Diese Arbeit wurde von der National Health and Medical Research Council (NHMRC) von Australien Projektstipendium 1029205, die von der Microsearch Foundation von Australien und von der Myee Codrington Medical Research Foundation.

Vor Beginn der Experimente, die Zustimmung ihrer Animal Care Ethik-Kommission des betreffenden Institution für die geplanten Experimente. Pflegen Mäuse im Einklang mit den Anforderungen Ihrer Einrichtung. Das folgende Protokoll wurde von der Universität Sydney und Royal Prince Alfred Hospital Gremien genehmigt worden. Vor Beginn der Operation sollten alle Geräte sorgfältig gereinigt und durch Eintauchen in 80% Ethanol sterilisiert werden. Einige Institute sehen vor dem Autoklavieren dies kann jedoch feinen mikrochirurgischen Instrumente langfristig beschädigen. Wenn möglich Verwendung sterilen Einweg-Geräte. 1. Anästhesie <ol><li> Anesthetize Maus mit Isofluran in einem verschlossenen Behälter dann legen Sie sie in Rückenlage auf einer Betriebspension, schnell Anschluss Betäubung Nasenkegel. Test-Angemessenheit der Narkose durch Einklemmen des Hinterfußes, um sicherzustellen, gibt es keinen Reflex. </li><li> Rasur die Haut mit einem Skalpell undSterilisation mit 80% Ethanol. Zusätzlich können 2% Chlorhexidin in 70% Isopropylalkohol für Haut Sterilisation verwendet werden. Während der Einleitung der Narkose die Isofluran-Konzentration von 3%, aber diese zu reduzieren, um 1-1,5% für die Wartung. Machen Sie Anpassung dieser Konzentration, regelmäßige Atmung und Herzfrequenz zu halten. Haltetemperatur des Tieres auf einem Heizkissen. </li></ol> 2. Donor Betrieb <ol><li> Machen Sie eine Thorakotomie, um das Herz und die Gefäße, indem die Brust durch beide Seiten des Brustkorbs von der Rippenrand bis zur Achselhöhle, gefolgt von einem Querschnitt auf der Ebene der xiphisternum, eine Brustwandklappe bilden aus. Heben Sie diese Klappe oben neben dem Kopf und stecken es in die Arbeitsplatte. Reißen Sie Herzbeutel, die Herz und Gefäße aus. </li><li> Heben Sie die untere Hohlvene mit einer Pinzette in der einen Hand und mit der anderen spritzen 1 ml kalter Kochsalzlösung Heparin proximal zu Herzen durch die IVC, dann einen kleinen Arterienklemme auf der IVC zur Präventiont Fluss Perfusionslösung zurück durch das Nadelloch. </li><li> Mit Gaze und einem Wattestäbchen, zurückziehen das Herz nach unten, um den aufsteigenden Aorta und Lungenschlagader freizulegen. Passieren eine Klinge aus einem Paar von Mikroschere durch den Kanal (Quer Sinus) hinter dem Bündel von Aorta und Lungenarterie und die Aorta schneiden und Lungenarterie zusammen so weit distal wie möglich, um eine ausreichende Länge für die Anastomose zu gewährleisten. </li><li> Krawatte und teilen die IVC rechten oberen Hohlvene (SVC), links SVC und Lungenvenen mit 6-0 Seidenfaden. Binden Sie die IVC und rechts separat SVC dann einen einzigen Faden hinter dem Herzen, um das linke SVC zusammen mit Lungenvenen umkreisen und binden Sie es. Ernten Sie das Herz aus der Entnahmestelle, indem die Gefäße distal der Krawatten, dann speichern Sie es in kaltes steriler Kochsalzlösung bei 4 ° C bis zur Transplantation. Dies führt zu dem Tod des Spenders durch Ausbluten. </li></ol> 3. Empfänger Betrieb <ol><li> Anesthetize dieEmpfänger wie oben beschrieben (Abschnitt 1). Sorgfältig rasieren Bauch, um Irritationen zu vermeiden, dann machen Sie einen Bauchschnitt durch Mittellinienschnitt von Schambein bis xiphisternum und Einfahren mit Büroklammern gebogen, um Wundhaken bilden. Wickeln Sie den Darm in warmen steriler Kochsalzlösung getränkte Gaze und zurückziehen, um der oberen rechten Seite des Bauches. </li><li> Um die Infrarot-renalen Aorta und IVC aussetzen, geben sie die gebündelten Segmente der Aorta und IVC von der linken Nierenarterie und Vene in die Iliakalbifurkation, indem sie sie aus den Lenden-Schiffe mit einem Kauterisierungsvorrichtung. Achten Sie darauf, dass das Brenneisen ist bei der richtigen Temperatur und für eine ausreichende Zeit verwendet, um die Gefäßenden zu teilen und zu versiegeln. </li><li> Bewerben kleinen atraumatische Gefäßklemmen an der Aorta und IVC Segmenten distal und proximal. Einen Einschnitt in der vorderen Wand der Aorta, indem zuerst ein Loch mit einer 30 G Nadel Punktieren; schneiden Sie dann einen Einschnitt vertikal mit Mikroschere, um die Größe des Spenders Aorta entsprechen. Spülen Sie die Aorta Lumen mit Heparin-Kochsalzlösung, um jede bl entfernenood Klumpen. </li><li> Bringen Sie das Spenderherz auf die Empfängerstelle mit Gaze in kalten Kochsalzlösung getränkt bedeckt und legen Sie sie mit der rechten Seite des Bauches. Sicherzustellen, dass der Spender Aorta neben dem Einschnitt auf der Empfänger Aorta und der Lungenschlagader positioniert Spender neben dem Empfänger IVC angeordnet. </li><li> Anastomosieren den Spender Aorta Ende-zu-Seite zu dem Empfänger unter Verwendung von Aorta ausgeführt 10-0 Nylonnaht ausgehend von der proximalen Ecke und Nähen entlang der linken Seite bis zum Erreichen der ersten distalen Ecke, in welcher Phase sich das Tier um 180 ° gedreht. Das Spenderherz bewegen sanft auf die linke Seite des Bauches, die rechte Seite der Aorta freizulegen, und weiter durch Vernähen der rechten Seite der Aortawand von dem distalen Ende zu dem proximalen Ende. Vor dem Schließen der Aorten-Anastomose, sanft spülen Sie das Lumen mit Heparin-Kochsalzlösung, um jede Gerinnsel und Luft zu entfernen. </li><li> Anastomosieren den Spender Lungenarterie (PA) Ende-zu-Seite mit dem Empfänger IVC. Einen Einschnitt vertisch mit Mikroschere in der Vorderwand der IVC an einer Stelle in Übereinstimmung mit der Arterie Anastomose. Anastomosieren die PA-Donor an Empfänger IVC mit fließendem 10-0 Nylonnaht ausgehend von dem distalen Ende des linken Wand innerhalb des Lumens der IVC. Nach Erreichen des proximalen Endes, weiterhin Nähte entlang der vorderen rechten Seitenwand bis zu dem distalen Ende, um die Anastomose abzuschließen. Vor dem Schließen der Anastomose, sanft spülen Sie das Lumen zu Blutgerinnseln und keine Luft zu entfernen. </li><li> Vor der Freigabe der Gefäßklemmen, Ort Stücke Gelfoam um die Anastomose Websites und sanften Druck mit einem Watte bis Hämostase erreicht. Zum Zeitpunkt der Revaskularisierung, lassen Sie die distale Klammer, gefolgt von der proximalen Klemme. </li><li> Nach Revaskularisierung gelten warmen Kochsalzlösung bei 37 ° C auf das Transplantat von außen auf seine Genesung zu unterstützen. Das Transplantat beginnt in der Regel sofort und kehrt Flimmern spontan in den Sinusrhythmus innerhalb von ein paar Minuten. Spritzen Sie 0,6 ml warmenKochsalzlösung subkutan Hydratation des Empfängers zu erhalten. Subkutan injizieren Buprenorphin zur Analgesie vor der Beendigung der Operation </li><li> Schließen Sie die Bauchwunde mit einem 5:0-resorbierbaren Nahtmaterial für beide Lauf den Schichten. Beginnen Sie, indem Sie das Innenschicht und weiter auf der Haut. </li></ol> 4. Wiederherstellung und Überwachung Graft <ol><li> Spritzen Sie Ampicillin zur Prophylaxe von Infektionen und platzieren Sie den Empfänger auf einem Heizkissen bei 37 ° C für die Verwertung. Die meisten Tiere erholen sich schnell und werden in der Regel trinken und oft innerhalb von 3 Stunden zu essen. Wenn die Maus zeigt Anzeichen von Leiden, genau prüfen, um Ursache zu ermitteln. Wenn keine offensichtliche Ursache, Behandlung mit Buprenorphin und genau beobachten. Konsultieren Sie einen Tierarzt, wenn die Symptome sind schwere oder anhaltenden mehr als 8 Stunden und betrachten Euthanasie. Wenn nötig, geben weiterhin 12 Stunden Injektionen von Buprenorphin, bis die Symptome zu beheben. Wenn die Maus zeigt Anzeichen von Leiden nach 8 Stunden, 12 geben weiterStunden Injektionen von Buprenorphin, bis sie zu lösen. Wenden Sie den Tierarzt, wenn die Symptome weiterhin für mehr als 48 h und einschläfern, wenn nötig. </li><li> Überwachung Transplantat Herzschlag durch direkte Abtasten des Bauches und notieren Sie die Stärke der Beat als + + + + für eine gesunde Transplantat + für schwachen Beat aufgrund fortgeschrittener Ablehnung und - als nicht zu schlagen durch Abstoßung des Transplantats zu vervollständigen. Überwachung der Mäuse täglich für die ersten 10 Tage, dann 3x pro Woche für die Dauer des Experiments. </li></ol>

<ol>
	<li>Aramaki, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-10+but+not+transforming+growth+factor-beta+is+essential+for+generation+and+suppressor+function+of+regulatory+cells+induced+by+intratracheal+delivery+of+alloantigen.">Interleukin-10 but not transforming growth factor-beta is essential for generation and suppressor function of regulatory cells induced by intratracheal delivery of alloantigen.</a> Transplantation. 79, 568-576 (2005).</li><li>Chen, R. H., Bushell, A., Fuggle, S. V., Wood, K. J., Morris, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expression+of+granzyme+A+and+perforin+in+mouse+heart+transplants+immunosuppressed+with+donor-specific+transfusion+and+anti-CD4+monoclonal+antibody.">Expression of granzyme A and perforin in mouse heart transplants immunosuppressed with donor-specific transfusion and anti-CD4 monoclonal antibody.</a> Transplantation. 61, 625-629 (1996).</li><li>Poulin, L. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interleukin-9+promotes+eosinophilic+rejection+of+mouse+heart+allografts.">Interleukin-9 promotes eosinophilic rejection of mouse heart allografts.</a> Transplantation. 76, 572-577 (2003).</li><li>Ono, K., Lindsey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+technique+of+heart+transplantation+in+rats.">Improved technique of heart transplantation in rats.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 57, 225-229 (1969).</li><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primarily+vascularized+allografts+of+heart+in+mice.">Primarily vascularized allografts of heart in mice.</a> Transplantation. 16, 343-350 (1973).</li><li>Larsen, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CD40-gp39+interactions+play+a+critical+role+during+allograft+rejection.+Suppression+of+allograft+rejection+by+blockade+of+the+CD40-gp39+pathway.">CD40-gp39 interactions play a critical role during allograft rejection. Suppression of allograft rejection by blockade of the CD40-gp39 pathway.</a> Transplantation. 61, 4-9 (1996).</li><li>Saitovitch, D., Bushell, A., Mabbs, D. W., Morris, P. J., Wood, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kinetics+of+induction+of+transplantation+tolerance+with+a+nondepleting+anti-Cd4+monoclonal+antibody+and+donor-specific+transfusion+before+transplantation.+A+critical+period+of+time+is+required+for+development+of+immunological+unresponsiveness.">Kinetics of induction of transplantation tolerance with a nondepleting anti-Cd4 monoclonal antibody and donor-specific transfusion before transplantation. A critical period of time is required for development of immunological unresponsiveness.</a> Transplantation. 61, 1642-1647 (1996).</li><li>Callaghan, C. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regulation+of+allograft+survival+by+inhibitory+FcgammaRIIb+signaling.">Regulation of allograft survival by inhibitory FcgammaRIIb signaling.</a> J. Immunol. 189, 5694-5702 (2012).</li><li>Qian, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Impact+of+donor+MHC+Class+I+or+Class+II+antigen+deficiency+on+first-+and+second-set+rejection+of+mouse+heart+or+liver+allografts.">Impact of donor MHC Class I or Class II antigen deficiency on first- and second-set rejection of mouse heart or liver allografts.</a> Immunology. 88, 124-129 (1996).</li><li>Wang, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spontaneous+acceptance+of+mouse+kidney+allografts+is+associated+with+increased+Foxp3+expression+and+differences+in+the+B+and+T+cell+compartments.">Spontaneous acceptance of mouse kidney allografts is associated with increased Foxp3 expression and differences in the B and T cell compartments.</a> Transpl. Immunol. 24, 149-156 (2011).</li><li>Liu, F., Kang, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heterotopic+Heart+Transplantation+in+Mice.">Heterotopic Heart Transplantation in Mice.</a> J. Vis. Exp. , (2007).</li><li>Mottram, P. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrocardiographic+monitoring+of+cardiac+transplants+in+mice.">Electrocardiographic monitoring of cardiac transplants in mice.</a> Cardiovasc. Res. 22, 315-321 (1988).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Maus Herztransplantation ist eine anspruchsvolle mikrochirurgische Verfahren, die erhebliche chirurgische Geschick zu meistern erfordert. Der schwierigste Aspekt ist der kleine Durchmesser der Gefäße. Darüber hinaus ist es notwendig, den Empfängerbetriebszeit und Blutung zu begrenzen. Die Technik für Herztransplantations-Maus wurde zuerst von Corry et al. im Jahr 1973 und anschließend von Mottram et al 12. Unsere Modifikationen umfassen die folgenden Punkte. Zum einen unmittelbaren Dur...

Tiermodelle der Organtransplantation können wertvolle Informationen für die Verbesserung der Behandlung der klinischen Transplantation Patienten. Mausmodelle sind besonders nützlich für die Untersuchung der Immunmechanismus der Organtransplantatabstoßung oder Annahme durch die breite Palette von genetisch veränderten Mäusen und spezifisch für Mäuse, die nicht für andere Tiermodelle 3.1 verfügbar sind Reagenzien. Eine Herausforderung, mit Maus-Modellen der Transplantation ist die geringe Größe der Spender und Empfänger, die erhebliche technische Fähigkeiten, um zufriedenstellende Ergebnisse zu erreichen erfordert. Eine Technik wurde zuerst für heterotope Transplantation von Herzen in 4 Ratten, die anschließend für Maus Herztransplantation durch Corry et al 5 angepasst wurde beschrieben. Diese Technik involviert Herstellung der Empfänger vor dem Spender Betrieb und keine Perfusion des Spenderherzens, die beide wahrscheinlich das Überleben des transplantierten Herzens oder t kompromittierener Empfänger. Das Verfahren ist weit verbreitet, wie ursprünglich beschrieben, um die Mechanismen der Transplantatabstoßung und Toleranz 6-8 zu prüfen. Andere haben die ursprünglichen Rattenherztransplantation von Ono und Lindsey für Herztransplantationen bei Mäusen 9,10 angepasst. In jüngerer Zeit wurde eine Technik für Maus Herztransplantation, die einige der Probleme mit dem Verfahren Corry et al 11 zugeordnet wand veröffentlicht. Das hier beschriebene Protokoll enthält unser Modifikationen, basierend auf der Methode von Mottram et al 12, die umfassen: in-situ-Perfusion mit heparinisierter Kochsalzlösung Kalt unmittelbar nach Thorakotomie und Durchführen der Spenderoperation vor dem Empfänger die Empfängerbetrieb Betriebszeit zu minimieren. Darüber hinaus verwenden wir kleine atraumatische Gefäßklemmen statt 6-0 Seidenkrawatten. Obwohl Gefäßklemmen haben den Nachteil, nehmen mehr Raum, den sie sind leichter zu kontrollieren als Krawatten, die nicht zu eng oder locker sein sollteund sind weniger einfach, als Klemmen entfernen. Unsere Methode verwendet einen einzigen fortlaufende Naht für Gefäß-Anastomose, obwohl in der ersten Lernstufen eine Alternative ist die Haltefäden an den proximalen und distalen Ecken verwenden, um Gleichmäßigkeit der Nähte zu gewährleisten und so die Durchgängigkeit der Anastomose.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="831">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">Operating microscope&#160;</td>
			<td style="width:247px;">Leica, Heerbrugg, Switzerland</td>
			<td style="width:124px;">M651</td>
			<td style="width:167px;">10x - 25x magnification</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Anesthetic machine&#160;</td>
			<td>Vet Quip Pty Ltd, Sydney, Australia</td>
			<td style="width:124px;">Vett3</td>
			<td>Capable of delivering a mixture of isoflurane and oxygen in air&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">Operating board&#160;</td>
			<td style="width:247px;">Hardware store or office supplier</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>Dense cork or synthetic capable of taking pins</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:293px;">Heparinised saline (5 U/ml, 4oC)</td>
			<td>Pfizer, USA</td>
			<td style="width:124px;">FW25</td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on ice</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:293px;">Normal saline (37oC)</td>
			<td style="width:247px;">AstraZeneca Pty Ltd, Australia</td>
			<td style="width:124px;">4538</td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on warm pad</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">Sutures 10- nylon, 5-0 Vicryl</td>
			<td>Ethicon, Inc. NJ, USA</td>
			<td style="width:124px;">2870G/J421H</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Buprenorphine (0.05mg/kg in 0.1ml saline)</td>
			<td>Reckitt Benckiser, Sydney, Australia</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on ice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ampcillin (5mg/kg in 0.1 ml saline)&#160;</td>
			<td>Aspen, Sydney, Australia</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td>In 1ml syringe with 23 gauge needle on ice</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gel Foam&#160;</td>
			<td>Pharmacia &#38; Upjohn Co. USA</td>
			<td style="width:124px;">801289304</td>
			<td>Cut into small pieces</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High temperature cautery device&#160;</td>
			<td>Medtronic, USA</td>
			<td style="width:124px;">8444000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microsurgery instruments:</td>
			<td colspan="2">Shanghai Medical Instruments Co. Ltd.,&#160;&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-needleholders</td>
			<td style="width:247px;">Shanghai, China</td>
			<td style="width:124px;">WT2020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro scissors</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">WT1020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:293px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-forceps (straight tip)</td>
			<td style="width:247px;">&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">WA3010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-forceps (curved tip)</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">WA3020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-mosquito clamps (1 pair)</td>
			<td style="width:247px;">&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">W40350</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; micro-vessel atraumatic clamps (1 pair)</td>
			<td>&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160;&#160; &#34;</td>
			<td style="width:124px;">W40130/W40150</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:293px;">Heating Pad/Right Temp</td>
			<td style="width:247px;">Kent Scientific Corporation, Turrington, CT 06790</td>
			<td style="width:124px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a modified method for heterotopic mouse heart transplantion

Mäuse werden oft als Herztransplantation Spender und Empfänger in Studien der Transplantationsimmunologie aufgrund der Vielzahl von transgenen Mäusen und Reagenzien zur Verfügung eingesetzt. Eine Schwierigkeit ist aufgrund der geringen Größe des Tieres und der erheblichen technischen Herausforderungen der Mikrochirurgie in der Herztransplantation beteiligt vorgestellt. Insbesondere kann eine hohe Rate von technischen Defekt früh nach der Transplantation des Empfängers Tod und postoperative Komplikationen wie Hinterbeinlähmung oder eines nicht-schlagenden Herzens führen. Hier wird die Technik für die vollständige Maus heterotope Herztransplantation demonstriert, mit Ernten des Spenderherzens und die anschließende Implantation in eine Empfängermaus. Das Spenderherz unmittelbar nach der in-situ-Perfusion mit heparinisierter Kochsalzlösung und Kalttrennung der aufsteigenden Aorta und Lungenarterie entnommen. Der Empfänger beinhaltet die Erstellung der abdominalen Aorta und Vena cava inferior (IVC), gefolgt vonEnd-zu-Seit-Anastomose der Aorta Spender zum Empfänger Aorta unter Verwendung einer einzigen Lauf 10-0 Mikronaht und eine ähnliche Anastomose des Spenders Pulmonalarterie mit dem Empfänger IVC. Nach der Operation wird das Tier wird mit 0,6 ml physiologischer Kochsalzlösung subkutan injiziert und man ließ sie auf 37 ° C Heizkissen erholen. Die Ergebnisse aus 227 Maus Herztransplantationen sind mit einer Erfolgsrate bei 48 h 86,8% zusammengefasst. Von den 13,2% Ausfälle innerhalb 48 Stunden, 5 (2,2%) erlebt Hinterbeinlähmung, 10 (4,4%) hatten eine nicht-schlagenden Herzen durch ischämische Verletzungen und / oder Thrombose zu pfropfen, während 15 (6,6%) starben innerhalb von 48 Stunden .

Nach einer ersten Trainingszeitraum wurden 227 Fälle von Maus heterotopen Herztransplantation in unserer Gruppe analysiert. Die Erfolgsrate innerhalb der ersten 24 Stunden war 90,3% und nach 48 Stunden war 86,8%. Von den 30 (13,2%) Ausfälle innerhalb 48 Stunden, 5 (2,2%) erlebt Hinterbeinlähmung und musste eingeschläfert werden, 10 (4,4%) hatten eine nicht-schlagenden Herzen durch Transplantat Ischämie Verletzungen und / oder Thrombose, während 15 (6,6%) starben innerhalb von 48 Stunden. Einige experimentelle Tran...

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A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Eine modifizierte Methode zur Heterotope Maus Herz-Transplantation

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

11.9K Aufrufe.  University of Sydney. A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

Serie: A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) Research

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma and devastating tissue loss. Despite favorable and highly encouraging early and intermediate functional outcomes, rejection of the highly immunogenic skin component of a VCA and potential adverse effects of chronic multi-drug immunosuppression continue to hamper widespread clinical application of VCA. Therefore, research in this novel field needs to focus on translational studies related to unique immunologic features of VCA and to develop novel immunomodulatory strategies for immunomodulation and tolerance induction following VCA without the need for long term immunosuppression.
This article describes a reliable and reproducible translational large animal model of VCA that is comprised of an osteomyocutaneous flap in a MHC-defined swine heterotopic hind limb allotransplantation. Briefly, a well-vascularized skin paddle is identified in the anteromedial thigh region using near infrared laser angiography. The underlying muscles, knee joint, distal femur, and proximal tibia are harvested on a femoral vascular pedicle. This allograft can be considered both a VCA and a vascularized bone marrow transplant with its unique immune privileged features. The graft is transplanted to a subcutaneous abdominal pocket in the recipient animal with a skin component exteriorized to the dorsolateral region for immune monitoring.
Three surgical teams work simultaneously in a well-coordinated manner to reduce anesthesia and ischemia times, thereby improving efficiency of this model and reducing potential confounders in experimental protocols. This model serves as the groundwork for future therapeutic strategies aimed at reducing and potentially eliminating the need for chronic multi-drug immunosuppression in VCA.

A Modified Heterotopic Swine Hind Limb Transplant Model for Translational Vascularized Composite Allotransplantation VCA Research

Vascularized Composite Allotransplantations (VCA) have become a clinical reality. However, broad clinical application of VCA is limited by chronic multi-drug immunosuppression. The authors present a reliable and reproducible large animal model to translate novel immunomodulatory strategies that can minimize or potentially eliminate the need of immunosuppression in VCA.

Eine modifizierte Heterotope Schweine Hind Gliedmaßen-Transplantation Modell für Translationale Vaskularisierte Composite-Allotransplantation (VCA) Forschung

Vascularized Composite Allotransplantation (VCA) such as hand and face transplants represent a viable treatment option for complex musculoskeletal trauma ...

Forschung

Medizin

Murine Cervical Heart Transplantation Model Using a Modified Cuff Technique

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are available to perform mechanistic in vivo studies. While heart transplantation models using a suture technique were first successfully developed in rats, the translation into an equally widespread used murine equivalent was never achieved due the technical complexity of the microsurgical procedure. In contrast, non-suture cuff techniques, also developed initially in rats, were successfully adapted for use in mice1-3. This technique for revascularization involves two major steps I) everting the recipient vessel over a polyethylene cuff; II) pulling the donor vessel over the formerly everted recipient vessel and holding it in place with a circumferential tie. This ensures a continuity of the endothelial layer, short operating time and very high patency rates4.
Using this technique for vascular anastomosis we performed more than 1,000 cervical heart transplants with an overall success rate of 95%. For arterial inflow the common carotid artery and the proximal aortic arch were anastomosed resulting in a retrograde perfusion of the transplanted heart. For venous drainage the pulmonary artery of the graft was anastomosed with the external jugular vein of the recipient5.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

The murine cervical heart transplantation model is well suited for immunological as well as ischemia reperfusion injury studies. We modified the procedure using a non-suture cuff technique and performed more than 1,000 successful transplants with this approach.
Herein, we provide additional details of this technique to supplement the video.

Murine Cervical Herztransplantation Modell mithilfe eines modifizierten Cuff-Technik

Mouse models are of special interest in research since a wide variety of monoclonal antibodies and commercially defined inbred and knockout strains are ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

Murine Heterotope Heart Transplant-Technik

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

Transplantation von Pulmonalklappe Mit einem Maus-Modell der heterotopen Herztransplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

Rat Heterotope Abdominal Herz / Einzel-Lungen-Transplantation in einer Volume-Konfiguration geladen

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

A Novel Mikromodell für Heterotope, En Bloc Brustwand, Thymus und Herz-Transplantation bei Mäusen

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

Ein vereinfachtes Modell für die heterotope Herzklappentransplantation bei Nagetieren

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Ein porcines heterotopes Herztransplantationsprotokoll für die Abgabe von Therapeutika an ein kardiales Allotransplantat

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Modified Cuff Technique for Mouse Cervical Heterotopic Heart Transplantation Model

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection in preclinical studies because of their high homology with human genes. This understanding would help develop unique approaches to improving patients&#39; long-term survival treated with cardiac allografts. In a mouse model, abdominal donor heart implantation is commonly performed with an end-to-end&#160;anastomosis to the recipient&#39;s aorta and inferior vena cava using stitches. In this model, the donor&#39;s heart is implanted by end-to-end anastomosis to the recipient&#39;s carotid artery and jugular vein by the modified-Cuff technique. The transplantation surgery is performed without stitching and thus may increase the survival of the recipient since there is no interference with the blood supply and venous reflux of the lower body. This mouse model would help investigate the mechanisms underlying the immunological and pathological (acute/chronic) rejection of cardiac allografts.

In the present protocol, a mouse heart transplantation model is used for investigating the mechanism of cardiac allograft rejection. In this heterotopic heart transplantation model, operation efficiency is improved, and the survival of cardiac grafts is ensured by a cervical end-to-end anastomosis of heart implantation using a modified Cuff technique.

Eine modifizierte Manschettentechnik für das zervikale heterotope Herztransplantationsmodell der Maus

Cardiac allograft rejection limits the long-term survival of patients after heart transplantation. A mouse heart transplantation model is ideal for ...