Dr. Keating wird durch DOD Zuschuss CA100335 finanziert und ist ein St. Baldrick Foundation Scholar.

Alle beschriebenen Verfahren wurden überprüft und von unseren institutionellen Tierpflege und Verwendung Ausschuss genehmigt. 1. Planen Sie das Experiment <ol><li> Wählen Zellen injiziert werden. Zellen, die aus einer Vielzahl von Quellen, sind Kandidaten für die Injektion: adhärente Zellkulturlinien, genetisch veränderte Klone, Neuro Zellen, Primärkulturen oder disaggregierten Tumoren. Die Art der gewünschten Modell wird die am besten geeignete Injektionsstelle zu definieren. <ol><li> Bestimmen die Zellzahl zur Injektion. Die Anzahl der Zellen erforderlich ist, um Tumore zu bilden variiert mit Zelllinie und muß empirisch ermittelt werden; Tumorwachstumsrate hängt stark vom Zelltyp, Zellzahl und Zellkulturpassage Nummer. Zellzahlen im Bereich von 1 x 10 4 bis 2 × 10 5 oder mehr pro Injektion wurden Tumoren mit unterschiedlicher Wachstumsraten erzeugt. </li><li> Begrenzen Sie die Lautstärke für die Injektion. Die Zellen in dem kleinsten Volumen der serumfreien Medium oder Phosphat-gepufferter s ausgesetzt,Aline (PBS), die für glatte, leicht Durchgang durch eine 26 G-Nadel ermöglicht. Je kleiner das Volumen tatsächlich in das Gehirn eingebracht werden, desto präziser und definiert die resultierende Tumor; Optimale Ergebnisse können durch Einspritzen von Mengen von 3 bis 6 ul erhalten wurde. Zu planen, um eine endgültige Volumen von mindestens 50 ul der suspendierten Zellen herzustellen, unabhängig von der Anzahl der Injektionen vorgesehen, um eine genaue Messung, Mischen und Probenahme zu ermöglichen. </li></ol></li><li> Wählen Sie die entsprechende Mäuse für das Modell. Mausmodellen von menschlichen Tumoren nutzen typischerweise junge immungeschwächten Mäusen, die immunvermittelte Transplantatabstoßung zu vermeiden. Es ist nicht notwendig für die Arbeit in einem biologischen Sicherheitsschrank zu nehmen, wenn geeignete Vorkehrungen getroffen werden, einschließlich Dekontamination, Desinfektion, Sterilisation und von Materialien und Geräten. Die hier gezeigten Arbeiten wurden in Nacktmaus, männlich und weiblich zwischen 6 und 12 Wochen alt sind getan worden. Mäuse, die weniger als 20 g wiegen kann schwierig sein, auf so positionierentereotaxic Rahmen und kann anfälliger für Hypothermie. </li></ol> 2. Bauen Sie die Ausrüstung <ol><li> Zu erhalten und zu dekontaminieren eine Maus stereotaktischen Rahmen, Ausrichtung Konsole und Maus Gasnarkose Kopfhalter, Mikropumpe, Wärmekissen, Narkosegerät, LWL-Arbeitsleuchte, und variable Drehbohrer. Reinigung und Dekontamination alle Geräte. </li><li> Programmieren der Einspritzparameter (einschließlich Einspritzvolumen, Durchfluss, Geschwindigkeit Einheiten Spritzentyp) und anderen Variablen, die für den Betrieb der Spritzenpumpe. Optimieren Sie die Einstellungen für jedes einzelne Modell. HINWEIS: In dieser Injektionen die Einstellungen mit Hilfe eines 25 ul Spritze (Device Type &quot;E&quot;) in der nicht gruppierten (&quot;N&quot;)-Modus waren 3.000 nl Proben mit einer Rate von 400 nl / min (Rate Einheiten &quot;M&quot;). </li><li> Reinigen eines Präzisionsmikro mit 26 G-Nadel mit mehreren Spülungen von sterilen VE-Wasser (DIH 2 O) und 70% Ethanol (EtOH), tut ein Abschluss rinse mit DIH 2 O. Einige, aber nicht alle Modelle sind so konzipiert, autoklaviert werden. Stellen Sie sicher, dass die Kolbenbewegung ist glatt und frei. </li><li> Erhalten Anästhesiegeräten. Isofluran ist das bevorzugte Anästhetikum als es leicht ist, die Tiefe und die Dauer der Anästhesie zu regulieren. Sicherzustellen, dass die stereotaktische Gerät ist mit einer Maus Anästhesiegas Befestigung und daß die erforderlichen Leitungen und Anschlüsse vorhanden sind, um das Gasgemisch aus dem Anästhesiegerät zur Maus liefern ausgestattet. </li><li> Autoklaven chirurgische Instrumente, einschließlich feiner Spitze Schere, Pinzette zwei / hemostats (mit Zähnen) zum Nähen, mittelgroße Schere, mittleren und spitzen Pinzette, und mindestens zwei 1 mm Zahnbohrer. Halten Instrumente während des Verfahrens mit 70% EtOH, Desinfektionsmittel oder einem Wulst Sterilisator sauber. </li><li> Isofluran erhalten, analgetisch, Augensalbe / Schmiermittel, antibiotische Salbe, Kochsalzlösung, 30% Wasserstoffperoxid (H 2 O 2), antiseptische und Knochenwachs (falls gewünscht) von einemTier oder medizinische Versorgung. Bereiten Sie sterile DIH 2 O und 70% EtOH. Einweg wie Gaze-Pads, sterile Wundauflagen, Nähte, Ethanol Tupfer, Wattestäbchen Tupfer, sterile OP-Handschuhe, OP-Sägeblätter und mehr sind in der Materialliste aufgeführt. Eine feine Spitze Permanentmarker zur Markierung des Schädels soll dekontaminiert und für den chirurgischen Einsatz gewidmet sein. </li></ol> 3. Vorbereitung der Zellen für Injection <ol><li> Bei den hier gezeigten Experimente, wählen Sie eine immortalisierte humane GBM-Zelllinie. Bestimmen der Anzahl von Zellen (2 × 10 5) und dem Volumen der Suspension injiziert werden (3 ul) empirisch; Details können bei Zelltyp variieren. Verwenden ein Volumen von mindestens 50 ul, um eine genaue Messung, Mischung und Injektion zu erleichtern. </li><li> Trypsinieren Zellen und Resuspension in Medium oder PBS. Führen Sie die folgenden Schritte kurz vor der Zellinjektion: <ol><li> Entfernen Sie das Medium aus den Zellen durch Absaugen und Spülen mit 10 ml PBS pro 100 mm-Platte; PBS zu entfernen. </li><li> Anzeiged 1 ml Trypsin zu jedem 100 mm Platte und Inkubation bei RT gerade lang genug, um eine Einzelzellsuspension zu erhalten. </li><li> Stoppen Trypsin-Aktivität mit 5 ml Dulbecco modifiziertem Eagle Medium (DMEM) + 10% fetales Rinderserum (FBS) auf 100-mm-Platte. </li><li> Pellet-Zellen durch Zentrifugation bei 450 × g und Resuspendieren in ~ 5 ml serumfreiem DMEM (SF-DMEM) pro 100 mm Platte. </li><li> Graf lebensfähigen Zellen mit einem Hämazytometer oder einem automatisierten Zellzähler. </li><li> Einstellen der Lebendzelldichte von 2 x 10 5 Zellen / 3 ul (oder wie durch Experimente bestimmt), die durch Pelletieren der Zellen und Resuspendieren in SF-DMEM. </li></ol></li><li> Halten Zellen auf Eis oder einem kühlen Pack (nicht erlauben Zellen zu frieren) gekühlt. Vorsichtig mischen Finger Schnippen. </li></ol> 4. Bereiten Sie Anesthetize und Maus für Chirurgie <ol><li> Induzieren Anästhesie mit ~ 5% Isofluran (Sauerstoffströmungs ~ 2 l / min) oder durch Tierarzt gerichtet. Induktion sollte 2 bis 3 Minuten dauern. Pflegen Maus in einer angemessenen Tiefeder Narkose mit Isofluran ~ 3%. <ol><li> Überprüfen der Narkosetiefe durch toe Prise, Isofluran einstellen, wenn angegeben und weiter, um die Atmung und Zehen Prise Reaktion während des gesamten Verfahrens zu überwachen. Decken Maus mit Gaze-Pads für Wärme und regelmäßig überwachen Maus während des gesamten Verfahrens, die 45 Minuten bis 1 Stunde in Anspruch nehmen kann, abhängig von der Geschwindigkeit der Injektion. </li></ol></li><li> Bewegen Sie die Maus in stereotaktischen Rahmen von sorgfältig Schiebe den Gaumen bar über die Zunge und in den Mund. Haken Sie die Frontzähne in die Zahn Loch. Verwenden Sie Ohr Bars, um den Kopf zu stabilisieren, mit dem Ohr-zu-Augenoberfläche so horizontal wie möglich. Bars nicht mit Gewalt in den Gehörgang. Es ist entscheidend, um den Kopf sicher zu positionieren: Check von Seite zu Seite und nach oben und unten Bewegung sanft mit den Fingerspitzen. Mit den einstellbaren Bedienelementen der stereotaktischen Gerät zur Optimierung der Passform. </li><li> Schmieren Sie die Augen mit Augensalbe. Reinigen Sie die Haut zwischen den Ohren und Augen zweimal mit wechselnden Anwendungen einer PVP-Jode antiseptische und 70% EtOH. </li><li> Injizieren gewählt Analgetikum subkutan (SQ) in Flanke (oder wie vorgeschrieben). </li></ol> 5. Führen Injection <ol><li> Bestimmen Sie die Injektionsstelle. Die Injektionsstelle kann mit der Größe und Mäusestamm und dem Zelltyp variieren. Zellen zu nahe an den Ventrikel injiziert können cranio-Rücken Ausbreitung der Krankheit führen. Zellen zu flach eingespritzt wird, durch die Nadelbahn wachsen. HINWEIS: In der hier gezeigten Experimenten wurde das Target als der Vorderbereich der Hirnrinde definiert eine Stelle 2,5 mm lateral (rechts), 1,5 mm anterior und 3,5 mm ventral bezüglich des Bregma gewählt wurde (Figur 1), wodurch eine Mittelhirn-Tumors bei Mäusen von 20 bis 30 g. </li><li> Machen Sie einen kleinen Schnitt (~ 8 mm lang) mit steriler Technik durch die Haut des Kopfes, um das Bregma und der Injektionsstelle aus. Ein diagonaler Schnitt, von einem Punkt zwischen der Mittellinie Achse und das rechte Auge in Richtung des rechten Ohres ( <strong&gt; 2) ermöglicht den Zugang zu sowohl dem Bregma und der Injektionsstelle. </li><li> Ziehen Sie die Haut und eine sterile Wattestäbchen, um die Oberfläche des Schädels zu trocknen. Tupfen Sie den Knochen mit einem anderen Tupfer mit H 2 O 2 befeuchtet Bregma visualisieren. Das H 2 O 2 Sauerstoffblasen zu produzieren, so dass dünne Linien von weißen Schaum entlang der koronalen und sagittalen Nähten, die an Bregma schneiden. </li><li> Sperren eine leere Spritze mit Nadel auf der Mikropumpe und manövrieren die Spitze der Nadel direkt über dem Bregma; Satz Koordinaten auf der Ausrichtung Konsole, um 0,0 mm seitlich, 0,0 mm anterior / posterior und 0,0 mm ventral / dorsal. </li><li> Bewegen Sie die Nadel bis 2,5 mm lateral (rechts) und 1,5 mm vor in Bezug auf Bregma (oder gewünschten Ort) mit den Steuerknöpfen auf der stereotaktischen Gerät. Heben Sie die Spritze leicht und markieren Sie den genauen Standort auf dem Schädel mit einem speziellen Filzstift. Wenn die Außenfläche des Schädels ist nicht auf eine ebene Fläche mit Bregma (i.e. der dorsal / ventral Koordinaten nicht mehr auf Null steht), Zurücksetzen der ventrale / dorsale Lese bis 0,0, um zu gewährleisten, daß die Tiefe der Injektion nicht verschoben wird. </li><li> Bohren Sie ein kleines Loch in den Schädel mit einem Handdrehbohrer mit einem sterilen Dentalspitze an der entsprechenden Stelle mit dem Stift in Schritt 5.5 markiert ausgestattet. Halten Sie den Bohrer in einem Winkel auf den Schädel und sehr sanft berühren die Spitze bis auf die Knochen. Wiederholen Sie nach Bedarf. Bohren fast, aber nicht vollständig durch den Knochen, so dass die Nadel, um diese Schicht des Schädels tatsächlich zu durchdringen, führt der saubersten Injektion. </li><li> Entfernen Knochenstaub mit einem Wattestäbchen in PBS oder Kochsalzlösung befeuchtet. Bringen Sie die Spritze mit der Pumpe und senken Sie die Nadel gerade in den Bohrloch zu Ort zu bestätigen. Wenn das Bohrloch wird nicht mit der Nadel zentriert, verwenden Sie den Bohrer die Öffnung zu vergrößern. </li><li> Vorsichtig mischen die Zellsuspension und zeichnen Sie die Zellen in die Spritze mit der Pumpensteuerung. Vermeiden Sie Blasen und Klumpen, und wischen Sie die Nadel Witzh einem Alkoholtupfer, um kontaminierende Zellen auf der Außenfläche zu entfernen. Wenn die Spritze / Nadel ist verstopft oder gefroren, herausnehmen und schnell sauber mit sterilem Wasser und 70% EtOH. </li><li> Senken Sie die Nadel auf der Ebene der Schädeloberfläche (0,0 mm ventral / dorsal). Dann langsam (ca. 1 min) Absenken der Nadel durch die gesamte Dicke des Schädels durchbohren und durchdringen das Gehirn zu einer Tiefe von 4 mm ventrall. Ziehen Sie die Nadel langsam auf 3,5 mm ventralen. Wenn die Maus den Kopf sicher in der stereotaktischen Einheit gehalten, sollte es fast keine Bewegung des Schädels sein. </li><li> Bestätigen Sie, dass die richtigen Parameter sind in der Pumpensteuerung eingegeben werden (Abschnitt 2.2) und drücken Sie &quot;RUN / STOP&quot; (oder wie von Produkthandbuch gerichtet), um Zellen autoinject. Überwachen Sie die Maus und passen Isofluran, wenn angegeben. Spritze beobachten und sicherzustellen, dass der Kolben im Zylinder bewegt. Gefroren oder verstopft Bewegung kann in einer gebogenen / gebrochen Kolben führen. </li><li> Warte 1 bis 2 min mit der Nadel in der bregen, dann sehr langsam (über 3 bis 4 min) zurücktreten Nadel von Gewebe. Gesamtzeit, um die Nadel zu entfernen, nachdem die Injektion abgeschlossen ist, 5 min. Verwenden Sie ein Wattestäbchen, um die Gegend rund um den Bohrloch auslöschen; lassen die Ränder der Haut offen, damit der Knochen zu trocknen. </li><li> Entfernen Sie Spritze aus der Pumpe und 3x schnell gründlich mit sterilem H 2 O, 3x mit 70% EtOH und 3x mit sterilem H 2 O (oder, wie von Hersteller gerichtet). Wischen Nadel mit EtOH und beiseite stellen. </li><li> Steriler Knochenwachs (entspricht 1 oder 2 ul) mit dem Bohrloch und verwenden Sie die Holz Ende einer sterilen Wattestäbchen, um das Wachs auf und in die Knochen verstopfen. Wenn die Oberfläche ausreichend getrocknet, sollte dabei bleiben. </li><li> Verbreiten sterilen Tuch über die Maus und die umliegenden Arbeitsbereich und Naht der Schnitt; drei Maschen ausreichend. Alternativ kann eine chirurgische Klebstoff verwendet werden. Gelten eine topische Antibiotika. </li><li> Reduzieren Isofluran auf 0% und entfernen Sie die Maus aus der stereotaktischen Einheit, wobei careful, um die Zähne zu schützen. Überprüfen Ohren, Mund und Zunge. </li><li> Überwachen Sie die Maus eng nach der Einspritzung. Bewegen Sie die Maus auf einem Heizkissen für 5 bis 10 min; dann Transfer zum Käfig (auf Wärmekissen) und beobachten, bis der Maus wacht auf und wird ambulant. Lassen Sie die Maus unbeaufsichtigt, bis er das Bewusstsein wiedererlangt, um genug sternalen recumbence halten. Nicht Maus, um das Unternehmen von anderen Tieren zurück, bis vollständig erholt. Betrachten Sie die Verwendung von zusätzlichen analgetischen, wenn Anzeichen von Schmerzen bemerkt. </li></ol> 6. Beenden und Monitor-Recovery-&amp; Tumorentwicklung <ol><li> Reinigen Sie alle Instrumente und Geräte mit 70% EtOH, eine Perle Sterilisator oder Desinfektionsmittel zwischen Mäusen. </li><li> Überwachung der injizierten Mäuse zwei Tage nach der Behandlung auf Anzeichen von Schmerzen, Infektionen oder andere Komplikationen. Injizieren Analgetikum bei 24 und 48 h (oder wie angegeben) nach der Prozedur. Nahtmaterial zu entfernen, auf 7 bis 10 Tage, wenn nötig. </li><li> Bewerten Sie die Mäuse für die klinische Anzeichen der Krankheit, paralysis, verminderte Aktivität, Gewichtsverlust, Krampfanfälle oder allgemeine Krankheit. </li><li> Überwachen Sie die Tumor-Entwicklung durch die entsprechende Methode [Magnet-Resonanz-Tomographie (MRT), In-vivo-Imaging Systems (IVIS), etc.]. </li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Orthotopen Mausmodell des menschlichen Gehirns Krebs kann ein ausgezeichnetes Werkzeug für die Beurteilung der Wirksamkeit von klinischen Therapien sein, aber darauf zu achten, um die Platzierung der Zellen im Hirngewebe zu optimieren. Studien haben gezeigt, dass die übermäßige aliquoten Volumen, suboptimal Injektionstechnik und hastig Injektionsraten können zu Undichtigkeiten und dem Auftreten von Tumorzellen in unerwünschten Stellen (Kammern, Rückenmark, extradural Regionen, etc.) Und hohe Variation in...

In-vitro-Studien der Gehirntumorzellen sind von unschätzbarem Wert für Sezieren molekularen Mechanismen das Wachstum, Überleben, Migration und Invasion von Krebszellen; kultivierten Zellexperimenten können festlegen, Signalwege, schlage potenzielle therapeutische Ziele, und zu charakterisieren, zelluläre Reaktion auf medikamentöse Behandlung. Aber in vitro-Systeme sind viel zu einfach zu organismischen Reaktion auf Arzneimittel vorherzusagen; sie nicht über die physiologischen Reaktionen, Immunreaktionen, Zellmikroumgebung, und die allgemeine Heterogenität der lebenden Tier-Systemen. Gentechnisch veränderte Modelle können von unschätzbarem Wert, wenn verfügbar, aber molekulare Unterschiede zwischen den Arten und murine Zellen nicht Ereignisse in der menschlichen Prozesse zu rekapitulieren, was zu erheblichen Diskrepanzen beim Vergleich von Tiermodellen zu klinischen Beobachtungen 1. Maus-Xenograft-Modelle, die subkutan (SQ) Injektion von menschlichen Gehirntumorzelllinien unter der Haut der Flanke sind einfach durchzuführenund zu messen; sie können verwendet werden, um Auswirkungen von Gen-Modifikation and Drug Administration / Lieferung, Metabolismus und Toxizität anzugehen. Signifikante Nachteile begrenzen jedoch die Nützlichkeit des SQ-Modelle. Die Mikroumgebung nicht rekapitulieren ist die eines natürlich vorkommenden Hirntumor: Wechselwirkungen von verschiedenen Zelltypen und Geweben; die lokale Gefäßsystem und unzähligen anderen Faktoren einzigartig an das Gehirn kann nicht repliziert werden. Um genauer zu reproduzieren die einzigartige Milieu einer natürlich vorkommenden Gehirntumor und Testen der Wirkung von pharmazeutischen Eingriffe sollten eine Maus orthotopen Modell verwendet werden. Darüber hinaus kann orthotopen Techniken als Teil einer gentechnisch veränderten Ansatz, bei dem humane primäre Nicht-Krebszellen (differenzierte oder Vorläufer) verwendet werden genetisch verändert und in die jeweiligen Gelände einer Maus injiziert, mit oder ohne menschliche Stromazellen, was in der Tumorgenese beim Menschen ein ähnlich gesehen. Dieser Artikel beschreibt,eine Methode, um Gehirntumore exakt und reproduzierbar zu schaffen, in Mäusen. Mit dieser Technik kann der Benutzer genau einzuspritzen Ein kleines Aliquot von suspendierten Zellen in einer bestimmten Position des fronto-parietooccipitalis Schläfenregion des Maus-Hirnrinde. Maus Sterblichkeit ist extrem niedrig; in unseren Händen sind keine Mäuse von chirurgischen Komplikationen nach 185 Verfahren gestorben. Eigenschaften des resultierenden Tumors mit der typischen klinischen Tumoren verglichen werden; Zum Beispiel: Schnelligkeit des Wachstums, der Grad der Nekrose, das Ausmaß der Invasion, die Heterogenität der Zelltyp, die Anwesenheit von mitotischen Zellen, Marker der Proliferation und Apoptose etc. Zelllinien oder aufgeschlüsselte menschlichem Gewebe oder Tumorproben können dann bewertet werden basierend auf ihrer Fähigkeit zu simulieren tatsächlichen klinischen Präsentation. Arzneimittel, ausgewählt auf der Grundlage ihrer Leistung in Zellkultur kann im Rahmen eines funktionierenden Stoffwechsel, Kreislauf und Blut-Hirn-Schranke nicht getestet werden, da sie in einem Tier belastet wit existierenha Tumor, die alle in einem relevanten architektonischen Kontext. Ferner können die Zellen für die Injektion gewählten genetisch modifiziert werden, um den Einfluss von Niederschlägen, Deletionen untersuchen, Knock-ins, Mutationen usw. auf Tumorwachstum und Überleben. Eine Anzahl von Veröffentlichungen dokumentieren Tumoren Studien mit einer Vielzahl von Hirntechniken. Yamada et al. Haben eine detaillierte Studie über die Injektion von Farbstoff und der U87-Zellen und fanden, daß die Minimierung Volumen und die Einspritzgeschwindigkeit erzeugt die beste Tumor 2. . Brooks et al legene Reproduzierbarkeit und Effizienz mit einem mikroprozessorgesteuerten Injektor anstatt eine manuelle Methode, um virale Vektoren zu liefern; ihre Schlussfolgerungen in Bezug auf die optimale Einspritzparameter gelten für Zell Lieferung 3. Shankavaram et al., Dass Glioblastoma multiforme (GBM)-Zelllinien injiziert orthotopisch (mit einer manuellen Methode) in das Gehirn rekapituliert das Genexpressionsprofil des clinical Tumoren stärker als in vitro oder SQ Fremdtransplantaten, die den Einsatz von intrakraniellen Modelle für präklinische Studien 4. Giannini et al. Injizierten Zellen aus menschlichen chirurgischen Proben, die in den Flanken von Nacktmäusen durch serielle Passage in das Gehirn von Mäusen weitere erlitten hatte, und zeigte, dass dieser Ansatz erhalten Patienten Tumor-Gen Veränderungen im Modell 5. Ähnliche Ergebnisse wurden von Yi et al 6 angegeben. Mit Hilfe eines stereotaktischen Setup, sorgfältig definierten Injektionsstelle, und eine langsame und stetige Einspritzrate, erhalten sie reproduzierbare Hirntumoren mit konsequenten Wachstumsraten und hohe (100%) Transplantationsrate. Die Gültigkeit dieser Technik ist daher gut etabliert; eine Literaturrecherche zeigt, dass die Anwendungen dieser Technik sind umfangreiche. Carty et al. Verwendet intrakraniellen Injektionen virale Vektoren, die therapeutische Gene erfolgreich liefern in den frontalen Kortex von transgenic Modell der Alzheimer-Krankheit 7. Thaci et al. Die Verwendung intrakranielle Injektionen therapeutische onkolytische Adenovirus in einer neuralen Stammzellträger in Nacktmäuse injiziert bereits orthotopisch GBM Tumoren 8 trägt zu liefern. Offensichtlich sind intrakranielle Injektionen ein vielseitiges und effektives Werkzeug für die präklinische Forschung. Früheren Publikationen im Journal of Visualisierte Experimente beschreiben grundlegende Ansätze 9-11, aber wir nehmen das Konzept der intrakraniellen Tumorinjektion und orthotopen Modellierung zu einem höheren Maß an Präzision mit easy-to-Master-Technologie.

<table><tbody><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Equipment&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Small Animal Stereotaxic Instrument with Digital Display Console</td><td>Kopf</td><td>Model 940</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Gas Anesthesia Head Holder</td><td>Kopf</td><td>Model 923-B</td><td></td></tr><tr><td>Mouse Ear Bars</td><td>Kopf</td><td>Medel 922</td><td></td></tr><tr><td>Fiber Optic Illuminator</td><td>Fisher</td><td>12-562-36</td><td></td></tr><tr><td>UltraMicroPump III</td><td>WPI</td><td>UMP3</td><td></td></tr><tr><td>Micro4 microprocessor</td><td>WPI</td><td>UMC4</td><td></td></tr><tr><td>Variable speed hand-held rotary drill</td><td>Dremel</td><td>Model 300</td><td></td></tr><tr><td>Dental drill bit, 1.0 mm</td><td>Spoelting</td><td>514554</td><td></td></tr><tr><td>Adaptor for dental drill bit: 3/32 inch collet</td><td>Dremel</td><td>481</td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td></td><td></td><td>for mice</td></tr><tr><td>Isoflurane vaporizer system</td><td></td><td></td><td>for mice</td></tr><tr><td>Medical tubing and connectors</td><td></td><td></td><td>to connect isoflurane vaporizer with stereotaxic frame</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Instruments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Precision 25 &amp;mu;l microsyringe</td><td>Hamilton&amp;nbsp;</td><td>7636-01</td><td>Model 702, without needle</td></tr><tr><td>Microsyringe needles, 26s G</td><td>Hamilton&amp;nbsp;</td><td>7804-04</td><td>RN, 25 mm point style 2</td></tr><tr><td>Fine-tipped scissors (straight, sharp/sharp)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Medium-sized standard scissors</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard serrated forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Serrated hemostats (2)</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fine-tipped forceps</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td colspan="4">&lt;strong&gt;Supplies&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Sutures 5-0 vicryl P-3 13 mm (Ethicon)</td><td>MWI</td><td>J463G</td><td></td></tr><tr><td>Surgical blades #10, stainless (Feather)</td><td>Fisher</td><td>296#10</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane (Fluriso)&amp;nbsp;</td><td>VetOne&amp;nbsp;</td><td>NDC 13985-528-60</td><td>Item #502017. Liquid inhalation anesthetic. federal law restricts this drug to use by or on the order of a licensed veterinarian.</td></tr><tr><td>Carprofen (Rimadyl Injectable 50 mg/ml)</td><td>Pfizer</td><td>NDC 61106-8507-01</td><td>dilute in saline</td></tr><tr><td>Ophthalmic ointment (artificial tears)</td><td>Rugby</td><td>NDC 0536-6550-91</td><td></td></tr><tr><td>Topical antibiotic (AK-Poly-Bac )</td><td>Akorn</td><td>NDC 17478-238-35</td><td></td></tr><tr><td>Povidone-iodine topical antiseptic, 10% (Betadine)</td><td>Betadine</td><td>NDC 67618-150-04</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide, 30%</td><td>Fisher&amp;nbsp;</td><td>H325-100</td><td>for visualizing skull landmarks</td></tr><tr><td>Sterile saline</td><td>VetOne&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>NDC 13985-807-25</td><td>for diluting solutions, cleaning tissue</td></tr><tr><td>Bone wax</td><td>WPI</td><td>Item #501771</td><td></td></tr><tr><td>Sterile drapes</td><td>McKesson</td><td>25-517</td><td></td></tr><tr><td>Sterile surgical gloves</td><td>McKesson</td><td>(to fit)</td><td></td></tr><tr><td>Sterile gauze pads, 2 x 2</td><td>Fisherbrand&amp;nbsp;</td><td>22028556</td><td></td></tr><tr><td>Sterile gauze pads, 4 x 4</td><td>Fisherbrand&amp;nbsp;</td><td>22-415-469</td><td></td></tr><tr><td>Alcohol prep pads (medium)</td><td>PDI</td><td>B603</td><td></td></tr><tr><td>Sterile cotton-tipped applicators</td><td>Fisherbrand&amp;nbsp;</td><td>23-400-114</td><td></td></tr><tr><td>Sterile 0.5 ml screw cap tube with caps for cells</td><td>USA Scientific</td><td>1405-4700</td><td>for cells</td></tr><tr><td>Individually wrapped sterile dispo pipettes</td><td>Fisher</td><td>BD 357575</td><td>for needle cleaning solutions</td></tr><tr><td>BD insulin syringes with needles&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>329461</td><td>for analgesic</td></tr><tr><td>70% Ethanol</td><td></td><td></td><td>for cleaning</td></tr><tr><td>Sterile diH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td></td><td></td><td>for cleaning</td></tr><tr><td>Microfuge tubes for cleaning solutions</td><td></td><td></td><td>for needle cleaning solutions</td></tr><tr><td>Felt tip pen (dedicated)</td><td></td><td></td><td>for marking skull</td></tr></tbody></table>

creating anatomically accurate and reproducible intracranial xenografts of human brain tumors

Orthotope Tumormodelle sind derzeit die beste Weg, um die Eigenschaften eines Tumortyps zu studieren, mit und ohne Intervention im Kontext von einem lebenden Tier - vor allem an Standorten mit einzigartigen physiologischen und architektonische Qualitäten wie das Gehirn in vitro und Eileiter Modelle nicht. Konto für Funktionen wie Gefäßsystem, Blut-Hirn-Schranke, Stoffwechsel, Lieferung und Toxizität, und eine Vielzahl von anderen relevanten Faktoren. Orthotopen Modelle haben ihre Grenzen auch, aber mit der richtigen Technik Tumorzellen von Interesse genau in das Gewebe eingepflanzt werden, die am ehesten imitiert Bedingungen im menschlichen Gehirn. Durch Verwendung Methoden, die genau abgemessene Mengen zu liefern, genau definierten Stellen in einer konsistenten und Druck, Maus-Modellen der menschlichen Gehirntumoren mit vorhersagbaren Wachstumsraten reproduzierbar erzeugt werden und eignen sich für eine zuverlässige Analyse von verschiedenen Eingriffen. Das hier beschriebene Protokoll konzentriert sich auf die technische der Gestaltung und Herstellung für eine intrakraniale Injektion der Durchführung der Operation, und sicherzustellen, erfolgreiche und reproduzierbare Tumorwachstum und stellt Ausgangspunkte für eine Vielzahl von Bedingungen, die für eine Reihe von verschiedenen Gehirntumormodelle angepasst werden kann.

Zuverlässigen intrakraniellen Xenotransplantaten mit diesem beschriebenen Verfahren erzeugt werden. Identifizierung der kritischen Strukturen der Maus Schädel (Abbildung 1) wird für die Anerkennung der Bregma ermöglichen und führen die Ermittler auf eine präzise und reproduzierbare Injektion Lage. In diesen Studien wurde die Elternlinie U251, U251-Zellen mit Luciferase (U251-Luc) oder U87 transfizierten immortalisierten menschlichen GBM-Gewebekulturzellen wurden in 4 bis 6 ul SF-DMEM suspendiert u...

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Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Das Gehirn ist ein einzigartiger Ort mit Eigenschaften, die nicht gut durch in vitro-oder Eileiter Analysen dargestellt. Orthotopen Mausmodellen mit reproduzierbaren Lage und Wachstumseigenschaften zuverlässig mit intrakraniellen Injektionen mit einem stereotaktischen Fixierung Instrument und eine Niederdruckspritzenpumpe erzeugt werden.

Erstellen Anatomisch genaue und reproduzierbare intrakranielle Xenografts der Menschen Hirntumoren

Orthotopic tumor models are currently the best way to study the characteristics of a tumor type, with and without intervention, in the context of a live ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

15.5K Aufrufe.  University of Colorado School of Medicine.  Das Gehirn ist ein einzigartiger Ort mit Eigenschaften, die nicht gut durch in vitro-oder Eileiter Analysen dargestellt. Orthotopen Mausmodellen mit reproduzierbaren Lage und Wachstumseigenschaften zuverlässig mit intrakraniellen Injektionen mit einem stereotaktischen Fixierung Instrument und eine Niederdruckspritzenpumpe erzeugt werden. 

Serie: Creating Anatomically Accurate and Reproducible Intracranial Xenografts of Human Brain Tumors

Establishing Intracranial Brain Tumor Xenografts With Subsequent Analysis of Tumor Growth and Response to Therapy using Bioluminescence Imaging

Transplantation models using human brain tumor cells have served an essential function in neuro-oncology research for many years. In the past, the most commonly used procedure for human tumor xenograft establishment consisted of the collection of cells from culture flasks, followed by the subcutaneous injection of the collected cells in immunocompromised mice. Whereas this approach still sees frequent use in many laboratories, there has been a significant shift in emphasis over the past decade towards orthotopic xenograft establishment, which, in the instance of brain tumors, requires tumor cell injection into appropriate neuroanatomical structures. Because intracranial xenograft establishment eliminates the ability to monitor tumor growth through direct measurement, such as by use of calipers, the shift in emphasis towards orthotopic brain tumor xenograft models has necessitated the utilization of non-invasive imaging for assessing tumor burden in host animals. Of the currently available imaging methods, bioluminescence monitoring is generally considered to offer the best combination of sensitivity, expediency, and cost. Here, we will demonstrate procedures for orthotopic brain tumor establishment, and for monitoring tumor growth and response to treatment when testing experimental therapies.

Luciferase-modified human brain tumor xenografts can be established intracranially in athymic mice, with subsequent monitoring of tumor growth and response to therapy using bioluminescence imaging. In combination with survival analysis, bioluminescence monitoring is an essential research tool for pre-clinical testing of therapies being considered for treating brain tumors.

Gründung Intrakranielle Brain Tumor Xenografts mit anschließender Analyse des Tumorwachstums und Ansprechen auf die Therapie mit Biolumineszenz-Bildgebung

Transplantation models using human brain tumor cells have served an essential function in neuro-oncology research for many years. In the past, the most ...

Forschung

Neurowissenschaften

A Simple Guide Screw Method for Intracranial Xenograft Studies in Mice

The grafting of human tumor cells into the brain of immunosuppressed mice is an established method for the study of brain cancers including glioblastoma (glioma) and medulloblastoma. The widely used stereotactic approach only allows for the injection of a single animal at a time, is labor intensive and requires highly specialized equipment. The guide screw method, initially developed by Lal et al.,1 was developed to eliminate cumbersome stereotactic procedures. We now describe a modified guide screw approach that is rapid and exceptionally safe; both of which are critical ethical considerations. Notably, our procedure now incorporates an infusion pump that allows up to 10 animals to be simultaneously injected with tumor cells.
To demonstrate the utility of this procedure, we established human U87MG glioma cells as intracranial xenografts in mice, which were then treated with AMG102; a fully human antibody directed to HGF/scatter factor currently undergoing clinical evaluation2-5. Systemic injection of AMG102 significantly prolonged the survival of all mice with intracranial U87MG xenografts and resulted in a number of complete cures. 
This study demonstrates that the guide screw method is an inexpensive, highly reproducible approach for establishing intracranial xenografts. Furthermore, it provides a relevant physiological model for validating novel therapeutic strategies for the treatment of brain cancers.

In order to evaluate novel therapeutic paradigms for the treatment of glioma, physiological relevant models are essential. We utilize an implantable guide screw procedure for establishment of intracranial xenograft models that is more rapid and safer than stereotactic approaches.

Eine einfache Anleitung Screw Verfahren zur Intrakranielle Xenograft Studien an Mäusen

The grafting of human tumor cells into the brain of immunosuppressed mice is an established method for the study of brain cancers including glioblastoma ...

Medizin

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality treatment consisting of surgical resection, post-operative radiation therapy and temozolomide chemotherapy 1. New therapeutic approaches are clearly needed to improve patient survival and quality of life. The development of more effective treatment strategies would be aided by animal models of GBM that recapitulate human disease yet allow serial imaging to monitor tumor growth and treatment response. In this paper, we describe our technique for the precise stereotactic implantation of bio-imageable GBM cancer cells into the brains of nude mice resulting in tumor xenografts that recapitulate key clinical features of GBM 2. This method yields tumors that are reproducible and are located in precise anatomic locations while allowing in vivo bioluminescent imaging to serially monitor intracranial xenograft growth and response to treatments 3-5. This method is also well-tolerated by the animals with low perioperative morbidity and mortality.

Stereotactic Intracranial Implantation and In vivo Bioluminescent Imaging of Tumor Xenografts in a Mouse Model System of Glioblastoma Multiforme

We describe an integrated method for the precise, stereotactic implantation of human glioblastoma multiforme cells into the brains of nude mice and subsequent serial in vivo imaging to monitor growth and response to treatment of the resultant xenografts.

Stereotaktische Intrakranielle Implantation und<em&gt; In vivo</em&gt; Bioluminescent Imaging der Tumorxenotransplantaten in einem Maus-Modell-System des Glioblastoma multiforme

Glioblastoma multiforme (GBM) is a high-grade primary brain cancer with a median survival of only 14.6 months in humans despite standard tri-modality ...

Modeling Brain Metastases Through Intracranial Injection and Magnetic Resonance Imaging

Metastatic spread of cancer is an unfortunate consequence of disease progression, aggressive cancer subtypes, and/or late diagnosis. Brain metastases are particularly devastating, difficult to treat, and confer a poor prognosis. While the precise incidence of brain metastases in the United States remains hard to estimate, it is likely to increase as extracranial therapies continue to become more efficacious in treating cancer. Thus, it is necessary to identify and develop novel therapeutic approaches to treat metastasis at this site. To this end, intracranial injection of cancer cells has become a well-established method in which to model brain metastasis. Previously, the inability to directly measure tumor growth has been a technical hindrance to this model; however, increasing availability and quality of small animal imaging modalities, such as magnetic resonance imaging (MRI), are vastly improving the ability to monitor tumor growth over time and infer changes within the brain during the experimental period. Herein, intracranial injection of murine mammary tumor cells into immunocompetent mice followed by MRI is demonstrated. The presented injection approach utilizes isoflurane anesthesia and a stereotactic setup with a digitally controlled, automated drill and needle injection to enhance precision, and reduce technical error. MRI is measured over time using a 9.4 Tesla instrument in The Ohio State University James Comprehensive Cancer Center Small Animal Imaging Shared Resource. Tumor volume measurements are demonstrated at each time point through use of ImageJ. Overall, this intracranial injection approach allows for precise injection, day-to-day monitoring, and accurate tumor volume measurements, which combined greatly enhance the utility of this model system to test novel hypotheses on the drivers of brain metastases.

Intracranial brain metastasis modeling is complicated by an inability to monitor tumor size and response to treatment with precise and timely methods. The presented methodology couples intracranial tumor injection with magnetic resonance imaging analysis, which when combined, cultivates precise and consistent injections, enhanced animal monitoring, and accurate tumor volume measurements.

Modellierung von Hirnmetastasen durch intrakranielle Injektion und Magnetresonanztomographie

Metastatic spread of cancer is an unfortunate consequence of disease progression, aggressive cancer subtypes, and/or late diagnosis. Brain metastases are ...

Krebsforschung

Primary Orthotopic Glioma Xenografts Recapitulate Infiltrative Growth and Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary orthotopic xenografts recapitulate the histopathological and molecular features of malignant glioma subtypes in preclinical animal models. To model WHO grades III and IV malignant gliomas in transplantation assays, human tumor cells are xenografted into an orthotopic site, the brain, of immunocompromised mice. In contrast to secondary xenografts that utilize cultured tumor cells, human glioma cells are dissociated from resected specimens and transplanted without prior passage in tissue culture to generate primary xenografts. The procedure in this report details tumor sample preparation, intracranial transplantation into immunocompromised mice, monitoring for tumor engraftment and tumor harvesting for subsequent passage into recipient animals or analysis. Tumor cell preparation requires 2 hr and surgical procedure requires 20 min/animal.

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary orthotopic xenografts recapitulate the histopathological and molecular features of malignant glioma subtypes in preclinical animal models.

Primäre orthotopische Glioma Xenografts rekapitulieren infiltratives Wachstum und Isocitrate Dehydrogenase I Mutation

Malignant gliomas constitute a heterogeneous group of highly infiltrative glial neoplasms with distinct clinical and molecular features. Primary ...

An Orthotopic Glioblastoma Mouse Model Maintaining Brain Parenchymal Physical Constraints and Suitable for Intravital Two-photon Microscopy

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology rely on the injection of a suspension of glioma cells into the brain parenchyma following incision of the dura-mater. Whereas the cells have to be injected superficially to be accessible to intravital two-photon microscopy, superficial injections fail to recapitulate the physiopathological conditions. Indeed, escaping through the injection tract most tumor cells reach the extra-dural space where they expand abnormally fast in absence of mechanical constraints from the parenchyma.
Our improvements consist not only in focally implanting a glioma spheroid rather than injecting a suspension of glioma cells in the superficial layers of the cerebral cortex but also in clogging the injection site by a cross-linked dextran gel hemi-bead that is glued to the surrounding parenchyma and sealed to dura-mater with cyanoacrylate. Altogether these measures enforce the physiological expansion and infiltration of the tumor cells inside the brain parenchyma. Craniotomy was finally closed with a glass window cemented to the skull to allow chronic imaging over weeks in absence of scar tissue development.
Taking advantage of fluorescent transgenic animals grafted with fluorescent tumor cells we have shown that the dynamics of interactions occurring between glioma cells, neurons (e.g. Thy1-CFP mice) and vasculature (highlighted by an intravenous injection of a fluorescent dye) can be visualized by intravital two-photon microscopy during the progression of the disease.
The possibility to image a tumor at microscopic resolution in a minimally compromised cerebral environment represents an improvement of current GBM animal models which should benefit the field of neuro-oncology and drug testing.

We have established a cortical orthotopic glioblastoma model in mice for intravital two-photon microscopy that recapitulates the biophysical constraints normally at play during the growth of the tumor. A chronic glass window replacing the skull above the tumor enables the follow-up of the tumor progression over time by two-photon microscopy.

Ein Orthotopische Glioblastoma Maus-Modell Pflege Gehirn Parenchymale Körperliche Einschränkungen und geeignet für Zwei-Photonen-Intravitalmikroskopie

Glioblastoma multiforme (GBM) is the most aggressive form of brain tumors with no curative treatments available to date.
Murine models of this pathology ...

Translational Orthotopic Models of Glioblastoma Multiforme

Genetically engineered mouse (GEM) models for human glioblastoma multiforme (GBM) are critical to understanding the development and progression of brain tumors. Unlike xenograft tumors, in GEMs, tumors arise in the native microenvironment in an immunocompetent mouse. However, the use of GBM GEMs in preclinical treatment studies is challenging due to long tumor latencies, heterogeneity in neoplasm frequency, and the timing of advanced grade tumor development. Mice induced via intracranial orthotopic injection are more tractable for preclinical studies, and retain features of the GEM tumors. We generated an orthotopic brain tumor model derived from a GEM model with Rb, Kras, and p53 aberrations (TRP), which develops GBM tumors&#160;displaying linear foci of necrosis by neoplastic cells, and dense vascularization analogous to human GBM. Cells derived from GEM GBM tumors are injected intracranially into wild-type, strain-matched recipient mice and reproduce grade IV tumors, therefore bypassing the long tumor latency period in GEM mice and allowing for the creation of large and reproducible cohorts for preclinical studies. The highly proliferative, invasive, and vascular features of the TRP GEM model for GBM are recapitulated in the orthotopic tumors, and histopathology markers reflect human GBM subgroups. Tumor growth is monitored by serial MRI scans. Due to the invasive nature of the intracranial tumors in immunocompetent models, carefully following the injection procedure outlined here is essential to prevent extracranial tumor growth.

Here, we describe a preclinical orthotopic mouse model for GBM, established by intracranial injection of cells derived from genetically engineered mouse model tumors. This model displays the disease hallmarks of human GBM. For translational studies, the mouse brain tumor is tracked by in vivo MRI and histopathology.

Translationale orthotope Modelle des Glioblastoma multiforme

Genetically engineered mouse (GEM) models for human glioblastoma multiforme (GBM) are critical to understanding the development and progression of brain ...

Establishment of Orthotopic Patient-derived Xenograft Models for Brain Tumors using a Stereotaxic Device

The development of clinically relevant and reliable models for central nervous system (CNS) tumors has been pivotal in advancing the field of neuro-oncology. One of the most widely used techniques is the orthotopic intracranial injection, a method that allows investigating of tumor growth, invasion, and dissemination within a controlled setting. This technique involves transplanting tumor cells from a specific patient region into the corresponding anatomical site in an animal. By doing so, these orthotopic brain tumor models offer a unique advantage, as they more accurately replicate cancer's biological behavior and its interactions with the brain environment seen in human patients. This makes them especially valuable for preclinical therapeutic testing, where a close resemblance to the clinical scenario is essential for evaluating potential treatments. This protocol shares experiences in developing patient-derived xenograft (PDX) models for pediatric brain tumors, including diffuse midline glioma (DMG), glioblastoma (GBM), medulloblastoma, and ependymoma. This method delineates the procedure for conducting intracranial stereotaxic injections in mice, ensuring the correct targeting of the injection site within the brain. Additionally, we describe the post-procedural monitoring system employed to detect signs of successful tumor engraftment. Following tumor injection, a rigorous monitoring system is implemented to observe the animals for any signs of neurological impairment, behavioral changes, and/or weight loss, which are common indicators of tumor progression. This system allows for timely intervention and provides critical data regarding the tumor's growth dynamics. By refining these models and protocols, we aim to enhance the reliability and translational potential of preclinical studies, contributing to the development of more effective treatments for pediatric CNS tumors.

The development of orthotopic pediatric brain tumor models requires meticulous precision, using a stereotaxic device to implant cancer cells precisely. The methodology presented here outlines the steps involved in preparing brain tumor cells, performing intracranial injections, and implementing a post-operative monitoring system to assess brain tumor engraftment.

The development of clinically relevant and reliable models for central nervous system (CNS) tumors has been pivotal in advancing the field of ...

Stereotactic Adoptive Transfer of Cytotoxic Immune Cells in Murine Models of Orthotopic Human Glioblastoma Multiforme Xenografts

Glioblastoma multiforme (GBM), the most frequent and aggressive primary brain cancer in adults, is generally associated with a poor prognosis, and scarce efficient therapies have been proposed over the last decade. Among the promising candidates for designing novel therapeutic strategies, cellular immunotherapies have been targeted to eliminate highly invasive and chemo-radioresistant tumor cells, likely involved in a rapid and fatal relapse of this cancer. Thus, administration(s) of allogeneic GBM-reactive immune cell effectors, such as human V&#978;9V&#948;2 T lymphocytes, in the vicinity of the tumor would represents a unique opportunity to deliver efficient and highly concentrated therapeutic agents directly into the site of brain malignancies. Here, we present a protocol for the preparation and the stereotaxic administration of allogeneic human lymphocytes in immunodeficient mice carrying orthotopic human primary brain tumors. This study provides a preclinical proof-of-concept for both the feasibility and the antitumor efficacy of these cellular immunotherapies that rely on stereotactic injections of allogeneic human lymphocytes within intrabrain tumor beds.

Here, we present a protocol for the preparation and the stereotaxic administration of allogeneic human lymphocytes in immunodeficient mice carrying orthotopic human primary brain tumors. This study provides a proof-of-concept for both the feasibility and the antitumor efficacy of intrabrain-delivered cellular immunotherapies.

Stereotaktische Adoptiv Übertragung von zytotoxischen Immunzellen in murinen Modellen der Orthotopen Human Glioblastoma Multiforme Xenotransplantate

Glioblastoma multiforme (GBM), the most frequent and aggressive primary brain cancer in adults, is generally associated with a poor prognosis, and scarce ...

Immunologie und Infektion

Intranasal Delivery of Therapeutic Stem Cells to Glioblastoma in a Mouse Model

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of therapeutic stem cells via the intranasal route is a recently discovered alternative strategy, with strong potential for clinical translation, due to its non-invasive nature compared to intracranial implantation or delivery via systemic routes. The lack of blood brain barrier further strengthens the therapeutic potential of stem cells undergoing intranasal brain entry. This article summarizes the essential techniques utilized in our studies and outlines the basic principles of intranasal strategy for stem cell delivery using a mouse model of intracranial glioma xenografts. We demonstrate the optimized procedures that generate consistent and reproducible results with specific predetermined experimental parameters and offer guidelines for streamlined work flow that ensure efficient execution and reliable experimental outcome. The article is designed to serve as a baseline for further experimental customization based on hypothesis, stem cell types, or tumor specifics.

Stem cells are promising therapeutic carriers to treat brain tumors due to their intrinsic tumor tropism. Non-invasive intranasal stem cell delivery bypasses the blood brain barrier and demonstrates strong potential for clinical translation. This article summarizes the basic principles of intranasal stem cell delivery in a mouse model of glioma.

Intranasale Abgabe von therapeutischen Stammzellen an Glioblastom in einem Mausmodell

The intrinsic tropism towards brain malignancies renders stem cells as promising carriers of therapeutic agents against malignant tumors. The delivery of ...