The authors would like to thank Janelle Ryals, Rachel Supple, and Frank Wang for technical assistance. This work was supported by NIH grants R03 DK080182 (JAC), R01 DK099611 (JAC), R01 DK103872 (JAC), Center of Biomedical Research Excellence (COBRE) grant P20 GM104936 (JAC), start-up funds and core support from the Kansas Institutional Development Award (IDeA) P20 GM103418, core support from the Kansas IDDRC P30 HD002528, and The Madison and Lila Self Fellowship Program (ANP).

Alle in diesem Protokoll beschriebenen Experimente entsprechen den NIH-Richtlinien im Einklang mit den von der University of Kansas Medical Center Institutional Animal Care und Verwenden Committee festgelegten Richtlinien. 1. Neugeborene von Müttern Separation (NMS) <ol><li> Überwachen Sie schwanger Dämme täglich Wurf Geburten. Hinweis: Der Tag der Wurf ist geboren wird als P0. </li><li> Auf P1, entfernen Sie die Staumauer aus dem Käfig und in einen sauberen Sekundärbehälter. </li><li> Reiben Sie eine Handvoll Betten zwischen clean-behandschuhten Händen, um Geruch des eigenen Käfig zu halten. </li><li> In einer Tiefe von 1-2 cm von der Heimkäfig Betten in einem sauberen, entsprechend gekennzeichneten 2 L Becherglas. In etwa der Hälfte der zusätzliche Bereicherung Einstreu, die im Käfig vorhanden ist, zB nestlet, Knitterpapier, um das Becherglas. </li><li> Sanft legen alle Welpen aus einer einzigen Wurf, einzeln, im selben Becher. </li><li> Sofort platzierendas Becherglas in einem Brutschrank bei 33 ° C und 50% Luftfeuchtigkeit für 180 min gehalten. </li><li> Entfernen Sie die Staumauer aus dem Sekundärbehälter und zurück sie in den Käfig. Bringen Sie den Käfig auf seine entsprechende Position innerhalb des Gehäuses Vivarium. </li><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang für jeden Wurf unterziehen NMS, mit sauberen Handschuhen und sekundären Behälter für jeden Wurf / Damm. </li><li> Am Ende des 180 min Trennperiode geben die Würfe in ihre Heimatkäfige in der gleichen Reihenfolge wie sie entfernt wurden. </li><li> Rufen Sie den Käfig des ersten Wurf, die früher in den Tag getrennt wurde. Entfernen Sie die Staumauer aus dem Käfig und in einen sauberen Sekundärbehälter. </li><li> Nehmen Sie das erste Becherglas aus dem Inkubator und reiben Sie eine Handvoll Betten zwischen sauberen Handschuhen, um Geruch des eigenen Käfig zu halten, während der Handhabung der Welpen. </li><li> Sanft bewegen die Welpen einzeln aus dem Becherglas auf den Käfig. </li><li> Senden Sie alle Anreicherungs- und Bettwäsche in den Becher, um die verbleibendendie Heimat Käfig. </li><li> Bringen Sie den Damm von der Sekundärbehälter an den Käfig und lege sie in ihre entsprechenden Gehäuse Ort innerhalb des Vivarium. </li><li> Mit Wasser spült das Becherglas und wieder in den Inkubator. Verwenden Sie die gleiche Becher für jeden Wurf der gesamten Trennverfahren. </li><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang für jeden Wurf unterziehen NMS in der gleichen Reihenfolge, wie sie in den Inkubator gestellt wurden. </li><li> Wiederholen Sie diesen Vorgang für jede ganze Wurf unterzieht NMS jeden Tag durch P21. </li><li> Entwöhnen NMS und naiv Welpen auf P22, indem Wurf des gleichen Geschlechts zusammen in saubere Käfige komplett mit Nahrung und Wasser. Naive Welpen geboren werden sollte und unter den gleichen Bedingungen wie NMS Mäusen untergebracht, aber keine zusätzliche Handhabung außerhalb der normalen Tierhaltung Aufgaben zu unterziehen. </li></ol> 2. perigenital Mechanische Empfindlichkeit <ol><li> von Frey Geräte-Setup <ol><li> Bringen Sie die Maus, um den Testraum und lassen Sie sie für 30 akklimatisierenmin, während übrigen in ihre Käfige. </li><li> Bereiten Sie den Testbereich, indem eine absorbierende Unterlage unter einer erhöhten Drahtgitter-Top-Tisch (79 cm x 28 cm), die genügend Platz bietet, damit der Prüfer von der Unterseite ohne erschreckte die Mäuse, ca. 55 cm in der Höhe zu nähern. </li><li> Platzieren Sie bis zu 12 Mäuse, individuell, nach klaren, perforierte Kunststoffkammern (11 cm x 5 cm x 3,5 cm) auf der Oberseite des Drahtgittertisch. Legen Sie einen schweren Gegenstände auf der Kammern an Mäuse an der Flucht zu verhindern. </li><li> Akklimatisieren der Mäuse für weitere 30 min auf dem Bildschirm vor Wegziehschwelle Beurteilung. </li></ol></li><li> Perigenital Mechanische Empfindlichkeit Beurteilung <ol><li> Führen Sie die up-down-Methode mit einem Standard-Satz von abgestuften von Frey-Monofilamenten 43. Verwenden Sie die folgenden Monofilamente: 1,65 g, 2,36 g, 2,83 g, 3,22 g, 3,61 g, 4,08 g, 4,31 g und 4,74 g. <ol><li> Halten Sie die Basis des 3,22 g Monofile und setzen den eingefahrenen monoFilament. Hinweis: Einige Modelle können nicht über eine zurückgezogene Monofilament. </li><li> Situate die Sonde, so daß das Monofilament vertikal ausgerichtet und, wenn die Maus-Meldung, unbeweglich, und sein Körpergewicht gleichmäßig auf die Hinterpfoten verteilt es auf der linken oder rechten Seite der Hodensack, die Vermeidung der Mittellinie, bis eine leichte Biegung im Filament beobachtet. </li><li> Halten Sie das Monofilament in Platz für 10 Sekunden oder bis das Tier zeigt eine positive Reaktion. Anmerkung: Eine positive Reaktion wird als einen flotten Ruck oder Sprung in Reaktion auf Monofil Anwendung oder Lecken oder Beißen Verhalten gegenüber dem Monofilament gerichtet werden. Wenn die Maus bewegt während der 10 sec Monofilament-Anwendung ohne Anzeige diese Verhaltensweisen, muss das Monofilament nach einem Mindest 1 min langen Ruhezeit erneut getestet werden. Wenn eine Maus weder bewegt noch weist bei allen oben genannten Verhaltensweisen während der 10 sec Monofilament Anwendung, wird es als eine negative Antwort. </li><html><li> Notieren Sie sich die Antwort, entweder negativ oder positiv, in einem Labor Notebook oder Laptop und wiederholen Sie diesen Vorgang auf alle verbleibenden Mäuse mit dem 3,22 g Monofilament. </li><li> Testen Sie alle Mäuse wieder mit dem nächsten geeigneten Monofilament. Hinweis: Wenn die Maus zeigte eine negative Reaktion auf die 3,22 g-Monofilament, gelten die 3,61 g-Monofilament in der gleichen Weise, und notieren Sie die Antwort. Wenn die Maus zeigte eine positive Reaktion auf die 3,22 g-Monofilament, gelten die 2,83 g-Monofilament und notieren Sie die Antwort. </li></ol></li><li> Weiter Testen jeder Maus mit der nächsten größeren oder kleineren Monofilament gegebenenfalls für weitere 4 Anwendungen, nachdem die erste positive Reaktion beobachtet wird. </li><li> Rückgabe Mäuse Käfige. </li><li> Verwenden Sie den Wert des letzten von Frey Monofilament in der Versuchsreihe angelegt in log-Einheiten, um eine 50% ige g Rücknahmeschwelle zu berechnen, wie in Chaplan et al. 43 beschrieben. </li></ol></li></ol>title &quot;&gt; 3. Aufgesäuerte Toluidinblau Mast Zellfärbung <ol><li> Gewebeverarbeitung <ol><li> Sezieren Prostatagewebe 44 von Mäusen, die intrakardial mit eiskaltem 4% Paraformaldehyd 45 wurde durchströmt haben. Postfix das Gewebe in 4% Paraformaldehyd 1 h lang bei RT und dann in 30% Saccharose cryoprotect in 1x PBS bei 4 ° CO / N. </li><li> Bereiten Sie eine kleine (30 ml) Bad Heptan und auf Trockeneis. </li><li> Spülen Sie das Prostatagewebe in 1x PBS und trocken mit einer leichte wischen. </li><li> Legen Sie die Prostatagewebe in die kalte Heptan, bis es gefroren ist. </li><li> Unmittelbar Das tiefgefrorene Prostatagewebe in einem cryomold enthält Montage Medien und auf Trockeneis eingefroren, bis. </li><li> Speicher cryomolds bei -20 ° C. </li><li> Quer schneiden das Prostatagewebe in 7 um dicken Gefrierschnitten unter Verwendung eines Kryostaten. </li><li> Platzieren 8-12 nicht-seriellen Kryoschnitten, die die Länge des Gewebes erstrecken, auf positiv geladenen Objektträgern. </li><li> Speicher abgeschlossen Träger bei -20 ° C bis zur Weiterverarbeitung. </li></ol></li><li> Vorbereiten Aufgesäuerte Toluidinblau <ol><li> 1 g Toluidinblau O in 100 ml 70% Ethanol und vortexen, bis in der Lösung, um eine 1% ige Stammlösung herzustellen. Die Stammlösung kann bei Raumtemperatur bis zu drei Wochen gelagert werden. </li><li> 1 g NaCl in 100 ml Wasser in einem Becher auf einer Rührplatte platziert. </li><li> Den pH-Wert der NaCl-Lösung unter Verwendung von 12 M HCl bis zu einem pH-Bereich von 0,5 bis 1,0 erreicht wird. </li><li> Bereiten Sie die 0,25% Toluidinblau Arbeitslösung durch die Kombination von 8 ml der Toluidinblau-Stammlösung und 32 ml der 1% NaCl-Lösung. Pipette auf und ab, um insgesamt Einbeziehung der Toluidinblau-Stammlösung zu gewährleisten und mischen mit einem Vortex. Die Arbeitslösung muss frisch hergestellt und nach der Verwendung entsorgt werden. </li></ol></li><li> Färbung Prostate Kryoschnitte <ol><li> Entfernen Sie die Folien aus dem Gefrierschrank verarbeitet werden und lassen auf RT für ca. 30 m ins Gleichgewichtin. </li><li> Die Gewebeschnitte durch einzelnes Eintauchen der Objektträger für ca. 1 sec in ein 50 ml konisches Röhrchen ein ausreichendes Volumen an 1x PBS, das zu gewährleisten, dass die Objektträger angebrachten Gewebeschnitte werden vollständig überflutet waschen. Lassen Sie Folien trocken auf einem Papiertuch Luft. </li><li> Die Objektträger in eine Glas Küvette enthält genug 0,25% Toluidinblau-Lösung arbeiten, um sicherzustellen, dass die Objektträger angebrachten Gewebeschnitten wird vollständig untergetaucht werden und Inkubation für 10 bis 15 min, während auf einem Wippschüttler bei 15 Umdrehungen pro Minute eingestellt. </li><li> Dip Slides in 1x PBS für ca. 1 sec zum Auswaschen überschüssigen Toluidinblau. </li><li> Die Objektträger in einem Objektträger-Box oder Zahnstange in der Weise, dass die Objektträger auf ihren Seiten, um für die Entwässerung zu ermöglichen. </li><li> Trocknet die Folien in einem Ofen bei 37 ° C für mindestens 2 Stunden oder O / N bei RT. </li><li> Entwässern gleitet schnell mit Alkohol, so dass die Objektträger vollständig trocknen zwischen Alkohol Belichtungen. Dry gleitet durch Entwässern auf einem Papiertuch einnd Wisch Rücken und Kanten mit einem leichte wischen. <ol><li> Tauchen Sie die Objektträger in 95% EtOH für ca. 1 sec und lassen Sie sie vollständig trocknen. Wiederholen Sie diesen Vorgang 1 - 10 Mal, bis Gewebe trocknet mehr blau als lila. </li><li> Tauchen Sie die Objektträger in 100% EtOH für ca. 1 sec und lassen Sie sie vollständig trocknen. Wiederholen Sie diesen Vorgang 1 - 10 Mal, bis Gewebe ist dunkel bis mittelblau, aber nicht lila. </li></ol></li><li> Befestigen Sie den Fleck durch Inkubation der Objektträger in 100% Xylol für 3 min. Trocknen lassen. </li><li> Deckglas der Objektträger mit Glycerin, PBS oder Xylol-basierten Festeinbau Medien. Überschüssiges Medien und lagern bei RT. </li></ol></li><li> Quantifizierung Mastzellen <ol><li> Visualisieren Sie die Toluidinblau-gefärbten Gewebeschnitte bei 20-facher Vergrößerung unter Verwendung von Lichtmikroskopie (Abbildung 2). </li><li> Zählen Sie die Anzahl der Mastzellen im visualisiert Gebiets und zu differenzieren zwischen Nicht degranulierten und degranulierten Mastzellen. 40X magnificatIonen kann notwendig sein, um die Granulierung Status in einigen Mastzellen zu bestätigen. Hinweis: Nicht degranulierten Mastzellen zeigen dichte Metachromasie ohne oder schwache Kern Umriss und / oder ohne Granulat Extrusion um die Zelle. Degranulierten Mastzellen weisen weniger intensiv Metachromasie und haben eine offensichtlich klare Gliederung des Kerns und / oder freien Körnchen im Zytoplasma und außerhalb der Zelle Grenze. </li><li> Weiterhin die Gesamtzahl der nicht-degranulierten und degranulierten Mastzellen in der Gesamtheit der aktuellen Gewebeabschnitt zu beurteilen. Wiederholen Sie diesen Vorgang für mindestens 7 weitere separate Abschnitte, über die Länge jedes Gewebe. </li><li> Berechnen des Prozentsatzes der degranulierten (DG) zum Gesamtmastzellen für jedes Gewebe / Maus nach der folgenden Gleichung: (DG Mastzellen / Total Mastzellen) x 100. </li></ol></li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Dieses Protokoll sieht Vorgehen beim Einsatz von Stress beim Neugeborenen ist, in Form von NMS, um Symptomatik bezeichnend für CP / CPPS in erwachsenen männlichen Mäusen zu induzieren. Als Erwachsene, zeigen die NMS-Mäusen signifikant perigenital mechanischer Allodynie, sowie Hinweise auf Mastzelldegranulation in Prostatagewebe. Die Verwendung von NMS ist ein neuer Ansatz zur Entwicklung eines präklinischen Modell der CP / CPPS, dass sie repliziert die frühen Leben Stress, die häufig von Patienten mit chronischen...

Chronische Schmerzen im Beckenbereich ist an sich nicht eine Krankheit, sondern ein Begriff, mit dem anhaltenden spontanen und / oder evozierte Schmerzen von Patienten mit Reizdarmsyndrom (IBS) diagnostiziert erlebt, interstitielle Zystitis / schmerzhafte Blasen-Syndrom (IC / PBS), vulvodynia verbunden sind, oder chronische Prostatitis / chronischem Schmerzsyndrom des Beckens (CP / CPPS). Diese Syndrome werden oft komorbid und teilen viele Eigenschaften, daß sie keine assoziierten Pathologie oder identifiziert zugrunde liegende Ätiologie, obwohl Dysfunktion im Immunsystem, das zentrale Nervensystem und peripheren Nervensystem wurde gezeigt, dass für den Unterhalt und das Fortschreiten dieser Erkrankungen beitragen 1 -3. Patienten mit chronischen Unterbauchschmerzen sind eher mit Symptomen präsentieren zusätzliche, nicht-Beckenbezogene Funktionsschmerzstörungen und affektiven Störungen, einschließlich Angstzustände, Depressionen, Panikattacken 4-6, die mit einer veränderten Funktion des Hypothalamus in Verbindung gebracht wurde Hypophyseadrenalen (HPA) Achse 7-10. Die Exposition gegenüber den ersten Lebens Stress oder Trauma ist ein signifikanter Risikofaktor für die Entwicklung von HPA Anomalien und die damit verbundenen chronischen Schmerzsyndromen 10,11 und als solche, berichten über einen erheblichen Teil der Patienten mit funktionellen Beckenschmerzerkrankungen mit erfahrenen negativen Kindheitsereignisse wie Missbrauch oder Vernachlässigung 12-14. Nagetiermodellen der Neugeborenen von Müttern Trennung (NMS), die das Entfernen der Jungtiere von ihren Damm für einen bestimmten Zeitraum während der Entwöhnung Zeitraum beinhaltet, haben in den vergangenen zwei Jahrzehnten eingesetzt, um die Ergebnisse der frühen Leben Stress zu studieren. Im Allgemeinen NMS wurde gezeigt, dass HPA-Achse Aktivierung und die daraus resultierende Angst-ähnliche Verhaltensweisen zu erhöhen, indem die Genexpression direkt betreffen im Hypothalamus sowie stören nachgeschaltete Regelung von limbischen Strukturen 15-18. Störung der ordnungsgemäßen Funktionsweise HPA-Achse hat sich gezeigt, zu mehr kolorektalen 19-22 beitragen </sup&gt; Und vaginale 16 Empfindlichkeit von Nagetier NMS Modelle angezeigt, aber trotz intensiver Charakterisierung der Langzeitwirkung der postnatalen Blasenentzündung 23-25, die Auswirkungen der frühen Leben Stress weitgehend unerforscht in der urogenitalen Organe weg. Daher wird die folgende Studie beschreiben die NMS bei Mäusen durchgeführt und später auszuwerten perigenital mechanische Empfindlichkeit und Mastzellinfiltrate / Aktivierung in der Prostata, um die Verwendung von männlichen Mäusen NMS als präklinischen Modell CP / CPPS- validieren. Aller diagnostizierten chronischen Unterbauchschmerzen Erkrankungen ist CP / CPPS vielleicht die am wenigsten gut erkannt und gekennzeichnet Syndrom, trotz einer Lebenszeitprävalenz von etwa 14% 26 und $ 4400 (geschätzte jährliche Patientenkosten doppelt so hoch wie Rückenschmerzen oder rheumatoider Arthritis 27). Patienten mit CP / CPPS Bericht Schmerzen in den Damm, des Mastdarms, der Prostata, Penis, Hoden, und / oder Bauch 28, erleben Sie eine hallogher Maß an psychischer Stress als Kontrollpatienten 29, und üblicherweise mit Symptomen oder Gegenwart mit komorbiden chronischen Unterbauchschmerzen oder affektiven Störungen 5,29-31 diagnostiziert. Wiederkehrende Infektion, undichte Epithel, neurogene Entzündung und Autoimmunität alle als potentielle Ursachen der CP / CPPS- 2,32,33 sowie Aktivierung von Mastzellen-Degranulation und 34 wurde vermutet. Ausgedrückt Prostatasekret von Männern mit CP / CPPS hatte 34 Mastzelltryptase und Nervenwachstumsfaktor (NGF) Ebenen erhöht und eine spätere Studie bestätigt, dass Tryptase und Carboxypeptidase A (CPA3), einem Marker der Mastzellaktivierung, wurden auch in der erhöhten Urin von CP / CPPS Patienten 35. Die mögliche Rolle für die Mastzellen bei der Entstehung und Aufrechterhaltung des CP / CPPS ist ein wichtiger Schwerpunkt der Tierforschung auf diesem Syndrom bisher. Die am häufigsten verwendeten Tiermodell verwendet werden, um zu studieren CP / CPPS ist eine experimentelle autoimmune Prostatitis (EAP) Modell gendurch subkutane Injektion von Prostata-Antigen in komplettem Freundschen Adjuvans, das auf verschiedene Grade von Prostataentzündung je nach Tierart und Stamm 34,36-39 ergibt erated. Mastzellinfiltration und Aktivierung / Degranulation wurde gezeigt, dass nach der Induktion von EAP 34,35,40 erhöhen. Transgene Mäuse mangelhaft in Mastzellen entweder 34 oder Tryptase Rezeptor PAR2 35 nicht entwickeln Prostata Taktik Empfindlichkeit folgenden EAP, im Gegensatz zu Wildtyp-Mäusen EAP. Während dieser präklinischen Modell gibt viele der Eigenschaften des menschlichen CP / CPPS, ist die Induktion Protokoll nicht indikativ für den menschlichen Zustand, die eine vielfältige Ätiologie hat und oft keinen direkten Entzündungen, Infektionen oder Verletzungen der Prostata nicht einzubeziehen. Der Einfluss der frühen Leben Stress auf die Entwicklung von CP / CPPS bei den Menschen wurde nicht untersucht weitgehend gegangen; aber eine Studie von Hu et al. 41, gezeigt, dass michn, die eine Geschichte der Kindheit körperliche, emotionale gemeldet, und / oder sexuellem Missbrauch wurden wesentlich häufiger zu Symptomen, die CP / CPPS erleben. Darüber hinaus zeigten sie, dass sowohl Schmerzen und Harnwege Werte wurden bei Patienten mit einer Vorgeschichte von physischen und emotionalen Missbrauch erhöht. Wir haben zuvor gezeigt, dass die gleichen NMS Paradigma bei weiblichen C57BL / 6-Mäusen produziert vaginalen Überempfindlichkeit und abnormale Genexpression sowohl in die Vagina und Blase andeutend dysfunktionalen HPA-Achse Ausgang 16. Dieser Nachweis kombiniert mit der hohen Prävalenz von CP / CPPS Patienten mit anderen Begleiterkrankungen 42, einschließlich IC / PBS und affektive Störungen, die mehr klar gezeigt worden, um mit den ersten Lebensstressexposition 12-14 verbunden werden können, liefert die Begründung für die Verwendung einer NMS Modell CP / CPPS bei Mäusen zu untersuchen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Pregnant C57BL/6 female mice&#160;</td>
			<td>Charles River</td>
			<td>027</td>
			<td>Timed or untimed pregnant females should be monitored daily for in-house birth.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2L glass beaker(s)</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>CLS10002L</td>
			<td>Each NMS litter will be held in the same beaker throughout the 21 day separation period.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VWR Forced Air Incubator, Basic</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>414005-124</td>
			<td>The incubator should be held at 33&#176;C and 50% humidity.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Touch Test Sensory Evaluator, Kit of 20 (Semmes-Weinstein Von Frey Aesthesiometer for touch assessment)</td>
			<td>Stoelting</td>
			<td>58011</td>
			<td>The following monofilaments should be used for perigenital sensitivity assessment: 1.65 g, 2.36 g, 2.83 g, 3.22 g, 3.61 g, 4.08 g, 4.31 g, and 4.74 g.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Animal Enclosure (12 mice 6 rats)</td>
			<td>IITC</td>
			<td>435</td>
			<td>Be sure to place a heavy object on top of the individual, acrylic animal enclosures to prevent mice from escaping.&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mesh Stand for mice and rats (12 mice 6 rats)</td>
			<td>IITC</td>
			<td>410</td>
			<td>Place stand on a stable table top for comfortable access.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered saline</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P5493</td>
			<td>Dilute the 10x PBS stock to 1x PBS.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraformaldehyde</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>P6148</td>
			<td>A 4% paraformaldehyde solution is needed to intracardially perfuse mice and postfix tissue in preparation for mast cell staining.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sucrose</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S5016</td>
			<td>Cryoprotect fixed tissue in 30% sucrose solution at 4&#176;C overnight.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heptane</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>246654</td>
			<td>Chill heptane on dry ice to freeze tissue.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Standard Cryomold&#160;</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>4557</td>
			<td>To assist in freezing prostate tissue prior to cryostat sectioning</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tissue-Tek OCT Compound</td>
			<td>Sakura</td>
			<td>4583</td>
			<td>12 x 125 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VWR Superfrost Plus Micro Slide</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>48311-703</td>
			<td>75 x 25 x 1 mm</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toluidine Blue O</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>198161</td>
			<td>Certified by the Biological Stain Commission. Suitable for use as a metachromatic stain for mast cells.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethanol, Absolute (200 Proof)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP2818-4</td>
			<td>Molecular Biology Grade, Fisher Bioreagents; 95% and 100% solutions will be needed to dehydrate stained cryosections before mast cell visualization.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Chloride</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S9888</td>
			<td>Acidified NaCl solution should be made fresh before staining cryosections.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GeneMate Sterile 50 mL Centrifuge Tubes&#160;</td>
			<td>BioExpress</td>
			<td>C-3394</td>
			<td>Disposable tubes used to mix toulidine blue elements or dip slides into 1xPBS.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Coplin staining dish for 10 slides, with ground glass cover</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>08-815</td>
			<td>Hold up to 10 standard 3 x 1 in. (75 x 25mm) slides back-to-back. Use separate dishes for Toluidine Blue working solution, 95% EtOH, 100% EtOH, and xylene.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylenes (Histological)</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>X3P</td>
			<td>Once dehydrated, tissue is cleared with xylene.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microscope Slide Boxes, 100-Place</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>82003</td>
			<td>Boxes can be used for storage and transportation of slides.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fisherbrand Microscope Slide Box</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>22-363-400</td>
			<td>These slide boxes are typically small enough to fit inside a cryostate.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glycerol</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>G5516</td>
			<td>Glycerol is a traditional mounting medium.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mounting Medium, Richard-Allan Scientific</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>4111</td>
			<td>Mounting medium firmly bonds the coverslip to the slide.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro Cover Glasses, Rectangular, No. 1</td>
			<td>VWR International</td>
			<td>48393-106</td>
			<td>A coverslip is placed over the dehydrated and cleared tissue to protect the sample.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light Microscope</td>
			<td>Nikon</td>
			<td></td>
			<td>The Advanced Automated Research Microscope Eclipse 90i, used by our lab, has been discontinued and replaced Eclipse Ni-E.&#160;&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

assessment of perigenital sensitivity and prostatic mast cell activation in a mouse model of neonatal maternal separation

Chronische Prostatitis / chronischem Schmerzsyndrom des Beckens (CP / CPPS) hat eine Lebenszeitprävalenz von 14% und ist die häufigste urologische Diagnose bei Männern im Alter von 50, aber es ist die am wenigsten verstanden und untersucht chronischen Unterbauchschmerzen Störung. Ein wesentlicher Teil der Patienten mit chronischen Unterbauchschmerzen Bericht mit frühen Leben Stress oder Missbrauch, die deutlich die Funktion und Regulation der Hypothalamus-Hypophysen-Nebennieren (HPA) Achse beeinflussen können erlebt. Mastzellaktivierung, die gezeigt wurde, dass in Urin erhöht und exprimiert Prostatasekreten von CP / CPPS- Patienten wird teilweise durch nachgeschaltete Aktivierung der HPA-Achse reguliert wird. Neugeborene von Müttern Trennung (NMS) ist seit mehr als zwei Jahrzehnten eingesetzt, um die Ergebnisse der frühen Leben Stress in Nagetiermodellen zu studieren, einschließlich Änderungen der HPA-Achse und viszeralen Empfindlichkeit. Hier bieten wir Ihnen ein detailliertes Protokoll für die Verwendung von NMS als präklinischen Modell der CP / CPPS in männlichen C57BL / 6 Mäusen. Wir beschreiben die Methodikzur Durchführung von NMS, die Beurteilung perigenital mechanischer Allodynie und histologischem Nachweis einer Mastzellaktivierung. Wir bieten auch Hinweise darauf, dass Anfang psychischer Stress kann langfristige Auswirkungen auf die männlichen Urogenitalsystems bei Mäusen haben.

Mäuse, die NMS unterzogen wurden, zeigten Verhaltenshinweise anzeigt CP / CPPS. Wenn es mit einer abgestuften Reihe von Frey-Monofilamenten, 8 Wochen alten NMS Mäusen getestet (n = 4) dargestellt perigenital mechanischer Allodynie im Vergleich zu naiven Pendants (n = 5, 2). Dies wird als eine signifikante Reduktion (p &lt;0,01; Student-t-Test) belegt in der mechanischen Rücknahmeschwelle, die eine positive Verhaltensreaktion ausgelöst, als rege Ruck oder Sprung in Reaktion auf Monofil Anwen...

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Assessment of Perigenital Sensitivity and Prostatic Mast Cell Activation in a Mouse Model of Neonatal Maternal Separation

Wir messen perigenital mechanische Empfindlichkeit und Mastzellaktivierung in der Prostata von männlichen C57BL / 6-Mäuse, die eine frühe Leben Stress Paradigma erfuhr - Neugeborenen von Müttern Trennung, um einen präklinischen Modell der chronischen Prostatitis / chronischem Schmerzsyndrom des Beckens zu induzieren.

Bewertung der perigenital Sensitivität und Prostatic Mastzellaktivierung in einem Mausmodell der Neonatal Maternal Separation

Chronic prostatitis/chronic pelvic pain syndrome (CP/CPPS) has a lifetime prevalence of 14% and is the most common urological diagnosis for men under the ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

9.2K Aufrufe.  University of Kansas Medical Center.  Wir messen perigenital mechanische Empfindlichkeit und Mastzellaktivierung in der Prostata von männlichen C57BL / 6-Mäuse, die eine frühe Leben Stress Paradigma erfuhr - Neugeborenen von Müttern Trennung, um einen präklinischen Modell der chronischen Prostatitis / chronischem Schmerzsyndrom des Beckens zu induzieren. 

Serie: Assessment of Perigenital Sensitivity and Prostatic Mast Cell Activation in a Mouse Model of Neonatal Maternal Separation

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus. For example, in utero transplantation (IUT) of hematopoietic stem cells has been used to successfully treat patients with severe combined immunodeficiency.1,2 In several other conditions, however, IUT has been attempted without success.3 Given these mixed results, the availability of an efficient non-human model to study the biological sequelae of stem cell transplantation and gene therapy is critical to advance this field. We and others have used the mouse model of IUT to study factors affecting successful engraftment of in utero transplanted hematopoietic stem cells in both wild-type mice4-7 and those with genetic diseases.8,9 The fetal environment also offers considerable advantages for the success of in utero gene therapy. For example, the delivery of adenoviral10, adeno-associated viral10, retroviral11, and lentiviral vectors12,13 into the fetus has resulted in the transduction of multiple organs distant from the site of injection with long-term gene expression. in utero gene therapy may therefore be considered as a possible treatment strategy for single gene disorders such as muscular dystrophy or cystic fibrosis. Another potential advantage of IUT is the ability to induce immune tolerance to a specific antigen. As seen in mice with hemophilia, the introduction of Factor IX early in development results in tolerance to this protein.14 
In addition to its use in investigating potential human therapies, the mouse model of IUT can be a powerful tool to study basic questions in developmental and stem cell biology. For example, one can deliver various small molecules to induce or inhibit specific gene expression at defined gestational stages and manipulate developmental pathways. The impact of these alterations can be assessed at various timepoints after the initial transplantation. Furthermore, one can transplant pluripotent or lineage specific progenitor cells into the fetal environment to study stem cell differentiation in a non-irradiated and unperturbed host environment.
The mouse model of IUT has already provided numerous insights within the fields of immunology, and developmental and stem cell biology. In this video-based protocol, we describe a step-by-step approach to performing IUT in mouse fetuses and outline the critical steps and potential pitfalls of this technique.

A Mouse Model of in Utero Transplantation

The mouse model of in utero transplantation is a versatile tool that can be used to study the potential clinical applications of stem cell transplantation and gene therapy in the fetus. In this protocol, we present a general approach to performing this technique

Einem Mausmodell der In Utero Transplantation

The transplantation of stem cells and viruses in utero has tremendous potential for treating congenital disorders in the human fetus.  For example, in ...

Forschung

Medizin

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

Multi-Photonen-Imaging der Tumorzellinvasion in einem orthotopen Mausmodell des oralen Plattenepithelkarzinoms

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

A Swine Model of Neonatal Asphyxia

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, perfusion deficit, hypoxic-ischemic encephalopathy, pulmonary hypertension, vasculopathic enterocolitis, renal failure and thrombo-embolic complications. Animal models are developed to help us understand the patho-physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. In comparison to rodents and newborn lambs, the newborn piglet has been proven to be a valuable model. The newborn piglet has several advantages including similar development as that of 36-38 weeks human fetus with comparable body systems, large body size (&tilde;1.5-2 kg at birth) that allows the instrumentation and monitoring of the animal and controls the confounding variables of hypoxia and hemodynamic derangements.
We here describe an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia and allow us to examine the systemic and regional hemodynamic changes during the asphyxiating and reoxygenation process as well as the respective effects of interventions. Further, the model has the advantage of studying multi-organ failure or dysfunction simultaneously and the interaction with various body systems. The experimental model is a non-survival procedure that involves the surgical instrumentation of newborn piglets (1-3 day-old and 1.5-2.5 kg weight, mixed breed) to allow the establishment of mechanical ventilation, vascular (arterial and central venous) access and the placement of catheters and flow probes (Transonic Inc.) for the continuously monitoring of intra-vascular pressure and blood flow across different arteries including main pulmonary, common carotid, superior mesenteric and left renal arteries. Using these surgically instrumented piglets, after stabilization for 30-60 minutes as defined by Z&lt;10% variation in hemodynamic parameters and normal blood gases, we commence an experimental protocol of severe hypoxemia which is induced via normocapnic alveolar hypoxia. The piglet is ventilated with 10-15% oxygen by increasing the inhaled concentration of nitrogen gas for 2h, aiming for arterial oxygen saturations of 30-40%. This degree of hypoxemia will produce clinical asphyxia with severe metabolic acidosis, systemic hypotension and cardiogenic shock with hypoperfusion to vital organs. The hypoxia is followed by reoxygenation with 100% oxygen for 0.5h and then 21% oxygen for 3.5h. Pharmacologic interventions can be introduced in due course and their effects investigated in a blinded, block-randomized fashion.

Large animal models have good translational values in the examination of physiology and pharmacology of neonatal asphyxia. Using newborn piglets, we develop an experimental protocol to simulate neonatal asphyxia which has advantages of studying the systemic and regional hemodynamics, oxygen transport with biochemical and pathologic pathways and correlations.

A Swine Modell von neonataler Asphyxie

Annually more than 1 million neonates die worldwide as related to asphyxia. Asphyxiated neonates commonly have multi-organ failure including hypotension, ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

Ein Ferkel Modell Neonatal hypoxischischämischer Enzephalopathie

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

A Neonatal Mouse Spinal Cord Compression Injury Model

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal cord. A major current area of research is focused on the mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous or induced functional recovery following SCI. Spontaneous functional recovery is reported to be greater early in life, raising interesting questions about how adaptive plasticity changes as the spinal cord develops. To facilitate investigation of this dynamic, we have developed a SCI model in the neonatal mouse. The model has relevance for pediatric SCI, which is too little studied. Because neural plasticity in the adult involves some of the same mechanisms as neural plasticity in early life1, this model may potentially have some relevance also for adult SCI. Here we describe the entire procedure for generating a reproducible spinal cord compression (SCC) injury in the neonatal mouse as early as postnatal (P) day 1. SCC is achieved by performing a laminectomy at a given spinal level (here described at thoracic levels 9-11) and then using a modified Yasargil aneurysm mini-clip to rapidly compress and decompress the spinal cord. As previously described, the injured neonatal mice can be tested for behavioral deficits or sacrificed for ex vivo physiological analysis of synaptic connectivity using electrophysiological and high-throughput optical recording techniques1. Earlier and ongoing studies using behavioral and physiological assessment have demonstrated a dramatic, acute impairment of hindlimb motility followed by a complete functional recovery within 2 weeks, and the first evidence of changes in functional circuitry at the level of identified descending synaptic connections1.

This article describes a method for generating a reproducible spinal cord compression injury (SCI) in the neonatal mouse. The model provides an advantageous platform for studying mechanisms of adaptive plasticity that underlie spontaneous functional recovery.

Ein Neonatal Maus Spinal Cord Injury Kompression Modell

Spinal cord injury (SCI) typically causes devastating neurological deficits, particularly through damage to fibers descending from the brain to the spinal ...

A Battery of Motor Tests in a Neonatal Mouse Model of Cerebral Palsy

As the sheer number of transgenic mice strains grow and rodent models of pediatric disease increase, there is an expanding need for a comprehensive, standardized battery of neonatal mouse motor tests. These tests can validate injury or disease models, determine treatment efficacy and/or assess motor behaviors in new transgenic strains. This paper presents a series of neonatal motor tests to evaluate general motor function, including ambulation, hindlimb foot angle, surface righting, negative geotaxis, front- and hindlimb suspension, grasping reflex, four limb grip strength and cliff aversion. Mice between the ages of post-natal day 2 to 14 can be used. In addition, these tests can be used for a wide range of neurological and neuromuscular pathologies, including cerebral palsy, hypoxic-ischemic encephalopathy, traumatic brain injury, spinal cord injury, neurodegenerative diseases, and neuromuscular disorders. These tests can also be used to determine the effects of pharmacological agents, as well as other types of therapeutic interventions. In this paper, motor deficits were evaluated in a novel neonatal mouse model of cerebral palsy that combines hypoxia, ischemia and inflammation. Forty-eight hours after injury, five tests out of the nine showed significant motor deficits: ambulation, hindlimb angle, hindlimb suspension, four limb grip strength, and grasping reflex. These tests revealed weakness in the hindlimbs, as well as fine motor skills such as grasping, which are similar to the motor deficits seen in human cerebral palsy patients.

Presented is a concise battery of mouse neonatal motor tests. Using these tests, neonatal motor deficits can be demonstrated in a variety of neonatal motor disorders. By having a standardized set of tests, results from different studies can be compared, allowing for better and accurate reporting between groups.

Eine Batterie von Motortests in einer Neugeborenen-Maus-Modell der Zerebralparese

As the sheer number of transgenic mice strains grow and rodent models of pediatric disease increase, there is an expanding need for a comprehensive, ...

Myocardial Infarction in Neonatal Mice, A Model of Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and regeneration, and to define new targets for therapeutics. For decades, models of complete heart regeneration existed in amphibians and fish, but a mammalian counterpart was not available. The recent discovery of a postnatal window during which mice possess regenerative capabilities has led to the establishment of a mammalian model of cardiac regeneration. A surgical model of mammalian cardiac regeneration in the neonatal mouse is presented herein. Briefly, postnatal day 1 (P1) mice are anesthetized by isoflurane and placed on an ice pad to induce hypothermia. After the chest is opened, and the left anterior descending coronary artery (LAD) is visualized, a suture is placed around the LAD to inflict myocardial ischemia in the left ventricle. The surgical procedure takes 10-15 min. Visualizing the coronary artery is crucial for accurate suture placement and reproducibility. Myocardial infarction and cardiac dysfunction are confirmed by triphenyl-tetrazolium chloride (TTC) staining and echocardiography, respectively. Complete regeneration 21 days post myocardial infarction is verified by histology. This protocol can be used to as a tool to elucidate mechanisms of mammalian cardiac regeneration after myocardial infarction.

This protocol describes a highly reproducible model of cardiac regeneration by surgical induction of myocardial infarction in the left ventricle of postnatal day 1 mice. The method involves induction of hypothermic anesthesia and ligation of the left anterior descending coronary artery.

Myokardinfarkts bei neugeborenen Mäusen, ein Modell von Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Ein Cryoinjury-Modell zur Untersuchung des Myokardinfarkts in der Maus

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

A Neonatal BALB/c Mouse Model of Necrotizing Enterocolitis

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight infants, with high mortality and unclear pathogenesis. The cause of NEC may be related to inflammatory immune regulatory system abnormalities. An NEC animal model is an indispensable tool for NEC disease immune research. NEC animal models usually use C57BL/6J neonatal mice; BALB/c neonatal mice are rarely used. Related studies have shown that when mice are infected, Th2 cell differentiation is predominant in BALB/c mice compared to C57BL/6J mice. Studies have suggested that the occurrence and development of NEC are associated with an increase in T helper type 2 (Th2) cells and are generally accompanied by infection. Therefore, this study used neonatal BALB/c mice to induce an NEC model with similar clinical characteristics and intestinal pathological changes as those observed in children with NEC. Further study is warranted to determine whether this animal model could be used to study Th2 cell responses in NEC.

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight infants, with high mortality and unclear pathogenesis. The cause of NEC may be related to inflammatory immune regulatory system abnormalities. An NEC animal model is an indispensable tool for NEC disease immune research. NEC animal models usually use C57BL/6J neonatal mice; BALB/c neonatal mice are rarely used. Related studies have shown that when mice are infected, Th2 cell differentiation is predominant in BALB/c mice compared to C57BL/6J mice. Studies have suggested that the occurrence and development of NEC are associated with an increase in T helper type 2 (Th2) cells and are generally accompanied by infection. Therefore, this study used neonatal BALB/c mice to induce an NEC model with similar clinical characteristics and intestinal pathological changes as those observed in children with NEC. Further study is warranted to determine whether this animal model could be used to study Th2 cell responses in NEC.

Ein neonatales BALB/c-Mausmodell der nekrotisierenden Enterokolitis

Necrotizing enterocolitis (NEC) is the most severe gastrointestinal (GI) disease that often occurs in premature infants, especially very low birth weight ...