In Teilen unterstützt durch NIH / NEI EY017885 (RMS).

1. Setup: aseptische Arbeitsweise 11 <ol><li> Schalten Sie Laminar Flow Hood (LFH). </li><li> Schalten Sie das Stickstoffgas Steuereinheit. Stellen Sie sicher, dass Schlauch wird zwischen Konsole und Stickstoff-Tank-Einheit verbunden. Schalten Sie auf Gas. Gas-Einstellung sollte auf 50-60 PSI am Tank Regler eingestellt werden. Turbine Druck auf die Einheit lesen sollten 3,3 bis 3,4 Bar. </li><li> Drücken Sie auf die Schaltfläche Test. Luftdruck wird in den 700er und Pumpen 1 und 2 lesen sollte unter 200. Das Gerät piept, wenn die Tests abgeschlossen sind. Don Maske mit Augenschutz, soweit anwendbar, und die Kappe. Hände waschen und Don nicht-sterile Handschuhe. Legen Sie sterile Sets innerhalb LFH und offene Packungen zu sterilen Bereich zu etablieren. </li><li> Legen Sie eine sterile Medizin Tasse und einem sterilen Kunststoff-Becken mit steriler Gaze neben dem etablierten sterilen Bereich. Gießen Sie sterile Isopropylalkohol in die Medizin-Cup. Wischen Pachymetrie Sonde mit Alkoholtupfer / Pad und Sonde, nach unten, in die Medizin Tasse kippen. Die Sondenspitze sollte in Isopropylalkohol für 10 m einweicheninuten. Nach Pachymetrie Sonde für 10 Minuten eingeweicht hat, spülen Sie die Sondenspitze mit sterilem Wasser aus der Fertigspritze zu Alkohol-und Platz-Sonde in der Kunststoff-Becken zu entfernen. </li><li> Unter aseptischen Bedingungen öffnen und fallen lassen sterile Gegenstände (Messer, sterile Handschuhe, und der Hornhaut Betrachten Kammern) auf sterilen Bereich sofern nicht bereits Teil der vorgefertigten Packung. </li><li> Erhalten Hornhautgewebe in Medien und Erhaltung Ort innerhalb LFH (Abbildung 2). </li><li> Öffnen Sie Durchstechflasche (n) und entsorgen Sie den Deckel (s) in einen geeigneten Behälter Biohazard. Entsorgen Sie nicht sterile Handschuhe. </li><li> Don sterile Handschuhe. Platzieren Sie vorverpackte Plastikschüssel auf der Seite des Feldes, wo Pachymeter befindet. Schließen Sie Infusionsleitung an Hahn und Platz Spike Ende der Infusion Linie außerhalb der Haube die Sicherung der Linie in einer Weise, die Linie außerhalb der Haube verhindern, dass Sie wieder ins Kapuze und Berühren des sterilen Feldes. </li><li> Führen Hornhautgewebe Transfer. Vorsichtig gießen Sie das Gewebe und Medium, in einer Si-NGLE Bewegung, aus der vorhandenen Fläschchen in eine sterile Kammer Anzeige. Achten Sie darauf, um die endotheliale Seite mithalten. Setzen Sie die Kappe auf der Kammer. Halten Kammern, die Gewebe und Medien auf sterilen Bereich. Entfernen Fläschchen (e) von LFH. Entfernen und entsorgen Sie sterile Handschuhe. </li><li> Spike ausgewogene Salzlösung (BSS) Flasche mit Infusionsleitung. Hängen Flasche steril BSS etwa vier Fuß vom Arbeitsbereich Oberfläche. </li><li> Öffnen Sie zwei Paar sterile Handschuhe und sterile Kittel mit Handtuch. </li><li> Führen Sie 6 Minuten chirurgische Macchia und trockene Hände. </li><li> Setzen Sie auf sterilen Kittel, dann werden beide Paar sterile Handschuhe. </li><li> Öffnen Instrument Boxen und Ort die Inhalte auf den sterilen Bereich. </li><li> Dispense 10-20 ccm BSS-Lösung in Metall-Becken oder Medizin Tasse. Füllen sterilen Pipette mit BSS-Lösung. Schließen Sie Hahn und Infusionsleitung an Infusionsanschluss der Vorderkammer und bündig mit BSS, so dass eine kleine Menge sichtbar oben auf dem Kolben ist. </li><li> Position künstliche Kammer in LFH aufTop of Mull. Der untere Kolben durch Drehen Graft-Dichtring gegen den Uhrzeigersinn. </li></ol> 2. Verfahren <ol><li> Mit einer Pinzette vorsichtig fassen Hornhaut durch Sklerarand. Öffnen Sie zum Hahn-System mit BSS spülen, während sorgfältig Zentrierung Hornhaut auf der Oberseite des Kolbens mit der endothelialen Seite nach unten. Wenn sich Blasen unter der Hornhaut sichtbar sind, die Infusion mit BSS und leichtes Verschieben der Hornhaut zu entfernen. Unterbrechen Infusion einmal Luftblasen entfernt sind. Stellen Sie sicher, dass die Hornhaut auf den Kolben (3a) zentriert ist. </li><li> Position Vorderkammer Abdeckung auf Basis Sicherungsring so dass die Laschen der Abdeckung passen in die Freiflächen an der Basis. Verriegeln Sie decken in den Sockel durch Drehen im Uhrzeigersinn Abdeckung 15 °. Raise Kolben nach oben und ziehen Sie vollständig (Abbildung 3b). </li><li> Mit einem sterilen behandschuhten Finger berühren oben Hornhaut um sicherzustellen, dass ausreichender Druck vorhanden ist, um den Vorgang durchzuführen. </li><li> Prüfen Sie, indem Sie Pachymetrie Sonde auf der Oberfläche of Hornhaut an Dicke Ablesung zu erhalten (Abbildung 4). Die Standardabweichung muss kleiner als 10 ist. Wenn nicht, wiederholen die Messung. Mit dem sterilen Handschuhen, die nicht verwendet wurde, um die Pachymetrie durchführen, vorbei an der Turbine Schlauch an die Hand, die Pachymetrie durchgeführt und schrauben Sie die Turbine Schlauch in die Steuereinheit. Haben Sie die Unterstützung Techniker Rekord Pachymetrie Lesen. </li><li> Kontaminierte Handschuhe. </li><li> Mit einer sterilen Markierstift, ziehe eine Linie von 4mm Limbus in Richtung Zentrum der Hornhaut (oder markieren Sie nicht, wenn Chirurgen lieber keine Markierung). Mit der bereitgestellten Pipette fünf Tropfen der BSS auf der Hornhaut zu platzieren. </li><li> Sofern nicht besondere Anweisungen durch den Chirurgen erbracht werden, werden die 300 um Schneidkopf verwendet, wenn der Zuschnitt Pachymetrie Messung ist weniger als 600 um betragen. Wenn mehr als 600 um, wird der 350 um Schneidkopf eingesetzt werden. </li><li> Mit Gewinde zugewandt Sie und Zahl nach oben, laden Klinge in die rechte Seite des Kopfes Mikrokeratom, spitzen Ende zuerst, die Vermeidung von Kontakt with der Klinge. </li><li> Halten Sie den Kopf auf jeder Seite, schrauben Sie den Kopf auf die Turbine. Ziehen Sie die künstliche Kammer mit den Fingern. </li><li> Schrauben Sie auf Turbine Turbine Schlauch. </li><li> Testen Sie die Klinge Schwingung durch Drücken der Vakuum-Pedal einmal, Eintauchen der Schneidkopf in sterilem Wasser und Impuls die Turbine für 5 Sekunden. </li><li> Ziehen Kolben. </li><li> Ort Mikrokeratom auf den Sockel mit Aufbaupfosten und Position um fünf Uhr. Drücken und halten Turbine Blade Pedal zu (Abbildung 5a) oszillieren. </li><li> Mit Zeigefinger und Daumen halten Mikrokeratom auf halbem Weg zwischen der Basis und der Spitze der Turbine. Drehen Sie am Handgelenk, um einen reibungslosen, selbst durch und über die Hornhaut geschnitten zu machen. Release-Turbine treten und heben Mikrokeratom Anhieb Einheit. Drücken Sie Vakuum-Pedal zum Ausschalten Vakuum (Abbildung 5b). </li><li> Don eine sterile Handschuhe und überprüfen Sie noch einmal nach Hornhaut-Pachymetrie Lesen Kappe wird erreicht, indem Sonde auf Hornhautoberfläche zu zweiten Dicke Lektüre sein zu erhalten entferntbewusst, dass das Gewebe sehr dünn und leicht beschädigt ist. Verunreinigte Handschuhe. Viel Unterstützung techniker Rekord Pachymetrie zweiten Lesung. </li><li> Mit einer sterilen Markierstift, setzen Sie ein Zeichen auf Wunsch von Chirurgen, auf der Mitte der peripheren Rand der Rest Stromabett in der künstlichen Kammer. Geben Sie einige Tropfen von steriler BSS auf Rest-Stroma-Bett. </li><li> Entfernen Sie die vordere Kappe von der Hornhaut Mikrokeratom (Abbildung 6) und ersetzen Sie es auf die Hornhaut vor dem Entfernen von Hornhaut künstlichen Vorderkammer. Cap sollte auf der Hornhaut zentriert werden mittels peripherer Kennzeichnung an die Kappe richtig ggf. ausrichten. Verwenden Sie Tupfer Speer sanft positionieren Sie die Kappe auf der Hornhaut. Verwenden Sie frische Speer, jede BSS unter vordere Kappe zu absorbieren. </li><li> Absperrhahn öffnen, drehen Kammer Upside-Down-und untere Kolben langsam genug, um eine Verformung zu verhindern Hornhaut. Schalte Basis und ermöglichen dem Druck der BSS-Flow, um die künstliche Kammer-Becher von der Basis zu schieben. Mit Zange, ziehen eint die Cornea-Rand an 9, 12 und 3 Uhr-Position, um es von der Schale zu lösen. Einmal gelöst, verwenden Pinzette an der 12-Uhr-Position, um Hornhaut zu entfernen. Legen Sie die Hornhaut in der Anzeigen-Kammer-, Endothel-Seite nach oben (Abbildung 7). Setzen Sie den Deckel nach Betrachtungswinkel Kammer. Entfernen Sie sterile Handschuhe. </li><li> Ziehen Sie Sichtkammer Deckel. </li><li> Führen Sie die nach-cut Spaltlampe Auswertung und spiegelnde Mikroskopie der Hornhaut und der Rekord Erkenntnisse. </li><li> Ort Kammer (n) in entsprechenden Abschnitt des Kühlschranks. </li><li> Verpackung für den Transport zum Arzt (Abbildung 8). </li></ol> 3. Repräsentative Ergebnisse Richtiger mechanischen Mikrokeratom Dissektion der Spender-Hornhaut führt zu glatten, gleichmäßigen Lamellen der Hornhaut Spendergewebe. Dies wird durch eine optische Kohärenztomographie (OCT) Bild der Hornhaut im Querschnitt (9) gezeigt. Die endgültige hinteren Hornhautgewebe sollten ausreichend dick sein, wie durch pachymet gemessenry. Im Laufe der letzten 6 Monate an der Michigan Eye Bank, betrug die mittlere Pre-Processing Hornhautdicke 558 Mikron und Post-Processing Dicke der posterioren Hornhaut betrug 158 Mikron. Siebenundachtzig Prozent der Mikrokeratom-seziert Spendergewebe zwischen 100-200 Mikrometer, 10,9% gemessen&gt; 200 Mikrometer und 2,1% gemessen &lt;100 Mikrometer gemessen. Der hintere Hornhautgewebe muss beibehalten hohe Endothelzelldichte (ECD) zur Verbesserung der endothelialen Funktion, um das Transplantat Empfänger liefern. Specular-Mikroskopie wird verwendet, um ECD zu messen. In den letzten 6 Monaten hatten alle das Hornhautgewebe als förderfähig für endothelialen Keratoplastik von der Michigan-Eye Bank eine ECD von&gt; 2200 Zellen / mm 2. Neunundneunzig Prozent der vorgeschnittenen DSAEK Gewebe hatte ein Post-Processing ECD&gt; 2400 Zellen / mm 2, und 19% hatten eine ECD&gt; 3000 Zellen / mm 2. Die mittlere Veränderung in der Vor-bis Post-Processing ECD war mit 1,2% (p = 0,0003, gepaarter zweiseitiger t-Test) zu vernachlässigen.Komplikationen, die während des Eingriffs auftreten können, gehören der Verlust von Druck, asymmetrische Dissektion, und der wesentlichen Gewebe Einbuchtung (resultierend in Hornhautendothelzellzahlbestimmung Verlust). Unsachgemäße Dissektion kann auch im Gewebe Perforation führen. <img alt="1" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig1.jpg" /> 1. Gesamtsystem der Hornhautgewebe Vorbereitung Endothelial Keratoplasty 1a bis 1e sind Querschnittsansichten Darstellungen der Spender-Hornhaut Herstellung. Figuren 1f bis 1i sind Querschnittsansichten Darstellungen des Transplantat-Empfängers der Hornhaut während DSAEK Chirurgie. <ol class="lalpha"><li> Die Spender-Hornhaut wird auf einer künstlichen Vorderkammer montiert und seziert mit dem Mikrokeratom Kopf. </li><li> Nach Gewebedissektion, sind die beiden Lamellen getrennt, aber die vordere Lamelle (GAP) wird wieder auf die Hornhaut blieb Bett für den Transport zum Arzt positioniert. </li><li> ImOP, verwendet der Chirurg einen Trepan, um die zentrale Hornhaut senkrecht durchschneiden beide vorderen und hinteren Lamelle. </li><li> Nach dem Trepan Schnitt wird die periphere Spenderhornhaut vom Spielfeld entfernt. </li><li> Die hintere Lamelle vorsichtig aus dem vorderen Lamelle mit einem Spatel entfernt. Der Spender hinteren Lamelle (DSAEK Gewebe) ersetzt den erkrankten Abschnitt des Empfängers Hornhaut (1i). </li><li> Der Patient hat einen kranken posterioren Hornhaut entfernt werden soll. </li><li> Die erkrankten hinteren Hornhaut wird mit einer intraokularen Instrument (Reverse Sinsky Haken) in einem großen Kreis mit einem Durchmesser erzielt. </li><li> Nach der Wertung des erkrankten Hornhaut, wird die Cornea-Membran entfernt. </li><li> Der Spender hinteren Lamelle (DSAEK Gewebe) wird für den Empfänger ein Auge platziert. </li></ol><img alt="2" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig2.jpg" /> Abbildung 2. Hornhautgewebe in Media. Hornhautgewebe ist in Konservierungsmedien nach harvesting vom Spender. <img alt="Abbildung 3" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig3.jpg" /> Abbildung 3. Hornhautgewebe auf künstliche Vorderkammer. <ol class="lalpha"><li> Hornhautgewebe wird auf die künstliche Vorderkammer vor Basis Sicherungsring oder Gewebedissektion montiert. </li><li> Hornhautgewebe wird auf künstliche Vorderkammer mit Sockel Klemmring über das Gewebe versiegelt montiert. </li></ol><img alt="Abbildung 4" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig4.jpg" /> Abbildung 4. Hornhautgewebe Dicke Prüfen. Die Hornhautdicke mittels Ultraschall überprüft wird Pachymetrie Sonde auf der Oberfläche der Hornhaut. <img alt="Abbildung 5" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig5.jpg" /> Abbildung 5. Hornhautgewebe Dissection. <ol class="lalpha"><li> Mikrokeratom Klinge ist an der Basis mit Montage-und post-Position um fünf Uhr gestellt. </li><li> Mikrokeratomwird durch Hornhaut geleitet, um das lamellare Dissektion zu machen. </li></ol><img alt="6" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig6.jpg" /> Abbildung 6. Anterior Cap, der Hornhaut nach der Sektion. Der vordere Hornhaut Kappe ist nach dem Mikrokeratom Sezieren frei ist abgeschlossen. <img alt="7" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig7.jpg" /> Abbildung 7. Seziert Hornhaut in Sichtkammer. Nach Präparation abgeschlossen ist, wird die Hornhaut an den Sichtkammer für den Transport wird zurückgegeben. <img alt="8" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig8.jpg" /> 8. Hornhaut in Verpackungen für den Transport. Die Hornhaut in der Anzeigen-Kammer wird dann sicher für den Transport zum Arzt verpackt. <img alt="Abbildung 9" src="/files/ftp_upload/3847/3847fig9.jpg" /> Abbildung 9. Oktober Aussehen der Cornea. Der Oktober von derendgültige seziert Hornhaut (im Querschnitt) zeigt, dass die Hornhaut in zwei Hälften geteilt wird. Die Schnittstelle ist stärker reflektiert als das umgebende Gewebe, wie durch den Pfeil angedeutet.

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Drs. Woodward und Shtein haben nichts zu offenbaren. Herr Mavin und Herrn Titus sind Angestellte der Midwest Hornhautbanken.

Die innerste Schicht der Hornhaut, das Endothel, hält die optische Klarheit der Cornea durch Aufrechterhalten Hornhaut Dehydratisierung. Zahlreiche Erkrankungen gezielt Einfluss auf die Gesundheit und Lebensfähigkeit des Hornhautendothels einschließlich Dystrophien, Infektionen, entzündliche Prozesse und Degenerationen. Bis vor kurzem erforderlich Hornhauttransplantation um erkranktes Hornhautendothels ersetzen gesamten Dicke der Hornhaut-Transplantation. Im vergangenen Jahrzehnt hat gezielte Austausch der hinteren Hornhaut durch partielle Dicke Hornhaut-Transplantation, wie DSAEK Chirurgie, in der Lage, das gleiche Ziel mit einer kürzeren Erholungszeit zu erreichen. Unabhängig von Technik muss transplantierter Gewebe halten eine gesunde Endothel, um optische Klarheit in der transplantierten Hornhaut zu halten, was dazu führt, haben alle Gewebe Verarbeitungstechniken zusätzliche Schritte, um das Hornhautendothel schützen. Automatisierte Mikrokeratom dissection ist derzeit thE-Standard für Hornhautgewebe Vorbereitung auf endothelialen Keratoplastik. Die Nutzung der Mikrokeratom wurde gezeigt, dass Spendergewebe Perforation zu verringern und zu beschleunigen visuelle Erholung als in den manuellen Dissektion 5 verglichen. Wenn DSAEK ursprünglich eingeführt wurde, kaufte einige Chirurgen Mikrokeratom Geräte und Spender durchgeführt lamellare Dissektion im OP-Saal zu Beginn der Operation. Wenn Gewebe Vorbereitung gescheitert, wäre die Operation müssen storniert werden verursacht Unannehmlichkeiten und Kosten für den Patienten und den Chirurgen werden. Im Jahr 2006 begann die Durchführung Auge Banken Mikrokeratom dissection &quot;off site&quot; unter kontrollierten Bedingungen im Auge Bank Labor einen Tag vor der Operation 12. Wenn Gewebe Vorbereitung nicht in dieser Einstellung gibt es Zeit, eine weitere Dissektion mit frischem Gewebe durchzuführen. Mikrokeratom Dissektion der Spender posteriore lamellare Hornhautgewebe erfordert schonende und präzise Technik, um Komplikationen zu minimieren. Die Hornhaut muss gelegt werden GenTLy auf der künstlichen Vorderkammer (AAC), um Schäden an den empfindlichen Endothelzellen zu vermeiden. Sobald die Hornhaut angebracht und ausgerichtet auf die AAC, muss der Verriegelungsring angeordnet und angepasst für eine Abdichtung zu hohen Druck in der Kammer aufrecht zu erhalten und wird die Wahrscheinlichkeit von Gewebe Zusammenbruch während der Dissektion Mikrokeratom. Um eine einheitliche Dissektion gewährleisten, sollte das Mikrokeratom Kopf gedreht in einem ständigen, glatte Art und Weise zu sein. Nach Dissektion, muss das Gewebe wieder vorsichtig gehandhabt werden, um Endothelzellen Schaden zu minimieren. Ferner ist es wichtig, zu bestätigen, dass die lamellare Schnitt zentriert und abgeschlossen ist, um sicherzustellen, dass die hintere Lamelle geeignet sein zur Verwendung in der Chirurgie 13. Hornhaut-Spender Perforation ist eine gefürchtete Komplikation dieses Verfahrens, es wird weniger häufig mit Erfahrung. Wenn wiederholte Perforationen während Mikrokeratom Pässe auftreten, ist es wichtig, mehrere Schritte des Verfahrens zu überprüfen. Der Maisea muss ordnungsgemäß montiert und ausgerichtet auf die AAC. Die Dichtheit und hohem Druck sollte vor Mikrokeratom Durchlauf erhalten werden und während des gesamten Verfahrens. Gelegentlich existiert Rest Bindehaut auf der Sklera Felge und muss weg vor der Montage zerlegt werden. Das Mikrokeratom Klinge sollte scharf sein und ohne Kerben. Die richtige Dicke Mikrokeratom Kopf sollte basierend auf der geschätzten Hornhautdicke ausgewählt werden. Das Mikrokeratom Kopf muss einwandfrei schwingen vor dem Anstich. Mit weiteren Probleme mit dieser Technik finden Sie in der Mikrokeratom-Provider, um sicherzustellen, dass alle Geräte ordnungsgemäß funktioniert. Selbst wenn durchgeführt perfekt, es gibt jedoch einige Einschränkungen zu dieser Technik. Mikrokeratom Köpfe sind von Hornhautgewebe bei verschiedenen Dicken geschnitten, jedoch ist das Verhältnis der Mikrokeratom Kopf bis zur endgültigen Gewebedicke ungenau mit dem gleichen Kopf Bereitstellen einer Vielzahl von endgültigen Gewebedicke7. Darüber hinaus, wird ein erheblicher Lernaufwand existiert und Komplikationen in der Vorbereitung häufiger für neue Benutzer. Die Durchführung der lamellaren Dissektion im Auge Bank-Einstellung können geschulte Techniker, die dieses Verfahren durchführen viele Male pro Tag, um ihre Technik zu optimieren und minimiert dadurch Komplikationen aufgrund von Unerfahrenheit. Modifikationen der Technik für Mikrokeratom-assisted Hornhaut-Dissektion für endothelialen Keratoplastik existieren. Einige ziehen es vor viskoelastischen Materials oder Hornhaut-Speichermedien statt ausgewogener Salzlösung unter der Hornhaut-Taste auf der künstlichen Vorderkammer mit der Absicht, die erhöhten Schutz der Hornhautendothels verwenden. Es gibt auch Variationen in dem Verfahren zum Bestimmen des Ortes, in dem das Mikrokeratom Einschnitt eingeleitet werden sollte. Verschiedene Banken und andere Auge Hornhaut-Chirurgie kann bestimmte Vorlieben, wie die Hornhaut wird zur Identifizierung der markierten habendie Hornhautvorderfläche Kappe oder posteriore lamellare Orientierung. Es wird darauf hingewiesen, dass die Hersteller ähnliche Geräte zu machen, dass in diesem Protokoll verwendet werden. Die besonderen Anweisungen des Herstellers sollten je nachdem mit Ausrüstung verwendet wird folgen. Zuverlässig Auge Bank Vorbereitung seziert Hornhautgewebe für DSAEK Chirurgie, hat sich für die breite Akzeptanz dieser relativ neuen Operationstechnik. Einmal wurde Chirurgen zuversichtlich in Auge Banken Durchführung der &quot;erste Schritt&quot; in Hornhauttransplantation - nämlich Gewebe Vorbereitung, viele praktische Einschränkungen DSAEK wurden gelindert. Eye Banken waren in der Lage zuverlässig zu halten mit der Nachfrage nach veredelten Gewebe mit sicheren, wirksamen und rechtzeitige Bereitstellung von Spendergewebe. Hochwertige DSAEK Gewebe können nun im Voraus und OP Zeit und Gewebe Vorbereitung Komplikationen verringert haben 9, 14-15 bestellt werden. Dieses Protokoll beschreibt die Preparatiauf der DSAEK Transplantate aus der Perspektive des Auges Bank Verarbeitung von Hornhaut Spendergewebe, allerdings ist diese Technik direkt für Chirurgen bei der Vorbereitung ihrer eigenen lamellare Hornhaut Spendergewebe sowie interessierte die Interessenten bei der Durchführung von Labor-oder klinischen Studien auf lamellare Hornhaut Transplantation. Zukünftige Richtungen für Hornhaut-Lamellen-Vorbereitung gehören der Einsatz des Femtosekunden-Lasers für Tissue-Verarbeitung, Schaffung von &quot;ultradünnen&quot; DSAEK Hornhautgewebe, oder die Zubereitung von Hornhaut-Endothel Schriftrollen für Descemet-Membran Endothel Keratoplastik (DMEK) Chirurgie. Endothelial Keratoplastik ist eine OP-Feld in der Evolution und die symbiotische Beziehung zwischen dem Auge und der Hornhaut Bank Chirurg wird sich weiter verändern, wie chirurgische Techniken optimiert sind.

<table border="1"><tbody><tr><td> Bezeichnung des Geräts </td><td> Firma </td><td> Katalog-Nummer </td></tr><tr><td> Mikrokeratom </td><td> Moria </td><td> 1021174 </td></tr><tr><td> Künstliche Vorderkammer Basis </td><td> Moria </td><td> 19161-562 </td></tr><tr><td> Künstliche Vorderkammer Kappe </td><td> Moria </td><td> 19172-220 </td></tr><tr><td> Mikrokeratom Kopf 300 </td><td> Moria </td><td> O304 </td></tr><tr><td> Mikrokeratom Leiter 350 </td><td> Moria </td><td> N791 </td></tr><tr><td> Konsole </td><td> Moria </td><td> 19360-3482 </td></tr></tbody></table>

corneal donor tissue preparation for endothelial keratoplasty

In den vergangenen zehn Jahren haben die Hornhauttransplantation chirurgischen Techniken revolutionäre Veränderungen durchgemacht 1,2. Seit ihrer Gründung hat die traditionelle volle Dicke Hornhaut-Transplantation war die Behandlung in den Augen, die von Hornhauterkrankung beschränkt wiederherzustellen. Einige Nachteile dieser Vorgehensweise sind die ein hohes Maß an postoperativen Astigmatismus, fehlende vorhersehbare refraktive Ergebnis, und eine Störung auf der Augenoberfläche. Die Entwicklung der Stripping Endothelial Descemet-Keratoplastik (DSEK), die Transplantation nur die hintere Hornhautstroma, Descemet-Membran und Endothel, hat sich dramatisch Behandlung von Hornhaut-Endothel Krankheit verändert. DSEK wird durch einen kleineren Einschnitt durchgeführt; diese Technik vermeidet &quot;Open Sky&quot; Chirurgie mit seinem Risiko von Blutungen oder Vertreibung, verringert die Inzidenz des postoperativen Wunddehiszenz, reduziert refraktive Ergebnisse unvorhersehbar und kann die Rate der Transplantat-Abstoßung 06.03 verringern. ove_content &quot;&gt; Zunächst wurde Hornhaut Spender posteriore lamellare Dissektion für DSEK manuell durchgeführt 1, die sich in variablen Transplantat Dicke und Schäden an der empfindlichen Hornhaut-Endothel Gewebe während der Gewebe-Verarbeitung. Automatisierte lamellare Dissektion (Descemet-Stripping automatisierte endothelialen Keratoplastik, DSAEK) wurde entwickelt, um diesen zu begegnen Fragen. Automatisierte Dissektion nutzt die gleiche Technologie wie LASIK Hornhaut-Flaps Schöpfung mit einem mechanischen Mikrokeratom Klinge, die gleichmäßige und dünne Gewebe-Transplantaten für DSAEK Chirurgie mit minimalem Hornhautendothelzellzahlbestimmung Verlust im Gewebe Verarbeitung erstellen können. Eye Banken bieten bereits volle Dicke Hornhäute für chirurgische Transplantation für viele Jahre. Im Jahr 2006 begann Auge Banken zu Methoden für die Versorgung vorgeschnittenen Hornhautgewebe für endothelialen Keratoplastik zu entwickeln. Mit dem Eingang des Hornhaut-Chirurgie, Augen-Banken haben gründliche Protokolle entwickelt, um sicher und effektiv vorbereiten posteriore lamellare Gewebe foder DSAEK Chirurgie. Dies kann präoperativ am Auge Bank durchgeführt werden. Die Forschung zeigt sich kein signifikanter Unterschied in Bezug auf die Qualität der Gewebe 7 oder Behandlungsergebnisse mit 8,9 Auge Bank vorgeschnittene Gewebe im Vergleich zu Chirurgen präparierten Gewebe für DSAEK Chirurgie. Für die meisten Chirurgen Hornhaut, speichert die Verfügbarkeit von vorgeschnittenen DSAEK Hornhautgewebe Zeit und Geld 10 und reduziert die Belastung des Durchführens der Donor Hornhaut Präparation im Operationssaal. Zum Teil wegen der Fähigkeit des Auges, die Banken zur Bereitstellung eines hochwertigen hinteren Lamellen der Hornhaut in einer fristgerechten Weise, hat sich zum Standard DSAEK der Pflege für chirurgische Behandlung von Hornhaut-Endothel Krankheit. Das Verfahren, das wir beschreiben, ist die Vorbereitung der hinteren lamellare Hornhaut am Auge Bank für die Transplantation in DSAEK Chirurgie (Abbildung 1).

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Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Endothelial Hornhauttransplantation ist eine chirurgische Technik zur Behandlung von Krankheiten Hornhautrückfläche. Mechanischen Mikrokeratom Dissektion von Gewebe führt zu dünneren, symmetrische Transplantate vorzubereiten mit weniger Endothelzellverlust und verbesserten Ergebnissen. Dissektionen können am Auge durchgeführt Bank vor der Hornhaut-Transplantation Chirurgie werden.

Corneal Spendergewebe Vorbereitung für Endothelial Keratoplasty

Over the past ten years, corneal transplantation surgical techniques have undergone revolutionary changes1,2. Since its inception, traditional full ...

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Medicine

27.4K Aufrufe.  University of Michigan. Endothelial Hornhauttransplantation ist eine chirurgische Technik zur Behandlung von Krankheiten Hornhautrückfläche. Mechanischen Mikrokeratom Dissektion von Gewebe führt zu dünneren, symmetrische Transplantate vorzubereiten mit weniger Endothelzellverlust und verbesserten Ergebnissen. Dissektionen können am Auge durchgeführt Bank vor der Hornhaut-Transplantation Chirurgie werden.

Serie: Corneal Donor Tissue Preparation for Endothelial Keratoplasty

Single Port Donor Nephrectomy

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology. Since that time, the use of single port surgery for nephrectomy has expanded to include donor nephrectomy. Over the next two years the technique was adopted for many others types of nephrectomies to include donor nephrectomy. We present our technique for single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in over 100 patients and add this experience to our experience of over 1000 laparoscopic nephrectomies. With the proper equipment and technique, single port donor nephrectomy can be performed safely and effectively in the majority of live donors. We have found that our operative times and most importantly our transplant outcomes have not changed significantly with the adoption of the single port donor nephrectomy. We believe that single port donor nephrectomy represents a step forward in the care of living donors.

Single port laparoscopic surgery is changing the standard of care in surgical care like nothing since the laparoscopic technique was introduced 20 years ago. We present out technique of single port donor nephrectomy using the Gelpoint device. We have successfully performed this surgery in 100 patients.

Single Port Donor Nephrektomie

In 2007, Rane presented the first single port nephrectomy for a small non-functioning kidney at the World Congress of Endourology.  Since that time, the ...

Forschung

Medizin

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet's Membrane Endothelial Keratoplasty

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, along with its basement membrane (Descemet&#39;s membrane) is introduced onto the recipient&#39;s posterior stroma3. Unlike Descemet&#8217;s Stripping Automated Endothelial Keratoplasty (DSAEK), where additional donor stroma is introduced, no unnatural stroma-to-stroma interface is created. As a result, the natural anatomy of the cornea is preserved as much as possible allowing for improved recovery time and visual acuity4. Endothelial Keratoplasty (EK) is the procedure of choice for treatment of endothelial dysfunction. The advantages of EK include rapid recovery of vision, preservation of ocular integrity and minimal refractive change due to use of a small, peripheral incision1. DSAEK utilizes donor tissue prepared with partial thickness stroma and endothelium. The rapid success and utilization of this procedure can be attributed to availability of eye-bank prepared precut tissue. The benefits of eye-bank preparation of donor tissue include elimination of need for specialized equipment in the operating room and availability of back up donor tissue in case of tissue perforation during preparation. In addition, high volume preparation of donor tissue by eye-bank technicians may provide improved quality of donor tissue. DSAEK may have limited best corrected visual acuity due to creation of a stromal interface between the donor and recipient cornea. Elimination of this interface with transplantation of only donor Descemet&#39;s membrane and endothelium in DMEK may improve visual outcomes and reduce complications after EK5. Similar to DSAEK, long term success and acceptance of DMEK is dependent on ease of availability of precut, eye-bank prepared donor tissue. Here we present a stepwise approach to donor tissue preparation which may reduce some barriers eye-banks face in providing DMEK grafts.

Corneal Donor Tissue Preparation for Descemet&#039;s Membrane Endothelial Keratoplasty

Endothelial keratoplasty is a surgical technique continuously evolving as advancements result in transplantation of thinner grafts with each succession1. Here we present a technique for controlled manual tissue dissection to allow safe and repeatable separation of endothelium and Descemet&#39;s membranes from donor corneoscleral buttons for transplantation2.

Hornhautspendergewebe Vorbereitung für Descemetschen Membrane Endothelial Keratoplastik

Descemet&#8217;s Membrane Endothelial Keratoplasty (DMEK) is a form of corneal transplantation in which only a single cell layer, the corneal endothelium, ...

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene and cell therapies are highly promising alternative approaches for CVD treatment. However, the broad clinical application of gene therapy is greatly limited by the lack of suitable gene delivery systems. The development of appropriate gene delivery vectors can provide a solution to current challenges in cell therapy. In particular, existing drawbacks, such as limited efficiency and low cell retention in the injured organ, could be overcome by appropriate cell engineering (i.e., genetic) prior to transplantation. The presented protocol describes the efficient and safe transient modification of endothelial cells using a polyethyleneimine superparamagnetic magnetic nanoparticle (PEI/MNP)-based delivery vector. Also, the algorithm and methods for cell characterization are defined. The successful intracellular delivery of microRNA (miR) into human umbilical vein endothelial cells (HUVECs) has been achieved without affecting cell viability, functionality, or intercellular communication. Moreover, this approach was proven to cause a strong functional effect in introduced exogenous miR. Importantly, the application of this MNP-based vector ensures cell magnetization, with accompanying possibilities of magnetic targeting and non-invasive MRI tracing. This may provide a basis for magnetically guided, genetically engineered cell therapeutics that can be monitored non-invasively with MRI.

Preparation and In Vitro Characterization of Magnetized miR-modified Endothelial Cells

This manuscript describes the efficient, non-viral delivery of miR to endothelial cells by a PEI/MNP vector and their magnetization. Thus, in addition to genetic modification, this approach allows for magnetic cell guidance and MRI detectability. The technique can be used to improve the characteristics of therapeutic cell products.

Vorbereitung und<em&gt; In Vitro</em&gt; Charakterisierung von Magnetized miR-modifizierten Endothelzellen

To date, the available surgical and pharmacological treatments for cardiovascular diseases (CVD) are limited and often palliative. At the same time, gene ...

Ex Vivo Corneal Organ Culture Model for Wound Healing Studies

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two dimensional (2D) and three dimensional (3D) culture has generated a wealth of information not only about corneal biology but also about wound healing, myofibroblast biology, and scarring in general. The goal of the protocol is an assay system for quantifying myofibroblast development, which characterizes scarring. We demonstrate a corneal organ culture ex vivo model using pig eyes. In this anterior keratectomy wound, corneas still in the globe are wounded with a circular blade called a trephine. A plug of approximately 1/3 of the anterior cornea is removed including the epithelium, the basement membrane, and the anterior part of the stroma. After wounding, corneas are cut from the globe, mounted on a collagen/agar base, and cultured for two weeks in supplemented-serum free medium with stabilized vitamin C to augment cell proliferation and extracellular matrix secretion by resident fibroblasts. Activation of myofibroblasts in the anterior stroma is evident in the healed cornea. This model can be used to assay wound closure, the development of myofibroblasts and fibrotic markers, and for toxicology studies. In addition, the effects of small molecule inhibitors as well as lipid-mediated siRNA transfection for gene knockdown can be tested in this system.

A protocol for an ex vivo corneal organ culture model useful for wound healing studies is described. This model system can be used to assess the effects of agents to promote regenerative healing or drug toxicity in an organized 3D multicellular environment.

Ex Vivo Wundheilung Hornhaut Orgel Kulturmodells für Studien

The cornea has been used extensively as a model system to study wound healing. The ability to generate and utilize primary mammalian cells in two ...

A Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Model Using Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for experimental investigations as they are normally needed for transplantation. Endothelial cell cultures often do not translate well to in vivo situations. Due to the biostructural characteristics of non-human corneas, stromal swelling during cultivation induces substantial corneal endothelial cell loss, which makes it difficult to perform cultivation for an extended period of time. Deswelling agents such as dextran are used to counteract this response. However, they also cause significant endothelial cell loss. Therefore, an ex vivo organ culture model not requiring deswelling agents was established. Pig eyes from a local slaughterhouse were used to prepare split corneal buttons. After partial corneal trephination, the outer layers of the cornea (epithelium, bowman layer, parts of the stroma) were removed. This significantly reduces corneal endothelial cell loss induced by massive stromal swelling and Descemet&#39;s membrane folding throughout longer cultivation periods and improves general preservation of the endothelial cell layer. Subsequent complete corneal trephination was followed by the removal of the split corneal button from the remaining eye bulb and cultivation. Endothelial cell density was assessed at follow-up times of up to 15 days after preparation (i.e., days 1, 8, 15) using light microscopy. The preparation technique used allows a better preservation of the endothelial cell layer enabled by less stromal tissue swelling, which results in slow and linear decline rates in split corneal buttons comparable to human donor corneas. As this standardized organo-typically cultivated research model for the first time allows a stable cultivation for at least two weeks, it is a valuable alternative to human donor corneas for future investigations of various external factors with regards to their effects on the corneal endothelium.

Here, a step-by-step protocol for the preparation and cultivation of porcine split corneal buttons is presented. As this organo-typically cultivated organ culture model shows cell death rates within 15 days, comparable to human donor corneas, it represents the first model allowing long-term cultivation of non-human corneas without adding toxic dextran.

Ein Porcine Corneal Endothelial Organ Culture Modell mit Split Corneal Buttons

Experimental research on corneal endothelial cells is associated with several difficulties. Human donor corneas are scarce and rarely available for ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

Entwicklung eines nichtinvasiven, laserunterstützten Versuchsmodells des cornealen Endotheliaalzellverlustes

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...

An Epithelial Abrasion Model for Studying Corneal Wound Healing

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its transparency. However, due to its external position, the cornea is highly susceptible to a wide variety of injuries that can lead to the loss of corneal transparency and eventual blindness. Efficient corneal wound healing in response to these injuries is pivotal for maintaining corneal homeostasis and preservation of corneal transparency and refractive capabilities. In events of compromised corneal wound healing, the cornea becomes vulnerable to infections, ulcerations, and scarring. Given the fundamental importance of corneal wound healing to the preservation of corneal transparency and vision, a better understanding of the normal corneal wound healing process is a prerequisite to understanding impaired corneal wound healing associated with infection and disease. Toward this goal, murine models of corneal wounding have proven useful in furthering our understanding of the corneal wound healing mechanisms operating under normal physiological conditions. Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion in mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. In this model, a 2 mm diameter circular trephine, centered over the cornea, is used to demarcate the wound area. The golf club spud is used with care to debride the epithelium and create a circular wound without damaging the corneal epithelial basement membrane. The resulting inflammatory response proceeds as a well-characterized cascade of cellular and molecular events that are critical for efficient wound healing. This simple corneal wound healing model is highly reproducible and well-published and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of disease.

Here, a protocol for creating a central corneal epithelial abrasion wound in the mouse using a trephine and a blunt golf club spud is described. This corneal wound healing model is highly reproducible and is now being used to evaluate compromised corneal wound healing in the context of diseases.

Ein epitheliales Abriebmodell zur Untersuchung der Hornhautwundheilung

The cornea is critical for vision, accounting for about two-thirds of the refractive power of the eye. Crucial to the role of the cornea in vision is its ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

Ein porcines heterotopes Herztransplantationsprotokoll für die Abgabe von Therapeutika an ein kardiales Allotransplantat

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...

Preparation of Human Myocardial Tissue for Long-Term Cultivation

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, an ex vivo way to cultivate myocardial slices obtained from human heart samples was demonstrated, while approaching in vivo condition of myocardial contraction. These samples originate mostly from heart transplantations or left-ventricular assist device placements. Using a vibratome and a specially developed cultivation system, 300 &#181;m thick slices are placed between a fixed and a spring wire, allowing for stable and reproducible cultivation for several weeks. During cultivation, the slices are continuously stimulated according to individual settings. Contractions can be displayed and recorded in real-time, and pharmacological agents can be readily applied. User-defined stimulation protocols can be scheduled and performed to assess vital contraction parameters like post-pause-potentiation, stimulation threshold, force-frequency relation, and refractory period. Furthermore, the system enables a variable pre- and afterload setting for a more physiological cultivation.
Here, we present a step-by-step guide on how to generate a successful long-term cultivation of human left ventricular myocardial slices, using a commercial biomimetic cultivation solution.

We present a protocol for ex vivo cultivation of human ventricular myocardial tissue. It allows for detailed analysis of contraction force and kinetics, as well as the application of pre- and afterload to mimic the in vivo physiological environment more closely.

Aufbereitung von menschlichem Myokardgewebe für die Langzeitkultivierung

Cardiomyocyte cultivation has seen a vast number of developments, ranging from two-dimensional (2D) cell cultivation to iPSC derived organoids. In 2019, ...

In-vivo-Herztransplantation zur Untersuchung des Übergangs von Endothel zu Mesenchym

A Neonatal Heterotopic Rat Heart Transplantation Model for the Study of Endothelial-to-Mesenchymal Transition

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and precludes patients with congenital critical aortic stenosis and hypoplastic left heart syndrome (HLHS) from curative anatomical biventricular surgical repair. Surgical resection is currently the only available therapeutic option, but EFE often recurs, sometimes with an even more infiltrative growth pattern into the adjacent myocardium.
To better understand the underlying mechanisms of EFE and to explore therapeutic strategies, an animal model suitable for preclinical testing was developed. The animal model takes into consideration that EFE is a disease of the immature heart and is associated with flow disturbances, as supported by clinical observations. Thus, the heterotopic heart transplantation of neonatal rat donor hearts is the basis for this model.
A neonatal rat heart is transplanted into an adolescent rat&#39;s abdomen and connected to the recipient&#39;s infrarenal aorta and inferior vena cava. While perfusion of the coronary arteries preserves the viability of the donor heart, flow stagnation within the LV induces EFE growth in the very immature heart. The underlying mechanism of EFE formation is the transition of endocardial endothelial cells to mesenchymal cells (EndMT), which is a well-described mechanism of early embryonic development of the valves and septa but also the leading cause of fibrosis in heart failure. EFE formation can be macroscopically observed within days after transplantation. Transabdominal echocardiography is used to monitor the graft viability, contractility, and the patency of the anastomoses. Following euthanasia, the EFE tissue is harvested, and it shows the same histopathological characteristics as human EFE tissue from HLHS patients.
This in vivo model allows for studying the mechanisms of EFE development in the heart and testing treatment options to prevent this pathological tissue formation and provides the opportunity for a more generalized examination of EndMT-induced fibrosis.

Autor im Rampenlicht: Ein neonatales heterotopes Rattenherztransplantationsmodell für die Untersuchung des Übergangs von Endothel zu Mesenchym  

This work presents an animal model of endothelial-to-mesenchymal transition-induced fibrosis, as seen in congenital cardiac defects such as critical aortic stenosis or hypoplastic left heart syndrome, which allows for detailed histological tissue evaluation, the identification of regulatory signaling pathways, and the testing of treatment options.

Ein neonatales heterotopes Rattenherztransplantationsmodell zur Untersuchung des Übergangs von Endothel zu Mesenchym

Endocardial fibroelastosis (EFE), defined by subendocardial tissue accumulation, has major impacts on the development of the left ventricle (LV) and ...