Diese Veröffentlichung wurde von der Enzyme in der Umweltforschungskoordination Netzwerk Forschung von der US National Science Foundation (DEB # 1021559) unterstützt finanziert. Diese Arbeit wurde von der US National Science Foundation (DEB # 1021559) und das US Department of Office of Science Energy (Biologische und Umweltforschung) unterstützt. Alle Meinungen, Ergebnisse, Schlussfolgerungen oder Empfehlungen und die in dieser Dokumentation sind die der Autoren und nicht unbedingt die Ansichten der US-NSF reflektieren.

1. Assay-Set-up <ol><li> Label 3 Deep Well Platten: &quot;Sample&quot;, &quot;MUB Standard&quot; und &quot;MUC-Standard&quot;. </li><li> Gießen Sie jede Norm (MUB von 0, 2,5, 5, 10, 25, 50, und 100 uM) und Substrat (BG, CB, NAG, PHOS, XYL, AG, LAP) in separate sauber, vormarkiert Speichern (in Reihen orientiert) . </li><li> Pipettieren Sie die entsprechende MUB Standard in entsprechende Vertiefungen der MUB Standardplatte (Tabelle 1). <ol><li> Je 200 ul von 0 uM MUB in Zeile A der MUB Standardplatte. </li><li> Je 200 ul von 2,5 uM MUB in Reihe B der MUB Standardplatte. </li><li> Je 200 ul von 5 uM MUB in Zeile C der MUB Standardplatte. </li><li> Je 200 ul 10 uM MUB in Reihe D der MUB Standardplatte. </li><li> Je 200 ul 25 uM MUB in Zeile E der MUB Standardplatte. </li><li> Je 200 ul 50 uM MUB in Zeile F der MUB Standardplatte. </li><li> Je 200 ul von 100 μM MUB in Reihe G der MUB Standardplatte. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 1.3.1 - 1.3.8 für MUC-Standards in entsprechende Vertiefungen der MUC Standardplatte. </li></ol></li><li> Prep Boden Schlämme für jede Bodenprobe. <ol><li> Wiegen 2,75 g Feld feuchten Boden in den Mixer. </li><li> Hinzufügen 91 ml 50 mM Puffer. Mischung auf hoch für 1 min. </li><li> Gießen Mixer Inhalt in einen sauberen Glasschale mindestens so breit wie 8-Kanal-Pipette mit einem Rührstab. </li><li> Legen Sie auf Rührplatte mischen Bodenschlamm auf niedrig. </li><li> Pipette 800 ul von Bodenschlamm in eine erste Spalte der Musterplatte (Tabelle 2). </li><li> Wiederholen Sie in 1. Spalte der MUB-Standard und MUC-Standard-Platten (Tabelle 1). </li><li> Spülen Mixer, rühren Platte und Rührstab mit DI H 2 O oder Puffer zwischen Bodenproben. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 1.4.1 - 1.4.7) für jede Probe in die nächste Spalte mit jeder nachfolgenden Bodenprobe (Tabellen 1 und2). </li></ol></li><li> Pipettieren, die das geeignete Substrat (in diesem Beispiel 200 &amp;mgr; M Konzentrationen) in die entsprechenden Wells der Probenplatte (Tabelle 2). <ol><li> Je 200 ul der BG Substrat in Reihe A der Probenteller. </li><li> Je 200 ul CB Substrat in Reihe B der Probenteller. </li><li> Je 200 ul NAG Substrat in Zeile C der Probenteller. </li><li> Je 200 ul von PHOS Substrat in Reihe D der Probe Platte. </li><li> Je 200 ul XYL Substrat in Zeile E der Probe Platte. </li><li> Je 200 ul AG Substrat in Reihe F des Probenteller. </li><li> Je 200 ul der LAP Substrat in Reihe G der Probenteller. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte 1.5.1 - 1.5.7 für jedes Bruttemperatur Probenplatte. </li></ol></li></ol> 2. Inkubation der Testplatten <ol><li> Verschließen Sie die Deep-Well-Platten (&quot;Sample&quot;, &quot;MUB Standard&quot; und &quot;MUC-Standard4 ;) mit Platte Matten. </li><li> Kehren Sie jedes (versiegelt) Platte von Hand, bis die Lösung gründlich gemischt (~ 10x). </li><li> Platzieren Platten in geeigneten Inkubator für die Inkubation erforderliche Zeit (Tabelle 3). </li><li> Nehmen Anfangszeit als Zeit 0. Auch notieren die entsprechenden Inkubationszeiten, so dass Sie wissen, wann man die Platte aus dem Inkubator (Tabelle 3) zu entfernen. </li><li> Am Ende jeder Inkubationsperiode Zentrifuge die versiegelten Platten für 3 min bei 2.900 x g ~. </li><li> Nach der Zertifizierung, Transfer 250 ul von jedem der gut inkubiert Deep Well Platten in entsprechende Vertiefungen in schwarz mit flachem Boden 96-Well-Platten (eine schwarze Platte wird für jeden inkubiert tiefen Brunnen Platte verwendet werden). Es ist wichtig, Proben aus den inkubiert Deep Well Platten in den gleichen Brunnen (dh A1 ... A12, etc.) in den schwarzen Flachboden-96-Well-Platten übertragen (Tabelle 1, 2). </li></ol> 3. Leuchtstoff-Messungen anein Mikro Fluorometer <ol><li> Nach Angaben des Herstellers für die fluorimetrische Plattenlesegerät verwendet wird, stellen die Anregungswellenlänge von 365 nm und Emissionswellenlänge 450 nm (oder entsprechende Filter). </li><li> Lesen Sie die drei Platten auf dem Fluorometer. Wichtig: Proben-und Standard-Platten (dh MUB oder MUC) müssen mit dem gleichen Gewinn zu lesen. <ol><li> Stellen Sie die automatische Verstärkungs Spektralphotometer und lesen Sie die MUC und MUB Standard-Platten. </li><li> Set Verstärkung auf manuell, und verringern Sie den Wert nicht optimal auf die nächste niedrigste Zahl, gerundet auf die nächsten fünf, für jede Standardplatte. Repeat 2x für jede Platte. </li><li> Stellen Sie die Verstärkung, um die automatische und führen Sie den Probenteller. Führen Sie den Probenteller manuell auf den höchsten Gewinn für jede der Standard-Platten (dh MUB und MUC) entsprechen. </li></ol></li></ol> 4. Datenanalyse <ol><li> Geben Standardkurve Fluoreszenzdaten in Tabellenkalkulations für MUB (Tabelle 4a) Und MUC-Standard (Tabelle 4b) <ol><li> Konvertieren (uM) Konzentrationen (&amp;mgr; mol) (Tabelle 4a und 4b). </li></ol></li><li> Für Standardkurve Fluoreszenzdaten jeder Probe, die Berechnung der Steigung, y-Achsenabschnitt, und R 2-Werte für MUB und MUC (umol) Standardkonzentrationen. R 2 akzeptablen Werte 0,98 für jede Probe betragen (Tabelle 4a und 4b). Es kann nützlich sein Standardkurven in einem Streudiagramm zu visualisieren, mit Fluoreszenz liest als abhängige Variable (y-Achse) und Standardkonzentration (mmol), aufgetragen als unabhängige Variable (x-Achse) (Abbildung 1) aufgetragen. </li><li> Sie werden die MUB und MUC Standardkurve Steigung und y-Achsenwerte verwenden, um die Probe + Substrat Rohstoffe Fluoreszenzdaten in potentielle EEA berechnen. Sie müssen zuerst die Probe + Substrat Roh-Fluoreszenz-Daten in eine neue Tabelle geben (Tabelle 5a </strong&gt;). Sie müssen auch die Inkubationszeit (hr) und Bodentrockengewicht für jede Probe (Tabelle 5b) eingeben. Beachten, die in diesem Beispiel eingegebene Zeit-Werte von 3 Stunden, da die Proben wurden bei 25 ° C (Tabelle 3) inkubiert. <ol><li> Subtrahieren Sie die Standardkurve Schnittwerte aus den entsprechenden Probenfluoreszenzwerte und dann teilen durch die Steigung der entsprechenden Standardkurve (Tabelle 5c). Um dies zu erreichen, ordnen Standardgleichung für Probe Enzymkonzentration (x) zu lösen, x = (yb) / m, wo: [y = raw Leseprobe Fluoreszenz, b = Achsenabschnitt von MUB oder MUC Standardkurve, m = Steigung von MUB oder MUC Standardkurve]. </li><li> Multiplizieren Probe mmol, von Schritt 4.3.1, um 91 ml (Puffervolumen im Boden Gülle) (Tabelle 5d). </li><li> [Enzym amt: Teilen Wert in Schritt 4.3.2 von der Probe spezifischen Inkubationszeit und trockenen Bodenmasse (Tabelle 5e) erhalten. (&amp; #956; mol) x 91 ml x Inkubation (h) x trockenen Boden (g) x 0,8 ml x 1.000] Anmerkung: 0,8 ml das Volumen der Aufschlämmung in jede Vertiefung eingesetzt, und 1000 korrigiert die tatsächliche Bodenmenge in jeder Vertiefung. </li><li> Multiplizieren Sie die in Schritt 4.3.3 von 1000 erhalten, um die gewünschten Einheiten (nmol Aktivität / g trockenen Boden / h) (Tabelle 5f) Wert bekommen. </li></ol></li></ol>

Keine Interessenskonflikte erklärt.

Das Labor-basierte Messung von potenziellen Boden EAD wichtige Einblicke in mikrobielle Reaktionen auf ihre abiotischen Umwelt, und ihre Konsequenzen für das Funktionieren von Ökosystemen zu liefern. Die Ergebnisse dieses Beispiels zeigen, dass Datensatz minimale Unterschiede in der Bodenenzymaktivität oder Kinetik unter Klima Behandlung Parzellen. , Inverse Tendenzen unter Parzellen fördern jedoch weitere Untersuchung der Kovariaten, die die Produktion von mikrobiellen EEA wie Bodenfeuchte, Boden-pH oder das Pflanzenwachstum beeinflussen können. Insgesamt beurteilen EEA im Hinblick auf (1) Gesamt EWR in Böden, (2) EWR-Stöchiometrie (3) Arrheniuskurven / Aktivierungsenergie, und (4) Q 10 bietet ein breites Spektrum von Ansätzen, die indikativ für Ökosystem-Level-Prozesse sein können, von denen robust charakterisieren Ökosystem Boden funktionelle Dynamik. Hochdurchsatz-Fluoreszenz-basierten Assays EWR sind ein nützliches Werkzeug, das häufig verwendet wird, um potenzielle EEA in Böden zu untersuchen undanderen Umgebungen. Wichtig ist, Potential-Aktivitäten spiegeln die Enzym-Pool-Größe, aber nicht von selbst quantifizieren Enzymproduktion oder Fluktuationsraten 46. Obwohl die Technik ist relativ einfach, kann scheinbar geringfügige Unterschiede zwischen Labor-Protokolle die Vergleichbarkeit der Ergebnisse 13 behindern. Leider derzeit nicht wir geeignete standardisierte Positivkontrollen für EEA. Die Verwendung von stöchiometrischen Verhältnissen ist ein Ansatz zur Bewältigung dieser Herausforderungen. Ansonsten hat das Aufkommen von Hochdurchsatz-Techniken die Untersuchung von Enzymen in der Umgebung 4 vorgeschoben. Sorgfältige Interpretation der von diesen Assays erzeugten Daten können wichtige Trends in der mikrobiellen Aktivität aufzuklären. Die Robustheit des Protokolls beruht auf der Fähigkeit, spezifisch für einzelne Proben Bedingungen auswählen, kann aber auch in Grenzen ergeben. Eine Reihe von Modifikationen erforderlich, um sicherzustellen Proben genau zu messen<html> einzelnen Feld Seiten: Puffer Die Puffer Sie auswählen, wird auf dem pH-Wert des Bodens ab. Puffern stabilisiert auch die Fluoreszenzintensität der Fluoreszenzstandards, die stark pH-abhängig ist 27,47. Der pH-Puffer, die wir verwenden in der Regel um den Boden zu Brei machen, ist ein 50 mM Natriumacetat oder Tris-Puffer, die für bestimmte Säurekonstante des Puffers (pKa), um am besten entsprechen Boden gewählt wird - Probe pH-Werte. Natriumacetat einen pKa-Wert von 4,76 und Tris einen pKa-Wert von 8,06, so dass die Mengen dieser beiden Puffer werden, um die gewünschten pKa-Wert für die einzelnen Proben erreichen variieren. Phosphat-Puffer (pKa = 7,2) wurde für neutral / leicht basischen Böden vorgeschlagen. Raten wir jedoch für analytische Variabilität in Vorstudien zu testen, bevor Sie diese Puffer, wie hohe Phosphatkonzentrationen können mit der Enzymaktivität beeinträchtigen. Handhabung und Lagerung von fluoreszierenden Substrate jove_content &quot;&gt; Fluoreszenz-Assays können vor Störungen durch Verunreinigungen und / oder Instabilität vieler fluoreszierenden Verbindungen, wenn sie Licht ausgesetzt erleiden, so ist Vorsicht geboten beim Umgang mit fluoreszierenden Substraten. Wir empfehlen dringend, die Minimierung der Exposition gegenüber kein Licht fluoreszenzmarkierten Substraten und MUB und MUC-Standards . Verwendung Braunglasflaschen oder Abdecken der Glaswaren und Behältnisse für die Herstellung und Speicherung fluoreszierende Substrate und Standards verwendet wird dringend empfohlen, Aluminiumfolie, um Gläser und Behälter wickeln funktioniert gut Ebenso effizient Impfen Platten und Übertragung bis dunkel Inkubatoren ist Best Practice Wir empfehlen.. Speichern von Substraten und Standards (-20 ° C) nicht länger als zwei Monate (bei gleichzeitigem Schutz vor Licht) und Auftauen Substrate (5 ° C) ~ 24-48 Stunden vor dem Beginn der Enzym-Assay (s). Design-und Replikations Um beste Konto für Brunnen zu Brunnen Probe Variationen, Umsetzung negative Testkontrollen und (wenn möglich) Assay repliziert wird empfohlen. Variation tritt typischerweise aufgrund der Unterschiede in der Höhe der Bodenpartikel in jede Vertiefung und Pipettieren Fehler. Daher werden starke Durchmischung und gute Pipettiertechnik Wesentlichen gut zu minimieren, um auch Abwechslung. Darüber hinaus empfehlen wir dringend, die Implementierung eines negativen Testkontrolle (Puffer +-Substrat-Lösung), um das Substrat Unstimmigkeiten über die Zeit zu überwachen. Dies kann leicht überwacht werden, wenn das Lesen der Enzym-Platten durch den Vergleich Negativkontrollen (wir verwenden in der Regel die letzte Spalte der 96-Well-Platten). Negative Kontrollen Substrat sind typischerweise stabil, daher steigt die Signal deutlich über der Nachweisgrenze, ist es indikativ für Kontamination oder Substrat Instabilität der Ersatz des Substrats und / oder Standardlösungen erfordern. Um den Durchsatz zu maximieren, umfasst unser Protokoll mehrere potenzielle EEA in einem tiefen Well-Mikroplatte, obwohl auch andere Protokolle führen Sie eine Art vonAssays pro Platte (dh ein Substrat pro Platte), da unterschiedliche EEA treten mit unterschiedlichen Geschwindigkeiten. Unabhängig davon, müssen Enzymoptimierung auf Böden, bevor diese über hoch-Ansatz oder der Ansatz einzigen Platte durchgeführt werden. Mehrere Substrate auf einer einzigen Platte verwendet werden, wenn die Reaktionsgeschwindigkeiten für jedes Enzym innerhalb der Zeitdauer der Inkubation relativ konsistent. Unser Protokoll empfiehlt ~ 2,75 g Boden, um den Schlamm-Lösung zu machen, während ~ 1 Gramm ist in anderen Protokollen 24 empfohlen. Wir schlagen vor, dass die Verwendung von mehr Boden (wenn möglich) ist ein effektiver Ansatz für eine bessere Erfassung in-Boden-Proben Variation der Enzymaktivität Ebenen. In diesem Protokoll inkubieren wir 800 ul Aufschlämmung Boden mit 200 ul Substrat, während andere nur inkubiert 200 ul Bodenschlamm mit 50 ul von Substraten. Das ist einfach eine Funktion durch die Aufstockung der, dass letztlich nicht die gemessene Aktivität ändern. Es gibt auch praktische Vorteilefür die Verwendung von größeren Mengen. Eins, ist es einfacher, Bodenpartikel zu vermeiden, während Pipettieren in entsprechende schwarze Flachboden-96-Well-Platten vor der Aufnahme auf dem Fluorometer Intensitäten. Zweitens ist das zusätzliche Volumen nützlich im Falle von versehentlich verschütteten Flüssigkeiten, während die schwarzen Flachboden-96-Well-Platten der Übertragung auf dem Fluorometer vor der Aufnahme Enzym bezogenen Fluoreszenzintensitäten. Schon geringe Abweichungen in Volumen Fluoreszenz deutlich sinken unter Brunnen. Schließlich ist aufgrund des hohen Durchsatzes der Natur dieses Protokolls wählt man üblicherweise auf experimentellen Replikation angewiesen, um Variation der Enzymaktivitätsniveaus anstatt die Durchführung des Tests repliziert darstellen. Es ist immer am besten, Praxis, analytische Wiederholungen enthalten, aber in der Praxis, fühlen wir uns unserem Protokoll bietet eine ausgewogene Abwägung zwischen analytischen und experimentellen Replikate angesichts der begrenzten Ressourcen. Ebenso nutzt unser Ansatz relativ gut homogenisiert Boden (2,75 g) pro Test 25, die istntly in-Boden-Varianten ab. Die Entscheidung, analytische Wiederholungen verwenden sollte sorgfältig durch Testen auf analytische Fehler in Vorstudien 48 berücksichtigt werden. Wir empfehlen jedoch, dass experimentelle Designs mit weniger als 4 Behandlungsgruppen-Wiederholungen sollten in Erwägung ziehen Assay repliziert. Boden, Puffervolumina und Substratkonzentration Optimierung Die Bodenpuffer: Substratkonzentration Verhältnis ist eine wichtige Variable, die einen starken Einfluss auf die gemessene Fluoreszenz bei der Durchführung von Enzymtests. Die Höhe des Bodens in der Aufschlämmung gegeben, um zu untersuchen oder die Konzentration des Substrats muss je nach der Aktivität der Enzyme, die in der Bodenprobe eingestellt werden. Die für dieses Beispiel gewählt Beträge wurden bei früheren Tests dieser Böden basiert, um sicherzustellen, dass die Substratverfügbarkeit wurde nicht einschränkende, und dass wir maximal möglichen Messraten unter den Testbedingungen (V max) 44,45. Für Bodenproben, die hohe Konzentrationen von Enzymen haben, muss die Menge an Boden oder Substratkonzentration erhöht werden. Wir haben gefunden, dass eine Erhöhung Substratkonzentrationen (und Einstellen der Standardkurve entsprechend) kann die Linearität der Kurve beeinflussen. Wir empfehlen daher, Verringerung der Bodenwerte und / oder proportional Anpassungen Puffervolumen wie nötig. Unabhängig davon ist es wichtig, dass die Substratkonzentration für jeden Bodentyp untersucht, weil optimieren gemessen EAD durch eine Größenordnung größer zwischen gesättigten und Unter gesättigte Substratkonzentrationen 26 unterscheiden. Daher Unterschiede zwischen experimentellen Behandlungen (usw.) sind anfällig für Typ II statistische Fehler und weniger wahrscheinlich an Untersättigungsbedingungen nachgewiesen werden, und statistische Fehler 27,35. Um Substratkonzentrationen zu optimieren, sollten vorläufige Enzym-Assays auf repräsentativen Bodenproben unter Verwendung einer Vielzahl von Substratkonzentrationen. NachAufzeichnen der Fluoreszenz, einfach die Daten zeichnen (ähnlich wie bei der Standardkurve Beispiel, Fig. 1), um die Substrat-Konzentration (x-Achse), die zur Enzymaktivität (y-Achse) entspricht, zu identifizieren, wo die Steigung einpendelt (~ 0). Ebenso kann die Substratkonzentration entsprechend dem Punkt, wo die Neigung einpendelt (~ 0) ist ein guter Indikator für die optimale Substratkonzentration für diesen bestimmten Böden. Dieser Assay misst Fluoreszenz letztendlich in einer bestimmten durch die Einheit, die vom fluorogenen Substrat als Folge der Enzym-vermittelter Depolymerisation Substrat gespalten wird erzeugt. Daher ist Schritt 5 (Substratzugabe) kritisch und muß, um die Zeit zwischen dem, wenn das Substrat den Boden gegeben und wenn die Assays inkubiert werden minimiert so effizient wie möglich durchgeführt werden. Ebenso, wenn das Substrat in Kontakt mit der Probe, werden enzymatische Reaktionen aufzutreten beginnen. Wir empfehlen die Verwendung eines Multi-Channel-Pipette aus diesem Grund. Es wird dringend empfohlen, sich effizient mit Hilfe der Multi-Kanal-Pipette vor dem Tag Sie die Durchführung Ihrer Enzym-Assays. Um dies zu erreichen, können Sie Pipettieren mit Wasser üben, bis Sie leicht Mengen übertragen in die 96-Well-Platten mit der Pipette. Boden Abschrecken Quenchen bezeichnet Abnahme der Fluoreszenzintensität von Partikeln und / oder organisches Material in den Boden Schlämme-Inkubationen 26 verursacht. Pufferverhältnisse 25: Abschrecken kann durch Einstellen der Boden beeinflusst werden. Aufgrund der Hintergrundfluoreszenz von einzelnen Proben, ist es entscheidend, um Standards mit Proben für den Hintergrund (Abschrecken) Fluoreszenz-Konto laufen. Obwohl einige Protokolle verwenden einen einzigen Zusammenschluss, nach der Prüfung, dass das Signal linear ist, empfehlen wir die Durchführung einer Standard-Löschsteuerung für jede Probe, um beste Kontrolle für die Auswirkungen der Abschreckung. Andernfalls wird in einem Stand führenStandardkurve nicht auf die Probe und eine falsche Einschätzung der enzymatischen Aktivität. Die Zugabe von Standards zu Boden Aufschlämmungen ist nicht zeitempfindlich, da die Standardadditions beeinflusst nicht die Hintergrundfluoreszenz von der Probe. NaOH-Zugabe Die Zugabe von NaOH wird in einigen Protokollen zur fluorimetrischen Messungen der Enzymaktivität zu optimieren, da der Fluoreszenzfarbstoff aus den synthetischen Substraten freigesetzt zeigt Peak-Fluoreszenz bei pH&gt; 9,0 26,49. Wenn man diesen Vorschlag wird die NaOH-Konzentration erforderlich, um den Boden Aufschlämmungs-pH (dh pH&gt; 9) in Abhängigkeit von der bestimmten Boden variieren, und der pH-Puffer 26 verwendet. Jedoch argumentieren andere, dass NaOH nicht notwendig sein, da die Signalintensität ist im Allgemeinen sehr hoch, auch bei niedrigeren pH-Wert, und weil es eine zusätzliche Quelle für Messfehler führt. Zum Beispiel wurde die Wirkung von NaOH auf pH der Aufschlämmung Zusätze und damit MUB oder MUC fluorescence 25 Veränderungen über die Zeit. MUB verknüpft Substraten haben gezeigt, dass konsequente erhöhte Fluoreszenz für 20 min NaOH folgende Ergänzungen vor Ebenen verjüngen demonstrieren, während MUC hat stetige zeigten verringerte Fluoreszenz für bis zu 60 min 26. Daher ist es wichtig, die Zeit zwischen Zugabe von NaOH und Fluoreszenzmessung zu standardisieren. Alternativ, wenn Fluoreszenzwerte sind ausreichend nachweisbar ohne Zugabe, die Durchführung der Tests ohne Zugabe von NaOH wurde als gleichermaßen akzeptable Alternative 26 vorgeschlagen worden. Temperatur Temperaturempfindlichkeit sollte bei der Entscheidung Inkubationstemperatur genommen werden. Wenn das primäre Interesse ist das Verständnis Enzymkinetik, mit drei oder mehr Temperaturen, wie dargestellt, mit Arrhenius-Plots (im Ergebnisteil) ist ein robustes Konzept. Wenn die Probe Seite hat charakteristisch niedrigen Temperatur, wie Permafrostboden, dann die duration der Inkubation kann müssen erweitert werden, um für die Enzyme, um in den kälteren Temperaturen Inkubation reagieren können. Während traditionelle Enzymkinetik legt nahe, dass eine Erhöhung der Temperatur sollte zu einer erhöhten Enzymaktivität zur Folge haben wir festgestellt, daß Enzyme können ortsspezifische in Bezug auf die Temperaturempfindlichkeit 50 sein. Daher ortsspezifischen Enzymaktivität Potential verstehen, ist es wichtig, dass der Inkubationstemperatur und-dauer eingestellt werden, um Feldwerte Ort zu reflektieren. Abschluss AgE sind wichtige Treiber der biogeochemischen Prozesse in Böden und damit müssen wir in der Lage, ihre Aktivitäten zu messen. Es gibt viele Herausforderungen zu Mess EEA in Böden, einschließlich Störungen und Hemmung. Trotz dieser Herausforderungen können standardisierte Protokolle (wie das hier beschrieben) universell einsetzbar EAD für eine breite Palette von Enzymen zu messen. Zwar ist es ziemlich einfach, Qualitätsdaten zu generieren folgende dieser Protokolle, die inInterpretation dieser Daten in einem ökologischen Kontext erfordert eine sorgfältige Prüfung, was diese Tests sind wirklich messen, und wie EEA unter Testbedingungen können sich von denen unter in-situ Bedingungen abweichen.

Extrazelluläre Enzyme (EBS) durch Bodenbakterien, Pilze, Archaeen und produziert in unzähligen biogeochemischen Prozessen beteiligt und sind von zentraler Bedeutung für die Verarbeitung, Stabilisierung und Destabilisierung von Humus-und Nährstoffkreislauf in terrestrischen Ökosystemen ein. Durch die Herstellung von AgE-, Boden-Mikroben zersetzt und verwandeln polymere organische Materie in kleinere lösliche Moleküle, wodurch die zuvor gebundenen Mikro-und Makronährstoffe, die Pflanzen und Mikroben zu Verfügung Nährstoffe aus dem Boden aufnehmen können befreien. EEs seit Jahrzehnten vorwiegend durch Messung ihrer Aktivitäten in Laborassays 2-4 untersucht worden, da es sehr schwierig ist, direkt zu erfassen und zu quantifizieren, Enzyme. Extrazelluläre Enzymaktivität (EEA) wird am stärksten von der Konzentration der Enzyme und der entsprechenden Substrate gesteuert. Die Fülle an verschiedenen C-, N-und P-abbauenden Enzyme im Boden wird von zahlreichen Faktoren beeinflusst iEinschluss von mikrobieller Biomasse, Community-Zusammensetzung, Substratverfügbarkeit, des Mikroklimas und stöchiometrischen Anforderungen 5,6. Jedoch in situ EEA im Bodenumgebung auch durch Temperatur 7,8, die Bindung von Enzymen an Boden Tonen und Huminsäure Eigenschaften 2 und Diffusionsbeschränkungen 9, die letztlich zu regulieren den aktiven Enzympool beeinflusst in Bezug auf Größe, Verfügbarkeit Substrat und Fluktuationsraten 10-12. Daher Anerkennung in-situ-Bodenbedingungen ist kritisch, wenn mit Hilfe von Laborenzymtests der mikrobiellen Funktion über verschiedene Umwelt Websites zu interpretieren. Viele verschiedene Klassen von EWR in Labor-Tests mit einer Vielzahl von synthetischen Substraten quantifiziert werden (siehe &quot;Liste der Reagenzien Tabelle&quot; für weitere Details). Einige Protokolle verwenden Substrate in Assays, die eine kolorimetrische Reaktion, die mit einem Spektrophotometer detektiert werden kann gekoppelt sind, während andere, darunter das Protokoll beschreiben wir hier nutzen Substraten, die zu einer fluoreszierenden Gruppe gebunden sind. Fluoreszenz-EE-Assays sind in der Regel empfindlicher (von einer Größenordnung) als farbmetrischen Tests (die eine chromogene Einheit mit einem synthetischen Substrat verbunden verwenden) 12-14. Empfindlichkeit in EWR-Erkennung beinhaltet zwei Aspekte: eine mit der Menge der Verbindung von zinsbezogenen erkannt und die andere im Zusammenhang mit der niedrigsten nachweisbaren Potential Enzymaktivität. Methoden zur kolorimetrischen P-Nitrophenol (PNP)-basierte Assays können in Vergangenheit gefunden werden, arbeitet 15,16. Kurz gesagt, wird bei optimaler Boden oder Feldrelevanten Temperatur-und pH inkubiert (typischerweise &lt;2 mm und an der Luft getrocknet, gesiebt). Die Rate, mit der das Reaktionsprodukt freigesetzt wird kolorimetrisch mit einem Spektrophotometer 14 bestimmt. Die höhere Empfindlichkeit der Fluoreszenzenzymtests ist zum Teil aufgrund der empfindlicheren Nachweis des fluorogenen Einheit Trennung mit substr verbundenaß Abbau statt Aufzeichnungs Extinktion nach der Trennung von einem spezifischen chromogenen Einheit bei einer bestimmten Wellenlänge. Die beiden am häufigsten verwendeten synthetischen Fluoreszenzindikatoren sind 4-Methylumbelliferon (MUB) 17 und 7-Amino-4-Methyl (MUC) 18,19. MUC-gebundenen Substrate werden häufig mit N reichen synthetischen Substraten, wie Proteinen und / oder Aminosäuren zugeordnet. Leuchtstoff-Techniken wurden zuerst für Wasserproben 20,21 entwickelt, und ihre Anwendung auf Böden erfordert Kontrollen für die Signal Abschrecken und Störungen 22,23. Tests können entweder mit traditionellen &quot;Werkbank&quot; Chemie mit großen Mengen durchgeführt werden, oder in Mikroplatten-basierte Protokolle verwendet werden, mit einem erhöhten Durchsatz aber möglicherweise höhere Messfehler. Während es einige häufig zitierten Protokolle für die Fluoreszenzdetektion von EAD Böden 24, viele Labors verwenden subtile Variationen dieser Protokolle oft versehentlich oder aufgrund eines Unterschiedss in Laboreinrichtungen oder Reagenzien. Scheinbar kleine Unterschiede in den Details der Protokolle können stark gemessen EEA 25,26 beeinflussen und das Fehlen von standardisierten Enzyme macht es schwierig, Tests zwischen verschiedenen Labors kalibrieren. Somit besteht ein hoher Bedarf für die Verbreitung der detaillierten Protokolle, um die Standardisierung der EEA-Assays zu fördern. In unserem Protokoll werden Bodenproben durch die Kombination von Bodenproben mit einem pH-Puffer und Homogenisieren mit einem Mischer hergestellt. Die Aufschlämmungen werden dann mit einem nicht-beschränkenden Menge des fluoreszenzmarkierten C-impft, N-oder P-Substrat reichen, abhängig von der speziellen Fragestellung von Interesse gewählt. Verwendung von Schlämmen in den Boden Enzymassays dient als Kontrolle zur Substratdiffusionsbeschränkungen minimiert. Die fluoreszierende Einheiten werden abgeschreckt, bis sie von ihren jeweiligen Substrate gespalten, und damit die Enzymaktivität nachgewiesen werden kann als der fluoreszierende Farbstoff aus dem Substrat freigesetzt bY eine Enzym-katalysierte Reaktion. Die Erhöhung der Fluoreszenzintensität über der Zeit reflektiert die Geschwindigkeit der Enzym-katalysierten Reaktion. Das allgemeine Konzept der Fluoreszenz-Enzym-Assay ist, dass synthetische Substrate, die mit einem fluorogenen Gruppierung (Fluoreszenzfarbstoff) gebunden sind, werden Bodenproben 27 aufgenommen. Während der enzymkatalysierten Substratabbau, bricht die Bindung zwischen dem Fluoreszenzfarbstoff und dem Substrat. Der Fluoreszenzfarbstoff von dem Substrat freigesetzt wird folglich als eine indirekte Bewertung der Enzymaktivität verwendet wird, und kann unter Verwendung eines Mikroplatten-Lesegerät, um die Fluoreszenzintensität des Farbstoffs zu erfassen quantifiziert werden. Kurz gesagt, wird die Fluoreszenz Quantifizierung erreicht, wie der freigesetzte Farbstoff emittiert Licht einer Wellenlänge nach Absorption von Licht mit einer anderen Wellenlänge. Die Intensität der Fluoreszenz wird von einem Plattenlesegerät für sowohl Anregung und Detektion aufgezeichnet. Enzymaktivität kann anschließend auf der Grundlage der bekannten Fluoreszenzfarbstoff conce quantifiziertntrations des Substrats (dh bekannte Mengen an synthetischen Substrat Bodenproben hinzugefügt) mit Bezugnahme auf eine Standardverdünnungskurve der Fluoreszenzintensitäten für die spezifischen fluorogenen Gruppierung der im Assay (dh 4-Methylumbelliferon (MUB) oder 7-Amino verwendete Substrat -4-Methyl (MUC)). (Bitte beachten Sie die Protokollabschnitt für spezifische Details auf die Enzymaktivität Quantifizierung). Laborbodenenzymtests sind nützlich für die Beurteilung der mikrobiellen Gemeinschaft Funktion, aber es gibt einige technische Einschränkungen, die Nutzer sollten 10 zu erkennen. Fluoreszenz-Assays können vor Störungen durch Verunreinigungen und / oder Instabilität vieler fluoreszierenden Verbindungen, wenn sie Licht ausgesetzt erleiden, so ist Vorsicht bei der Handhabung fluoreszierende Substrate 25. Bodenpartikel und / oder organische Material in den Boden Aufschlämmungen können auch mit Fluoreszenzintensitäten als Löscheffekt 26 bekannt stören.Außerdem Labor Enzymtests beurteilt nur potenzielle EEA unter Laborbedingungen. In-vitro-Tests messen EEA unter Bedingungen, wo Substrat Diffusion und Fülle ist nicht einschränkende. Daher können die Daten, die von diesen Tests vorgesehen nicht ein guter Proxy für EAD unter in-situ Bodenbedingungen 10. Insgesamt ist die Enzymaktivität sehr nützlich für relative Vergleiche, in denen Bodenarten ähnlich sind. Wenn jedoch diese Methode, um Aktivitäten zwischen Böden, die in physikalischen oder chemischen Eigenschaften unterscheiden zu vergleichen, ist Vorsicht geboten. Dies ist aufgrund der Tatsache, dass Unterschiede in der Bodentyp und der Temperatur kann der Zustand der in situ Enzymkinetik drastisch verändern. Eine weitere Einschränkung ist, dass relativ wenige Substrate sind im Handel erhältlich (im Vergleich zu der natürlichen Umgebung). Darüber hinaus sind die synthetischen Substraten für Enzymtests verwendet relativ einfachen (leicht löslich) nicht genau stellen die gegenwärtigen oder availabl Bodensubstratene in situ. Ein weiterer Faktor ist, dass die Verwendung von Boden Schlämmen wird die Aktivität einiger Enzyme stabilisiert (dh von organischer Substanz oder Tone immobilisiert), die nicht aktiv sein können unter in-situ Bedingungen 2 zu integrieren. Laborenzymtests auch nicht bieten Informationen über das Fortbestehen der Enzyme im Boden (Enzymumsatzraten) oder Informationen zu den spezifischen mikrobiellen Spezies, die Herstellung von schmutz Enzyme.

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	<tbody>
		<tr>
			<td>Name of Material/ Equipment</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Reagents: </td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl &#945;-D-glucopyranoside (AG)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M9766</td>
			<td>Sugar degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl &#946;-D-glucopyranoside (BG)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M3633</td>
			<td>Sugar degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl &#946;-D-cellobioside (CB)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M6018</td>
			<td>Cellulose degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L-Leucine-7-amido-4-methylcoumarin hydrochloride (LAP)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>L2145</td>
			<td>Protein degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl N-acetyl-&#946;-D-glucosaminide (NAG)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M2133</td>
			<td>Chitin degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl phosphate (PHOS)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M8883</td>
			<td>Phosphorus mineralization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferyl-&#946;-D-xylopyranoside (XYL)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M7008</td>
			<td>Hemicellulose degradation</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-Methylumbelliferone (MUB)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>M1381</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7-Amino-4-methylcoumarin (MUC)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A9891</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mM Sodium acetate anhydrous buffer</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>S210-500</td>
			<td>acidic and neutral soils</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 mM Tris base buffer</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP154-1</td>
			<td>basic soils</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bel-Art Scienceware disposable pipetting reservoirs</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-512-65</td>
			<td>pipetting reservoir</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Electronic; Eppendorf Xplorer; 8-channel</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-684-265</td>
			<td>8-channel pipette, range: 50-1,200 &#956;l</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TipOne 101-1,250 &#956;l extended length natural tips</td>
			<td>USA Scientific</td>
			<td>1112 - 1720</td>
			<td>10 racks of 96 tips (960 tips)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hotplate; heating surface: 10 in x 10 in.</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>11-100-100SH</td>
			<td>Lab disc magnetic stir plate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Waring blender</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-509-7P</td>
			<td>Two-speed; 1 L (34 oz) stainless steel container</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>BRAND Dispensette III bottle-top dispensers</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-688-231</td>
			<td>Dispenser; range: 5-50 ml</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheaton Unispense &#956;P peristaltic pumps</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>13-683-7</td>
			<td>Optional dispenser</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand magnetic stir bar</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>1451363SIX</td>
			<td>Used to stirr soil slurry afer blending</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pyrex glass bowls</td>
			<td>World Kitchen</td>
			<td>5304218</td>
			<td>Pyrex 10 oz rimmed custard cup</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar 96-well black solid plates</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>07-200-590</td>
			<td>Used for plate reader step</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Costar 96-well assay blocks</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>07-200-700</td>
			<td>V-bottom; 2 ml; sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermo Scientific Nunc 96-well cap mats</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>14-387-93</td>
			<td>Sterile 96-well cap mat for square wells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Centrifuge equipped with holders for deep-well plates</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>3121</td>
			<td>Centra-GP8 (this model is no longer available)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tecan Infinite 200 series multifunctional microplate reader</td>
			<td>Tecan</td>
			<td>30016058</td>
			<td>Plate reader (this model is no longer available)</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

high-throughput fluorometric measurement of potential soil extracellular enzyme activities

Mikroben in Böden und anderen Umgebungen produzieren extrazelluläre Enzyme zu Depolymerisation und Hydrolyse von organischen Makromolekülen, so dass sie für Energie und Nährstoffe aufgenommen werden können. Mess mikrobiellen Enzymaktivität ist von entscheidender Bedeutung für das Verständnis Ökosystem Boden funktionelle Dynamik. Das allgemeine Konzept der Fluoreszenz-Enzym-Assay ist, dass synthetische C-, N-oder P-reiche Substrate mit einem Fluoreszenzfarbstoff gebunden sind an Bodenproben zugegeben. Wenn intakte, werden die markierten Substraten nicht fluoreszieren. Die Enzymaktivität wird als der Anstieg in der Fluoreszenz, da die Fluoreszenz-Farbstoffe sind von ihren Substraten, die sie fluoreszieren können gespalten gemessen. Enzymmessungen können in Einheiten von Molarität oder Aktivität ausgedrückt werden. Um diesen Test durchzuführen, werden Boden Aufschlämmungen durch Kombinieren Boden mit einem pH-Puffer hergestellt. Der pH-Puffer (typischerweise ein 50 mM Natriumacetat oder 50 mM Tris-Puffer), wird für bestimmte Säurekonstante (pKa) des Puffers, um am besten entsprechen den Boden sa gewähltmple pH-Wert. Die Boden Aufschlämmungen werden mit einer nicht beschränkenden Menge des fluoreszenz (dh C-, N-oder P-reich) markierten Substrat inokuliert. Mit Boden Slurries im Assay dient der Beschränkungen, die Enzym und Substrat Diffusions minimieren. Daher ist diese Testkontrollen für Unterschiede in Substrat Einschränkung Diffusionsraten und pH-Bedingungen Boden; somit Potentialerfassungs-Enzymaktivität Raten als eine Funktion der Differenz in der Enzym-Konzentrationen (pro Probe). Fluoreszenz-Enzym-Assays sind in der Regel empfindlicher als spektrophotometrische (dh farbmetrischen)-Assays, kann aber von Störungen durch Verunreinigungen und der Instabilität der vielen fluoreszierenden Verbindungen, wenn sie Licht ausgesetzt erleiden, so ist Vorsicht geboten beim Umgang mit fluoreszierenden Substraten. Ebenso diese Methode beurteilt nur potentielle Enzymaktivitäten unter Laborbedingungen, wenn Substrate sind nicht einschränkend. Bei der Interpretation der Daten, die Quer ist Vorsicht gebotenOrt Vergleiche mit unterschiedlichen Temperaturen oder Bodenarten, wie in-situ-Bodentyp und Temperatur können Enzymkinetik beeinflussen.

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High-throughput Fluorometric Measurement of Potential Soil Extracellular Enzyme Activities

Um mögliche Raten des Bodens extrazelluläre Enzymaktivitäten zu messen, werden synthetische Substrate, die mit einem Fluoreszenzfarbstoff gebunden werden Bodenproben zugegeben. Die Enzymaktivität wird gemessen, wie der Fluoreszenzfarbstoff von dem Substrat durch eine Enzym-katalysierte Reaktion, in denen höhere Fluoreszenz zeigt mehr Substratabbau freigegeben.

Hochdurchsatz-Fluorometric Messung der Boden Mögliche Extrazelluläre Enzymaktivitäten

Microbes in soils and other environments produce extracellular enzymes to depolymerize and hydrolyze organic macromolecules so that they can be ...

high-throughput-fluorometric-measurement-potential-soil-extracellular

Research

JoVE Journal

Environment

45.9K Aufrufe.  Colorado State University.  Um mögliche Raten des Bodens extrazelluläre Enzymaktivitäten zu messen, werden synthetische Substrate, die mit einem Fluoreszenzfarbstoff gebunden werden Bodenproben zugegeben. Die Enzymaktivität wird gemessen, wie der Fluoreszenzfarbstoff von dem Substrat durch eine Enzym-katalysierte Reaktion, in denen höhere Fluoreszenz zeigt mehr Substratabbau freigegeben. 

Serie: High-throughput Fluorometric Measurement of Potential Soil Extracellular Enzyme Activities

Determination of Microbial Extracellular Enzyme Activity in Waters, Soils, and Sediments using High Throughput Microplate Assays

Much of the nutrient cycling and carbon processing in natural environments occurs through the activity of extracellular enzymes released by microorganisms. Thus, measurement of the activity of these extracellular enzymes can give insights into the rates of ecosystem level processes, such as organic matter decomposition or nitrogen and phosphorus mineralization. Assays of extracellular enzyme activity in environmental samples typically involve exposing the samples to artificial colorimetric or fluorometric substrates and tracking the rate of substrate hydrolysis. Here we describe microplate based methods for these procedures that allow the analysis of large numbers of samples within a short time frame. Samples are allowed to react with artificial substrates within 96-well microplates or deep well microplate blocks, and enzyme activity is subsequently determined by absorption or fluorescence of the resulting end product using a typical microplate reader or fluorometer. Such high throughput procedures not only facilitate comparisons between spatially separate sites or ecosystems, but also substantially reduce the cost of such assays by reducing overall reagent volumes needed per sample.

Microplate based procedures are described for the colorimetric or fluorometric analysis of extracellular enzyme activity. These procedures allow for the rapid assay of such activity in large numbers of environmental samples within a manageable time frame.

Bestimmung mikrobieller extrazelluläre Enzymaktivität in Wasser, Böden und Sedimente mit hohem Durchsatz Mikrotiterplatten-Assays

Much of the nutrient cycling and carbon  processing in natural environments occurs through the activity of extracellular  enzymes released by ...

Forschung

Umwelt

Design and Operation of a Continuous 13C and 15N Labeling Chamber for Uniform or Differential, Metabolic and Structural, Plant Isotope Labeling

Tracing rare stable isotopes from plant material through the ecosystem provides the most sensitive information about ecosystem processes; from CO2 fluxes and soil organic matter formation to small-scale stable-isotope biomarker probing. Coupling multiple stable isotopes such as 13C with 15N, 18O or&#160;2H has the potential to reveal even more information about complex stoichiometric relationships during biogeochemical transformations. Isotope labeled plant material has been used in various studies of litter decomposition and soil organic matter formation1-4. From these and other studies, however, it has become apparent that structural components of plant material behave differently than metabolic components (i.e. leachable low molecular weight compounds) in terms of microbial utilization and long-term carbon storage5-7. The ability to study structural and metabolic components separately provides a powerful new tool for advancing the forefront of ecosystem biogeochemical studies. Here we describe a method for producing 13C and 15N labeled plant material that is either uniformly labeled throughout the plant or differentially labeled in structural and metabolic plant components.
Here, we present the construction and operation of a continuous 13C and 15N labeling chamber that can be modified to meet various research needs. Uniformly labeled plant material is produced by continuous labeling from seedling to harvest, while differential labeling is achieved by removing the growing plants from the chamber weeks prior to harvest. Representative results from growing Andropogon gerardii Kaw demonstrate the system&#39;s ability to efficiently label plant material at the targeted levels. Through this method we have produced plant material with a 4.4 atom%13C and 6.7 atom%15N uniform plant label, or material that is differentially labeled by up to 1.29 atom%13C and 0.56 atom%15N in its metabolic and structural components (hot water extractable and hot water residual components, respectively). Challenges lie in maintaining proper temperature, humidity, CO2 concentration,&#160;and light levels in an airtight 13C-CO2 atmosphere for successful plant production. This chamber description represents a useful research tool to effectively produce uniformly or differentially multi-isotope labeled plant material for use in experiments on ecosystem biogeochemical cycling.

Design and Operation of a Continuous 13C and 15N Labeling Chamber for Uniform or Differential, Metabolic and Structural, Plant Isotope Labeling

This method explains how to build and operate a continuous 13C and 15N isotope labeling chamber for uniform or differential plant tissue labeling. Representative results from metabolic and structural labeling of Andropogon gerardii are discussed.

Aufbau und Betrieb einer Dauer<sup&gt; 13</sup&gt; C und<sup&gt; 15</sup&gt; N Labeling Kammer für Uniform oder Differential, Stoffwechsel-und Struktur, Pflanze Isotope Labeling

Tracing rare stable isotopes from plant material through the ecosystem provides the most sensitive information about ecosystem processes; from CO2 fluxes ...

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to two families: Steinernematidae and Heterorhabditidae. Until now, more than 70 species have been described in the Steinernematidae and there are about 20 species in the Heterorhabditidae. The nematodes have a mutualistic partnership with Enterobacteriaceae bacteria and together they act as a potent insecticidal complex that kills a wide range of insect species.
Herein, we focus on the most common techniques considered for collecting EPN from soil. The second part of this presentation focuses on the insect-baiting technique, a widely used approach for the isolation of EPN from soil samples, and the modified White trap technique which is used for the recovery of these nematodes from infected insects. These methods and techniques are key steps for the successful establishment of EPN cultures in the laboratory and also form the basis for other bioassays that consider these nematodes as model organisms for research in other biological disciplines. The techniques shown in this presentation correspond to those performed and/or designed by members of S. P. Stock laboratory as well as those described by various authors.

Soil Sampling and Isolation of Entomopathogenic Nematodes Steinernematidae, Heterorhabditidae

Entomopathogenic nematodes are soil-inhabiting roundworms that parasitize a wide range of insects. We demonstrate sampling methods used for the isolation of these nematodes from the soil using two techniques: the insect baiting and the modified White trap, for the recovery of nematodes from soil samples and infected insect cadavers, respectively.

Bodenproben und Isolierung von Nematoden (Steinernematidae, Heterorhabditidae)

Entomopathogenic nematodes (a.k.a. EPN) represent a group of soil-inhabiting nematodes that parasitize a wide range of insects. These nematodes belong to ...

Measurement of Greenhouse Gas Flux from Agricultural Soils Using Static Chambers

Measurement of greenhouse gas (GHG) fluxes between the soil and the atmosphere, in both managed and unmanaged ecosystems, is critical to understanding the biogeochemical drivers of climate change and to the development and evaluation of GHG mitigation strategies based on modulation of landscape management practices. The static chamber-based method described here is based on trapping gases emitted from the soil surface within a chamber and collecting samples from the chamber headspace at regular intervals for analysis by gas chromatography. Change in gas concentration over time is used to calculate flux. This method can be utilized to measure landscape-based flux of carbon dioxide, nitrous oxide, and methane, and to estimate differences between treatments or explore system dynamics over seasons or years. Infrastructure requirements are modest, but a comprehensive experimental design is essential. This method is easily deployed in the field, conforms to established guidelines, and produces data suitable to large-scale GHG emissions studies.

This article showcases the static chamber-based method for measurement of greenhouse gas flux from soil systems. With relatively modest infrastructure investments, measurements may be obtained from multiple treatments/locations and over timeframes ranging from hours to years.

Messung der Treibhausgas-Flux aus landwirtschaftlichen Böden mit statischer Chambers

Measurement of greenhouse gas (GHG) fluxes between the soil and the atmosphere, in both managed and unmanaged ecosystems, is critical to understanding the ...

Semi-High Throughput Screening for Potential Drought-tolerance in Lettuce (Lactuca sativa) Germplasm Collections

This protocol describes a method by which a large collection of the leafy green vegetable lettuce (Lactuca sativa L.) germplasm was screened for likely drought-tolerance traits. Fresh water availability for agricultural use is a growing concern across the United States as well as many regions of the world. Short-term drought events along with regulatory intervention in the regulation of water availability coupled with the looming threat of long-term climate shifts that may lead to reduced precipitation in many important agricultural regions has increased the need to hasten the development of crops adapted for improved water use efficiency in order to maintain or expand production in the coming years. This protocol is not meant as a step-by-step guide to identifying at either the physiological or molecular level drought-tolerance traits in lettuce, but rather is a method developed and refined through the screening of thousands of different lettuce varieties. The nature of this screen is based in part on the streamlined measurements focusing on only three water-stress indicators: leaf relative water content, wilt, and differential plant growth following drought-stress. The purpose of rapidly screening a large germplasm collection is to narrow the candidate pool to a point in which more intensive physiological, molecular, and genetic methods can be applied to identify specific drought-tolerant traits in either the lab or field. Candidates can also be directly incorporated into breeding programs as a source of drought-tolerance traits.

Semi-High Throughput Screening for Potential Drought-tolerance in Lettuce Lactuca sativa Germplasm Collections

This protocol was developed to screen a large germplasm collection of the leafy vegetable lettuce (Lactuca sativa L.) for drought-tolerance, in order to identify a small candidate pool of lettuce for use in physiological, molecular, and genetic studies to identify underlying drought-tolerance traits along with breeding programs.

Semi-High Throughput Screening für potentielle Dürre-Toleranz in Kopfsalat (<em&gt; Lactuca sativa</em&gt;) Keimplasmasammlungen

This protocol describes a method by which a large collection of the leafy green vegetable lettuce (Lactuca sativa L.) germplasm was screened for likely ...

A Gusseted Thermogradient Table to Control Soil Temperatures for Evaluating Plant Growth and Monitoring Soil Processes

Thermogradient tables were first developed in the 1950s primarily to test seed germination over a range of temperatures simultaneously without using a series of incubators. A temperature gradient is passively established across the surface of the table between the heated and cooled ends and is lost quickly at distances above the surface. Since temperature is only controlled on the table surface, experiments are restricted to shallow containers, such as Petri dishes, placed on the table. Welding continuous aluminum vertical strips or gussets perpendicular to the surface of a table enables temperature control in depth via convective heat flow. Soil in the channels between gussets was maintained across a gradient of temperatures allowing a greater diversity of experimentation. The gusseted design was evaluated by germinating oat, lettuce, tomato, and melon seeds. Soil temperatures were monitored using individual, battery-powered dataloggers positioned across the table. LED lights installed in the lids or along the sides of the gradient table create a controlled temperature chamber where seedlings can be grown over a range of temperatures. The gusseted design enabled accurate determination of optimum temperatures for fastest germination rate and the highest percentage germination for each species. Germination information from gradient table experiments can help predict seed germination and seedling growth under the adverse soil conditions often encountered during field crop production. Temperature effects on seed germination, seedling growth, and soil ecology can be tested under controlled conditions in a laboratory using a gusseted thermogradient table.

Traditional thermogradient tables create a range of temperatures across the surface. Welding gussets perpendicular to the surface of a thermogradient table will control temperature in depth increasing possible research applications.

Ein Gusseted Thermogradient Tabelle zur Bekämpfung von Bodentemperaturen für das Pflanzenwachstum Beurteilung und Überwachung von Bodenprozessen

Thermogradient tables were first developed in the 1950s primarily to test seed germination over a range of temperatures simultaneously without using a ...

A 3-dimensional (3D)-printed Template for High Throughput Zebrafish Embryo Arraying

The zebrafish is a globally recognized fresh water organism frequently used in developmental biology, environmental toxicology, and human disease related research fields. Thanks to its unique features, including large fecundity, embryo translucency, rapid and simultaneous development, etc., zebrafish embryos are often used for large scale toxicity assessment of chemicals and drug/compound screening. A typical screening procedure involves adult zebrafish spawning, embryos selection, and arraying the embryos into multi-well plates. From there, embryos are subjected to exposure and the toxicity of chemical, or the effectiveness of the drugs/compounds can be evaluated relatively quickly based on phenotypic observations. Among these processes, embryos arraying is one of the most time-consuming and labor-intensive steps that limits the throughput level. In this protocol, we present an innovative approach that makes use of a 3D-printed arraying template coupled with vacuum manipulation to speed up this laborious step. The protocol herein describes the overall design of the arraying template, a detailed experimental setup and step-by-step procedure, followed by representative results. When implemented, this approach should prove beneficial in a variety of research applications using zebrafish embryos as testing subjects.

A 3-dimensional 3D-printed Template for High Throughput Zebrafish Embryo Arraying

Here, we present a protocol to design and fabricate a zebrafish embryo arraying template, followed by a detailed procedure on the use of such template for high throughput zebrafish embryo arraying into a 96-well plate.

Eine 3-dimensionale (3D)-gedruckte Vorlage für hohen Durchsatz Zebrafish Embryos anordnen

The zebrafish is a globally recognized fresh water organism frequently used in developmental biology, environmental toxicology, and human disease related ...

Use of Principal Components for Scaling Up Topographic Models to Map Soil Redistribution and Soil Organic Carbon

Landscape topography is a critical factor affecting soil formation and plays an important role in determining soil properties on the earth surface, as it regulates the gravity-driven soil movement induced by runoff and tillage activities. The recent application of Light Detection and Ranging (LiDAR) data holds promise for generating high spatial resolution topographic metrics that can be used to investigate soil property variability. In this study, fifteen topographic metrics derived from LiDAR data were used to investigate topographic impacts on redistribution of soil and spatial distribution of soil organic carbon (SOC). Specifically, we explored the use of topographic principal components (TPCs) for characterizing topography metrics and stepwise principal component regression (SPCR) to develop topography-based soil erosion and SOC models at site and watershed scales. Performance of SPCR models was evaluated against stepwise ordinary least square regression (SOLSR) models. Results showed that SPCR models outperformed SOLSR models in predicting soil redistribution rates and SOC density at different spatial scales. Use of TPCs removes potential collinearity between individual input variables, and dimensionality reduction by principal component analysis (PCA) diminishes the risk of overfitting the prediction models. This study proposes a new approach for modeling soil redistribution across various spatial scales. For one application, access to private lands is often limited, and the need to extrapolate findings from representative study sites to larger settings that include private lands can be important.

Landscape processes are critical components of soil formation and play important roles in determining soil properties and spatial structure in landscapes. We propose a new approach using stepwise principal component regression to predict soil redistribution and soil organic carbon across various spatial scales.

Verwendung der wichtigsten Komponenten für die Aufstockung topographische Modelle zuordnen Boden Umverteilung und Boden organischen Kohlenstoff

Landscape topography is a critical factor affecting soil formation and plays an important role in determining soil properties on the earth surface, as it ...

High-throughput Siderophore Screening from Environmental Samples: Plant Tissues, Bulk Soils, and Rhizosphere Soils

Siderophores (low-molecular weight metal chelating compounds) are important in various ecological phenomenon ranging from iron (Fe) biogeochemical cycling in soils, to pathogen competition, plant growth promotion, and cross-kingdom signaling. Furthermore, siderophores are also of commercial interest in bioleaching and bioweathering of metal-bearing minerals and ores. A rapid, cost effective, and robust means of quantitatively assessing siderophore production in complex samples is key to identifying important aspects of the ecological ramifications of siderophore activity, including, novel siderophore producing microbes. The method presented here was developed to assess siderophore activity of in-tact microbiome communities, in environmental samples, such as soil or plant tissues. The samples were homogenized and diluted in a modified M9 medium (without Fe), and enrichment cultures were incubated for 3 days. Siderophore production was assessed in samples at 24, 48, and 72 hours (h) using a novel 96-well microplate CAS (Chrome azurol sulphonate)-Fe agar assay, an adaptation of the traditionally tedious and time-consuming colorimetric method of assessing siderophore activity, performed on individual cultivated microbial isolates. We applied our method to 4 different genotypes/Lines of wheat (Triticum aestivum L.), including Lewjain, Madsen, and PI561725, and PI561727 commonly grown in the inland Pacific Northwest. Siderophore production was clearly impacted by the genotype of wheat, and in the specific types of plant tissues observed. We successfully used our method to rapidly screen for the influence of plant genotype on siderophore production, a key function in terrestrial and aquatic ecosystems. We produced many technical replicates, yielding very reliable statistical differences in soils and within plant tissues. Importantly, the results show the proposed method can be used to rapidly examine siderophore production in complex samples with a high degree of reliability, in a manner that allows communities to be preserved for later work to identify taxa and functional genes.

We present a protocol for rapid screening of environmental samples for siderophore potential contributing to micronutrient bioavailability and turnover in terrestrial systems.

Siderophore Hochdurchsatz-Screening von Umweltproben: Pflanzen, Gewebe, lose Böden und Rhizosphäre Böden

Siderophores (low-molecular weight metal chelating compounds) are important in various ecological phenomenon ranging from iron (Fe) biogeochemical cycling ...

Estimation of Crystalline Cellulose Content of Plant Biomass using the Updegraff Method

Cellulose is the most abundant polymer on Earth generated by photosynthesis and the main load-bearing component of cell walls. The cell wall plays a significant role in plant growth and development by providing strength, rigidity, rate and direction of cell growth, cell shape maintenance, and protection from biotic and abiotic stressors. The cell wall is primarily composed of cellulose, lignin, hemicellulose and pectin. Recently plant cell walls have been targeted for the second-generation biofuel and bioenergy production. Specifically, the cellulose component of the plant cell wall is used for the production of cellulosic ethanol. Estimation of cellulose content of biomass is critical for fundamental and applied cell wall research. The Updegraff method is simple, robust, and the most widely used method for the estimation of crystalline cellulose content of plant biomass. The alcohol insoluble crude cell wall fraction upon treatment with Updegraff reagent eliminates the hemicellulose and lignin fractions. Later, the Updegraff reagent resistant cellulose fraction is subjected to sulfuric acid treatment to hydrolyze the cellulose homopolymer into monomeric glucose units. A regression line is developed using various concentrations of glucose and used to estimate the amount of the glucose released upon cellulose hydrolysis in the experimental samples. Finally, the cellulose content is estimated based on the amount of glucose monomers by colorimetric anthrone assay.

The Updegraff method is the most widely used method for the cellulose estimation. The main purpose of this demonstration is to provide a detailed Updegraff protocol for estimation of cellulose content in plant biomass samples.

Abschätzung des kristallinen Zellulosegehalts pflanzlicher Biomasse nach der Updegraff-Methode

Cellulose is the most abundant polymer on Earth generated by photosynthesis and the main load-bearing component of cell walls. The cell wall plays a ...