Diese Arbeit wurde von der National Science Foundation Career Award (0953583) und dem National Institute of Health NCI / R21-CA116102, NCI / R21-CA125088, NIBIB / R01-EB012065, NCI / R01-CA157766 unterstützt.

In diesem Protokoll wurde ein Oligonukleotid (RBMB1) am 5&#39;-Ende mit einem Farbstoff markiert CF640R Reporter und hat die Sequenz: 5&#39;-mCmUmUmC mGmUmC mCmAmC MAMAMA mCmAmC mAmAmC mUmCmC mU mGmAmAmG mGmAmC mGmGmC mAmGmC mGmUmG mCmAmG mCmUmC Mumu-3 &#39;. Selbst komplementären Domänen, die die Bildung der Haarnadelstruktur zu fahren, sind fett gedruckt. Das zweite Oligonukleotid (RBMB2) wurde am 3&#39;-Ende mit einem Iowa Schwarz RQ-Sp Quencher markiert und hat die Sequenz: 5&#39;-mGmAmG mCmUmG mCmAmC mGmCmU mGmCmC mGmUmC-3 &#39;. 1. Herstellung von RBMBs <ol><li> Ausführen einer schnellen Spin der Röhrchen, die die RBMB1 und RBMB2 Oligonukleotide, um sicherzustellen, das getrocknete Oligonukleotid ist an der Unterseite des Rohres und Resuspension in DNase und RNase-freiem Wasser auf eine Endkonzentration von 100 uM. Zum Beispiel sollte ein 10 nMol Probe von Oligonukleotid in 100 ul Wasser resuspendiert werden. </li><li> MeasUre die genaue Konzentration der RBMB1 und RBMB2 Lager Proben durch UV-Vis-Spektroskopie. <ol><li> Mix 3 ul der RBMB Probe mit 117 ul DPBS (ohne Calcium und Magnesium) in einem Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> Blank das Spektralphotometer mit DPBS und messen die Absorption von 200 bis 800 nm auf. Anmerkung: Peakabsorptionen bei 260 nm und 650 nm sichtbar sein. </li><li> Berechnen der Stoffkonzentration der RBMB Proben auf der Basis der Absorption bei 260 nm (oder 650 nm für RBMB1) unter Verwendung der Gleichung: Auf Konzentration (M) = A 260 * Verdünnungsfaktor / Extinktionskoeffizienten in der A 260 ist die Absorption bei 260 nm und der Verdünnungsfaktor 40. Hinweis: Der Extinktionskoeffizient für die RBMB auf dem Datenblatt des Herstellers Oligonukleotid gefunden werden. Der Extinktionskoeffizient bei 650 nm CF640R ist 103.000. </li></ol></li><li> Mix 20 ul 100 uM RBMB1, 30 ul 100 uM RBMB2, 6 ul 10x; Phosphatpuffer (10x Phosphatpuffer: 480 mM K 2 HPO 4, 45 mM KH 2 PO 4, 140 mM NaH 2 PO 4, pH 7,2) und 4 ul DNase und RNase-freiem Wasser. Inkubieren der Mischung bei Raumtemperatur für 30 min. Hinweis: Dies ist in der Regel ausreichend für ca. 50 Studien. </li><li> Bereiten Sie eine Flüssigkeits-Chromatographie-Säule mit 75 Grad prep Superdex, alle nicht-hybridisierten Oligonukleotide RBMB2 entfernen. Verwenden Sie einen 8 ml (0,7 x 20 cm) Flüssigchromatographie-Säule mit einem ~ 4 ml Bettvolumen, um das kleine Volumen der gemischten Sonden reinigen. </li><li> Waschen und equilibrieren die Superdex mit ~ 50 ml 1X Phosphat-Puffer unter Verwendung einer Spritzenpumpe bei einer Laufstrom bei einer Fließgeschwindigkeit von 0,6 ml / min. Vor allem der Flüssigkeit in die Bettvolumen, stoppen Sie die Spritzenpumpe, entfernen Sie es, und lassen Sie die restliche Flüssigkeit durch die Säule gehen durch die Schwerkraft. </li><li> Laden Sie die RBMB Gemisch (60 ul) auf die Chromatographie-Säule. <ol><li> Nachdem die Probe vollständig RBMB hatbetrat das Bett, langsam an die Spitze des Bettes weiteren hinzufügen 250 ul 1x Phosphat-Puffer, um sicherzustellen, dass die gesamte Probe vollständig die Spalte eingetragen. </li><li> Füllen Sie die Spalte bis zum Rand mit 1x Phosphat-Puffer. Schließen Sie die obere, und starten Sie die Spritzenpumpe - die Spritze sollte gefüllt werden ~ 50 ml 1x PBS und bei einer Flussrate von 0,6 ml / min laufen. </li><li> Sobald die RBMB den Boden der Säule nähert - die RBMB Probe kann typischerweise leicht durch die Farbe des Farbstoffs in die Sonde eingebaut visualisiert werden - in Strömungs sammeln die in 2 Tropfen pro Mikrozentrifugenröhrchen (1,5 ml). Stoppen Sie das Sammeln der Probe, nachdem der Farbe innerhalb des Mikrozentrifugenröhrchen wird klar. </li></ol></li><li> Kombinieren Sie die Rohre die farbige RBMB Probe, die - in der Regel 5-6 Röhren - und laden Sie zu einer Kreiselfiltervorrichtung (10.000 MW Cutoff). Zentrifugieren Sie die Probe bei 10.000 RCF für 20 Minuten oder bis die gewünschte Lautstärke. Anmerkung: Diese Geschwindigkeiten und Zeiten typischerweiseergeben ein Gesamtvolumen von 30 ul ~. </li><li> Messen der genauen Konzentration der gereinigten RBMB Probe durch UV-Vis-Spektroskopie. <ol><li> Nehmen Sie 3 ul der konzentrierten RBMB Probe und mit 117 ul DPBS in ein Mikrozentrifugenröhrchen mischen. </li><li> Blank das Spektralphotometer mit DPBS und messen die Absorption von 200 bis 800 nm auf. Anmerkung: Peakabsorptionen bei 260 nm und 650 nm sichtbar sein. </li><li> Berechnen der Stoffkonzentration des hybridisierten RBMB basierend auf der Absorption bei 650 nm, unter Verwendung der Gleichung: Auf Konzentration (M) = A 650 * Verdünnungsfaktor / ausgestorben Koeffizient der A 650 ist die Absorption bei 650 nm, ist der Verdünnungsfaktor 40. Hinweis: Der Extinktionskoeffizient bei 650 nm für CF640R ist 103.000 und die Extinktionskoeffizienten für Iowa Schwarz RQ ~ 20.000. Die Extinktionskoeffizienten sind additiv und sind nicht empfindlich für die Hybridisierung. Daher hat die Aktie RBMB Probe eine kombinierte Extinktionskoeffizient approximately 123.000 bei 650 nm. </li></ol></li><li> Das Röhrchen entsprechend mit Namen und Konzentration und bei -20 ° C für die zukünftige Verwendung. </li></ol> 2. Herstellung von Poly-D-Lysin beschichteten 8-Well-Kammerdeckgläser <ol><li> Vorbereiten einer 0,2 mg / ml Lösung von Poly-D-Lysin durch Auflösen von 5 mg Poly-D-Lysin (gefriergetrocknetes Pulver, G-bestrahlten) in 25 ml sterilisiertem Wasser in einer sterilen Umgebung. </li><li> Jeweils 200 ul der 0,2 mg / ml Poly-D-Lysin-Lösung in jede Vertiefung eines 8-Well-Kammerdeckgläser in einer sterilen Umgebung. </li><li> Inkubieren bei Raumtemperatur für 16-18 Stunden in den Zellkulturhaube. </li><li> Saugen Sie den Poly-D-Lysin und mit sterilem destilliertem Wasser waschen das gut 3-mal. Hinweis: Die beschichtete Chamber Slides, können bei 4 ° C gelagert werden. </li></ol> 3. Probe Liefer Hinweis: Die verwendeten Zellsystem sollte eine integrierte Gen-Konstrukt, das RNA mit mindestens 4-sequentielle binden drückt enthaltening Stellen für die RBMB in der 3&#39;-untranslatierten Region (UTR). Die Target-Sequenzen sollten komplementär zu der Schleife des RBMB sein. Es wird empfohlen, als negative Kontrolle, die gleichen Zelllinie hergestellt werden, um das gleiche Gen-Konstrukt zu exprimieren, aber ohne die Tandem-Repeats. In diesem Protokoll ein Mensch Fibrosarkom-Zelllinie HT1080, wurde ausgeführt, um GFP-RNA mit 96 Tandemwiederholungen des RBMB Zielsequenz in der 3&#39;-UTR auszudrücken. Die Kontrollzelllinie wurde entwickelt, um Wildtyp-GFP-RNA auszudrücken. <ol><li> Platte Zellen in einer T25-Flasche bei 40-50% Konfluenz einen Tag vor Lieferung Sonde. Kultur die Zellen mit DMEM-Medium mit 1% Penicillin / Streptomycin und 10% fetales Rinderserum (FBS), und bei 37 ° C mit 5% CO 2. </li><li> Am nächsten Tag, schalten Sie den Mikroporator und richten Sie die Parameter Mikroporation bis 950 V, 2 Impulse, 25 msec. Anmerkung: Diese Parameter wurden für HT1080-Zellen optimiert, aber sie sind Zelltyp abhängig sein und kann adjusTed für andere Zelltypen wie in der Anleitung des Herstellers beschrieben. </li><li> Füllen Sie den Mikroporation Rohr mit 4 ml Elektrolytpuffer und legen Sie es auf der Mikroporation Station. </li><li> Nehmen Sie die Lager Probe gereinigt RBMB und abtauen. Verdünnen mehrere Mikroliter bis zu einer Endkonzentration von 12 uM mit 1x Phosphatpuffer. 1 ul für jede Mikroporierung benötigt. </li><li> Je 1 ml des Kulturmediums mit FBS, aber ohne Antibiotika in ein Mikrozentrifugenröhrchen. Hinweis: Diese werden verwendet, um die Zellen nach Mikroporation sofort einzustellen und kann aufgehoben werden, in der Nähe des Mikroporationseinrichtung, vorerst. Der Einschluss von Antibiotika in den Kulturmedien wird die Lebensfähigkeit der Zellen nach Mikroporierung verringern. </li><li> Entfernen Sie den Zellkulturmedien von den technisch HT1080-Zellen (60-80% konfluent), waschen Sie die Zellen mit 1 ml Ca2 + und Mg2 + -freie DPBS einmal, und Inkubation mit 1 ml Trypsin für 1-2 min. </li><li> Stoppen Sie den trypsinization durch Zugabe von 1 ml DMEM-Medium mit 10% fötalem Rinderserum, Antibiotika und ohne Phenolrot, und übertragen die Zellen in zwei 1,5 ml-Mikrozentrifugenröhrchen. </li><li> Spin-Down der Zellen in der Mikrozentrifugenröhrchen bei 200 g für 5 min. Entfernen des Überstands, Resuspendieren und verbinden die Zellpellets in einem Endvolumen von 1 ml DPBS. </li><li> Nehmen Sie sich 10 ul von der gut gemischten Zellsuspension und zählen Sie die Zellen. </li><li> Pipettieren die Zellen nach oben und unten mehrere Male, um sicherzustellen, dass sie gut verteilt sind und übertragen 300.000 Zellen mit DPBS in ein neues 1,5-ml-Mikrozentrifugenröhrchen und Spin bei 200 xg für 5 min nach unten. </li><li> Entfernen Sie den Überstand, man aufpassen, nicht das Zellpellet stören. Das Pellet in 11 ul Resuspensionspuffer und Pipette auf und ab mehrmals, um sicherzustellen, dass die Zellen gut verteilt. Achten Sie darauf, dass keine Luftblasen zu erzeugen. Hinweis: Luftblasen einen Funken während Mikroporation führen und in armen RBMB Lieferung und Zelltod. </li><li> 1 ul der verdünnten RBMB (12 uM) und gut mischen durch Pipettieren von oben und unten mehrmals. Wieder darauf, dass keine Luftblasen zu erzeugen. </li><li> Saugen Sie 10 ul der RBMB-Zellmischung, mit der Pipette Mikroporation, und legen Sie die Pipette in die Mikroporation Röhre. Den Startknopf drücken, um die Mikroporation starten. Hinweis: Es sollten keine sichtbaren Luftblasen in der Spitze sein. </li><li> Wenn der Bildschirm des Mikroporator zeigt Abschluss, entfernen Sie die Pipette aus der Station, vertreiben die 10-ul-Gemisch in die Mikrozentrifugenröhrchen, die zuvor vorbereitet wurde, mit 1 ml Kulturmedium mit FBS, aber ohne Antibiotika. Vorsichtig mischen durch Schwenken der Rohrseite-an-Seite mehrmals. </li><li> Dreh die Zellen bei 200 xg für 5 min und waschen Sie die Zellen zwei weitere Male, in 1 ml Phenolrot freien Kulturmedium mit FBS, aber ohne Antibiotika, um alle RBMBs, die nicht in die Zellen geliefert wurden, zu entfernen. Resuspendieren mit 400 ul Phenol rot freien Kulturmedium mit FBS, aber ohneAntibiotika. </li><li> Platte die microporated Zellen in das Poly-D-Lysin beschichteten 8-Well-Kammerdeckgläser mit 200 ul pro Vertiefung oder an der gewünschten Konfluenz. </li><li> Optional: Wenn es erwünscht ist, die Bild Kern hinzuzufügen Hoechst 33342 zu den Zellen in einer Endkonzentration von 0,01 mg / ml. </li><li> Legen Sie die Kammerdeckgläser in eine Zellkulturbrutschrank. Inkubieren Sie die Zellen für 1-2 Stunden vor der Bildgebung, so dass die Zellen ausreichend Zeit, um auf dem Deckglas Oberfläche niederlassen zu haben. Hinweis: Imaging kann, sobald 30 min nach Mikroporierung geführt werden. </li></ol> 4. Image Acquisition <ol><li> Schalten Sie die Lebendzellstadium oben Inkubation System und äquilibrieren, bis es 37 ° C, 5% CO 2 und 75% Feuchtigkeit erreicht. </li><li> Schalten Sie das Mikroskop und Fluoreszenzlichtquelle und öffnen Sie die Metamorph-Software. Anmerkung: ähnliche Software-Pakete für Mikroskopsteuerung und Bildaufnahme können ebenfalls verwendet werden. </li><li> Gelten Immersol Öl, um dieZiel. </li><li> Übertragen Sie die Kammerdeckgläser mit microporated Zellen zum Live-Zell-Stadium oben Inkubation System. Bebrüten die Bühne oben System, bis die Temperatur und CO 2 Ebenen stabilisiert werden. </li><li> Öffnen Sie die Registerkarte Acquire, in Metamorph-Software. Klicken Sie auf die Schaltfläche Live anzeigen, um das Feld zu finden, stellen Sie den Fokus unter weißem Licht und klicken Sie auf den Stop-Button Live. </li><li> Unter der Registerkarte Acquire, klicken Sie auf und öffnen Sie den Strom Erwerb Pop-up-Taste, und stellen Sie sich den gewünschten Film Erfassungsparameter. Erwerben 150 Bilder mit dem Cy5 / CF640R Filter und die Bilder auf der Festplatte. </li></ol>

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B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cyanine+fluorophore+derivatives+with+enhanced+photostability.">Cyanine fluorophore derivatives with enhanced photostability.</a> Nat Methods. 9 (1), 68-71 (2012).</li><li>Kumaraswamy, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescent-conjugated+polymer+superquenching+facilitates+highly+sensitive+detection+of+proteases.">Fluorescent-conjugated polymer superquenching facilitates highly sensitive detection of proteases.</a> Proc Natl Acad Sci USA. 101 (20), 7511-7515 (2004).</li><li>Yang, C. J., Pinto, M., Schanze, K., Tan, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Direct+synthesis+of+an+oligonucleotide-poly(phenylene+ethynylene)+conjugate+with+a+precise+one-to-one+molecular+ratio.">Direct synthesis of an oligonucleotide-poly(phenylene ethynylene) conjugate with a precise one-to-one molecular ratio.</a> Angew Chem Int Ed Engl. 44 (17), 2572-2576 (2005).</li><li>Lu, J., Tsourkas, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+individual+microRNAs+in+single+mammalian+cells+in+situ.">Imaging individual microRNAs in single mammalian cells in situ.</a> Nucleic Acids Res. 37 (14), e100 (2009).</li><li>Raj, A., Peskin, C. S., Tranchina, D., Vargas, D. Y., Tyagi, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stochastic+mRNA+synthesis+in+mammalian+cells.">Stochastic mRNA synthesis in mammalian cells.</a> PLoS Biol. 4 (10), e309 (2006).</li></ol>

Dr. Mark Behlke und Dr. Ling Huang werden von IDT verwendet, die Oligonukleotide zum Verkauf ähnlich wie einige der in der Handschrift beschriebenen Verbindungen bietet. IDT ist jedoch nicht ein börsennotiertes Unternehmen und die sie persönlich nicht besitzen keine Aktien / Aktien in IDT.

Die Fähigkeit, einzelne Bild entwickelt RNA-Transkripte in lebenden Zellen mit einem konventionellen Weitfeldmikroskop erfordert eine helle und photoFluoreszenzSignal mit jedem RNA-Transkript und eine niedrige Leuchtstoff Hintergrund von ungebundenen Fluoreszenzsonden ausgeh zugeordnet werden. In diesem Verfahren wird ein helles Fluoreszenzsignal durch Hybridisierung mehrere (bis zu 96) auf Oligonukleotiden basierende Fluoreszenzsonden, dh RBMBs, auf jedes RNA-Transkript erreicht. Allerdings sind nur vier Bind...

Die Expression und Regulation von RNA-Transkripten ist ein komplexer und dynamischer Prozess, der im Wesentlichen zur Steuerung des Zellverhaltens und Schicksal verantwortlich ist. Obwohl die Bedeutung von RNA diktieren Zellfunktion ist seit einiger Zeit bekannt ist, ist es oft schwierig, klare Verbindung zwischen den beiden, da die meisten RNA-Analyse-Tools nicht über die räumliche und zeitliche Auflösung, um wichtige regulatorische Ereignisse wie Transkriptions Platzen zu erfassen, RNA zeichnen Menschenhandel und lokalisierte RNA-Prozessierung. Dies hat zu der Einführung von mehreren Techniken, die einzelnen RNA-Transkripte in lebenden Zellen in Echtzeit visualisiert 1 geführt werden kann. Vielleicht das bekannteste dieser Verfahren verwendet eine GFP-MS2-Fusionsproteins an RNA, die konstruiert wurde, um Tandem-Wiederholungen des MS2-Bindungsstelle in der 3&#39;-UTR-2,3 enthalten Ziel. Indem mehrere GFP-Moleküle in der Nähe, individuelle RNA-Transkripte als helle fluoreszierende Fleckendurch Fluoreszenzmikroskopie. Das GFP-MS2-System beispiellosen Einblick in RNA Verhalten, einschließlich direkte Visualisierung und Messungen der Transkriptions platzen 4,5, Erkennung von einzigartigen Unter zelluläre Lokalisation und Verarbeitung 6-9, und Echtzeit-Bildgebung von RNA-Transport 10 vorgesehen. Doch trotz der enormen Potenzial des GFP-MS2-System, ungebundenen GFP-MS2-Fusionsproteine ​​können eine hohe Hintergrundfluoreszenzsignal, die die Vielseitigkeit und Dynamik dieser Technik begrenzt erstellen. Verschiedene Ansätze wurden entwickelt, um dieses Hintergrundsignal zu begrenzen, einschließlich subzelluläre Kompartimentierung von ungebundenem GFP-MS2 10, Proteinfragments Komplementierung 11 und alternative RNA-Bindeproteinen und Ziele 12. Jedoch sind alle diese Ansätze bleiben empfindlich gegenüber der relativen und gesamten Expression der Ziel-RNA und GFP-MS2-Fusionsprotein. Als einlternative den GFP-MS2-Systeme haben MBs ebenfalls verwendet, um RNA-Transkripte mit gentechnisch Tandemwiederholungen der komplementären Bindungsstelle in der 3&#39;-UTR 13,14 detektieren. Molecular Beacons sind Haarnadel bildenden Oligonukleotid-Sonden, die an einem Ende mit einem Quencher, und am anderen Ende mit einem fluoreszierenden Reporter markiert sind. Wenn sie nicht an das Ziel gebunden RNA des fluoreszierenden Reporter und Quencher in unmittelbarer Nähe bleiben, was zu einem Nieder fluoreszierenden Zustand. Nach der Hybridisierung werden die fluoreszierenden Reporter und Quencher auseinandergedrückt und die Fluoreszenz wiederhergestellt wird. Ähnlich der GFP-MS2 System die Bindung von mehreren molekularen Beacons auf eine einzige RNA-Transkript ergibt einen hellen fluoreszierenden Flecks, die durch Fluoreszenzmikroskopie identifiziert werden kann; Jedoch wird erwartet, dass die Hintergrundfluoreszenz zu viel niedriger aufgrund des abgeschreckten Konfiguration ungebundenen Molecular Beacons. Leider, trotz der geschickten Aktivierungsmechanismus, der in den m eingebaut istMOLEKULARE Leuchtfeuer-Design, gibt es jetzt immer mehr Hinweise, die Molecular Beacons unhybridisiert nicht in der Haarnadel-Konformation bleiben, wenn in lebende Zellen eingebracht. Daher erzeugen sie ein falsch-positives Signal, dass das Signal-zu-Hintergrund deutlich reduziert. Um diesen Nachteil zu überwinden, haben wir vor kurzem eine neue synthetische Sonde für die Bildgebung RNA in lebenden Zellen, ratiometrische bimolekularen Beacons (RBMBs; 1A) 15,16. RBMBs aus zwei 2&#39;-O-Methyl-Oligonukleotid-Stränge, die eine Hybridstruktur mit Eigenschaften von sowohl kurze Haarnadel-RNA (shRNA) und Molecular Beacons bilden zusammen. Die Schleife und Fluoreszenzaktivierungsmechanismus ist ähnlich zu dem molekularen Leuchtfeuer, während die lange doppelsträngige Domäne mit einem 3&#39;-Überhang UU ist charakteristisch shRNA. Die shRNA Features wurden entwickelt, um Kernexport, die wir steigt auf&gt; 24 h gefunden intrazellulären Lebenszeit, mit minimalen beobachtbaren Verschlechterung zu fahren, undverhindert unspezifischen Öffnung der Schleife. Als Ergebnis RBMBs eine signifikant höhere Signal-zu-Hintergrund als Molecular Beacons. Es sei darauf hingewiesen, dass RBMBs nicht unter Verwendung von DNA-Oligonukleotiden, da DNA-Sonden auf der Basis nicht die gleichen Kernexportfunktionen als RNA-basierten Sonden besitzen. Strukturell ist das RBMB Schleife in der Regel für 15 bis 21 Basen lang sein, um ein Gleichgewicht zwischen Spezifität und Selektivität bei der RNA-Hybridisierung zu schaffen. Der kurze Schaft, der aus den beiden Selbst komplementären Domänen bildet, wird in der Regel entwickelt, um 4 Basen sein. Wenn ein längerer Schaft ausgewählt wird, wird die Geschwindigkeit der Hybridisierung zwischen der RBMB Schleife und Ziel-RNA deutlich verlangsamt 17,18. Umgekehrt ist die Schmelztemperatur, wenn eine kürzere Schaft-Sequenz ausgewählt ist oft zu gering, um die Stamm-Schleifen-Struktur bei 37 ° C aufrecht zu erhalten, was zu einer hohen Hintergrundsignal. Die Spezifität der RBMB auch rotuced als die Stammlänge verkürzt. Da die Reihenfolge der RBMB Stamm-Schleifen können RBMB Leistung beeinflussen, muss sorgfältig ausgewählt werden, 19. Insbesondere sollte ideal Loop-Sequenzen minimal Sekundärstruktur haben, hybridisieren mit RNA-Sequenzen mit minimalen Sekundärstruktur, Proteinbindungsstellen zu vermeiden, und vermeiden Off-Target-Bindung. Vorhersagen der beiden RBMB und RNA-Sekundärstruktur kann mit einer Software wie mfold 20 erhalten werden. Ergänzende Off-Target-Websites identifiziert mit Hilfe eines Nukleotid-Basic Local Zuordnung Search Tool (BLAST). Jedoch wegen der Unstimmigkeiten in den Modellvorhersagen und der Schwierigkeit bei der Identifizierung von Protein-abwartend Websites, die Spezifität aller RBMBs letztlich experimentell validiert werden. Falls gewünscht, kann ein ungestillt Referenzfarbstoff, die unempfindlich gegenüber dem Hybridisierungszustand ist auf die RBMB 15 hinzugefügt werden. Die Zugabe eines Referenzfarbstoffs PROVIDE einen Marker für Sonde Lieferung und ratiometrische Bildgebung verwendet werden, wenn genauere Messungen des gesamten zellulären Fluoreszenz erforderlich sind. Die Bezugs Farbstoffen ermöglicht Messungen, um Unterschiede im Hintergrund aufgrund von Zelle zu Zelle Schwankungen in der Abgabe eingestellt werden. Wenn jedoch die Abbildung einzelnen RNA-Transkripte der Referenzfarbstoff ist nicht erforderlich. Bemerkenswert ist, können einige Referenz Farbstoffe mit dem Export von RBMBs aus dem Zellkern stören, was zu einem etwas höheren Hintergrundsignal in den Zellkern. Wenn sie richtig ausgelegt ist, kann RBMBs für Bild in einzelne RNA-Transkripte in einzelnen lebenden Zellen verwendet werden, wenn die Ziel-RNA wurde entwickelt, um mindestens vier Bindungsstellen RBMB (Abbildung 1B) 16 enthalten. RBMBs wirksam in einer Vielzahl von Zelltypen über Mikroporierung keine Wirkung auf die Lebensfähigkeit der Zellen 21 zugeführt werden, mit wenig, und quantitative Messungen der Genexpression kanninnerhalb von 30 min gewonnen. Darüber hinaus ist die Methode relativ unempfindlich RBMB Konzentration und Ziel-RNA-Niveaus, da die Fluoreszenz von ungebundenem RBMBs wirksam gequencht. Hier stellen wir eine detaillierte Beschreibung der Methodik herzustellen und zu reinigen RBMBs, sowie ein allgemeines Verfahren für die Lieferung von RBMBs in den Live-Zellen über Mikroporation und die Abbildung der einzelnen RNA-Transkripte in Echtzeit.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="977">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Nuclease-free Water</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">AM9932</td>
			<td style="width:244px;">no DEPC-treated</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">DPBS</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td>14190-144</td>
			<td>No Ca2+ and Mg2+</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Cary 100 UV-Vis Spectrophotometer</td>
			<td style="width:207px;">Agilent Technologies</td>
			<td style="width:220px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Potassium Phosphate Dibasic</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">P290-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Potassium Phosphate Monobasic</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">P284-500&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Sodium Phosphate Monobasic</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">S381-500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Microcentrifuge tubes</td>
			<td style="width:207px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:220px;">22364111</td>
			<td>1.5mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Chromatography Column</td>
			<td style="width:207px;">Kimble Chase Life Science</td>
			<td style="width:220px;">420400-0720</td>
			<td>0.7x20cm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Superdex 75 Prep Grade</td>
			<td style="width:207px;">GE healthcare</td>
			<td style="width:220px;">17-1044-01&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Syringe Pump</td>
			<td style="width:207px;">Braintree Scientific</td>
			<td style="width:220px;">BS-300</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Syringe</td>
			<td style="width:207px;">BD</td>
			<td style="width:220px;">301035</td>
			<td>60mL, Luer-lok tip</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Centrifugal Filter Units</td>
			<td style="width:207px;">Millipore</td>
			<td style="width:220px;">UFC501096</td>
			<td>Mw 10,000 cutoff</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Centrifuge 5418</td>
			<td style="width:207px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:220px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Poly-D-lysine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:220px;">P7280-5MG</td>
			<td>lyophilized powder, g-irradiated</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">8-well chambered coverglass</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">155409</td>
			<td>Working volume 0.2-0.5mL</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">HT1080</td>
			<td style="width:207px;">ATCC</td>
			<td style="width:220px;">CCL-121</td>
			<td>Human Fibrosarcoma cell line</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Cell Culture Flask</td>
			<td style="width:207px;">Corning</td>
			<td style="width:220px;">430639</td>
			<td>25cm2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">DMEM</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">11965084</td>
			<td>High glucose</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">DMEM without Phenol Red</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">21063029</td>
			<td>High glucose</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Fetal Bovine Serum</td>
			<td style="width:207px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:220px;">F2442-500ML&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Penecillin/Streptomycin</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">15140122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Trypsin</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">25300054</td>
			<td>0.05% Trypsin-EDTA</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Neon transfection system</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">MPK5000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Neon transfection system kit&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">MPK1096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Hemacytometer</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">02-671-10&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hoescht 33342</td>
			<td style="width:207px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:220px;">H1399</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">IX-81 Inverted fluorescence microscope&#160;</td>
			<td style="width:207px;">Olympus</td>
			<td style="width:220px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">SOLA light engine</td>
			<td style="width:207px;">Lumencor</td>
			<td style="width:220px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:307px;">Metamorph</td>
			<td style="width:207px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:220px;"></td>
			<td>Software controlling microscope</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Immersol oil 518F</td>
			<td style="width:207px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:220px;">12-624-66B&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

real-time imaging of single engineered rna transcripts in living cells using ratiometric bimolecular beacons

Die Erkenntnis, daß sowohl die räumliche und zeitliche Regulierung der Genexpression kann wichtige Auswirkungen auf die Zellfunktion haben zur Entwicklung verschiedener Methoden geführt, einzelne RNA-Transkripte in einzelnen lebenden Zellen sichtbar. Eine vielversprechende Technik, die kürzlich beschrieben wurde, verwendet eine Oligonukleotid-basierten optischen Sonde, ratiometrisch bimolekularen Bake (RBMB), um RNA-Transkripte, die entworfen wurden, um mindestens vier Tandemwiederholungen der RBMB Zielsequenz in der 3&#39;-untranslatierten Region enthalten, zu detektieren. RBMBs sind speziell entwickelt, um ein helles Fluoreszenzsignal bei Hybridisierung an komplementäre RNA emittieren, aber ansonsten bleiben abgeschreckt. Die Verwendung einer synthetischen Sonde bei diesem Ansatz können photo, rot-verschoben und stark emittierenden organischen Farbstoffen für die Bildgebung verwendet werden. Bindung von mehreren RBMBs zu den technisch RNA-Transkripte Ergebnisse in diskreten Fluoreszenzflecken, wenn sie unter einer Weitfeld-Fluoreszenzmikroskop. Folglich wird die Bewegung der einzelnen RNA-Transkripte können ohne weiteres in Echtzeit, indem sie eine Zeitserie von Fluoreszenzbildern dargestellt werden. Hier beschreiben wir die Herstellung und Reinigung von RBMBs, Lieferung in Zellen durch Mikroporation und Live-Cell-Imaging von einzelnen RNA-Transkripte.

Kurz nach der Mikroporation von HT1080-Zellen in Anwesenheit von RBMBs, um einzelne RNA-Transkripte, die entwickelt wurden mehrere RBMB Bindungsstellen in ihren 3&#39;-UTR enthalten, erscheinen als helle fluoreszierende Flecken, wenn sie von Weitfeld-Fluoreszenzmikroskopie (Abbildung 2) abgebildet. Während einzelne RNA-Transkripte mit nur vier RBMB Bindungsstellen in Lebendzellen abgebildet werden, die mehrere Bindungsstellen RBMB in der 3&#39;-UTR, desto stärker ist das Fluoreszenzsignal. Außerdem n...

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Real-time Imaging of Single Engineered RNA Transcripts in Living Cells Using Ratiometric Bimolecular Beacons

Ratiometrische bimolekularen Beacons (RBMBs), um die Bild einzigen entwickelt RNA-Transkripte in lebenden Zellen verwendet werden. Hier beschreiben wir die Herstellung und Reinigung von RBMBs, Lieferung RBMBs in Zellen von Mikroporation und fluoreszierende Abbildung einzelner RNA-Transkripte in Echtzeit.

Echtzeit-Bildgebung von Einzel Engineered RNA-Transkripte in lebenden Zellen Mit Ratiometrische Bimolekulare Beacons

The growing realization that both the temporal and spatial regulation of gene expression can have important consequences on cell function has led to the ...

real-time-imaging-single-engineered-rna-transcripts-living-cells

Research

JoVE Journal

Biology

11.7K Aufrufe.  University of Pennsylvania.  Ratiometrische bimolekularen Beacons (RBMBs), um die Bild einzigen entwickelt RNA-Transkripte in lebenden Zellen verwendet werden. Hier beschreiben wir die Herstellung und Reinigung von RBMBs, Lieferung RBMBs in Zellen von Mikroporation und fluoreszierende Abbildung einzelner RNA-Transkripte in Echtzeit. 

Serie: Real-time Imaging of Single Engineered RNA Transcripts in Living Cells Using Ratiometric Bimolecular Beacons

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging. Cell shape changes in the fly are analogous to those in higher organisms, and they drive tissue morphogenesis. So, in many cases, their study has direct implications for understanding human disease (Table 1)1-5. On the sub-cellular scale, these cell shape changes are the product of activities ranging from gene expression to signal transduction, cell polarity, cytoskeletal remodeling and membrane trafficking. Thus, the Drosophila embryo provides not only the context to evaluate cell shape changes as they relate to tissue morphogenesis, but also offers a completely physiological environment to study the sub-cellular activities that shape cells.
The protocol described here is designed to image a specific cell shape change called cellularization. Cellularization is a process of dramatic plasma membrane growth, and it ultimately converts the syncytial embryo into the cellular blastoderm. That is, at interphase of mitotic cycle 14, the plasma membrane simultaneously invaginates around each of ~6000 cortically anchored nuclei to generate a sheet of primary epithelial cells. Counter to previous suggestions, cellularization is not driven by Myosin-2 contractility6, but is instead fueled largely by exocytosis of membrane from internal stores7. Thus, cellularization is an excellent system for studying membrane trafficking during cell shape changes that require plasma membrane invagination or expansion, such as cytokinesis or transverse-tubule (T-tubule) morphogenesis in muscle.
Note that this protocol is easily applied to the imaging of other cell shape changes in the fly embryo, and only requires slight adaptations such as changing the stage of embryo collection, or using "embryo glue" to mount the embryo in a specific orientation (Table 1)8-19. In all cases, the workflow is basically the same (Figure 1). Standard methods for cloning and Drosophila transgenesis are used to prepare stable fly stocks that express a protein of interest, fused to Green Fluorescent Protein (GFP) or its variants, and these flies provide a renewable source of embryos. Alternatively, fluorescent proteins/probes are directly introduced into fly embryos via straightforward micro-injection techniques9-10. Then, depending on the developmental event and cell shape change to be imaged, embryos are collected and staged by morphology on a dissecting microscope, and finally positioned and mounted for time-lapse imaging on a confocal microscope.

Imaging Cell Shape Change in Living Drosophila Embryos

Early development of the fruit fly, Drosophila melanogaster, is characterized by a number of cell shape changes that are well suited for imaging approaches. This article will describe basic tools and methods required for live confocal imaging of Drosophila embryos, and will focus on a cell shape change called cellularization.

Imaging Zellgröße Veränderung der Lebens- Drosophila Embryos

The developing Drosophila melanogaster embryo undergoes a number of cell shape changes that are highly amenable to live confocal imaging.  Cell shape ...

Forschung

Biologie

Measuring the Kinetics of mRNA Transcription in Single Living Cells

The transcriptional activity of RNA polymerase II (Pol II) is a dynamic process and therefore measuring the kinetics of the transcriptional process in vivo is of importance. Pol II kinetics have been measured using biochemical or molecular methods.1-3 In recent years, with the development of new visualization methods, it has become possible to follow transcription as it occurs in real time in single living cells.4 Herein we describe how to perform analysis of Pol II elongation kinetics on a specific gene in living cells.5, 6 Using a cell line in which a specific gene locus (DNA), its mRNA product, and the final protein product can be fluorescently labeled and visualized in vivo, it is possible to detect the actual transcription of mRNAs on the gene of interest.7, 8 The mRNA is fluorescently tagged using the MS2 system for tagging mRNAs in vivo, where the 3'UTR of the mRNA transcripts contain 24 MS2 stem-loop repeats, which provide highly specific binding sites for the YFP-MS2 coat protein that labels the mRNA as it is transcribed.9 To monitor the kinetics of transcription we use the Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) method. By photobleaching the YFP-MS2-tagged nascent transcripts at the site of transcription and then following the recovery of this signal over time, we obtain the synthesis rate of the newly made mRNAs.5 In other words, YFP-MS2 fluorescence recovery reflects the generation of new MS2 stem-loops in the nascent transcripts and their binding by fluorescent free YFP-MS2 molecules entering from the surrounding nucleoplasm. The FRAP recovery curves are then analyzed using mathematical mechanistic models formalized by a series of differential equations, in order to retrieve the kinetic time parameters of transcription.

RNA polymerase II transcriptional kinetics are measured on specific genes in living cells. mRNAs transcribed from the gene of interest are fluorescently tagged and using Fluorescence Recovery After Photobleaching (FRAP) the in vivo kinetics of transcriptional elongation are obtained.

Die Messung der Kinetik der mRNA Transkription in einzelnen lebenden Zellen

The transcriptional activity of RNA polymerase II (Pol II) is a dynamic process and therefore measuring the kinetics of the transcriptional process in ...

FRET Microscopy for Real-time Monitoring of Signaling Events in Live Cells Using Unimolecular Biosensors

F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy continues to gain increasing interest as a technique for real-time monitoring of biochemical and signaling events in live cells and tissues. Compared to classical biochemical methods, this novel technology is characterized by high temporal and spatial resolution. FRET experiments use various genetically-encoded biosensors which can be expressed and imaged over time in situ or in vivo1-2. Typical biosensors can either report protein-protein interactions by measuring FRET between a fluorophore-tagged pair of proteins or conformational changes in a single protein which harbors donor and acceptor fluorophores interconnected with a binding moiety for a molecule of interest3-4. Bimolecular biosensors for protein-protein interactions include, for example, constructs designed to monitor G-protein activation in cells5, while the unimolecular sensors measuring conformational changes are widely used to image second messengers such as calcium6, cAMP7-8, inositol phosphates9 and cGMP10-11. Here we describe how to build a customized epifluorescence FRET imaging system from single commercially available components and how to control the whole setup using the Micro-Manager freeware. This simple but powerful instrument is designed for routine or more sophisticated FRET measurements in live cells. Acquired images are processed using self-written plug-ins to visualize changes in FRET ratio in real-time during any experiments before being stored in a graphics format compatible with the build-in ImageJ freeware used for subsequent data analysis. This low-cost system is characterized by high flexibility and can be successfully used to monitor various biochemical events and signaling molecules by a plethora of available FRET biosensors in live cells and tissues. As an example, we demonstrate how to use this imaging system to perform real-time monitoring of cAMP in live 293A cells upon stimulation with a &beta;-adrenergic receptor agonist and blocker.

F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy is a powerful technique for real-time monitoring of signaling events in live cells using various biosensors as reporters. Here we describe how to build a customized epifluorescence FRET imaging system from commercially available components and how to use it for FRET experiments.

FRET-Mikroskopie zur Echtzeit-Überwachung der Signalisierung Events in lebenden Zellen mit unimolekularen Biosensors

F&ouml;rster resonance energy transfer (FRET) microscopy  continues to gain increasing interest as a technique for real-time monitoring  of biochemical ...

Quantitative, Real-time Analysis of Base Excision Repair Activity in Cell Lysates Utilizing Lesion-specific Molecular Beacons

We describe a method for the quantitative, real-time measurement of DNA glycosylase and AP endonuclease activities in cell nuclear lysates using base excision repair (BER) molecular beacons. The substrate (beacon) is comprised of a deoxyoligonucleotide containing a single base lesion with a 6-Carboxyfluorescein (6-FAM) moiety conjugated to the 5'end and a Dabcyl moiety conjugated to the 3' end of the oligonucleotide. The BER molecular beacon is 43 bases in length and the sequence is designed to promote the formation of a stem-loop structure with 13 nucleotides in the loop and 15 base pairs in the stem1,2. When folded in this configuration the 6-FAM moiety is quenched by Dabcyl in a non-fluorescent manner via F&ouml;rster Resonance Energy Transfer (FRET)3,4. The lesion is positioned such that following base lesion removal and strand scission the remaining 5 base oligonucleotide containing the 6-FAM moiety is released from the stem. Release and detachment from the quencher (Dabcyl) results in an increase of fluorescence that is proportionate to the level of DNA repair. By collecting multiple reads of the fluorescence values, real-time assessment of BER activity is possible. The use of standard quantitative real-time PCR instruments allows the simultaneous analysis of numerous samples. The design of these BER molecular beacons, with a single base lesion, is amenable to kinetic analyses, BER quantification and inhibitor validation and is adaptable for quantification of DNA Repair activity in tissue and tumor cell lysates or with purified proteins. The analysis of BER activity in tumor lysates or tissue aspirates using these molecular beacons may be applicable to functional biomarker measurements. Further, the analysis of BER activity with purified proteins using this quantitative assay provides a rapid, high-throughput method for the discovery and validation of BER inhibitors.

We describe a method for the quantitative, real-time measurement of DNA glycosylase and AP endonuclease activities in cell nuclear lysates. The assay yields rates of DNA Repair activity amenable to kinetic analysis and is adaptable for quantification of DNA Repair activity in tissue and tumor lysates or with purified proteins.

Quantitative, Echtzeit-Analyse der Base Excision Repair Aktivität in Zelllysaten Verwendung läsionsspezifischen Molecular Beacons

We describe a method for the quantitative, real-time measurement of DNA glycosylase and AP endonuclease activities in cell nuclear lysates using base ...

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy (FIONA)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in the x-y plane. Here a summary of the FIONA technique is reported and examples of research that have been performed using FIONA are briefly described. First, how to set up the required equipment for FIONA experiments, i.e., a total internal reflection fluorescence microscopy (TIRFM), with details on aligning the optics, is described. Then how to carry out a simple FIONA experiment on localizing immobilized Cy3-DNA single molecules using appropriate protocols, followed by the use of FIONA to measure the 36 nm step size of a single truncated myosin Va motor labeled with a quantum dot, is illustrated. Lastly, recent effort to extend the application of FIONA to thick samples is reported. It is shown that, using a water immersion objective and quantum dots soaked deep in sol-gels and rabbit eye corneas (&#62;200 &#181;m), localization precision of 2-3 nm can be achieved.

Fluorescence Imaging with One-nanometer Accuracy FIONA

Single fluorophores can be localized with nanometer precision using FIONA. Here a summary of the FIONA technique is reported, and how to carry out FIONA experiments is described.

Fluoreszenz-Imaging mit One-Nanometer-Genauigkeit (FIONA)

Fluorescence imaging with one-nanometer accuracy (FIONA) is a simple but useful technique for localizing single fluorophores with nanometer precision in ...

High-resolution Time-lapse Imaging and Automated Analysis of Microtubule Dynamics in Living Human Umbilical Vein Endothelial Cells

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes within individual endothelial cells (ECs). These processes are critical for homeostatic maintenance such as wound healing, and are also crucial in promoting tumor growth and metastasis. EC morphology is defined by the organization of the cytoskeleton, a tightly regulated system of actin and microtubule (MT) dynamics that is known to control EC branching, polarity and directional migration, essential components of angiogenesis. To study MT dynamics, we used high-resolution fluorescence microscopy coupled with computational image analysis of fluorescently-labeled MT plus-ends to investigate MT growth dynamics and the regulation of EC branching morphology and directional migration. Time-lapse imaging of living Human Umbilical Vein Endothelial Cells (HUVECs) was performed following transfection with fluorescently-labeled MT End Binding protein 3 (EB3) and Mitotic Centromere Associated Kinesin (MCAK)-specific cDNA constructs to evaluate effects on MT dynamics. PlusTipTracker software was used to track EB3-labeled MT plus ends in order to measure MT growth speeds and MT growth lifetimes in time-lapse images. This methodology allows for the study of MT dynamics and the identification of how localized regulation of MT dynamics within sub-cellular regions contributes to the angiogenic processes of EC branching and migration.

Protocols for Human Umbilical Vein Endothelial Cell (HUVEC) culture, transient transfection of fluorescently-labeled markers of microtubule growth, live-cell imaging and automated analysis of interphase microtubule growth dynamics are detailed.

Hochauflösende Zeitraffer-Imaging und automatische Analyse von Dynamik der Mikrotubuli in lebenden menschlichen Endothelzellen aus der Nabelvene

The physiological process by which new vasculature forms from existing vasculature requires specific signaling events that trigger morphological changes ...

Application of Genetically Encoded Fluorescent Nitric Oxide (NO&#8226;) Probes, the geNOps, for Real-time Imaging of NO&#8226; Signals in Single Cells

Nitric Oxide (NO&#8226;) is a small radical, which mediates multiple important cellular functions in mammals, bacteria and plants. Despite the existence of a large number of methods for detecting NO&#8226; in vivo and in vitro, the real-time monitoring of NO&#8226; at the single-cell level is very challenging. The physiological or pathological effects of NO&#8226; are determined by the actual concentration and dwell time of this radical. Accordingly, methods that allow the single-cell detection of NO&#8226; are highly desirable. Recently, we expanded the pallet of NO&#8226; indicators by introducing single fluorescent protein-based genetically encoded nitric oxide (NO&#8226;) probes (geNOps) that directly respond to cellular NO&#8226; fluctuations and, hence, addresses this need. Here we demonstrate the usage of geNOps to assess intracellular NO&#8226; signals in response to two different chemical NO&#8226;-liberating molecules. Our results also confirm that freshly prepared 3-(2-hydroxy-1-methyl-2-nitrosohydrazino)-N-methyl-1-propanamine (NOC-7) has a much higher potential to evoke change in intracellular NO&#8226; levels as compared with the inorganic NO&#8226; donor sodium nitroprusside (SNP). Furthermore, dual-color live-cell imaging using the green geNOps (G-geNOp) and the chemical Ca2+ indicator fura-2 was performed to visualize the tight regulation of Ca2+-dependent NO&#8226; formation in single endothelial cells. These representative experiments demonstrate that geNOps are suitable tools to investigate the real-time generation and degradation of single-cell NO&#8226; signals in diverse experimental setups.

Application of Genetically Encoded Fluorescent Nitric Oxide (NO&amp;#8226;) Probes, the geNOps, for Real-time Imaging of NO&amp;#8226; Signals in Single Cells

This manuscript presents protocols for the application of novel genetically encoded nitric oxide (NO&#8226;) probes (geNOps) to monitor single cell NO&#8226; fluctuations in real-time using fluorescence microscopy. The Ca2+-triggered NO&#8226; formation on the level of individual endothelial cells was visualized by combining geNOps with a chemical Ca2+ sensor.

Die Anwendung von genetisch kodierter Fluorescent Stickstoffmonoxid (NO) • Sonden, die geNOps, für Echtzeit-Imaging von NO • Signale in Einzelzellen

Nitric Oxide (NO&#8226;) is a small radical, which mediates multiple important cellular functions in mammals, bacteria and plants. Despite the existence ...

Method for Labeling Transcripts in Individual Escherichia coli Cells for Single-molecule Fluorescence In Situ Hybridization Experiments

A method is described for labeling individual messenger RNA (mRNA) transcripts in fixed bacteria for use in single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) experiments in E. coli. smFISH allows the measurement of cell-to-cell variability in mRNA copy number of genes of interest, as well as the subcellular location of the transcripts. The main steps involved are fixation of the bacterial cell culture, permeabilization of cell membranes, and hybridization of the target transcripts with sets of commercially available short fluorescently-labeled oligonucleotide probes. smFISH can allow the imaging of the transcripts of multiple genes in the same cell, with limitations imposed by the spectral overlap between different fluorescent markers. Following completion of the protocol illustrated below, cells can be readily imaged using a microscope coupled with a camera suitable for low-intensity fluorescence. These images, together with cell contours obtained from segmentation of phase contrast frames, or from cell membrane staining, allow the calculation of the mRNA copy number distribution of a sample of cells using open-source or custom-written software. The labeling method described here can also be applied to image transcripts with stochastic optical reconstruction microscopy (STORM).

Method for Labeling Transcripts in Individual Escherichia coli Cells for Single-molecule Fluorescence In Situ Hybridization Experiments

This manuscript describes a method for labeling individual messenger RNA (mRNA) transcripts with fluorescently-labeled DNA probes, for use in single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) experiments in E. coli. smFISH is a visualization method that allows the simultaneous detection, localization, and quantification of single mRNA molecules in fixed individual cells.

Methode zur Kennzeichnung Transkripte in einzelnen Escherichia coli Zellen für Einzelmolekül-Fluoreszenz In Situ Hybridisierung Experimente

A method is described for labeling individual messenger RNA (mRNA) transcripts in fixed bacteria for use in single-molecule fluorescence in situ ...

Oligomerization Dynamics of Cell Surface Receptors in Living Cells by Total Internal Reflection Fluorescence Microscopy Combined with Number and Brightness Analysis

Despite the importance and ubiquity of receptor oligomerization, few methods are applicable for detecting clustering events and measuring the degree of clustering. Here, we describe an imaging approach to determine the average oligomeric state of mEGFP-tagged-receptor homocomplexes in the membrane of living cells. The protocol is based on Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF) microscopy combined with Number and Brightness (N&#38;B) analysis. N&#38;B is a method similar to fluorescence-correlation spectroscopy (FCS) and photon counting histogram (PCH), which are based on the statistical analysis of the fluctuations of the fluorescence intensity of fluorophores diffusing in and out of an illumination volume during an observation time. In particular, N&#38;B is a simplification of PCH to obtain information on the average number of proteins in oligomeric mixtures. The intensity fluctuation amplitudes are described by the molecular brightness of the fluorophore and the average number of fluorophores within the illumination volume. Thus, N&#38;B considers only the first and second moments of the amplitude distribution, namely, the mean intensity and the variance. This is, at the same time, the strength and the weakness of the method. Because only two moments are considered, N&#38;B cannot determine the molar fraction of unknown oligomers in a mixture, but it only estimates the average oligomerization state of the mixture. Nevertheless, it can be applied to relatively small time series (compared to other moment methods) of images of live cells on a pixel-by-pixel basis, simply by monitoring the time fluctuations of the fluorescence intensity. It reduces the effective time-per-pixel to a few microseconds, allowing acquisition in the time range of seconds to milliseconds, which is necessary for fast oligomerization kinetics. Finally, large cell areas as well as sub-cellular compartments can be explored.

We describe an imaging approach for the determination of the average oligomeric state of mEGFP-tagged-receptor oligomers induced by ligand binding in the plasma membrane of living cells. The protocol is based on Total Internal Reflection Fluorescence (TIRF) microscopy combined with Number and Brightness (N&#38;B) analysis.

Oligomerisierungsdynamik von Zelloberflächenrezeptoren in lebenden Zellen durch totale interne Reflexionsfluoreszenzmikroskopie kombiniert mit Zahlen- und Helligkeitsanalyse

Despite the importance and ubiquity of receptor oligomerization, few methods are applicable for detecting clustering events and measuring the degree of ...

Probing mRNA Kinetics in Space and Time in Escherichia coli using Two-Color Single-Molecule Fluorescence In Situ Hybridization

Single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) allows for counting the absolute number of mRNAs in individual cells. Here, we describe an application of smFISH to measure the rates of transcription and mRNA degradation in Escherichia coli. As smFISH is based on fixed cells, we perform smFISH at multiple time points during a time-course experiment, i.e., when cells are undergoing synchronized changes upon induction or repression of gene expression. At each time point, sub-regions of an mRNA are spectrally distinguished to probe transcription elongation and premature termination. The outcome of this protocol also allows for analyzing intracellular localization of mRNAs and heterogeneity in mRNA copy numbers among cells. Using this protocol many samples (~50) can be processed within 8 h, like the amount of time needed for just a few samples. We discuss how to apply this protocol to study the transcription and degradation kinetics of different mRNAs in bacterial cells.

Probing mRNA Kinetics in Space and Time in Escherichia coli using Two-Color Single-Molecule Fluorescence In Situ Hybridization

This protocol describes an application of single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) to measure the in vivo kinetics of mRNA synthesis and degradation.

Probing mRNA Kinetics in Space and Time in Escherichia coli mit Zwei-Farben-Einmolekülfluoreszenz in Situ-Hybridisierung

Single-molecule fluorescence in situ hybridization (smFISH) allows for counting the absolute number of mRNAs in individual cells. Here, we describe an ...