1. Aufbau der sterilen Bereich <ol><li> Don richtige Kleidung einschließlich Kappe und Maske. Augenschutz tragen, wenn im Bearbeitungsraum. </li><li> Bereiten Sie den Bearbeitungsbereich. Bei Verwendung einer Verarbeitungsraum aufrechtzuerhalten kontinuierlichen Betrieb des Ventilators um einen positiven Druck in dem Raum zu schaffen. </li><li> Sammeln Sie alle Lieferungen. Überprüfen Sie Ablaufdaten, die Unversehrtheit der Verpackung und Sterilisation Anzeige. </li><li> Hände waschen und Don nicht sterilen Handschuhen. </li><li> Öffnen Sie die sterile Sets einen sterilen Bereich zu etablieren. Bei Verwendung eines Verarbeitungsraum, legen Sie die Kits auf den Tisch und aseptisch öffnen die Wraps. Die Außen 1 ½ Zoll der Umhüllung als Teil des sterilen Feldes zu nutzen nicht wie dieses Segment wird als unsteril. </li><li> Unter aseptischen Bedingungen, offen und fallen Sterilgut auf sterilen Bereich, es sei denn bereits Teil der vorgefertigten Satz. </li><li> Mikroskop zu bewegen, so dass es über dem sterilen Bereich ist, schalten Sie Lichtquelle des Mikroskops, und stellen Okulare wie nötig. </li><li> OBTain Hornhautgewebe (in Konservierungsmedien) und Platz neben dem vorbereiteten sterilen Verarbeitungsbereich abgezogen werden. Lösen Kappe Sichtkammer und lassen Sie es auf der Oberseite der Sichtkammer Basis ohne Faden engagiert Ruhe. Entsorgen Sie nicht sterilen Handschuhen. </li><li> Offen ein Paar sterile Handschuhe und sterile Kleid mit Handtuch. </li><li> Chirurgische Gestrüpp. Setzen Sie auf sterile Kittel, sterile Handschuhe dann. </li><li> Geöffneten Gerät Boxen, so dass alle Lieferungen sind zugänglich. Öffnen feuchtigkeitsundurchlässiger drapieren, um den Arbeitsbereich zu erstellen. </li><li> Bringen Sie Nadel in eine 5-ml-Spritze. Mit Hilfe eines Gefäßklemme, bereiten Sie die 30 G-Nadel, indem eine Kurve 1 mm von der Fase, und eine andere Kurve 1 mm von der Basis (eine &quot;S&quot; Form zu bilden). </li><li> Montieren Sie die Glasspritze für die Trypanblau-Färbung, indem Sie den Kolben in die Spritze und Finger Anziehen der Kolben. Befestigen Sie die Kanüle. </li><li> Befestigen Sie die Kanüle zu einer ausgewogenen Salzlösung (BSS) Flasche. </li><li> Trennen Sie die Trepan Punsch aus der Vakuumblockund beiseite stellen. Zentrierung des Vakuumblocks in dem Sichtfeld des Mikroskops. </li><li> Bringen Sie den Vakuumblock in den Fokus, indem die Einstellungen des Mikroskops. </li></ol> 2. Verfahren für die Spendergewebe Vorbereitung <ol><li> Lift Deckel mit Sichtkammer Folie Platz als Barriere. Mit der anderen Hand und mit einer Pinzette vorsichtig fassen Hornhaut durch Lederhaut Felge zu Hornhaut zu entfernen. Deckel der Sichtkammer zu ersetzen. </li><li> Die Saug-Spritze vollständig niederdrücken, dann legen Hornhaut epithelialen Seite nach unten auf dem Vakuumblock und sicherzustellen, dass es zentriert ist. (Figur 1) </li><li> Senken Sitzring auf den Vakuumblock mit den Führungspfosten. Engage Vakuum durch langsames Lösen Kolben der Spritze Sog. Entfernen Sie den Sitzring und beiseite stellen. (Abbildung 2). </li><li> Führt eine Teil Trepanation, um durch die Descemet-Membran punkten. </li><li> Passen Mikroskop Zoom und Fokus, so dass das Gewebe gut visualisiert. </li><li&gt; Kippen Sie den Vakuumblock und verwenden Sie einen sterilen Tupfer Speer am Limbus platziert, um überschüssige Medium zu entfernen. (Figur 3) </li><li> Platzieren genug Fleck am Limbus, um die Kante der erzielte Descemet-Membran zu färben. Lassen Sie den Fleck auf dem Endothel 60-90 sec bleiben. (Figur 4) </li><li> Fleck entfernen: <ol><li> Neigen Sie den Vakuumblock, um den Fleck aus der Hornhaut und auf Gaze gießen. </li><li> Mit den OP-Speere, um überschüssige Fleck von der Limbus der Hornhaut zu entfernen, dabei das Endothel nicht zu berühren. (Figur 5) </li></ol></li><li> Verwenden Sie mehrere Tropfen BSS, um die Hornhaut des Farblösung spülen und sterilen Tupfer Speere, um überschüssige BSS entfernen. (Figur 6) </li><li> Legen Sie 1-2 Tropfen BSS auf der Lederhaut Rand, um Gewebe vor dem Austrocknen zu verhindern. Wiederholen des gesamten Verfahrens wie nötig. </li><li> Führen Teilzerlegung der Descemet-Membran: <ol><li> Dort beginnt, wo der Schlauch anschließens mit der Vakuumblock mit offenen Zangen, legen Sie eine Spitze an den Rand der Bruchkerbe und sanft separaten Descemet-Membran und Endothel vom Stroma. (Figur 7). </li><li> Separate Descemet-Membran und Endothel nicht mehr als 1 mm von der Kante hat und weiterhin Dissektion um 360 ° um. (Abbildung 8). </li><li> Hinweis Standort jedes Mikrorisse, indem Sie einen Punkt auf der Vakuumblock mit der Haut Marker. HINWEIS: Wenn der Trepan nicht vollständig durch Descemet-Membran zu durchdringen, verwenden Sie die abgeschrägte Kante der vorbereiteten 30 G-Nadel, die Partitur durch Descemet-Membran, wo notwendig, durch eine zweite Anwendung der Färbung folgte nach Bedarf abzuschließen. Wenn Descemetschen Membran Haftfähigkeit behindert die Teilzerlegung, entfernen Sie das Endothel außerhalb der trephinated Bereich nach Bedarf. </li></ol></li><li> Verwenden einer Pinzette, um alle Tags, die das Endothel Kerbe überlappen zu entfernen. </li> &lt;li&gt; Betrachten Sie die Lage der zuvor markierten Mikrorisse und drehen Sie den Vakuumblock, so dass der größte ist bei 6 Uhr. Dadurch wird das Gelenk der Klappe zu werden. </li><li> Mit der Pinzette, fassen Sie die Descemet-Membran um 12 Uhr. Trennen Sie vorsichtig die Descemet-Membran vom Stroma durch Abziehen in Richtung des Scharniers. Erstellen Sie das Scharnier durch Anhalten der Trennung 2 mm aus der Partitur Marke. HINWEIS: Randkanten der Klappe beginnen, während der Trennung zu blättern. (Figur 9). </li><li> Legen Sie vorsichtig die Klappe wieder an Ort und Stelle auf dem Stroma. Verwenden BSS und Tupfer Speere an das Endothel ausrollen und wieder in seine ursprüngliche Position. (10A-C) </li><li> Entfernen von Restflüssigkeit zwischen Descemet-Membran und Stroma mit sterilen Tupfer Speere, so dass die Klappe in Position bleibt. (Figur 11) </li><li> Verwenden sterilen Tupfer Speere aus der Lederhaut in der Nähe des Scharniers tanken überschüssige Feuchtigkeit. Verwenden Sie die Haut Marker zu einem Unentschiedenn Pfeilspitze auf der Lederhaut Felge auf der Mitte des Scharniers, entfernen Sie überschüssige Tinte mit einem sterilen Tupfer Speer. (Figur 12) </li><li> Frei Vakuum durch Drücken des Kolbens der Spritze, um den Vakuumblock. Während Vakuum ausgerückt ist, verwenden Pinzette Hornhaut von der Vakuumblock entfernen. </li><li> Lift Deckel mit Sichtkammer Folie Platz als Barriere. Legen Sie die Hornhaut in der Sichtkammer, Endothelzellen Seite nach oben und ersetzen Deckel der Sichtkammer. </li><li> Wiederholen Sie die obigen Verfahrensschritte mit Mate Hornhaut, falls zutreffend. Verwenden Sie Gaze, um das Vakuum Block vor der Verarbeitung des zweiten Gewebe reinigen. </li><li> Ziehen Sie die Betrachtungskammerdeckel (en) und Gewebe zu entfernen aus dem Bearbeitungsbereich. </li><li> Brechen die sterilen Bereich durch die Anordnung der Elemente nach Biohazardous Abfallwirtschaftsplan. Kontaminierten Handschuhen und Kleid zu entfernen. Hände waschen und Don nicht sterilen Handschuhen. </li><li> Führen postSchnittSpaltLampe Auswertung und Augenmikroskopie der Hornhaut (en)und notieren Sie die Ergebnisse. </li></ol>

<ol>
	<li>Fernandez, M., Afshari, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+Keratoplasty:+From+DLEK+to+DMEK.">Endothelial Keratoplasty: From DLEK to DMEK.</a> Middle East African Journal of Ophthalmology. 17 (1), 5-8 (2010).</li><li>Kruse, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Stepwise+Approach+to+Donor+Preparation+and+Insertion+Increases+Safety+and+Outcome+of+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty.">A Stepwise Approach to Donor Preparation and Insertion Increases Safety and Outcome of Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li><li>Dapena, I., Moutsouris, K., Droutsas, K., Ham, L., van Dijk, K., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Standardized+'No-Touch'+Technique+for+Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty.">Standardized 'No-Touch' Technique for Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty.</a> Archives of Ophthalmology. 129, 88-94 (2011).</li><li>Tourtas, T., Laaser, K., Bachmann, B., Cursiefen, C., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet+Membrane+Endothelial+Keratoplasty+versus+Descemet+Stripping+Automated+Endothelial+Keratoplasty.">Descemet Membrane Endothelial Keratoplasty versus Descemet Stripping Automated Endothelial Keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 153 (6), 1082-1090 (2012).</li><li>Guerra, F., Anshu, A., Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Endothelial+Keratoplasty:+fellow+eyes+comparison+of+Descemet+stripping+automated+endothelial+keratoplasty+and+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Endothelial Keratoplasty: fellow eyes comparison of Descemet stripping automated endothelial keratoplasty and Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (12), 1382-1386 (2011).</li><li>. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> 2012 Eye Banking Statistical Report: Surgical Use and Indications for Corneal Transplant Statistical Report Analysis. , (2012).</li><li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet's+stripping+endothelial+keratoplasty.">Descemet's stripping endothelial keratoplasty.</a> Current Opinion Ophthalmology. 18 (4), 290-294 (2007).</li><li>Woodward, M., Titus, M., Mavin, K., Shtein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal+Donor+Tissue+Preparation+for+Endothelial+Keratoplasty.">Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty.</a> Journal of Visualized Experiments. (64), e3847 (2012).</li><li>Price, M., Price, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet's+membrane+endothelial+keratoplasty+surgery:+update+on+the+evidence+and+hurdles+to+acceptance.">Descemet's membrane endothelial keratoplasty surgery: update on the evidence and hurdles to acceptance.</a> Current Opinion Ophthalmology. 24 (4), 329-335 (2013).</li><li>Venzano, D., Pagani, P., Randazzo, N., Cabiddu, F., Traverrso, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Descemet+Membrane+air-bubble+separation+in+donor+cornea.">Descemet Membrane air-bubble separation in donor cornea.</a> Journal of Cataract and Refractive Surgery. 36 (12), 2022-2027 (2010).</li><li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> DSEK: What you need to know about endothelial keratoplasty. , (2009).</li><li>Studeny, P., Sivekova, D., Lieheova, K., Vokrojova, M., Kuchynka, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hybrid+technique+of+lamellar+keratoplasty+(DMEK-S).">Hybrid technique of lamellar keratoplasty (DMEK-S).</a> Journal of Ophthalmology. 2013, 2013.254383 (2013).</li><li>Muraine, M., Gueudry, J., He, Z., Piselli, S., Lefevre, S., Toubeau, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Novel+technique+for+the+preparation+of+corneal+grafts+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Novel technique for the preparation of corneal grafts for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> American Journal of Ophthalmology. 156 (5), 851-859 (2013).</li><li>Lie, J. T., Birbal, R., Ham, L., van der Wees, J., Melles, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Donor+tissue+preparation+for+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">Donor tissue preparation for Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Journal of Cataract Refractive Surgery. 34 (9), 1578-1583 (2008).</li><li>Kruse, F. E., Laaser, K., Cursiefen, C., Heindl, L. M., Schlotzer-Schrehardt, U., Riss, S., Bachmann, B. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+stepwise+approach+to+donor+preparation+and+insertion+increases+safety+and+outcome+of+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty.">A stepwise approach to donor preparation and insertion increases safety and outcome of Descemet membrane endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 30 (5), 580-587 (2011).</li><li>Rudolph, M., Kaaser, L., Bachmann, B., Cursiefen, C., Epstein, D., Kruse, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Corneal+higher-order+aberrations+after+Descemet&#8217;s+membrane+endothelial+keratoplasty.">Corneal higher-order aberrations after Descemet&#8217;s membrane endothelial keratoplasty.</a> Ophthalmology. 119 (3), 528-535 (2012).</li><li>Price, F., Price, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evolution+of+endothelial+keratoplasty.">Evolution of endothelial keratoplasty.</a> Cornea. 32, 28-32 (2013).</li><li>Dapena, I., Dapena, L., Dirisamer, M., Ham, L., Melles, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visual+acuity+and+endothelial+cell+density+following+Descemet+membrane+endothelial+keratoplasty+(DMEK).">Visual acuity and endothelial cell density following Descemet membrane endothelial keratoplasty (DMEK).</a> Arch Soc Esp Oftalmol. 86 (12), 395-401 (2011).</li></ol>

Hassan Tausif und Dr. Navasuja Chandrasekaran haben nichts zu offenbaren. Drs. Mian, Shtein, und Woodward sind medizinische Direktoren für die Michigan Eye Bank. Herr Mavin, Mr. Titus, und Frau Johnson sind Mitarbeiter von Midwest Eye Banks.

Die Hornhautschicht Endothelzellen spielt eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung der Hornhaut Klarheit durch Austrocknung. Erkrankungen der Endothelzellen in signifikanten Sehstörungen führen. DMEK zielt darauf ab, die kranken Endothelzellen mit einem Spendertransplantat aus Descemet-Membran und Endothel-Zellschicht zu ersetzen. Spendergewebepräparation mit einem intakten DM und ausreichende Endothel-Zellzahl entscheidend für das Überleben des Transplantatgewebes. Reißen von DM während Spendergewebe P...

Endothelialen Keratoplastik (EK) hat sich rasch ersetzt Keratoplastik (PKP) als Verfahren der Wahl für die Behandlung von Krankheiten endothelialen Anteil von über 50% aller in den Vereinigten Staaten durchgeführt Transplantationen in 2012 6. PKP wird durch längere visuelle Rehabilitation mit hohem Astigmatismus begrenzt und Brechungs Instabilität, Verlust der Integrität und Globus Naht-Komplikationen. EK Verfahren frühen Generation, einschließlich tiefer Lamellen Endothelial Keratoplastik (DLEK) beteiligt manuelle Präparation der Hornhauttransplantation mit Stroma Teildicke Spendergewebe. Diese Verfahren wurden in die Transplantation Spender Endothelgewebe unter Wahrung einer intakten Hornhautoberfläche erfolgreich waren aber technisch anspruchsvoll und führte beschränkt beste korrigierte Sehschärfe aufgrund einer unregelmäßigen Hornhautlamellen Schnittstelle 1. Die aktuelle EK Verfahren der Wahl ist Descemetschen Stripping Endothelial Keratoplastik (DSEK), die Hornhaut Clar bietetkeit mit schneller Erholung der Vision, minimiert postoperative Brechungsfehler und Astigmatismus, und verringert das Risiko von traumatischen Wunde Dehiszenz unter Beibehaltung der Hornhautoberfläche 7. Dieses Verfahren schließt die Entfernung der erkrankten Descemet-Membran und Endothel und Ersatz mit partieller Dicke Spenderhornhautgewebe, umfassend ein neues Endothelzellschicht. Die Spender-Hornhaut wird mit einem Mikrokeratom präpariert, um den hinteren Gewebe transplantiert 8 vorzubereiten. Vorbereitung des Spendergewebes durch die Augenbanken war maßgeblich am rasanten Wachstum und wohl auch der Erfolg dieses Verfahrens. Die in der Nähe von 16-fache Steigerung der DSEK Verfahren in den Vereinigten Staaten zwischen 2005 und 2012 entspricht fast der Hälfte des Gewebes derzeit von den Banken ins Auge 6 hergestellt. Obwohl DSEK kann die Sehschärfe bis 20/40 oder besser zu verbessern, haben die meisten Patienten, die nicht 20/20 Vision zu erreichen durch Stroma-Schnittstelle Dunst und erhöhte LichtStreuung von der Zugabe von Spender Stromagewebe 7. Die EK Operationstechnik hat Descemet-Membran Endothelial Keratoplastik (DMEK), die Transplantation von Spender nur Descemet-Membran (DM) und Endothel beinhaltet fortgeschritten ist. Diese Vorgehensweise hat einen höheren Anteil an Patienten, die 20/20 Vision, schnellere visuelle Wiederherstellung und ein geringeres Risiko von endothelialen Ablehnung 9 zu erreichen. Allerdings ist Vorbereitung der Spendergewebe größere Herausforderung aufgrund der dünneren Transplantat Dimensionen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="770">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:268px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">VisionBlue&#160;</td>
			<td style="width:268px;">D.O.R.C., Zuiland, The Netherlands</td>
			<td style="width:119px;">NA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Barron vacuum punch</td>
			<td style="width:268px;">Katena, Denville, New Jersey</td>
			<td style="width:119px;">K20-2112</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

corneal donor tissue preparation for descemet's membrane endothelial keratoplasty

Descemet-Membran Endothelial Keratoplastik (DMEK) ist eine Form der Hornhauttransplantation, in der nur eine einzige Zellschicht, das Endothel, zusammen mit seiner Basalmembran (Descemet-Membran) auf hinteren Stroma des Empfängers 3 eingeführt. Im Gegensatz zu Descemetschen Stripping Automated Endothelial Keratoplastik (DSAEK), wo zusätzliche Spender Stroma eingeführt wird, wird keine unnatürliche Stroma-zu-Stroma-Schnittstelle erstellt. Als Ergebnis wird die natürliche Anatomie der Hornhaut so viel wie möglich die eine verbesserte Erholungszeit und die Sehschärfe 4 erhalten. Endothelialen Keratoplastik (EK) ist das Verfahren der Wahl für die Behandlung der endothelialen Dysfunktion. Die Vorteile der EK sind schnelle Wiederherstellung des Sehvermögens, die Erhaltung der Integrität und Augen minimalen Brechungsänderung durch Verwendung eines kleinen, peripheren Einschnitt 1. DSAEK nutzt Spendergewebe mit Teildicke Stroma und Endothel vorbereitet. Die schnelle success und Nutzung dieses Verfahrens kann die Verfügbarkeit von Augen Bank zugerechnet werden vorbereitet vorgeschnittenen Gewebe. Die Vorteile der Augenbank Vorbereitung der Spendergewebe umfassen Beseitigung der Notwendigkeit für spezialisierte Geräte im Operationssaal und der Verfügbarkeit von Spendergewebe wieder bei Gewebe Perforation während der Vorbereitung. Darüber hinaus können hohe Volumen Herstellung von Spendergewebe durch Augenbank Techniker verbesserte Qualität des Spendergewebes bereitzustellen. DSAEK kann Visus durch Schaffung einer Schnittstelle zwischen der Stroma-Spender und Empfänger Hornhaut begrenzt haben. Die Beseitigung dieser Schnittstelle mit der Transplantation von Spender nur Descemet-Membran und Endothel in DMEK können visuelle Ergebnisse zu verbessern und Komplikationen zu reduzieren, nachdem EK 5. Ähnlich DSAEK, langfristigen Erfolg und die Akzeptanz der DMEK ist abhängig von der Verfügbarkeit von Leichtigkeit vorgeschnitten, Augen-Bank vorbereitet Spendergewebe. Hier eine schrittweise Annäherung an Spendergewebe, die eine gewisse Vorbereitung Barri reduzieren können präsentieren wirERS Augen Banken stellen bei der Bereitstellung von DMEK-Transplantate.

Korrekte Trennung von DM und Endothel von Stroma ist von wesentlicher Bedeutung bei der Vorbereitung vorgeschnittenen Gewebe für DMEK. Fünfzig Spenderhornhäute mit einem Durchschnittsalter von 65 ± 6 Jahre (55-75), der Tod um die Verarbeitungszeit von 5,9 ± 2,3 Tage (Bereich 1-10) und endotheliale Zelldichte (ECD) von 2.616 ± 321 Zellen / mm 2 ( Bereich 2,049-3,247) wurden verwendet, um die Machbarkeit und Reproduzierbarkeit der chirurgischen Präparationstechnik durch zwei Augenbank Techniker beurteile...

Watch this Scientific Journal Video about Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty at JoVE.com

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

Endothelialen Keratoplastik ist eine chirurgische Technik ständig weiterentwickelt, wie Fortschritte in der Transplantations führen dünnere Transplantate mit jeder Folge ein. Hier präsentieren wir eine Technik zur kontrollierten Hand Gewebedissektion, um sichere und reproduzierbare Trennung von Endothel und Descemet-Membranen von Spender korneoskleralen Tasten für die Transplantation 2 zu ermöglichen.

Hornhautspendergewebe Vorbereitung für Descemetschen Membrane Endothelial Keratoplastik

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

corneal-donor-tissue-preparation-for-descemet-s-membrane-endothelial

Research

JoVE Journal

Medicine

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

15.2K Aufrufe.  University of Michigan.  Endothelialen Keratoplastik ist eine chirurgische Technik ständig weiterentwickelt, wie Fortschritte in der Transplantations führen dünnere Transplantate mit jeder Folge ein. Hier präsentieren wir eine Technik zur kontrollierten Hand Gewebedissektion, um sichere und reproduzierbare Trennung von Endothel und Descemet-Membranen von Spender korneoskleralen Tasten für die Transplantation 2 zu ermöglichen. 

Serie: Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

Single Port Donor Nephrektomie

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

Forschung

Medizin

Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full thickness corneal transplantation has been the treatment to restore sight in those limited by corneal disease. Some disadvantages to this approach include a high degree of post-operative astigmatism, lack of predictable refractive outcome, and disturbance to the ocular surface. The development of Descemet's stripping endothelial keratoplasty (DSEK), transplanting only the posterior corneal stroma, Descemet's membrane, and endothelium, has dramatically changed treatment of corneal endothelial disease. DSEK is performed through a smaller incision; this technique avoids 'open sky' surgery with its risk of hemorrhage or expulsion, decreases the incidence of postoperative wound dehiscence, reduces unpredictable refractive outcomes, and may decrease the rate of transplant rejection3-6.
Initially, cornea donor posterior lamellar dissection for DSEK was performed manually1 resulting in variable graft thickness and damage to the delicate corneal endothelial tissue during tissue processing. Automated lamellar dissection (Descemet's stripping automated endothelial keratoplasty, DSAEK) was developed to address these issues. Automated dissection utilizes the same technology as LASIK corneal flap creation with a mechanical microkeratome blade that helps to create uniform and thin tissue grafts for DSAEK surgery with minimal corneal endothelial cell loss in tissue processing.
Eye banks have been providing full thickness corneas for surgical transplantation for many years. In 2006, eye banks began to develop methodologies for supplying precut corneal tissue for endothelial keratoplasty. With the input of corneal surgeons, eye banks have developed thorough protocols to safely and effectively prepare posterior lamellar tissue for DSAEK surgery. This can be performed preoperatively at the eye bank. Research shows no significant difference in terms of the quality of the tissue7 or patient outcomes8,9 using eye bank precut tissue versus surgeon-prepared tissue for DSAEK surgery. For most corneal surgeons, the availability of precut DSAEK corneal tissue saves time and money10, and reduces the stress of performing the donor corneal dissection in the operating room. In part because of the ability of the eye banks to provide high quality posterior lamellar corneal in a timely manner, DSAEK has become the standard of care for surgical management of corneal endothelial disease.
The procedure that we are describing is the preparation of the posterior lamellar cornea at the eye bank for transplantation in DSAEK surgery (Figure 1).

Endothelial corneal transplantation is a surgical technique for treatment of posterior corneal diseases. Mechanical microkeratome dissection to prepare tissue results in thinner, more symmetric grafts with less endothelial cell loss and improved outcomes. Dissections can be performed at the eye bank prior to corneal transplantation surgery.

Corneal Spendergewebe Vorbereitung für Endothelial Keratoplasty

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

Vorbereitung und<em&gt; In Vitro</em&gt; Charakterisierung von Magnetized miR-modifizierten Endothelzellen

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

Ex Vivo Wundheilung Hornhaut Orgel Kulturmodells für Studien

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

Ein Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Modell mit Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

Entwicklung eines nichtinvasiven, laserunterstützten Versuchsmodells des cornealen Endotheliaalzellverlustes

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

Ein epitheliales Abriebmodell zur Untersuchung der Hornhautwundheilung

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Ein porcines heterotopes Herztransplantationsprotokoll für die Abgabe von Therapeutika an ein kardiales Allotransplantat

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

A Human Corneal Organ Culture Model of Descemet's Stripping Only with Accelerated Healing Stimulated by Engineered Fibroblast Growth Factor 1

Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy (FECD) results from dysfunctional corneal endothelial cells (CECs) and is currently treated by transplantation of the whole cornea or Descemet's membrane. Recent developments in ocular surgery have established Descemet's Stripping Only (DSO), a surgical technique in which a central circle of guttae-dense Descemet's membrane is removed to allow for the migration of CECs onto the smooth stroma, restoring function and vision to the cornea. While this potential treatment option is of high interest in the field of ophthalmic research, no successful ex vivo models of DSO have been established and clinical data is limited. This work presents a novel wound-healing model simulating DSO in human donor corneas. Using this approach to evaluate the efficacy of the human engineered FGF1 (NM141), we found that treatment accelerated healing via stimulation of migration and proliferation of CECs. This finding was confirmed in 11 pairs of human corneas with signs of dystrophy reported by the eye banks in order to verify that these results can be replicated in patients with Fuchs' Dystrophy, as the target population of the DSO procedure.

A Human Corneal Organ Culture Model of Descemet&#039;s Stripping Only with Accelerated Healing Stimulated by Engineered Fibroblast Growth Factor 1

Descemet's Stripping Only is an experimental procedure wherein patients with central corneal guttae resulting from Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy have Descemet's membrane stripped for peripheral cells to regenerate the endothelial layer. We present novel methodology simulating DSO in dystrophic human corneas ex vivo with accelerated healing stimulated by eFGF1 (NM141).

Ein menschliches Hornhautorgan-Kulturmodell des Descemet-Strippings nur mit beschleunigter Heilung, stimuliert durch den künstlichen Fibroblasten-Wachstumsfaktor 1

Fuchs Endothelial Corneal Dystrophy (FECD) results from dysfunctional corneal endothelial cells (CECs) and is currently treated by transplantation of the ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

Aufbereitung von menschlichem Myokardgewebe für die Langzeitkultivierung

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...