Wir möchten Drs. bestätigen. Robert Gereau, Henry Lai, und Lara Crock für ihre hilfreiche Unterstützung beim Aufbau dieses Systems. Wir würden auch gerne zu Finanzierungsquellen für diese Arbeit anerkennen (BJK - Internationale Gesellschaft zum Studium des Schmerzes Early Career Research Grant von der Scan | Design Foundation von Inger &amp; JENS BRUUN und der Duquesne University Hunkele gefürchtete Krankheit Fonds).

Das folgende Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss an der Duquesne-Universität zugelassen und steht im Einklang mit den Richtlinien der National Institutes of Health. 1. Chirurgische Implantation von Drahtelektroden und Harnblasenkatheter mit sterilen Techniken (Gesamtzeit 5-10 min) <ol><li> Die folgenden Punkte sollten vor Beginn der Operation vorbereitet werden: <ol><li> Aktiv überwachen und einzustellen Körpertemperatur auf 37,5 ± 0,5 ° C mit Temperaturüberwachungssystem mit einer Akku-Heizkissen und Tierkörpertemperatur-Sonde (Materialliste) Schließen automatisches System zu einem Low-Watt-Wärmelampe für zusätzliche Kontrolle der Körpertemperatur. </li><li> Ausrüstung für die Isofluran-Narkose benötigt umfasst Druckluft (zB 100% O 2), Isofluran-Verdampfer, Isofluran, Isofluran Induktionskammer (für die erste Zuschlags), Nasenkegel und Abgasanlage. </li><li> Montieren the richtige chirurgische Instrumente, IV-Katheter und Elektroden (Materialliste) </li></ol></li><li> Induzieren Narkosezustand in Induktionskammer bei 2-3% Isofluran. Entfernen Sie mit der Maus von der Kammer als Stellreflex ist (0-1 min) verloren. </li><li> Zeigen Maus in die Nase Kegel mit 2-2,5% Isofluran. Pinch Zehe bis zur Vollnarkose zu überprüfen. Es sollte keine Antwort von dem Tier. Timer starten. </li><li> 1 Tropfen der Augensalbe auf jedem Auge Maus. </li><li> Drehen Sie die Maus über so dorsalen Seite nach unten zeigt. </li><li> Legen Katheter durch die Harnröhre in die Blase und. </li><li> Tauchen Katheter in der chirurgischen Schmierkatheter schmieren. <ol><li> Halten Sie vorsichtig Harnröhrenöffnung mit einer spitzen Pinzette senkrecht zur Körper Tieres. Halten Katheter mit dem 2. Satz von Pinzette vorsichtig einfügen Katheterende in Harnröhre in einem Winkel senkrecht zum Körper des Tieres. </li><li> Wenn Katheter in die Harnröhre ~ 1-2 mm weg, sanft einzustellen Katheter, so daß sie nun parallel zum KörperZiel in Richtung des Kopfes. Diese Bewegung ist notwendig, um das Schambein zu vermeiden. </li><li> Drücken Sie vorsichtig Katheter in Richtung der Maus Körper. Der Katheter sollte glatt und ohne Widerstand in die Körperhöhle gleiten. Nicht mit Gewalt Katheter. Wenn Katheter nicht reibungslos geben, kehren Sie zu der senkrechten Position des Katheters und erneut starten. </li><li> Mit Katheter in die Blase vollständig eingeführt ist, sanft drücken Sie auf der Maus den Bauch, um Blase Inhalte zu vertreiben. Entfernen Sie alle Urin-Katheter, indem Sie ein kleines Stück Papiertuch in Katheteröffnung. Wenn Papiertuch mit Urin getränkt, zu ersetzen. Entfernen Urin kontinuierlich während des restlichen Protokoll einschließlich während der Blasen Ausdehnung Experimente (siehe Protokoll Nr. 3 unten). </li></ol></li><li> Legen Sie zwei Silberdrähte in die linke Bauchmuskeln und ein Silberdraht in die Brust (als Grund.) <ol><li> Alkohol oder Jod Seitenfläche auf der rechten Seite des Katheters zu desinfizieren (linke Seite des Körpers des Tieres.) </li><li> Expose linken Bauchmuskel. <ol><li> Halten Sie die Haut in der Nähe von linken Bauchmuskel mit einer Pinzette. Machen Sie eine kleine 1-2 cm langer Schnitt mit mittel chirurgische Schere. </li><li> Legen Spitze der Schere in Schnitt und sanft erweitern Schnitt um 2 cm. </li><li> Verwenden einer Pinzette zu darüberliegenden Faszie bewegen, um überlegene schrägen Bauchmuskels aus. Seien Sie vorsichtig, nicht zu schneiden / rippen einem der großen Blutgefäße, die in dieser Region befinden. </li></ol></li><li> Beugen drei Silberdrähte in die Hälfte. Scharfe 21 G Nadel, um einen kleinen Bissen des Muskels zu nehmen. Dann schieben Nadel durch Muskel. Beim Einsetzen der Muskel vorsichtig sein, keine inneren Organe durchbohren oder zu induzieren unnötige Schäden am Muskel. </li><li> Kleben Sie einen freien Ende von einem Silberdraht in die Öffnung des 21-G-Nadel. Ziehen Sie Nadel zurück durch den Muskel, um den Silberdraht durch den Muskel Biss zu ziehen. Wenn die Nadel ist frei von Muskel, ziehen Silberdraht durch Muskel, bis die Schleife in der Draht bündig mit derMuskel Biss. </li><li> Wiederholen Sie die Schritte für die zweite 1.7.3-1.7.4 Muskeldraht. Dieser Draht sollte ~ 0,5 cm von der ersten Muskeldraht platziert werden. Es ist wichtig, daß die zwei Drähte nicht nach dem Einführen berühren. </li><li> Legen Sie die dritte Silberdraht (Erde) in der Brust unterlegen Herzen. <ol><li> Scharfe 21 G-Nadel, um einen kleinen Bissen der Haut zu nehmen (es ist nicht nötig, um einen Schnitt zu machen oder Rasur die Haut) und drücken Nadel durch die Haut. </li><li> Legen Silberdraht, wie oben beschrieben, und ziehen durch die Haut. </li></ol></li></ol></li><li> Legen Sie eine kleine Menge von 37,5 ° C sterilem Mineralöl über die freiliegenden Muskeln, um sie feucht zu halten und ziehen Haut über so viel Muskel ausgesetzt wie möglich. </li><li> Spritzen Sie 0,5 ml Kochsalzlösung subkutan zu helfen, während der nachfolgenden Schritte halten Flüssigkeitsstände. </li><li> Sanft rollen Tier auf Seite, so dass die Körpertemperatur kann leicht gehalten werden. </li></ol> 2. Teil Anästhesie Step-down-Verfahren (total Zeit ~ 75 min) Die folgende Anästhesie-Protokoll wurde von der Institutional Animal Care und Verwenden Ausschuss an der Duquesne-Universität zugelassen und steht im Einklang mit den Richtlinien der National Institutes of Health. <ol><li> Unmittelbar nach Abschnitt I (oben) ist komplett, untere Isofluran auf 1,5%. Halten auf diesem Niveau für 15 min. </li><li> Unter Isofluran, dass das Tier betäubt wird teilweise. <ol><li> Nieder Isofluran von 0,125% alle 15 Minuten, bis ein Tierausstellungen Flexion Reaktion auf Zehen Prise aber nicht singen oder anderweitig zu bewegen. </li><li> Typischerweise wird ein Niveau von 0,8-1,0% Isofluran optimale jedoch Stufen können aufgrund von Unterschieden in der Anästhesie Einstellungen variieren. Vokalisation und / oder Gehfähigkeit sind extrem seltene Ereignisse, wenn die Betäubung auf der richtigen Ebene. </li></ol></li></ol> . 3 Elektromyogramm (EMG) Aufnahme Während Blase Distension mit Graded Drücke (15-75 mmHg) (Gesamtzeit - variabel je nach Experiment) <ol&gt; <li> Richten Sie die folgenden Elemente für die EMG-Aufzeichnung und Blase Ausdehnung: <ol><li> -Setup einen Verstärker, einen Digitalisierer, und Recording-Software. In dieser Konfiguration hat der Digitizer einen Eingang für den Verstärker und zwei Eingänge für den Druckregler (Druck-und Reizmarkierung Eingänge, siehe unten Abschnitt 3.1.2). Genaue Hardware-und Software-Setup ist anpassbar (siehe Materialliste für spezifische Anweisungen). </li><li> Einrichtung eines Systems zur spezifischen platzt der Luftdruck zu Tier liefern. Dieses System wird als &quot;zeitgesteuerte Druckregler&quot; in dem folgenden Protokoll bezeichnet. Es ermöglicht die automatisierte Druck der Lieferung einschließlich Digitalisierung von Luftdruck, Kontrolle der Testlänge, inter-Testintervall Automatisierung, Steuerung von Versuchsnummer und Reizbeginn Digitalsignal (siehe Anderson et al. Für 14 schematische Darstellung einer zeitgesteuerten Druckregler). </li></ol></li><li> Schließen Sie alle Leitungsdrähte von Maus (2 Bauch Drähte + 1 Schutzleiter) an den Verstärker und dieDigitizer und beginnt die Aufnahme EMG-Signals in Digitizer Software. Beachten Sie, was Zeit &quot;Schreiben&quot; in Digitizer-Software ausgewählt. </li><li> Nehmen Sie das Papier Handtuch von Blasenkatheter. Schließen Katheter Luftschlauch (von zeitgesteuerten Druckregler.) </li><li> Liefern Sie eine Einzel 20 sec Studie bei 60 mmHg Ausdehnung Druck. <ol><li> Stellen Sie den Durchflussregler bis 60 mmHg (Druckprüfung mit einem analogen Blutdruckmessgerät.) </li><li> Stellen Sie die zeitgesteuerte Druckregler, eine 20 Sekunden-Intervall Vordruck (dies wird der 2V Reizsignal in Digitizer-Software erfasst sein) gefolgt von einem 20 Sekunden Druck Ausdehnung Impuls liefern. </li><li> Starten Sie die Studie (Vordruck Intervall + Druck Ausdehnung Studie). Wenn der tatsächliche Druck Verhandlung beginnt, überprüfen Sie den Druck mit den 3 Blutdruckmessgeräte an das System angeschlossen. </li><li> Während der Druck Ausdehnung Studie sollte eine starke EMG-Signals (&gt; 0,5 V) während und ggf. nach 20 sec Ausdehnung beobachtet werden. Das Tier kann abdomi ausstellennal Bewegung aber das Tier sollte nicht singen oder anderweitig zu bewegen. Obwohl selten, wenn anormale Bewegungen oder Lautäußerungen beobachtet werden, erhöhen die Isofluran-Ebene. </li></ol></li><li> Wenn die 1. 60 mmHg Ausdehnung erzeugt eine entsprechende EMG-Signal, wiederholen Sie Schritt 3.4 zwei weitere Male mit einem intertrial Intervall von 1-2 min. </li><li> Beim Empfang starker Signale aus den drei 60 mmHg Studien, führen Versuchs distentions. <ol><li> Viele Studien verwenden abgestuften Dehnungen beginnend bei niedrigem Druck (10-15 mmHg) und die Arbeit bis zu schädlichen Drücke (75-80 mmHg) in 10-15 mmHg-Schritten. Siehe unten repräsentative Ergebnisse zum Beispiel Spuren bei unterschiedlichen Drücken. </li><li> Typische Studien umfassen eine 20 Sekunden-Intervall Vordruck, 20 Sek. Druck Ausdehnung Studie und ein 1-2 min intertrial Intervall. </li><li> Führen Sie drei distentions bei jedem Druck und dann gemittelt über die drei Studien (um einen einzelnen viszeromotorische Antwort für jeden Druck zu erhalten). In einem alternativen Verfahren, perform fünf Dehnungen bei jedem Druck, entsorgen Sie die High-und Low-Studien, und dann der Mittelwert der verbleibenden drei Antworten. </li></ol></li><li> Nach experimentellen Dehnungen abgeschlossen sind, stoppen Sie die Aufnahme, speichern Sie die Datei Experiment und Tier zu opfern mit anerkannten Methoden. </li></ol> 4. Analyse von Raw EMG Spuren <ol><li> Die Analyse der Antworten viszeromotorische (dh EMG) werden einfach mit On-Board-Digitizer-Software oder über ein Drittanbieter-Programm (Materialliste) durchgeführt Die folgenden Anweisungen sind allgemeine Anweisungen, die mit mehreren Programmen oder mit der manuellen Analyse verwendet werden könnten, um diese Daten zu analysieren . </li><li> So exportieren EMG-, Druck-und Stimulus-Signal Daten aus Digitizer Software wie folgt vor: <ol><li> Öffnen experimentellen Datei. </li><li> Klicken Sie auf &quot;Datei&quot; &quot;Exportieren als.&quot; </li><li> Ändern Sie den Dateityp auf &quot;Tabellenkalkulation Textdatei (. Txt)&quot;, benennen Sie die Datei und klicken Sie auf &quot;Speichern&quot;. </li><li> In der pop-up-Fenster, ändern Sie die Samplerate der Ausgabe zu &quot;1000&quot;, ändern Sie die Startzeit bis zu dem Moment begann die Datenerhebung und ändern Sie die Endzeit &quot;MaxTime ().&quot; Wählen Sie die Box-Kennzeichnung &quot;Timeshift-Ausgang, so erste Zeile ist ein 0,0 s &quot;, und klicken Sie auf&quot; OK &quot;. </li><li> Die Daten werden nun als eine Textdatei, die in einer Vielzahl von Programmen kann geöffnet werden exportiert. Die Datei sollte vier Spalten (Timer, VMR (EMG), Druck, Stimulus) enthalten. </li></ol></li><li> Für jedes Versuchstier getestet, führen Sie folgende mathematische Operationen. <ol><li> Beseitigen EMG-Signal für den gesamten Daten durch die Berechnung der Absolutwert jedes Zeitpunkt festzulegen. </li><li> Bestimmen die durchschnittliche EMG-Reaktion während der Hintergrundabschnitt des Experiments. </li><li> Subtrahieren Sie diesen Mittelwert Hintergrund EMG Antwort von jedem gleichgerichtete Datenpunkt in dem Versuch, den Hintergrund korrigierten Datensatz zu erhalten. </li><li> Bestimmen Sie die Fläche unter der Kurve (AUC) für jede 20 Sekunden vorDruckintervall im Hintergrund korrigierten Datensatzes. </li><li> Bestimmen Sie die AUC für jede 20 Sekunden Druckspannungsgefühl Studie in den Hintergrund korrigierten Datensatzes. </li><li> Teilen Sie jede Druckspannungsgefühl Studie AUC (in Schritt 4.3.5) erhalten durch die niedrigste Vordruck Intervall AUC von der gesamten Experiments (im Schritt 4.3.4 erhalten.). Dies ist der Hintergrund normalisiert und korrigiert AUC für jede vollendete Druck Ausdehnung Studie. </li></ol></li><li> Für jedes Versuchstier, durchschnittlich mehrere normalisierte Studien von einem einzigen Druck die normierte VMR in Volt * sec (V · s) zu erhalten. </li><li> Führt die entsprechenden Statistiken über die Daten in Abhängigkeit von der Versuchsplanung. </li></ol>

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F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+distension+control+device+useful+for+quantitative+studies+of+hollow+organ+sensation.">A distension control device useful for quantitative studies of hollow organ sensation.</a> Physiol. Behav. 41, 635-638 (1987).</li><li>Dimitrakov, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pharmacologic+Management+of+Painful+Bladder+Syndrome/Interstitial+Cystitis:+A+Systematic+Review.">Pharmacologic Management of Painful Bladder Syndrome/Interstitial Cystitis: A Systematic Review.</a> Arch. Intern. Med. 167, 1922-1929 (2007).</li><li>Qin, C., Van Meerveld, B. G. r. e. e. n. w. o. o. d. -., Foreman, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spinal+neuronal+responses+to+urinary+bladder+stimulation+in+rats+with+corticosterone+or+aldosterone+onto+the+amygdala.">Spinal neuronal responses to urinary bladder stimulation in rats with corticosterone or aldosterone onto the amygdala.</a> J. Neurophysiol. 90, 2180-2189 (2003).</li><li>Randich, A., Mebane, H., DeBerry, J. J., Ness, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rostral+ventral+medulla+modulation+of+the+visceromotor+reflex+evoked+by+urinary+bladder+distension+in+female+rats.">Rostral ventral medulla modulation of the visceromotor reflex evoked by urinary bladder distension in female rats.</a> J. Pain. 9, 920-926 (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Bei Menschen, interstitielle Zystitis / Blase Schmerzsyndrom (IC / BPS) ein großes klinisches Problem, weil die Patienten haben lähmenden Schmerzen, die oft nicht mehr auf normale Schmerzbehandlung 15 ist. Eine der großen Herausforderungen für das Verständnis und letztlich die Behandlung von chronischen Blasenschmerzen ist es, die normale neuronale Prozesse, die in der Reaktion auf schädliche Ausdehnung Blase beteiligt sind, zu verstehen. Um diese Herausforderung zu meistern, ist ein Tiermodell der Blas...

Chronischer Schmerz ist offiziell als Schmerzen, die etwa drei Monate oder länger als die normale Gewebeheilungszeit 1 weiter definiert. Diese Art von Schmerz ist einer der Hauptgründe, dass die Menschen angetrieben werden, um medizinische Hilfe zu suchen 2 und kann bis auf 635 Milliarden Dollar jährlich 3 kosten. Aktuelle chronischen Schmerzbewältigungsstrategien werden als archaische; nach Jahrzehnten der medizinischen Fortschritt, NSAR (nicht-steroidale entzündungshemmende Medikamente) und Opioide sind immer noch die primäre Behandlungen von Ärzten verschrieben. Aber diese Behandlungen zielen alle verschiedenen Arten von Schmerzen in der gleichen Weise und bietet analgetischen Wirkungen im ganzen Körper, im Gegensatz zu mit besonderem Schwerpunkt auf die genaue Ursache dieser Schmerzen Vorfall. Um besser zu helfen, die unter chronischen Schmerzen leiden, sollte die Forschung Aufmerksamkeit auf die Ätiologie und mögliche Schmerzen spezifische Behandlungen mit den häufigsten Ursachen für chronische Schmerzen verschoben werden. Das Ziel dieser manuscript ist es, ein Modell verwendet, um einen Zustand, wie Interstitielle Zystitis / Painful Bladder Syndrome (IC / BPS) bekannt, besser zu verstehen, zu beschreiben. IC / BPS ist eine schwächende Erkrankung, die Millionen von Menschen, vor allem Frauen über dem Alter von 40 4 betrifft. Die genauen Ursachen der IC / BPS sind nicht bekannt, jedoch Prävalenz hat die Genetik 5, bestimmte Diäten, hoher Stress und 6 in Verbindung gebracht worden . Die Symptome der IC / BPS umfassen, sind aber nicht beschränkt auf: Erhöhter Harndrang, erhöhter Harndrang, Schmerzen, stechend, oder brennende Schmerzen während der Blasenfüllung und Blasenentleerung, Nykturie und 7. Patienten, bei denen diese Bedingungen haben höhere Stress und ängstlicher sind 8. Diese erhöhte Stress führt zu erhöhten Schmerzen, die die Original-Stress verstärkt. Studien haben gezeigt, dass Depressionen und Angstzustände verringern folgenden Behandlungen, die im Urin Schmerzen lindern, so effektiv zu brechen dieses positive Feedback-Zyklus <sup&gt; 9. Eine der Herausforderungen bei der Entdeckung neuer Behandlungen für IC / BPS ist der Mangel an einem Grundlagen Verständnis der Blasenschmerzen. Um Beiträge Nervensystems auf den Zustand untersuchen, haben viele Tiermodelle entwickelt, um die mit IC / BPS verbundenen Schmerzen und Symptome zu imitieren. Traditionell wurde Zystitis bei Tieren mit der Einführung von verschiedenen Chemikalien wie Senföl, Aceton, Lipopolysaccharid, Salzsäure und Cyclophosphamid in die Blase nachgebaut. Jedoch keine Fremdmittel in der sterilen Urin von IC / BPS-Patienten vorhanden sind, damit Frage der Gültigkeit dieser Modelle. Ein weiteres Mausmodell der urologischen Schmerz ist Harnblase Dehnung (UBD) 10. In diesem Modell wird Druckluft von einem bestimmten Druck auf die Blase einer wachen oder leicht anästhesiert Tier über einen bestimmten Zeitraum abgegeben. Während des gesamten Verfahrens Drähte in der oberen schrägen Bauchmuskeln Rekord elektrischen activkeit von der Muskulatur (mit einem Elektromyogramm (EMG)). Diese Aktivität wird als viszeromotorische Antwort (VMR) bekannt und ist zuverlässige, reproduzierbare Messung der Schmerzempfindung 10. Ähnliche Hohlorgan Ausdehnung (zB Blasen-, Mastdarm) bei gesunden Probanden erzeugt Gefühle des Unbehagens und signifikanter Anstieg der berichteten über Schmerzen 11,12, Merkmale, die häufig verwendet werden, um IC / BPS diagnostizieren. So wird in Verbindung mit Elektro-, pharmakologische und optogenetische Methoden zur Stimulation oder Hemmung ist eine nützliche und UBD gültiges Modell für das Verständnis sowohl der peripheren und zentralen Nervensystems Komponenten der Blase Nozizeption und Schmerz. Hier beschreiben wir das Verfahren für die UBD wie es derzeit in unserem Labor in weiblichen Mitglieder der gemeinsamen Mausstamm, C57Bl/6J verwendet. Aufgrund von Schwierigkeiten bei der Katheterisierung Verfahren Männern wird dieses Verfahren vor allem in der weiblichen Mäusen durchgeführt. Dieses Protokoll wurde von der von Ness &lt;entwickelt, angepasstem&gt; 10 et al. zuvor und aus unserem Labor 13 veröffentlicht. Das folgende Protokoll beschreibt vier Hauptkomponenten dieses Modells in narkotisierten Tieren: (1) Blasenkatheter und Aufzeichnungselektrode Chirurgie (2) Teilnarkose Induktion (3) Blase Ausdehnung und VMR-Aufnahme, und (4) Datenanalyse von Roh VMR / EMG Spuren . Feine Unterschiede in der UBD-Verfahren aufgrund VMR Wahl des Organismus, Anästhesietiefe und Induktion, und die Körpertemperatur werden nachstehend erörtert.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Infrared heating blanket and monitoring system</td>
			<td>Kent Scientific</td>
			<td>Right-Temp System&#160;</td>
			<td>This system is setup to monitor two separate temperatures.&#160; This should include the animal and the heating blanket.&#160; In addition, the system can automatically adjust the temperature to maintain a set temp.&#160; However, this automatic function produces electrical interference during EMG recording and must be turned off.&#160; Kent can provide a battery pack for the heating pad for use during the riEMG recording part of the experiment.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane vaporizer</td>
			<td>Draeger</td>
			<td>Vapor 19.1</td>
			<td>Any isoflurane vaporizer will work, but it is helpful to have one that has mutliple notches between 0 and 2% isoflurane.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>100% Oxygen air tank</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For ventilation of animal</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Air breathing grade</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For bladder distention</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>24GA 0.56inch IV catheter</td>
			<td>BD biosciences&#160;</td>
			<td>381411</td>
			<td>For bladder catheterization</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Surgilube (sterile)</td>
			<td>Savage Laboratories</td>
			<td>0281-0205-02</td>
			<td>Any surgical grade lubricate would work fine.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mineral oil (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Saline (sterile)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AG8W Silver Wire, 2 m, 0.20 mm (.008&#34;) D, L, No Insulation&#160;</td>
			<td>Warner Instruments</td>
			<td>W4 64-1318&#160;</td>
			<td>Any silver wire with these specifications will work.&#160; Wire does not need to be &#34;chlorinated.&#34;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>opthalamic ointment</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small surgical scissors</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sharp forceps</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>21 Ga needle</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Grass amplifier P511 with 3-lead input cable</td>
			<td>Grass Instruments</td>
			<td>P511 (F-P5IC3/REV1)</td>
			<td>This is the &#34;amplifier&#34; used in the protocol.&#160; Amplifier with the following settings: Calibrator = 1 mV; Lo freq = 300 Hz; Amplification = 20; Hi freq = 10 kHz; Line filter = in.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cambridge Electronic Design (CED) 1401 Plus (or equivalent)</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>1401 Plus</td>
			<td>This is the &#34;digitizer&#34; used in the protocol.&#160; Other digitizer systems from WINDAQ or other companies would work fine; Need inputs for pressure signal, EMG, and stimulus signal.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CED Spike2 software</td>
			<td>Cambridge Electronic Design</td>
			<td>Spike 2</td>
			<td>This is the the &#34;digitizer software&#34; used in the protocol.&#160; Should be from same manufacturer as digitizer.&#160; Program should be setup with 3 channels for pressure (0-100 mmHg scale), EMG signal (typically -5 to +5 V range), and stimulus marker (0-2 V) range.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flow chart from air tank to bladder catheter</td>
			<td>n/a</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Sequence of connections from pressurized air tank to animal bladder:&#160; Air tank to 1/4 inch tubing to Gilmont flowmeter to Y connector.&#160; Branch 1 of y connector to to sphygmomanometer.&#160; Branch 2 to a single input on the 4-way gang valve to 4-way valve output to the timed pressure regulator to 3/32 tubing from timed pressure regulator to 2nd Y connector (branch 1 to sphygmomanometer) with branch 2 to 3/32 tubing&#160; to a 3rd Y connector.&#160; Branch 1 of Y connector to a 3rd sphygmomanometer and branch 2 to animal bladder catheter.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gilmont Flowmeter&#160;</td>
			<td>Gilmont</td>
			<td>GF8321-1401</td>
			<td>Multiple brands of flowmeters will work.&#160; For bladder distention air, flow meter should be able to handle high pressures (such as this Gilmont meter).&#160; For breathing air, flow rate should be adjustable down to 100 cc/min (typical mouse rate is 500-1000 cc/min).&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4-way gang valve</td>
			<td>Elite</td>
			<td></td>
			<td>This is a specific piece of equipment.&#160; The Elite gang valve is designed for fish tanks at low air pressures.&#160; In the bladder distention setup, this valve acts as a safety valves in case the pressure spikes.&#160; Too high pressure during initial turning on of the tank will ruin the pressure transducer in the Timed pressure regulator and/or the sphygnometers. In addition, by providing a small amount of leak in the system, this valve makes it easier to adjust the pressure between 10-80 mmHg.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1/4 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/32 inch tubing</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#34;Y&#34; connectors (1/4 and 3/32 inch)</td>
			<td>Multiple</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sphygmomanometer</td>
			<td>CVS</td>
			<td></td>
			<td>Any analog sphygmomanometer from a drug store will work for this application.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Timed Pressure Regulator</td>
			<td>Custom</td>
			<td></td>
			<td>This is a custom built machine (Washington University in St. Louis Machine shop) that allows for automated pressure delivery including digitization of air pressure, control of trial length, inter-trial interval automation, control of trial number, and stimulus onset digital signal.&#160; However, the basic components of the system (pressure on and off for a given trial period) could be controlled with a simple on/off in-line switch.&#160;&#160; Such analog control of a trial would necessitate additional analysis parameters (see below section 4).&#160; In addition, one would have to manually assign the pressure based on the analog sphygmomanometer during data analysis.&#160;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IGOR Pro</td>
			<td>Wavemetrics</td>
			<td>n/a</td>
			<td>For analysis of EMG signal. Many different types of software can be used for data analysis in these experiments.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

urinary bladder distention evoked visceromotor responses as a model for bladder pain in mice

Etwa 3 bis 8.000.000 Menschen in den Vereinigten Staaten leiden unter interstitielle Zystitis / Blase Schmerzsyndrom (IC / BPS), eine schwächende Erkrankung, die durch eine erhöhte Dringlichkeit und Häufigkeit des Wasserlassens, sowie Nykturie und allgemeine Schmerzen im Beckenbereich, vor allem bei Blasenfüllung oder Blasenentleerung. Trotz jahrelanger Forschung ist die Ursache der IC / BPS schwer-und Behandlungsstrategien sind nicht in der Lage komplette Entlastung für die Patienten bieten. Um Beiträge Nervensystems auf den Zustand untersuchen, haben viele Tiermodelle entwickelt, um die mit IC / BPS verbundenen Schmerzen und Symptome zu imitieren. Ein solches Modell ist murine Harnblasendehnung (UBD). In diesem Modell wird Druckluft von einem bestimmten Druck auf die Blase von einem leicht anästhesiert Tier über einen bestimmten Zeitraum abgegeben. Während des gesamten Verfahrens Drähte in den oberen schrägen Bauchmuskeln aufnehmen elektrische Aktivität der Muskeln. Diese Aktivität wird als viszeromotorische Antwort (VMR) und i bekanntsa zuverlässige und reproduzierbare Messung der Schmerzempfindung. Hier beschreiben wir die notwendigen Schritte, um diese Technik in Mäusen einschließlich chirurgischen Manipulationen, physiologische Aufzeichnung und Datenanalyse durchzuführen. Mit dem Einsatz dieses Modells kann die Koordination zwischen primären sensorischen Neuronen, Rückenmark sekundären Afferenzen und höher in der Blase Schmerzen beteiligt zentralen Nervensystems Bereichen entwirrt werden. Diese Grundlagenforschung Wissen kann dann klinisch übersetzt, um Patienten mit IC / BPS zu behandeln.

Eine Darstellung der Gesamt UBD-VMR-Setup kann in Fig. 1A zu sehen ist. Steigender Druck Schritte induzieren eine Erhöhung der Roh-VMR (dh EMG) (Abbildung 1B). Die rohe VMR, Druck und Reiz Markersignal, die während der Aufnahme mit Digitizer Software beobachtet werden sollen, können in Abbildung 2 zu sehen. Die obere Kanal gesehen Figur 2 ist die EMG Spur (in V). Das Hintergrundsignal der EMG-Kurve sollte stabil und mit niedriger Amplitude (...

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Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Etwa 3 bis 8.000.000 Menschen in den Vereinigten Staaten leiden unter interstitielle Zystitis / Blase Schmerzsyndrom (IC / BPS), einer schwächenden Zustand in Teil gekennzeichnet durch Schmerzen im Beckenbereich. Um Beiträge Nervensystem in den Zustand zu untersuchen, wird ein physiologisches Modell der Blase Schmerzen bei Mäusen und Ratten eingesetzt.

Harnblase Aufdehnung evozierte viszeromotorische Antworten als Modell für Bladder Pain in Mäuse

Approximately 3-8 million people in the United States suffer from interstitial cystitis/bladder pain syndrome (IC/BPS), a debilitating condition ...

urinary-bladder-distention-evoked-visceromotor-responses-as-model-for

Research

JoVE Journal

Medicine

17.6K Aufrufe.  Duquesne University.  Etwa 3 bis 8.000.000 Menschen in den Vereinigten Staaten leiden unter interstitielle Zystitis / Blase Schmerzsyndrom (IC / BPS), einer schwächenden Zustand in Teil gekennzeichnet durch Schmerzen im Beckenbereich. Um Beiträge Nervensystem in den Zustand zu untersuchen, wird ein physiologisches Modell der Blase Schmerzen bei Mäusen und Ratten eingesetzt. 

Serie: Urinary Bladder Distention Evoked Visceromotor Responses as a Model for Bladder Pain in Mice

Mouse Bladder Wall Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. Before starting injections, the surgical area must be cleaned with soap and water and antiseptic solution. Surgical equipment must be sterilized before use and between each animal. Each mouse is placed under inhaled isoflurane anesthesia (2-5% for induction, 1-3% for maintenance) and its bladder exposed by making a midline abdominal incision with scissors. If the bladder is full, it is partially decompressed by gentle squeezing between two fingers. The cell suspension of interest is intramurally injected into the wall of the bladder dome using a 29 or 30 gauge needle and 1 cc or smaller syringe. The wound is then closed using wound clips and the mouse allowed to recover on a warming pad. Bladder wall injection is a delicate microsurgical technique that can be mastered with practice.

Mouse bladder wall injection is a useful approach to orthotopically study bladder stem cell and cancer biology. This delicate microsurgical method can be mastered with careful technique and practice.

Maus Blasenwand Injection

Mouse bladder wall injection is a useful technique to orthotopically study bladder phenomena, including stem cell, smooth muscle, and cancer biology. ...

Forschung

Medizin

An Orthotopic Model of Murine Bladder Cancer

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and subsequent cell adhesion. After their bladders are transurethrally catheterized and drained, animals are again catheterized to permit insertion of a platinum wire into bladders without damaging the urethra or bladder. The catheters are made of Teflon to serve as an insulator for the wire, which will conduct electrical current into the bladder to create a burn injury. An electrocautery unit is used to deliver 2.5W to the exposed end of the wire, burning away extracellular layers and providing attachment sites for carcinoma cells that are delivered in suspension to the bladder through a subsequent catheterization. Cells remain in the bladder for 90 minutes, after which the catheters are removed and the bladders allowed to drain naturally. The development of tumor is monitored via ultrasound. Specific attention is paid to the catheterization technique in the accompanying video.

Bladder tumors are established in female mice in a minimally invasive fashion through catheterization, local cauterization, and subsequent adhesion of carcinoma cells to the burn sites.

Einem orthotopen Modell des Murine Blasenkrebs

In this straightforward procedure, bladder tumors are established in female C57 mice through the use of catheterization, local cauterization, and ...

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

Die Verwendung von Zystometrie in kleine Nagetiere: A Study of Bladder Chemosensorik

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

An Orthotopic Bladder Tumor Model and the Evaluation of Intravesical saRNA Treatment

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder tumor model. The mouse model is established by urethral catheterization under inhaled general anesthetic. Chemical burn is then introduced to the bladder mucosa using intravesical silver nitrate solution to disrupt the bladder glycosaminoglycan layer and allows cells to attach. Following several washes with sterile water, human bladder cancer KU-7-luc2-GFP cells are instilled through the catheter into the bladder to dwell for 2 hours. Subsequent growth of bladder tumors is confirmed and monitored by in vivo bladder ultrasound and bioluminescent imaging. The tumors are then treated intravesically with saRNA formulated in lipid nanoparticles (LNPs). Tumor growth is monitored with ultrasound and bioluminescence. All steps of this procedure are demonstrated in the accompanying video.

Establishing an orthotopic bladder tumor model to evaluate antitumor effects of intravesically delivered saRNA and monitoring tumor growth by ultrasound and bioluminescent imaging.

Einem orthotopen Blasentumor Modell und der Auswertung der intravesikalen Behandlung SÄRNA

We present a novel method for treating bladder cancer with intravesically delivered small activating RNA (saRNA) in an orthotopic xenograft mouse bladder ...

An Orthotopic Bladder Cancer Model for Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are needed. The tumor microenvironment can significantly influence tumor development and therapy response. It is therefore often desirable to grow tumor cells in the organ from which they originated. This protocol describes an orthotopic model of bladder cancer, in which MB49 murine bladder carcinoma cells are instilled into the bladder via catheterization. Successful tumor cell implantation in this model requires disruption of the protective glycosaminoglycan layer, which can be accomplished by physical or chemical means. In our protocol the bladder is treated with trypsin prior to cell instillation. Catheterization of the bladder can also be used to deliver therapeutics once the tumors are established. This protocol describes the delivery of an adenoviral construct that expresses a luciferase reporter gene. While our protocol has been optimized for short-term studies and focuses on gene delivery, the methodology of mouse bladder catheterization has broad applications.

Implantation of cancer cells into the organ of origin can serve as a useful preclinical model to evaluate novel therapies. MB49 bladder carcinoma cells can be grown within the bladder following intravesical instillation. This protocol demonstrates catheterization of the mouse bladder for the purpose of tumor implantation and adenoviral delivery.

Ein orthotopen Blasenkrebs-Modell für Gene Delivery Studies

Bladder cancer is the second most common cancer of the urogenital tract and novel therapeutic approaches that can reduce recurrence and progression are ...

Induction of Invasive Transitional Cell Bladder Carcinoma in Immune Intact Human MUC1 Transgenic Mice:  A Model for Immunotherapy Development

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy and/or cytotoxic chemotherapy. To induce bladder cancer, C57BL/6 mice (MUC1.Tg and wild type) were treated orally with the carcinogen N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine (OH-BBN) at 3.0 mg/day, 5 days/week for 12 weeks. To assess the effects of OH-BBN on serum cytokine profile during tumor development, whole blood was collected via submandibular bleeds prior to treatment and every four weeks. In addition, a MUC1-targeted peptide vaccine and placebo were administered to groups of mice weekly for eight weeks. Multiplex fluorometric microbead immunoanalyses of serum cytokines during tumor development and following vaccination were performed. At termination, interferon gamma (IFN-&#947;)/interleukin-4 (IL-4) ELISpot analysis for MUC1 specific T-cell immune response and histopathological evaluations of tumor type and grade were performed. The results showed that: (1) the incidence of bladder cancer in both MUC1.Tg and wild type mice was 67%; (2) transitional cell carcinomas (TCC) developed at a 2:1 ratio compared to squamous cell carcinomas (SCC); (3) inflammatory cytokines increased with time during tumor development; and (4) administration of the peptide vaccine induces a Th1-polarized serum cytokine profile and a MUC1 specific T-cell response. All tumors in MUC1.Tg mice were positive for MUC1 expression, and half of all tumors in MUC1.Tg and wild type mice were invasive. In conclusion, using a team approach through the coordination of the efforts of pharmacologists, immunologists, pathologists and molecular biologists, we have developed an immune intact transgenic mouse model of bladder cancer that expresses hMUC1.

An N-butyl-N-(4-hydroxybutyl)nitrosamine-induced bladder cancer model was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic mice for the purpose of testing MUC1-directed immunotherapy. After administering a MUC1-targeted peptide vaccine, a cytotoxic T lymphocyte response to MUC1 was confirmed by measuring serum cytokine levels and T-cell specific activity.

Induktion von Invasive Transitional Handy Blasenkarzinom in Immune intakte menschliche MUC1 transgenen Mäusen: Ein Modell für Immuntherapie Entwicklung

A preclinical model of invasive bladder cancer was developed in human mucin 1 (MUC1) transgenic (MUC1.Tg) mice for the purpose of evaluating immunotherapy ...

Minimally Invasive Establishment of Murine Orthotopic Bladder Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable cell lines are inoculated either by intravesical instillation (model of nonmuscle invasive growth) or intramural injection into the bladder wall (model of invasive growth). Both procedures are complex and highly time-consuming. Additionally, the superficial model has its shortcomings due to the lack of cell lines that are tumorigenic following instillation. Intramural injection, on the other hand, is marred by the invasiveness of the procedure and the associated morbidity for the host mouse.
With these shortcomings in mind, we modified previous methods to develop a minimally invasive approach for creating orthotopic bladder cancer xenografts. Using ultrasound guidance we have successfully performed percutaneous inoculation of the bladder cancer cell lines UM-UC1, UM-UC3 and UM-UC13 into 50 athymic nude. We have been able to demonstrate that this approach is time efficient, precise and safe. With this technique, initially a space is created under the bladder mucosa with PBS, and tumor cells are then injected into this space in a second step. Tumor growth is monitored at regular intervals with bioluminescence imaging and ultrasound. The average tumor volumes increased steadily in in all but one of our 50 mice over the study period.
In our institution, this novel approach, which allows bladder cancer xenograft inoculation in a minimally-invasive, rapid and highly precise way, has replaced the traditional model.

The established technique to inoculate primary invasive orthotopic bladder cancer xenografts requires laparotomy and mobilization of the bladder. This procedure inflicts significant morbidity on the mice, is technically challenging and time-consuming. We therefore developed a high-precision, percutaneous approach utilizing ultrasound guidance.

Minimal Invasive Gründung von murinen orthotopen Blasen Xenografts

Orthotopic bladder cancer xenografts are the gold standard to study molecular cellular manipulations and new therapeutic agents&#160;in vivo. Suitable ...

The Sciatic Nerve Cuffing Model of Neuropathic Pain in Mice

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in injured sensory neurons and along the entire nociceptive pathway within the central nervous system. It is usually chronic and challenging to treat. In order to study neuropathic pain and its treatments, different models have been developed in rodents. These models derive from known etiologies, thus reproducing peripheral nerve injuries, central injuries, and metabolic-, infectious- or chemotherapy-related neuropathies. Murine models of peripheral nerve injury often target the sciatic nerve which is easy to access and allows nociceptive tests on the hind paw. These models rely on a compression and/or a section. Here, the detailed surgery procedure for the &#34;cuff model&#34; of neuropathic pain in mice is described. In this model, a cuff of PE-20 polyethylene tubing of standardized length (2 mm) is unilaterally implanted around the main branch of the sciatic nerve. It induces a long-lasting mechanical allodynia, i.e., a nociceptive response to a normally non-nociceptive stimulus that can be evaluated by using von Frey filaments. Besides the detailed surgery and testing procedures, the interest of this model for the study of neuropathic pain mechanism, for the study of neuropathic pain sensory and anxiodepressive aspects, and for the study of neuropathic pain treatments are also discussed.

Neuropathic pain is a consequence of a lesion or disease affecting the somatosensory system. The &#8220;cuff model&#8221; of neuropathic pain in mice consists of the implantation of a polyethylene cuff around the main branch of the sciatic nerve. Mechanical allodynia is tested using von Frey filaments.

Der Ischiasnerv cuffing Modell von neuropathischen Schmerzen bei Mäusen

Neuropathic pain arises as a consequence of a lesion or a disease affecting the somatosensory system. This syndrome results from maladaptive changes in ...

Bladder Smooth Muscle Strip Contractility as a Method to Evaluate Lower Urinary Tract Pharmacology

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties of the smooth muscle as well as changes induced by pathology. This method provides critical information for understanding bladder function while overcoming major methodological difficulties encountered in in vivo experiments, such as surgical and pharmacological manipulations that affect stability and survival of the preparations, the use of human tissue, and/or the use of expensive chemicals. It also provides a way to investigate the properties of each bladder component (i.e. smooth muscle, mucosa, nerves) in healthy and pathological conditions.
The urinary bladder is removed from an anesthetized animal, placed in Krebs solution and cut into strips. Strips are placed into a chamber filled with warm Krebs solution. One end is attached to an isometric tension transducer to measure contraction force, the other end is attached to a fixed rod. Tissue is stimulated by directly adding compounds to the bath or by electric field stimulation electrodes that activate nerves, similar to triggering bladder contractions in vivo. We demonstrate the use of this method to evaluate spontaneous smooth muscle contractility during development and after an experimental spinal cord injury, the nature of neurotransmission (transmitters and receptors involved), factors involved in modulation of smooth muscle activity, the role of individual bladder components, and species and organ differences in response to pharmacological agents. Additionally, it could be used for investigating intracellular pathways involved in contraction and/or relaxation of the smooth muscle, drug structure-activity relationships and evaluation of transmitter release.
The in vitro smooth muscle contractility method has been used extensively for over 50 years, and has provided data that significantly contributed to our understanding of bladder function as well as to pharmaceutical development of compounds currently used clinically for bladder management.

This manuscript presents a simple, yet powerful, in vitro method for evaluating smooth muscle contractility in response to pharmacological agents or nerve stimulation. Main applications are drug screening and understanding tissue physiology, pharmacology,&#160;and pathology.

Glatten Muskulatur der Blase Streifen Kontraktilität als eine Methode zur unteren Harnwege Pharmakologie Bewerten

We describe an in vitro method to measure bladder smooth muscle contractility, and its use for investigating physiological and pharmacological properties ...

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold standard treatment for the high-grade non-muscle invasive bladder cancer (NMIBC). However, since the treatment-related side effects are relevant, newer biological response modifiers with a better benefit/side effects ratio are needed.
The tumour microenvironment can influence both tumour development and therapy efficacy. In order to obtain a good model, it is desirable to implant tumour cells in the organ from which the cancer originates.
In this protocol, we describe a method for establishing a tumour in the bladder cavity of female mice and subsequent delivery of therapeutic agents; the latter are exemplified by our use of Helicobacter pylori neutrophil activating protein (HP-NAP). A preliminary chemical burn of the mucosa, followed by the injection of mouse urothelial carcinoma cell line MB49 via urethral catheterization, enables the cells to attach to the bladder mucosa. After a period, required to allow an initial proliferation of the cells, mice are treated with HP-NAP, administrated again via catheterization. The anti-tumour activity of HP-NAP is evaluated comparing the tumour volume, the extent of necrosis and the degree of vascularization between vehicle- and HP-NAP-treated animals.

Evaluation of the Efficacy of the H. pylori Protein HP-NAP as a Therapeutic Tool for Treatment of Bladder Cancer in an Orthotopic Murine Model

Here the method to establish a syngeneic mouse model of orthotopic bladder tumour to evaluate the anti-tumour efficacy of the bacterial protein HP-NAP is described.

Bewertung der Wirksamkeit der<em&gt; H. pylori</em&gt; Protein HP-NAP als therapeutisches Werkzeug zur Behandlung von Blasenkrebs in einem orthotopen Mausmodell

Bladder cancer is one of the most common malignancies of the urogenital tract. Intravesical injection of Bacillus Calmette-Gu&#233;rin (BCG) is the gold ...