrige Form) in das Wachstumsmedium über Nacht vor dem Transplantationstag hinzufügen, zurücknehmen.</li>
		<li>Verabreichen Sie der Maus Anästhesie und Analgesie gemäß den spezifischen Richtlinien, die chirurgische Eingriffe in der Tiereinrichtung regeln.</li>
		<li>Injizieren Sie 25 l von 100 m Kardiotoxin (CTX; von Naja mossambica mossambica; VORSICHT: potenziell schädliche Substanz) in den tibialis anterioren (TA) Muskeln.</li>
		<li>24 Stunden nach der Behandlung der Tiere mit Tamoxifen und CTX, lösen Sie die Zellen durch Trypsinisierung und Zählen.</li>
		<li>Zentrifugieren Sie die Zellen bei 232 x g für 5 min.</li>
		<li>Waschen Sie das Zellpellet in Ca2+- und Mg2+- frei PBS, Zentrifuge und dann sanft das Zellpellet in Ca2+- und Mg2+-frei PBS auf eine Endkonzentration von 106 Zellen/30 l, die das endgültige Volumen jeder Injektion sein wird.</li>
		<li>Injizieren Sie 30 l Zellsuspension in die zuvor verletzten Muskeln mit einer Spritze mit 29 oder 30 G Nadel. Achten Sie besonders darauf, während Sie die Nadel aus dem Muskel entfernen. Tun Sie es langsam, um zu vermeiden, dass die Zellsuspension durch die Spur der Nadel verschüttet wird. Transplantieren Sie die kontralaterale TA nicht und verwenden Sie sie nicht als Kontrolle, indem Sie 30 l Ca2+- und   Mg2+-freie PBS injizieren, um die Bedingungen des transplantierten ZU replizieren.</li>
		<li>Behandeln Sie die Tiere sechs weitere Tage mit Tamoxifen und verabreichen Sie analgesie(z.B. Carprofen) für zwei weitere Tage.</li>
		<li>Expflanzen Sie die Muskeln ab 14 Tagen nach der Transplantation. Verarbeiten und analysieren Sie die Proben gemäß den Protokollen 4 und 5.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Transplantation bei Mausmodellen der Muskeldystrophie
Dieser Transplantationstest ermöglicht die Bewertung des Ausmaßes der Transplantation von IDEMs in Mausmodellen der Muskeldystrophie. Die Tiere, die wie folgt behandelt werden, können auch auf funktionelle Verbesserung des Krankheitsphänotyps untersucht werden. Funktionelle Tests können ab zwei Wochen nach der Transplantation durchgeführt werden. Um die Engraftment zu verbessern, sollten Sie die Durchführung von VortransplantationLaufbandübungen (wie in Protokoll 3 beschrieben) und/oder serielleZellinjektionen alle drei Wochen für 3x(d. h. für insgesamt 3 Injektionen/Muskel) in Betracht ziehen.
<ol><li>Intramuskuläre Transplantation<ol>
<li>Die Tiere mit einer intraperitonealen Injektion von 3,5 l/g 10 mg/ml Tamoxifen (lipolösliche Formulierung) 24 Stunden vor der Transplantation und Pretreat-Zellen, die 1 M 4OH-Tamoxifen (wässrige Formulierung) in das Wachstumsmedium über Nacht vor dem Transplantationstag hinzufügen, zurücknehmen.</li>
		<li>Lösen Sie die Zellen bei 232 x g für 5 min durch Trypsinisierung, zählen und zentrifugieren.</li>
		<li>Waschen Sie das Zellpellet in Ca2+- und Mg2+-frei PBS, Zentrifuge und setzen Sie dann das Pellet in Ca2+- und Mg2+-frei PBS auf eine Konzentration von 106 Zellen/30 l aus.</li>
		<li>Analgesie verabreichen und die Haut des Tieres (optional) mit einem Povidon-Jod- oder Chlorexidin-desin-basierten Desinfektionsmittel desinfizieren. Dies wird auch helfen, die Tibialis anterior (TA), Gastrocnemius (GC) und Quadriceps femoris (QC; speziell die vastus intermedius) Muskeln zu lokalisieren.</li>
		<li>Injizieren Sie 30 l Zellsuspension in die Muskeln mit einer Spritze mit 29 oder 30 G Nadel. Legen Sie für die TA 5 mm der Nadel 2 mm unter die Einfügung der proximalen Sehne (Kraniokaalrichtung) mit einer Neigung von 15° relativ zur Tibia ein und injizieren Sie langsam die Zellsuspension beim Einziehen der Nadel (leeren Sie die Spritze mit 2 mm der Nadel noch im Muskel). Für die GC und QC, wiederholen Sie das gleiche Verfahren wie für die TA detailliert, mit dem Hauptunterschied ist die kaudokranielle Insertion der Nadel 2 mm über der myotendinösen Kreuzung der Achillessehne für die GC und 2 mm über der distalen Sehne für die QC (15° Neigung in Bezug auf den Oberschenkelknochen). Achten Sie beim Entfernen der Nadel aus dem Muskel, um zu vermeiden, dass die Zellsuspension durch die Nadelspur verschüttet wird. TROUBLESHOOTING: Bei geringer Engraftment erwägen, juvenile (1-2 Wochen alt) Mäuse7 mit 3 x 105 Zellen/10 l zu injizieren (beachten Sie, dass in diesem Fall Tamoxifen subkutan verabreicht werden muss).</li>
	</ol></li>
	<li>Intraarterientransplantation Dieser Teil des Protokolls ermöglicht die Bewertung der Fähigkeit von MIDEMs und HIDEMs, in der arteriellen Zirkulation geliefert zu werden, die Gefäßwand zu überqueren und zur Regeneration der Skelettmuskulatur in den Muskeln flussabwärts zur Injektionsstelle beizutragen.<ol>
<li>Pretreat Tiere und Zellen wie oben in Schritt 2.1.1 beschrieben.</li>
		<li>Lösen Sie sich durch Trypsinisierung und Filter mit einem 40 m Zellsieb (um Cluster aus der Zellsuspension zu entfernen, falls die nächtliche Exposition gegenüber Tamoxifen die Fusion und Bildung von Myoröhren aus benachbarten Zellen antreiben könnte) die Zellen bei 232 x g für 5 min zählen und zentrifugieren</li>
		<li>Waschen Sie das Zellpellet in Ca2+- und Mg2+-frei PBS, Zentrifuge und setzen Sie dann das Pellet in Ca2+- und Mg2+-frei PBS mit 0.2 International Einheiten von Natriumheparin (optional) bis zu einer endgültigen Zellkonzentration von 106 Zellen/50 l. Fügen Sie 10% Patent blauer Farbstoff (Endkonzentration: 1,25 mg/ml in normaler Saline oder Ca2+- und Mg2+-frei PBS) in die Lösung, um die Verteilung der Zellsuspension zu visualisieren.</li>
		<li>Verabreichen Sie der Maus anästhesie und analgesie gemäß den Richtlinien, die chirurgische Eingriffe in der jeweiligen institutionellen Tiereinrichtung regeln.</li>
		<li>Rasieren Sie die Leistenregion (auch bekannt als Femoral oder Scarpas Dreieck) und desinfizieren Sie die Haut mit einem Povidon-Jod- oder Chlorhexidin-basierten Desinfektionsmittel.</li>
		<li>Machen Sie einen 5-7 mm Schnitt und lokalisieren Sie das Oberschenkelbündel: Vene, Arterie und Nerven (der Nerv liegt seitlich auf der Arterie und die Vene medial).</li>
		<li>Entfernen Sie vorsichtig die Bindefaszien, die das Bündel mit Zangen bedeckt.</li>
		<li>Trennen Sie die Femoralvene und den Nerv von der Arterie, indem Sie sanft die Spitze einer Zange (oder einer 30 G Nadel) dazwischen einführen und das Loch schrittweise vergrößern. TROUBLESHOOTING: Die femorale Vene ist zerbrechlich: Achten Sie darauf, sie während ihrer Ablösung von der Oberschenkelarterie nicht mit der Zange zu kneifen. Im Falle einer Blutung, abtropfen lassen Sie das Blut mit steriler Gaze und verwenden Sie einen Mikro-Kauteris, um Hämostase zu erleichtern.</li>
		<li>Heben Sie die Arterie mit einer Spitze der Zange an und klemmen Sie die Arterie mit der anderen Spitze.</li>
		<li>Punktieren Sie die Arterie mit einer Spritze, die mit einer 30 G Nadel ausgestattet ist. Injizieren Sie 50 l Zellsuspension nach dem gespannten Bereich mit einer Infusionsgeschwindigkeit von ca. 5 l/sek. TROUBLESHOOTING: Setzen Sie die Zellen in der Spritze vor der Injektion vorsichtig wieder auf: Es ist wichtig, die Ausfällung von Zellen und die Bildung von Luftblasen in der Spritze zu vermeiden. Der Durchmesser der Oberschenkelarterie ist etwas kleiner als eine 30 G Nadel: Achten Sie darauf, die Arterie nicht beim Einsetzen der Nadel zu fällen. Patent blauer Farbstoff ermöglicht die Erkennung der Wirksamkeit der Injektion: wenn richtig injiziert, wird die gesamte Gliedmaße schnell hellblau.</li>
		<li>Entfernen Sie langsam die Nadel und die Zange aus der Arterie, um den Blutkreislauf in der Gliedmaße wiederherzustellen.</li>
		<li>Setzen Sie Druck mit steriler Gaze auf, um Blutungen zu vermeiden und/oder nach Bedarf zu kauterisieren.</li>
		<li>Die Wunde besonieren und die Tiere bis zur Genesung von der Anästhesie überwachen.</li>
		<li>Analgesie 3 Tage lang verabreichen und die Wunde täglich inspizieren (bei einer Wundinfektion besprechen Sie dies mit dem Personal der Tiereinrichtung und verabreichen Sie bei Bedarf Antibiotika).</li>
	</ol></li>
</ol>3. Ergebnismaßnahmen an transplantierten dystrophischen Tieren: Laufbandtest
Ab zwei Wochen nach der Zelltransplantation ist es möglich, die funktionelle Verbesserung der motorischen Kapazität behandelter Mäuse mit den Laufbandtests zu bewerten. Dieser Test ermöglicht die Bewertung der Trainingstoleranz/Ausdauer behandelter Mäuse. Eine Maus gilt als ermüdet, wenn sie sich für mehr als 5 Sek. im Ruhebereich legt, ohne zu versuchen, das Laufband nach einer Reihe von 3 aufeinanderfolgenden mechanischen Reizen (eine alle 5 Sek.) wieder einzubinden. Die Basismessungen beginnen etwa einen Monat vor der Behandlung und werden verwendet, um die Verbesserung jedes einzelnen getesteten Tieres zu bewerten. Diesem Test können zusätzliche Tests zur Überwachung der Faserfragilität, Der Kraftverbesserung, der Engraftmentierung, der Differenzierung transplantierter Zellen und der morphologischen Verbesserung der transplantierten Muskeln folgen (siehe Diskussion).
<ol><li>Akklimatisieren Sie die Tiere (in der Regel drei Gruppen: behandelt, unbehandelt und wilde Typ/nicht dystrophische Kontrollen) an die Übung vor der ersten Messung: Stellen Sie das Laufband auf eine Geschwindigkeit von 6 m/min für 10 min. Wiederholen Sie den Vorgang jeden zweiten Tag für eine Woche. TROUBLESHOOTING: Zeichnen Sie alle Messungen zur gleichen Tageszeit auf, um Verzerrungen aufgrund der zirkadianen Zyklen zu vermeiden.</li>
	<li>Legen Sie die Tiere in das Laufband, das zuvor mit einer Neigung von 10° eingerichtet wurde.</li>
	<li>Schalten Sie das Laufband mit einer Startgeschwindigkeit von 6 m/min ein (sorgen Sie für einen sanften mechanischen Reiz, falls die Tiere nicht bereit sind, die Übung zu beginnen).</li>
	<li>Starten Sie den Timer und erhöhen Sie die Geschwindigkeit 2 m/min alle 2 min.</li>
	<li>Sobald ein Tier mehr als 5 Sek. im Ruhebereich liegt, ohne zu versuchen, das Laufband wieder einzubinden, berühren Sie es vorsichtig mit einem Stock, um den Neustart der Übung zu stimulieren (siehe oben).</li>
	<li>Zeichnen Sie die Leistung (Zeit und Entfernung) jedes Tieres auf.</li>
	<li>Wiederholen Sie die Messungen wöchentlich oder alle 10 Tage für mindestens 3x.</li>
	<li>Wiederholen Sie das gleiche Verfahren nach der Transplantation.</li>
	<li>Analysieren Sie Leistungsdaten, die die Messung jedes Tieres mit der Basisleistung vergleichen. Wir schlagen vor, die Werte in einem Diagramm als Prozentsatz der durchschnittlichen Motorkapazität relativ zum Ausgangswert darzustellen und sie durch einen ein- oder zweiseitigen ANOVA-Test zu analysieren, gefolgt von einem entsprechenden Post-Test, um die Gruppen zu vergleichen.</li>
</ol>TROUBLESHOOTING: Mindestens 5 Alters-, Genotyp- und geschlechtsspezifische Tiere/Gruppen verwenden und die Messungen für mindestens das 3-fache nach der Transplantation wiederholen.
4. Bewertung der Zelltransplantation und Differenzierung in transplantierten Muskeln
Transplantierte und Kontrollmuskeln werden zum geeigneten Zeitpunkt geerntet (<2 Tage für die kurzfristige Transplantationsanalyse, 2-3 Wochen für die mittelfristige und >1 Monat für Langzeitanalysen). Wenn die transplantierten Zellen mit GFP gekennzeichnet sind, kann die Engraftmentierung in frisch isolierten Muskeln durch direkte Fluoreszenz unter einem UV-ausgestatteten Stereomikroskop beurteilt werden.
<ol><li>Legen und orientieren Sie sich entlang der vertikalen Achse frisch isolierte Muskeln in tragachanth Kaugummi (6% w/v)</li>
	<li>Die Proben in vorgekühltem Isopentan für eine Minute dehydrieren, mindestens 2 min in flüssigem Stickstoff einfrieren und sofort bei -80 °C zur Lagerung aufbewahren.</li>
	<li>Verarbeiten Sie die Proben mit einem Kryostat, um 7 m dicke Abschnitte auf polarisierten Dias zu erhalten. Probieren Sie den Großteil des Muskels auf den Dias und sammeln Sie ca. 8-10 Dias mit 30-40 Abschnitten/Dia. Es ist ratsam, eine Reihe von Abschnitten in eine 1,5 ml-Röhre zu sammeln, um molekularbiologische/biochemische Tests durchzuführen.</li>
	<li>Bewerten Sie die Zellengraftierung mit unterschiedlichen immunfluoreszierenden Färbungen, je nach Versuchsaufbau. Zum Beispiel, im Falle einer HIDEM-Transplantation bei Sgca-null/scid/bg-Mäusen, Fleckenabschnitte mit: a) einem Antikörper gegen Lamin A/C zum Nachweis von transplantierten menschlichen Zellkernen; b) einen Antikörper gegen Laminin, um die Gesamtstruktur des Muskels zu visualisieren; und c) einen Antikörper gegen Sgca, um eine von Spendern abgeleitete Wiederherstellung des Proteins zu erkennen, das bei dem dystrophischen Tier fehlt.</li>
	<li>Quantifizieren Sie mit Hilfe eines Fluoreszenzmikroskops die Anzahl der Spenderkerne pro Muskelabschnitt innerhalb und außerhalb der Muskelfasern und die Anzahl der von Spendern abgeleiteten Skelettmyofiber pro Abschnitt.</li>
</ol>5. Muskelhistopathologie
Histopathologische Analysen ermöglichen die Beurteilung der morphologischen Struktur des transplantierten Muskels. Als Ergebnis des Zelltherapieansatzes wird eine architektonische Verbesserung der Gewebestruktur erwartet.
<ol><li>Fixieren Sie die frisch isolierten Muskeln mit 4% Paraformaldehyd für 1 Stunde bei 4 °C.</li>
	<li>Dehydrieren Sie die Proben mit einem aufsteigenden Saccharosegradienten(z.B. 7.5-15-30% w/v).</li>
	<li>Lassen Sie die Muskeln über Nacht in der höchsten Saccharoselösung.</li>
	<li>Die Proben in Tissue Tek OCT einbetten, in vorgekühltes Isopentan einbetten, bis das OCT fest wird (vermeidung eines vollständigen Eintauchens der Proben), sie mindestens 2 min in flüssigen Stickstoff einfrieren und sofort bei -80 °C zur Lagerung platzieren.</li>
	<li>Verarbeiten Sie die Proben mit einem Kryostat, um 7 m dicke Abschnitte wie oben beschrieben zu erhalten.</li>
	<li>Färben Sie die Abschnitte mit Hämatoxylin und Eosin oder Massons Trichrom nach den Standard-Herstellerprotokollen.</li>
</ol>Hämatoxylin und Eosin Färbung ermöglicht die Berechnung von Kennzeichen der regenerierenden Muskeln, wie: a) die Anzahl der Myofiber; b) Querschnittsfläche; c) die Anzahl der Myofiber, die einen zentralen Kern enthalten. Massons Trichrom wird verwendet, um den fibrotischen Index zu berechnen, indem die Gesamtfläche der Skelettmyofiber von der Gesamtfläche des Bildes subtrahiert wird: der resultierende Bereich spiegelt hauptsächlich das Bindemittel und das Fettinfiltrat des Muskels wider. Alle Analysen auf den Bildern konnten mit ImageJ Software (NIH) mit dem Messwerkzeug und dem Zellzähler-Plugin durchgeführt werden.

<ol>
	<li>Dellavalle, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pericytes+of+human+skeletal+muscle+are+myogenic+precursors+distinct+from+satellite+cells.">Pericytes of human skeletal muscle are myogenic precursors distinct from satellite cells.</a> Nat. Cell Biol. 9, 255-267 (2007).</li><li>Minasi, M. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+meso-angioblast:+a+multipotent,+self-renewing+cell+that+originates+from+the+dorsal+aorta+and+differentiates+into+most+mesodermal+tissues.">The meso-angioblast: a multipotent, self-renewing cell that originates from the dorsal aorta and differentiates into most mesodermal tissues.</a> Development. 129, 2773-2783 (2002).</li><li>Dellavalle, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pericytes+resident+in+postnatal+skeletal+muscle+differentiate+into+muscle+fibres+and+generate+satellite+cells.">Pericytes resident in postnatal skeletal muscle differentiate into muscle fibres and generate satellite cells.</a> Nat. Commun. 2, 499 (2011).</li><li>Tedesco, F. 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S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transplantation+of+Genetically+Corrected+Human+iPSC-Derived+Progenitors+in+Mice+with+Limb-Girdle+Muscular+Dystrophy.">Transplantation of Genetically Corrected Human iPSC-Derived Progenitors in Mice with Limb-Girdle Muscular Dystrophy.</a> Sci. Transl. Med. 4, (2012).</li><li>Tedesco, F. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stem+cell-mediated+transfer+of+a+human+artificial+chromosome+ameliorates+muscular+dystrophy.">Stem cell-mediated transfer of a human artificial chromosome ameliorates muscular dystrophy.</a> Sci. Transl. Med. 3, (2011).</li><li>Lattanzi, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High+efficiency+myogenic+conversion+of+human+fibroblasts+by+adenoviral+vector-mediated+MyoD+gene+transfer.+An+alternative+strategy+for+ex+vivo+gene+therapy+of+primary+myopathies.">High efficiency myogenic conversion of human fibroblasts by adenoviral vector-mediated MyoD gene transfer. An alternative strategy for ex vivo gene therapy of primary myopathies.</a> J. Clin. Invest. 101, 2119-2128 (1998).</li><li>Chaouch, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Immortalized+skin+fibroblasts+expressing+conditional+MyoD+as+a+renewable+and+reliable+source+of+converted+human+muscle+cells+to+assess+therapeutic+strategies+for+muscular+dystrophies:+validation+of+an+exon-skipping+approach+to+restore+dystrophin+in+Duchenne+muscular+dystrophy+cells.">Immortalized skin fibroblasts expressing conditional MyoD as a renewable and reliable source of converted human muscle cells to assess therapeutic strategies for muscular dystrophies: validation of an exon-skipping approach to restore dystrophin in Duchenne muscular dystrophy cells.</a> Hum. Gene Ther. 20, 784-790 (2009).</li><li>Kimura, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-lineage+regulated+myogenesis+for+dystrophin+replacement:+a+novel+therapeutic+approach+for+treatment+of+muscular+dystrophy.">Cell-lineage regulated myogenesis for dystrophin replacement: a novel therapeutic approach for treatment of muscular dystrophy.</a> Hum. Mol. Genet. 17, 2507-2517 (2008).</li><li>Yamanaka, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induced+pluripotent+stem+cells:+past,+present,+and+future.">Induced pluripotent stem cells: past, present, and future.</a> Cell Stem Cell. 10, 678-684 (2012).</li><li>Wu, S. M., Hochedlinger, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Harnessing+the+potential+of+induced+pluripotent+stem+cells+for+regenerative+medicine.">Harnessing the potential of induced pluripotent stem cells for regenerative medicine.</a> Nat. Cell Biol. 13, 497-505 (2011).</li></ol>

F.S.T. hat eine internationale Patentanmeldung eingereicht (Nr. PCT/GB2013/050112) einschließlich eines Teils der in diesem Artikel beschriebenen Strategie. Er erhielt finanzielle Unterstützung von Promimetic und DWC ltd. für seine Forschung.

iPSCs können auf unbestimmte Zeit erweitert werden, wobei ihr Selbsterneuerungspotenzial erhalten bleibt und so in eine breite Palette von Zelllinien12differenziert werden. Aus diesem und anderen Gründen gelten iPSC-abgeleitete Stamm-/Vorläuferzellen als vielversprechende Quelle für autologe Gen- und Zelltherapieansätze13. Eine zuvor veröffentlichte Arbeit der Autoren berichtete über die Erzeugung von Maus- und humanen myogenen Vorläufern aus iPSCs mit einem Phänotyp, der dem von Pericyt-ab...

Mesoangioblasten (MABs) sind gefäßassoziierte Muskelvorläufer, die aus einer Teilmenge von Pericyten1-3abgeleitet sind. Der Hauptvorteil von MABs gegenüber kanonischen Muskelvorläufern wie Satellitenzellen4 liegt in ihrer Fähigkeit, die Gefäßwand zu überqueren, wenn sie intraarteriell geliefert werden, und trägt somit zur Skelettmuskelregeneration in Zelltherapieprotokollen bei. Diese Funktion wurde sowohl in murinen als auch in Canine Modellen der Muskeldystrophie1,5,6bewertet und bestätigt. Diese präklinischen Studien haben die Grundlagen für eine klinische Erstphase-I/II-Studie auf der Grundlage einer intraarteriellen Transplantation von Spender-HLA-identischen MABs bei Kindern mit Duchenne-Muskeldystrophie (EudraCT-Nr. 2011-000176-33; derzeit im San Raffaele Hospital in Mailand, Italien) aufgebaut. Eine der Haupthürden der Zelltherapie-Ansätze, bei denen Milliarden von Zellen benötigt werden, um den Muskel eines ganzen Körpers zu behandeln, ist das begrenzte proliferative Potenzial des "Arzneimittels" (die Zellen). Darüber hinaus wurde vor kurzem gezeigt, dass es nicht möglich ist, MABs von Patienten zu erhalten, die von einigen Formen von Muskeldystrophien betroffen sind, da es bei Muskeldystrophie 2D (LGMD2D; OMIM #608099)7.
Um diese Einschränkungen zu überwinden, wurde vor kurzem ein Protokoll zur Ableitung von MAB-ähnlichen Stamm-/Vorläuferzellen aus menschlichen und murinen iPSCs eingerichtet7. Dieses Verfahren erzeugt leicht erweiterbare Zellpopulationen mit einer vaskulären Gensignatur und einem Immunphenotyp, der erwachsenen, von Muskel-abgeleiteten MABs sehr ähnlich ist. Nach Expression des myogenen Regulatorischen Faktors MyoD werden sowohl murine als auch menschliche IDEMs (bzw. MIDEMs und HIDEMs) terminaler Skelettmuskeldifferenzierung unterzogen. Um dieses Ziel zu erreichen, können IDEMs mit Vektoren transduziert werden, die myoD-Expression antreiben können, entweder konstitutiv oder in duetzbarer Weise8-10. Es wird ein lentiviraler Vektor verwendet, der MyoD cDNA enthält, der mit dem Östrogenrezeptor (MyoD-ER) verschmolzen ist, wodurch seine kernnukleare Translokation auf Tamoxifen (ein Östrogen-Analog-)Verabreichungermöglicht wird 11. Diese Strategie führt zur Bildung von hypertrophen mehrkernigen Myotuben mit hoher Effizienz7. Insbesondere IDEMs sind nichttumorigen, können bei der Transplantation die Wirtsmuskulatur ein- und differenzieren und können mit verschiedenen Vektoren(z. B. Lentiviren oder menschlichen künstlichen Chromosomen) genetisch korrigiert werden, was den Weg für zukünftige autologe therapeutische Strategien ebnet. Die Ableitung, Charakterisierung und Transplantation von IDEMs wurde in der obigen Publikation7beschrieben. Dieses Protokollpapier beschreibt die Assays, die durchgeführt wurden, um die in vitro myogene Differenzierung von IDEMs und die anschließenden Ergebnismessungen zu bewerten, um die Wirksamkeit ihrer Transplantation in Mausmodellen der Muskelregeneration zu testen.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>REAGENTS</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MegaCell DMEM</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M3942</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>D5671</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IMDM</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>I3390</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Horse serum</td>
			<td>Euroclone</td>
			<td>ECS0090L</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Foetal Bovine Serum</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>DE14801F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS Calcium/Magnesium free</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>BE17-516F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Glutammine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>G7513</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Penicilline/Streptomicin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P0781</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2-Mercaptoethanol</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>31350-010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ITS (Insulin-Transferrin-Selenium)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>51500-056</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Non-essential amino acid solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>M7145</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fer-In-Sol</td>
			<td>Mead Johnson</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ferlixit</td>
			<td>Aventis</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oleic Acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>01257-10 mg</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linoleic Acid</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L5900-10 mg</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human bFGF</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>AA 10-155</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grow factors-reduced Matrigel</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>356230</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypsin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T3924</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium heparin</td>
			<td>Mayne Pharma</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Trypan blue solution</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T8154</td>
			<td>HARMFUL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Patent blue dye</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>19, 821-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EDTA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E-4884</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>TAAB</td>
			<td>P001</td>
			<td>HARMFUL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tamoxifen</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T5648</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-OH Tamoxifen</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H7904</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pLv-CMV-MyoD-ER(T)</td>
			<td>Addgene</td>
			<td>26809</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cardiotoxin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>C9759</td>
			<td>HARMFUL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Povidone iodine</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tragachant gum</td>
			<td>MP biomedicals</td>
			<td>104792</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopenthane</td>
			<td>VWR</td>
			<td>24,872,323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-tek OCT</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4583</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>VWR</td>
			<td>27,480,294</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polarized glass slides</td>
			<td>Thermo</td>
			<td>J1800AMNZ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eosin Y</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E4382</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>HHS32</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Masson&#39;s trichrome</td>
			<td>Bio-Optica</td>
			<td>04-010802</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse anti Myosin Heavy Chain antibody</td>
			<td>DSHB</td>
			<td>MF20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mouse anti Lamin A/C antibody</td>
			<td>Novocastra</td>
			<td>NLC-LAM-A/C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4/11/13</td>
			<td>Cappel</td>
			<td>559762</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hoechst 33342</td>
			<td>Sigma fluka</td>
			<td>B2261</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rabbit anti Laminin antibody</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L9393</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>MATERIALS AND EQUIPMENT</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adsorbable antibacteric suture 4-0</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>vcp310h</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>30G needle syringe</td>
			<td>BD</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Treadmill</td>
			<td>Columbus instrument</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Steromicroscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>SMZ800</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted microscope</td>
			<td>Leica</td>
			<td>DMIL LED</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane unit</td>
			<td>Harvad Apparatus</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fiber optics</td>
			<td>Euromecs (Holland)</td>
			<td>EK1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heating pad</td>
			<td>Vet Tech</td>
			<td>C17A1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scalpels</td>
			<td>Swann-Morton</td>
			<td>11REF050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgical forceps</td>
			<td>Fine Scientific Tools</td>
			<td></td>
			<td>5/45</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High temperature cauteriser</td>
			<td>Bovie Medical</td>
			<td>AA01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>MEDIA COMPOSITION</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Media composition is detailed below. 
			HIDEMs growth medium:
			<ul>
				<li>MegaCell Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium (MegaCell DMEM)</li>
				<li>5% fetal bovine serum (FBS)</li>
				<li>2 mM glutamine</li>
				<li>0.1 mM &#946;-mercaptoethanol</li>
				<li>1% non essential amino acids</li>
				<li>5 ng / ml human basic fibroblast growth factor (bFGF)</li>
				<li>100 IU ml penicillin</li>
				<li>100 mg / ml streptomycin</li>
			</ul>
			Alternatively, if some of the above reagents are not available, HIDEMs can be grown in:
			<ul>
				<li>Iscove&#39;s Modified Dulbecco&#39;s Medium (IMDM)</li>
				<li>10 % FBS</li>
				<li>2 mM glutamine</li>
				<li>0.1 mM &#946;-mercaptoethanol</li>
				<li>1% Non essential amino acids (NEAA)</li>
				<li>1% ITS (insulin / transferrin / selenium)</li>
				<li>5 ng / ml human bFGF</li>
				<li>100 IU ml penicillin</li>
				<li>100 mg / ml streptomycin</li>
				<li>0.5 &#956;M oleic and linoleic acids</li>
				<li>1.5 &#956;M Fe2+ (Fer-In-Sol)</li>
				<li>0.12 &#956;M Fe3+ (Ferlixit)</li>
			</ul>
			MIDEMs growth medium:
			<ul>
				<li>DMEM</li>
				<li>20 % FBS</li>
				<li>2 mM glutamine</li>
				<li>5 ng / ml human bFGF</li>
				<li>100 IU ml penicillin</li>
				<li>100 mg / ml streptomycin</li>
			</ul>
			Differentiation medium:
			<ul>
				<li>DMEM</li>
				<li>2 % Horse Serum (HS)</li>
				<li>100 IU ml penicillin</li>
				<li>100 mg / ml streptomycin</li>
				<li>2 mM glutamine</li>
			</ul>
			 
			 
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Table 1. List of Reagents, Materials, Equipment, and Media.

transplantation of induced pluripotent stem cell-derived mesoangioblast-like myogenic progenitors in mouse models of muscle regeneration

Patienten-abgeleitete iPSCs könnten eine unschätzbare Quelle von Zellen für zukünftige autologe Zelltherapieprotokolle sein. iPSC-abgeleitete myogene Stamm-/Vorläuferzellen, ähnlich wie pericyt-abgeleitete Mesoangioblasten (iPSC-abgeleitete Mesoangioblast-ähnliche Stamm-/Vorläuferzellen: IDEMs) können aus iPSCs hergestellt werden, die von Patienten generiert werden, die von verschiedenen Formen der Muskeldystrophie betroffen sind. Patientenspezifische IDEMs können mit unterschiedlichen Strategien(z.B. lentivirale Vektoren, menschliche künstliche Chromosomen) genetisch korrigiert und in ihrem myogenen Differenzierungspotenzial bei Überexpression des Myogenese-Reglers MyoD verbessert werden. Dieses myogene Potenzial wird dann in vitro mit spezifischen Differenzierungstests bewertet und durch Immunfluoreszenz analysiert. Das regenerative Potenzial von IDEMs wird in vivo,bei intramuskulärer und intraarterieller Transplantation in zwei repräsentativen Mausmodellen mit akuter und chronischer Muskelregeneration weiter evaluiert. Der Beitrag von IDEMs zum Wirtsskelettmuskel wird dann durch verschiedene Funktionstests an transplantierten Mäusen bestätigt. Insbesondere wird die Verbesserung der Motorkapazität der Tiere mit Laufbandtests untersucht. Die Zelltransplantation und -differenzierung wird dann durch eine Reihe von histologischen und immunfluoreszenz-Assays auf transplantierte Muskeln bewertet. Insgesamt beschreibt dieses Papier die Assays und Werkzeuge, die derzeit zur Bewertung der Differenzierungsfähigkeit von IDEMs eingesetzt werden, wobei der Schwerpunkt auf den Transplantationsmethoden und anschließenden Ergebnismaßnahmen zur Analyse der Wirksamkeit von Zelltransplantationen liegt.

Die gemeldeten repräsentativen Ergebnisse folgen den wichtigsten In-vitro/in-vivo-Assays, die im Workflow in Abbildung 1dargestellt sind. 48 Stunden nach 4OH-tamoxifen Verabreichung MyoD-positive Kerne sind innerhalb von MyoD-ER transduced IDEMs in Kultur identifizierbar (Abbildung 2A). Die Zellen verschmelzen dann und differenzieren sich in mehrkernige Myoröhren (Abbildung 2B). Bei der intramuskulären Transplantation in ein murines Modell akuter Muskelverlet...

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Transplantation of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Mesoangioblast-like Myogenic Progenitors in Mouse Models of Muscle Regeneration

Induzierte pluripotente Stammzell (iPSC)-abgeleitete myogene Vorläufer sind vielversprechende Kandidaten für Zelltherapiestrategien zur Behandlung von Muskeldystrophien. Dieses Protokoll beschreibt Transplantations- und Funktionsmessungen, die erforderlich sind, um die Engraftmentierung und Differenzierung von iPSC-abgeleiteten Mesoangioblasten (eine Art von Muskelvorläufern) in Mausmodellen der akuten und chronischen Muskelregeneration zu bewerten.

Transplantation von induzierten pluripotenten Stammzellen-abgeleiteten mesoangioblast-ähnlichen myogenen Vorläufern in Mausmodellen der Muskelregeneration

Patient-derived iPSCs could be an invaluable source of cells for future autologous cell therapy protocols. iPSC-derived myogenic stem/progenitor cells ...

transplantation-induced-pluripotent-stem-cell-derived-mesoangioblast

Research

JoVE Journal

Bioengineering

9.4K Aufrufe.  University College London. Induzierte pluripotente Stammzell (iPSC)-abgeleitete myogene Vorläufer sind vielversprechende Kandidaten für Zelltherapiestrategien zur Behandlung von Muskeldystrophien. Dieses Protokoll beschreibt Transplantations- und Funktionsmessungen, die erforderlich sind, um die Engraftmentierung und Differenzierung von iPSC-abgeleiteten Mesoangioblasten (eine Art von Muskelvorläufern) in Mausmodellen der akuten und chronischen Muskelregeneration zu bewerten.

Serie: Transplantation of Induced Pluripotent Stem Cell-derived Mesoangioblast-like Myogenic Progenitors in Mouse Models of Muscle Regeneration

Use of Human Perivascular Stem Cells for Bone Regeneration

Human perivascular stem cells (PSCs) can be isolated in sufficient numbers from multiple tissues for purposes of skeletal tissue engineering1-3. PSCs are a FACS-sorted population of 'pericytes' (CD146+CD34-CD45-) and 'adventitial cells' (CD146-CD34+CD45-), each of which we have previously reported to have properties of mesenchymal stem cells. PSCs, like MSCs, are able to undergo osteogenic differentiation, as well as secrete pro-osteogenic cytokines1,2. In the present protocol, we demonstrate the osteogenicity of PSCs in several animal models including a muscle pouch implantation in SCID (severe combined immunodeficient) mice, a SCID mouse calvarial defect and a femoral segmental defect (FSD) in athymic rats. The thigh muscle pouch model is used to assess ectopic bone formation. Calvarial defects are centered on the parietal bone and are standardly 4 mm in diameter (critically sized)8. FSDs are bicortical and are stabilized with a polyethylene bar and K-wires4. The FSD described is also a critical size defect, which does not significantly heal on its own4. In contrast, if stem cells or growth factors are added to the defect site, significant bone regeneration can be appreciated. The overall goal of PSC xenografting is to demonstrate the osteogenic capability of this cell type in both ectopic and orthotopic bone regeneration models.

Human perivascular stem cells (PSCs) are a novel stem cell class for skeletal tissue regeneration similar to mesenchymal stem cells (MSCs). PSCs can be isolated by FACS (fluorescence activated cell sorting) from adipose tissue procured during standard liposuction procedures, then combined with an osteoinductive scaffold to achieve bone formation in vivo.

Verwenden Sie für Menschenrechte Perivaskuläre Stammzellen für die Knochenregeneration

Human perivascular stem cells (PSCs) can be isolated in sufficient numbers from multiple tissues for purposes of skeletal tissue engineering1-3. PSCs are ...

Forschung

Biotechnik

Development, Expansion, and In vivo Monitoring of Human NK Cells from Human Embryonic Stem Cells (hESCs) and Induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs)

We present a method for deriving natural killer (NK) cells from undifferentiated hESCs and iPSCs using a feeder-free approach. This method gives rise to high levels of NK cells after 4 weeks culture and can undergo further 2-log expansion with artificial antigen presenting cells. hESC- and iPSC-derived NK cells developed in this system have a mature phenotype and function. The production of large numbers of genetically modifiable NK cells is applicable for both basic mechanistic as well as anti-tumor studies. Expression of firefly luciferase in hESC-derived NK cells allows a non-invasive approach to follow NK cell engraftment, distribution, and function. We also describe a dual-imaging scheme that allows separate monitoring of two different cell populations to more distinctly characterize their interactions in vivo. This method of derivation, expansion, and dual in vivo imaging provides a reliable approach for producing NK cells and their evaluation which is necessary to improve current NK cell adoptive therapies.

Development, Expansion, and In vivo Monitoring of Human NK Cells from Human Embryonic Stem Cells hESCs and Induced Pluripotent Stem Cells iPSCs

This protocol describes the development, expansion, and in vivo imaging of NK cells derived from hESCs and iPSCs.

Entwicklung, Erweiterung und<em&gt; In vivo</em&gt; Monitoring von humanen NK Zellen aus humanen embryonalen Stammzellen (hES-Zellen) und und induzierten pluripotenten Stammzellen (iPS-Zellen)

We present a method for deriving natural killer (NK) cells from undifferentiated hESCs and iPSCs using a feeder-free approach. This method gives rise to ...

Patterning the Geometry of Human Embryonic Stem Cell Colonies on Compliant Substrates to Control Tissue-Level Mechanics

Human embryonic stem cells demonstrate a unique ability to respond to morphogens in vitro by self-organizing patterns of cell fate specification that correspond to primary germ layer formation during embryogenesis. Thus, these cells represent a powerful tool with which to examine the mechanisms that drive early human development. We have developed a method to culture human embryonic stem cells in confined colonies on compliant substrates that provides control over both the geometry of the colonies and their mechanical environment in order to recapitulate the physical parameters that underlie embryogenesis. The key feature of this method is the ability to generate polyacrylamide hydrogels with defined patterns of extracellular matrix ligand at the surface to promote cell attachment. This is achieved by fabricating stencils with the desired geometric patterns, using these stencils to create patterns of extracellular matrix ligand on glass coverslips, and transferring these patterns to polyacrylamide hydrogels during polymerization. This method is also compatible with traction force microscopy, allowing the user to measure and map the distribution of cell-generated forces within the confined colonies. In combination with standard biochemical assays, these measurements can be used to examine the role mechanical cues play in fate specification and morphogenesis during early human development.

Extracellular matrix ligands can be patterned onto polyacrylamide hydrogels to enable the culture of human embryonic stem cells in confined colonies on compliant substrates. This method can be combined with traction force microscopy and biochemical assays to examine the interplay between tissue geometry, cell-generated forces, and fate specification.

Musterung der Geometrie menschlicher embryonaler Stammzellkolonien auf konformen Substraten zur Kontrolle der Gewebe-Level-Mechanik

Human embryonic stem cells demonstrate a unique ability to respond to morphogens in vitro by self-organizing patterns of cell fate specification that ...

Isolation of Adult Human Dermal Fibroblasts from Abdominal Skin and Generation of Induced Pluripotent Stem Cells Using a Non-Integrating Method

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) could be considered, to date, a promising source of pluripotent cells for the management of currently untreatable diseases, for the reconstitution and regeneration of injured tissues and for the development of new drugs. Despite all the advantages related to the use of iPSCs, such as the low risk of rejection, the lessened ethical issues, and the possibility to obtain them from both young and old patients without any difference in their reprogramming potential, problems to overcome are still numerous. In fact, cell reprogramming conducted with viral and integrating viruses can cause infections and the introduction of required genes can induce a genomic instability of the recipient cell, impairing their use in clinic. In particular, there are many concerns about the use of c-Myc gene, well-known from several studies for its mutation-inducing activity. Fibroblasts have emerged as the suitable cell population for cellular reprogramming as they are easy to isolate and culture and are harvested by a minimally invasive skin punch biopsy. The protocol described here provides a detailed step-by-step description of the whole procedure, from sample processing to obtain cell cultures, choice of reagents and supplies, cleaning and preparation, to cell reprogramming by the means of a commercial non-modified RNAs (NM-RNAs)-based reprogramming kit. The chosen reprogramming kit allows an effective reprogramming of human dermal fibroblast to iPSCs and small colonies can be seen as early as 24 h after the first transfection, even with modifications with the respect to the standard datasheet. The reprogramming procedure used in this protocol offers the advantage of a safe reprogramming, without the risk of infections caused by viral vector-based methods, reduces the cellular defense mechanisms, and allows the generation of xeno-free iPSCs, all critical features that are mandatory for further clinical applications.

Cell reprogramming requires the introduction of key genes, which regulate and maintain the pluripotent cell state. The protocol described enables the formation of induced pluripotent stem cells (iPSCs) colonies from human dermal fibroblasts without viral/integrating methods but using non-modified RNAs (NM-RNAs) combined with immune evasion factors reducing cellular defense mechanisms.

Isolierung von adulten menschlichen Dermal-Fibroblasten aus der Bauchhaut und Generierung induzierter pluripotenter Stammzellen mit einer nicht-integrierenden Methode

Induced pluripotent stem cells (iPSCs) could be considered, to date, a promising source of pluripotent cells for the management of currently untreatable ...

Guided Differentiation of Mature Kidney Podocytes from Human Induced Pluripotent Stem Cells Under Chemically Defined Conditions

Kidney disease affects more than 10% of the global population and costs billions of dollars in federal expenditures. The most severe forms of kidney disease and eventual end-stage renal failure are often caused by the damage to the glomerular podocytes, which are the highly specialized epithelial cells that function together with endothelial cells and the glomerular basement membrane to form the kidney&#8217;s filtration barrier. Advances in renal medicine have been hindered by the limited availability of primary tissues and the lack of robust methods for the derivation of functional human kidney cells, such as podocytes. The ability to derive podocytes from renewable sources, such as stem cells, could help advance current understanding of the mechanisms of human kidney development and disease, as well as provide new tools for therapeutic discovery. The goal of this protocol was to develop a method to derive mature, post-mitotic podocytes from human induced pluripotent stem (hiPS) cells with high efficiency and specificity, and under chemically defined conditions. The hiPS cell-derived podocytes produced by this method express lineage-specific markers (including nephrin, podocin, and Wilm&#8217;s Tumor 1) and exhibit the specialized morphological characteristics (including primary and secondary foot processes) associated with mature and functional podocytes. Intriguingly, these specialized features are notably absent in the immortalized podocyte cell line widely used in the field, which suggests that the protocol described herein produces human kidney podocytes that have a developmentally more mature phenotype than the existing podocyte cell lines typically used to study human kidney biology.

Presented here is a chemically defined protocol for the derivation of human kidney podocytes from induced pluripotent stem cells with high efficiency (&#62;90%) and independent of genetic manipulations or subpopulation selection. This protocol produces the desired cell type within 26 days and could be useful for nephrotoxicity testing and disease modeling.

Geführte Differenzierung reifer Nierenpodozyten aus human induzierten pluripotenten Stammzellen unter chemisch definierten Bedingungen

Kidney disease affects more than 10% of the global population and costs billions of dollars in federal expenditures. The most severe forms of kidney ...

Single-Cell Optical Action Potential Measurement in Human Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically carried out in low throughput. Rapid and ongoing expansion of induced pluripotent stem cell (iPSC) technology presents a new standard in cardiovascular research and alternate methods are now necessary to increase throughput of electrophysiological data at a single cell level. VF2.1Cl is a recently derived voltage sensitive dye which provides a rapid single channel, high magnitude response to fluctuations in membrane potential. It possesses kinetics superior to those of other existing voltage indicators and makes available functional data equivalent to that of traditional microelectrode techniques. Here, we demonstrate simplified, non-invasive action potential characterization in externally paced human iPSC derived cardiomyocytes using a modular and highly affordable photometry system.

Here we describe optical acquisition and characterization of action potentials from induced pluripotent stem cell derived cardiomyocytes using a high-speed modular photometry system.

Einzelzellige optische Aktionspotentialmessung in human induzierten pluripotenten Stammzell-abgeleiteten Kardiomyozyten

Conventional intracellular microelectrode techniques to quantify cardiomyocyte electrophysiology are extremely complex, labor intensive, and typically ...

Isogenic Kidney Glomerulus Chip Engineered from Human Induced Pluripotent Stem Cells

Chronic kidney disease (CKD) affects 15% of the U.S. adult population, but the establishment of targeted therapies has been limited by the lack of functional models that can accurately predict human biological responses and nephrotoxicity. Advancements in kidney precision medicine could help overcome these limitations. However, previously established in vitro models of the human kidney glomerulus-the primary site for blood filtration and a key target of many diseases and drug toxicities-typically employ heterogeneous cell populations with limited functional characteristics and unmatched genetic backgrounds. These characteristics significantly limit their application for patient-specific disease modeling and therapeutic discovery. 
This paper presents a protocol that integrates human induced pluripotent stem (iPS) cell-derived glomerular epithelium (podocytes) and vascular endothelium from a single patient to engineer an isogenic and vascularized microfluidic kidney glomerulus chip. The resulting glomerulus chip is comprised of stem cell-derived endothelial and epithelial cell layers that express lineage-specific markers, produce basement membrane proteins, and form a tissue-tissue interface resembling the kidney's glomerular filtration barrier. The engineered glomerulus chip selectively filters molecules and recapitulates drug-induced kidney injury. The ability to reconstitute the structure and function of the kidney glomerulus using isogenic cell types creates the opportunity to model kidney disease with patient specificity and advance the utility of organs-on-chips for kidney precision medicine and related applications.

Presented here is a protocol to engineer a personalized organ-on-a-chip system that recapitulates the structure and function of the kidney glomerular filtration barrier by integrating genetically matched epithelial and vascular endothelial cells differentiated from human induced pluripotent stem cells. This bioengineered system can advance kidney precision medicine and related applications.

Isogener Nieren-Glomerulus-Chip aus humaninduzierten pluripotenten Stammzellen

Chronic kidney disease (CKD) affects 15% of the U.S. adult population, but the establishment of targeted therapies has been limited by the lack of ...

Evaluation of Cardiac Contractility Modulation Therapy in 2D Human Stem Cell-Derived Cardiomyocytes

Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are currently being explored for multiple in vitro applications and have been used in regulatory submissions. Here, we extend their use to cardiac medical device safety or performance assessments. We developed a novel method to evaluate cardiac medical device contractile properties in robustly contracting 2D hiPSC-CMs monolayers plated on a flexible extracellular matrix (ECM)-based hydrogel substrate. This tool enables the quantification of the effects of cardiac electrophysiology device signals on human cardiac function (e.g., contractile properties) with standard laboratory equipment. The 2D hiPSC-CM monolayers were cultured for 2-4 days on a flexible hydrogel substrate in a 48-well format.
The hiPSC-CMs were exposed to standard cardiac contractility modulation (CCM) medical device electrical signals and compared to control (i.e., pacing only) hiPSC-CMs. The baseline contractile properties of the 2D hiPSC-CMs were quantified by video-based detection analysis based on pixel displacement. The CCM-stimulated 2D hiPSC-CMs plated on the flexible hydrogel substrate displayed significantly enhanced contractile properties relative to baseline (i.e., before CCM stimulation), including an increased peak contraction amplitude and accelerated contraction and relaxation kinetics. Furthermore, the utilization of the flexible hydrogel substrate enables the multiplexing of the video-based cardiac-excitation contraction coupling readouts (i.e., electrophysiology, calcium handling, and contraction) in healthy and diseased hiPSC-CMs. The accurate detection and quantification of the effects of cardiac electrophysiological signals on human cardiac contraction is vital for cardiac medical device development, optimization, and de-risking. This method enables the robust visualization and quantification of the contractile properties of the cardiac syncytium, which should be valuable for nonclinical cardiac medical device safety or effectiveness testing. This paper describes, in detail, the methodology to generate 2D hiPSC-CM hydrogel substrate monolayers.

Here, we demonstrate a non-invasive cardiac medical device contractility evaluation method using 2D human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocyte (hiPSC-CM) monolayers, plated on a flexible substrate, coupled with video-based microscopy. This tool will be useful for the in vitro evaluation of the contractile properties of cardiac electrophysiology devices.

Evaluierung der kardialen Kontraktilitätsmodulationstherapie in 2D-Kardiomyozyten aus humanen Stammzellen

Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are currently being explored for multiple in vitro applications and have been used ...

Generation of Human Blood Vessel Organoids from Pluripotent Stem Cells

An organoid is defined as an engineered multicellular in vitro tissue that mimics its corresponding in vivo organ such that it can be used to study defined aspects of that organ in a tissue culture dish. The breadth and application of human pluripotent stem cell (hPSC)-derived organoid research have advanced significantly to include the brain, retina, tear duct, heart, lung, intestine, pancreas, kidney, and blood vessels, among several other tissues. The development of methods for the generation of human microvessels, specifically, has opened the way for modeling human blood vessel development and disease in vitro and for the testing and analysis of new drugs or tissue tropism in virus infections, including SARS-CoV-2. Complex and lengthy protocols lacking visual guidance hamper the reproducibility of many stem cell-derived organoids. Additionally, the inherent stochasticity of organoid formation processes and self-organization necessitates the generation of optical protocols to advance the understanding of cell fate acquisition and programming. Here, a visually guided protocol is presented for the generation of 3D human blood vessel organoids (BVOs) engineered from hPSCs. Presenting a continuous basement membrane, vascular endothelial cells, and organized articulation with mural cells, BVOs exhibit the functional, morphological, and molecular features of human microvasculature. BVO formation is initiated through aggregate formation, followed by mesoderm and vascular induction. Vascular maturation and network formation are initiated and supported by embedding aggregates in a 3D collagen and solubilized basement membrane matrix. Human vessel networks form within 2-3 weeks and can be further grown in scalable culture systems. Importantly, BVOs transplanted into immunocompromised mice anastomose with the endogenous mouse circulation and specify into functional arteries, veins, and arterioles. The present visually guided protocol will advance human organoid research, particularly in relation to blood vessels in normal development, tissue vascularization, and disease.

This protocol describes the generation of self-organizing blood vessels from human pluripotent and induced pluripotent stem cells. These blood vessel networks exhibit an extensive and connected endothelial network surrounded by pericytes, smooth muscle actin, and a continuous basement membrane.

Erzeugung menschlicher Blutgefäß-Organoide aus pluripotenten Stammzellen

An organoid is defined as an engineered multicellular in vitro tissue that mimics its corresponding in vivo organ such that it can be used to study ...

Generation, High-Throughput Screening, and Biobanking of Human-Induced Pluripotent Stem Cell-Derived Cardiac Spheroids

Human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are of paramount importance for human cardiac disease modeling and therapeutics. We recently published a cost-effective strategy for the massive expansion of hiPSC-CMs in two dimensions (2D). Two major limitations are cell immaturity and a lack of three-dimensional (3D) arrangement and scalability in high-throughput screening (HTS) platforms. To overcome these limitations, the expanded cardiomyocytes form an ideal cell source for the generation of 3D cardiac cell culture and tissue engineering techniques. The latter holds great potential in the cardiovascular field, providing more advanced and physiologically relevant HTS. Here, we describe an HTS-compatible workflow with easy scalability for the generation, maintenance, and optical analysis of cardiac spheroids (CSs) in a 96-well-format. These small CSs are essential to fill the gap present in current in vitro disease models and/or generation for 3D tissue engineering platforms. The CSs present a highly structured morphology, size, and cellular composition. Furthermore, hiPSC-CMs cultured as CSs display increased maturation and several functional features of the human heart, such as spontaneous calcium handling and contractile activity. By automatization of the complete workflow, from the generation of CSs to functional analysis, we increase intra- and inter-batch reproducibility as demonstrated by high-throughput (HT) imaging and calcium handling analysis. The described protocol allows modeling of cardiac diseases and assessing drug/therapeutic effects at the single-cell level within a complex 3D cell environment in a fully automated HTS workflow. In addition, the study describes a straightforward procedure for long-term preservation and biobanking of whole-spheroids, thereby providing researchers the opportunity to create next-generation functional tissue storage. HTS combined with long-term storage will substantially contribute to translational research in a wide range of areas, including drug discovery and testing, regenerative medicine, and the development of personalized therapies.

Presented here is a set of protocols for the generation and cryopreservation of cardiac spheroids (CSs) from human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes cultured in a high-throughput, multidimensional format. This three-dimensional model functions as a robust platform for disease modeling, high-throughput screenings, and maintains its functionality after cryopreservation.

Generierung, Hochdurchsatz-Screening und Biobanking von human-induzierten pluripotenten Stammzell-abgeleiteten Herzsphäroiden

Human-induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes (hiPSC-CMs) are of paramount importance for human cardiac disease modeling and therapeutics. We ...