The authors thank Bryan T. Vinyard of the USDA, Agricultural Research Service, Henry A. Wallace Beltsville Agricultural Research Center, Biometrical Consulting Service, Beltsville, MD for statistical analyses. This work was supported in part by a grant to J.C.D. from the Deployed War Fighter Protection (DWFP) Research Program funded by the Department of Defense through the Armed Forces Pest Management Board (AFPMB).

1. Aufzucht Ae. aegypti Erwachsene <ol><li> Hatch Eier in etwa ¾ Zoll Wasser in flache Schale. Überbelegung wird die Größe des Erwachsenen zu reduzieren. </li><li> Rück Larven bei 25 ° C (12-hl: 12-HD) und führen mit Grundfischfutter. HINWEIS: Überfütterung kann die Überlebensraten zu reduzieren. </li><li> Entfernen Puppen einzeln von Pasteur-Pipette täglich und Transfer in Plastikschalen (9 cm x 5,5 cm) in kleinen Contain Eimer mit feinmaschigen Deckel und schafft so 24 Stunden Altersgruppen. </li><li> Feed erwachsenen Mücken 10% Saccharose-Lösung mit Wattebausch auf den Bildschirm Wände eines Käfiggehäuse platziert die Mücken in einer Klimakammer bei 27 ° C und 70% relativer Luftfeuchtigkeit unter dem gleichen Photoperiode als Larven. </li><li> Für Elektrophysiologie, verwenden 5-10 Tage alten Tieren. Im Allgemeinen werden größere Tiere zu besseren Ergebnissen führen. Für die RNA-Isolierung, verwenden Sie Tiere, die in einem einzigen 24-Stunden-Alter Gruppierung in der 5-10 Tage alten Reihe sind. </li></ol><ol><li> Bestimmen eines geeigneten Elektrolytkonzentration (zB 1-10 mM), die minimale Aktivität von ausgewählten sensorischen Neuronen auslöst. 10 mM NaCl und 1 mM KCl, vernünftig sind Elektrolyte zur Baseline-Aktivität zu testen, wenn zu Beginn eines Experiments. </li><li> Löse jede Versuchschemikalie geeigneten Lösungsmittel (wenn nicht Wasser, mit Ethanol oder DMSO), die wenig oder keine Wirkung auf Spike-Aktivität im Vergleich zu allein Elektrolyten. Endkonzentrationen von 10% Ethanol oder 1% DMSO, vernünftig sind Ausgangskonzentrationen. </li><li> Wählen Sie die entsprechende (zB Chinin für bitter oder Saccharose süß) Steuer Chemikalien, die gut beschrieben sind Fütterung Abschreckung oder Stimulanzien in Insekten. </li></ol> 3. Elektrophysiologie (Spitze Aufnahme 8, Abbildung 1) <ol><li> Form-Glaselektroden durch mechanisches Ziehen von Glaskapillaren. Optimieren Wärme und ziehen Sie die Einstellungen auf Glas zu ziehen, um entsprechend geformte recordi bildenng Elektroden. Vorsichtig abbrechen Ende Glaselektrode mit einer Pinzette unter einem Binokular zu Elektrodenspitze Öffnung, die breit genug ist, um die Ziel Sensillum Umschlag, aber klein genug, um den Kontakt mit benachbarten Strukturen zu vermeiden erstellen. </li><li> Unter dem Mikroskop visuell durch Morphologie identifizieren und positionieren Sie den Ziel Sensillen / Sensillum, um die Wiederholbarkeit der Spitze Aufnahme zu gewährleisten. Prep Tiere freien Zugang zu Sensillen von Winkel Elektroden Eintrag kann. </li><li> Kalte Anesthetize erwachsenen Insekten in Gefrierschrank bei -20 ° C. Schäden an peripheren Neuronen durch übermäßige Kälte zu vermeiden. Schneiden Sie schmale Streifen Klebeband mit Rasierklinge auf Glasobjektträger. Immobilisieren ganze Insekt auf einem Glasobjektträger mit schmalen Streifen. </li><li> Legen Sie eine chemisch geschärft Wolframdraht in die dorsalen Thorax oder Augen als indifferent (Masse) Elektrode dienen. </li><li> Füllen Glaselektrode in Schritt 3.1 mit einer anregenden Lösung von Interesse gemacht. Mit einem einge Spritze, füllen KappeIllary aus zog Ende stumpfen Ende. Streichen Sie alle Luftblasen, halten zog Ende nach unten. Legen Sie eine Silberdraht (chloriding optional) in die Glaselektrode in Schritt 3.1, um als Aufnahme und Stimulationselektrode zu dienen. </li><li> Schließen Elektroden an einen Vorverstärker, der für Aufnahmen von Kontakt chemorezeptiven Sensillen von Insekten ausgelegt ist. Dieser Vorverstärker (300 Hz-3 kHz-Bandpassfilter) wird die Einschwingzeit auf neuronale Aktivität so nah wie möglich Einführung Reiz einzufangen reduzieren. Sammeln, speichern und elektrische Signale mit einem Mikrocomputer mit Spike-Recording-Software ausgestattet analysieren. HINWEIS: Die Erdung des Aufnahme-Setup richtig kann Signal-zu-Rausch-Verhältnis deutlich verbessern. </li><li> Stimulieren Sensillen mit einer Kontrolllösung (Elektrolyt nur), um die Funktionalität zu gewährleisten. Graf Spikes ab 200 msec nach dem Reizartefakt für alle Zubereitungen. </li><li> Zufälliger Reihenfolge Testchemikalien für alle Experimente, außer Dosis-Wirkungs-Studienzum Vorspannen zu beseitigen. Für Dosis-Wirkungs-Studien, aufzudecken sensilla steigenden Konzentrationen der Versuchschemikalie. Warten Sie mindestens 3 Minuten zwischen Stimulationen eine ausreichende Erholung sicherzustellen. HINWEIS: Diese Anforderung kann je nach Insekten und Sensillen variieren. Threshold ist als die Konzentration, für die Standardfehler nicht mit der Standardfehler für die geringste untersuchte Konzentration lappen definiert. </li></ol> 4. RNA Isolierung und Sequenzierung (Figur 2) <ol><li> Bereiten Sie die dicht schließende RNase-freien Stößel durch Abkühlung auf Trockeneis vor Gewebe disruption.Prepare Begleit RNase-freies Stößel, der Schnappdeckel Rohre eng anliegen. Halten Sammelröhrchen, wenn aktiv sezieren, um überschüssige Kondensation zu vermeiden geschlossen. </li><li> Mit gefiltert Sauger, legen 30 bis 40 Kalt betäubt Mücken (15 sec in -20 ° C Tiefkühlschrank) auf Kältestufe und Art von Sex. Platz Tieren dorsalen Seite nach unten, Greifen Flügel Geschmack Anhängsel nicht beschädigen.</li><li> Mit zwei Paaren von feinen Pinzette, sezieren gepaarten labella oder tarsi von Männern oder Frauen unter einem Binokular und Einbeziehung der angrenzenden Gewebe zu begrenzen. HINWEIS: 500 gepaart labella ergibt etwa 800-1.000 ng Gesamt-mRNA. 400 Einzel tarsi (5 Segmente jeweils) zu erhalten 1.200-1.800 ng Gesamt-mRNA. </li><li> Mit einem Paar keuchenden-Pinzette, leicht begreifen Mücke Rüssel proximal labella auszusetzen inneren Mandrins. Mit anderen Paar der Sammlung-Pinzette entfernen labella und fügen Gewebe Seite kalten Sammelröhrchen. </li><li> Mit einer Pinzette, leicht begreifen Moskito Bein an der Kreuzung von Schienbein und Fußwurzelknochen ersten Segment. Mit anderen Pinzette, entfernen tarsi und fügen Gewebe Seite kalten Sammelröhrchen. Hinweis: Beachten Sie die Zelltypen an der Schnittstelle zwischen erwünschten und unerwünschten Gewebe. Während es wichtig ist, die Aufnahme benachbarte Gewebe zu begrenzen, ist es ebenso wichtig, keine Abschnitte von gewünschten Gewebe wegzulassen. Der final Probe muss genau darzustellen das ganze Organ von Interesse. Erstellen Sie eine genaue Grenze mit den Greifzangen, dass Sammelzange präzise durch Schaben oder greifen nur das gewünschte Gewebe zu befreien. </li><li> Von Zeit zu Zeit, Spin-down Sammelröhrchen kurz in 0 ° C Zentrifuge bei 9000 xg, um Gewebe auf dem Boden des Röhrchens zu halten. Wenn sich Feuchtigkeit sammelt sich im Sammelröhrchen beim Präparieren, fügen Sie 50 ul kaltem Trizolreagenz gesammelte Gewebe zu bedecken. </li><li> Mit Anti-Schmutz Labormarker, eindeutig zu kennzeichnen ein RNase-freies 1,5 ml Schnappdeckel Rohr für jeden Gewebetyp für die Sammlung. Mit 1,5-ml-Röhrchen Rack und flüssigem Stickstoff gefrier dann schleifen Gewebe zu feinem Pulver (feine Stücke, wenn in Trizol). Wiederholen Sie einmal. Bringen Gesamtvolumen von 1 ml Trizol zu resuspendieren und Grundgewebe durch Vortexen. </li><li> Geben Sie 200 ul Chloroform und gründlich mischen. Nach 5 min bei Raumtemperatur zentrifugieren in Zentrifuge bei 4 ° C und 11.000 × g für 15 min. Vorsichtighinzuzufügen wässrige Schicht direkt an eine genomische DNA Filtersäule. Spin down bei 11.000 x g für 5 min. Hinzufügen gleichen Volumen RNase-free 70% Ethanol Durchflußrichtung und Mischen mit einer Pipette. Übertragen Flüssigkeit zu einer RNA Sammlung Spalte und weiter RNA-Extraktion gemäß den Anweisungen. </li><li> Messen und bewerten die Reinheit der Gesamt-RNA auf einem Präzisions-Spektralphotometer und fahren mit jedem Standard-RNA-Sequenzierungsmethode. </li></ol> 5. Quantitative RT-PCR-Validierung von RNA Sequencing (Figur 3) <ol><li> Auszuwählen, wie viele Gene wie möglich, um die relative Genexpression über einen Dynamikbereich zu vergleichen, die beide in vorhergesagten Sequenz Fülle und vermuteten chemosensory Genfunktion. </li><li> Design-Primerpaare für jedes Zielgen eine bestimmte 100-180 Basenpaar-PCR-Produkt zu verstärken. Ausschließen unspezifische gDNA Verstärkung durch, die mindestens ein Primer pro Satz umfasst ein Intron-Grenze. Alternativ können Sie DNase-Behandlung, um genomische Kontamination zu verringern. </li><li> SammelnInsektengewebe wie in vorhergehenden Abschnitt beschrieben. Berechnen Sie, wie viel Gewebe ist erforderlich, um genügend RNA bieten alle qRT-PCR-Reaktionen durchzuführen. HINWEIS: Biologische dreifacher Ausfertigung und technische dreifach Reaktionen maximale Vertrauen in Ergebnisse zu liefern. </li><li> Berechnen relativer Genquantifizierung als X Ziel - (Ct [target] -Ct [Referenz]) für jedes Zielgen und Durchschnitt für jede Wiederholung, sowohl biologische und technische. Verwenden Housekeeping-Gen (en) Ct-Werte zwischen biologischen Replikaten zu normalisieren und die Y-Achse Skala im Vergleich der relativen Expression verankern. </li><li> Beurteilen Sie die Ähnlichkeit der RNA-seq und qRT-PCR Datensätze mit dem Regressionsbasis, Bootstrap Gleichwertigkeit Verfahren 9, iterativ angewendet, um die Daten aus jedem Gewebe. HINWEIS: Dieses Verfahren identifiziert das kleinste &quot;Ähnlichkeitsregion&quot;, die sich um die beobachtete RNA-seq und qRT-PCR-Daten konstruiert werden können, und lassen Sie die relative Genexpression durch qRT- gemessenPCR als statistisch äquivalent zur Messung der relativen Genexpression durch RNA-seq werden. </li></ol>

<ol>
	<li>Klun, J. A., Khrimian, A., Debboun, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repellent+and+deterrent+effects+of+SS220,+picaridin,+and+DEET+suppress+human+blood+feeding+by+Aedes+aegypti,+Anopheles+stephensi,+and+Phlebotomus+papatasi.">Repellent and deterrent effects of SS220, picaridin, and DEET suppress human blood feeding by Aedes aegypti, Anopheles stephensi, and Phlebotomus papatasi.</a> J. Med. Entomol. 43 (1), 34-39 (2006).</li><li>Dickens, J. C., Bohbot, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mini+review:+Mode+of+action+of+mosquito+repellents.Pestic.">Mini review: Mode of action of mosquito repellents.Pestic.</a> Biochem. Physiol. 106 (3), 149-155 (2013).</li><li>Pitts, R. J., Rinker, D. C., Jones, P. L., Rokas, A., Zwiebel, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptome+profiling+of+chemosensory+appendages+in+the+malaria+vector+Anopheles+gambiae+reveals+tissue-+and+sex-specific+signatures+of+odor+coding.">Transcriptome profiling of chemosensory appendages in the malaria vector Anopheles gambiae reveals tissue- and sex-specific signatures of odor coding.</a> BMC Genomics. 12 (271), (2011).</li><li>Zhou, X., Slone, J. D., Rokas, A., Berger, S. L., Liebig, , et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phylogenetic+and+transcriptomic+analysis+of+chemosensory+receptors+in+a+pair+of+divergent+ant+species+reveals+sex-specific+signatures+of+odor+coding.">Phylogenetic and transcriptomic analysis of chemosensory receptors in a pair of divergent ant species reveals sex-specific signatures of odor coding.</a> PLOS Genet. 8 (8), e1002930 (2012).</li><li>Shiao, M., Fan, W., Fang, S., Lu, M. J., Kondo, R., Li, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcriptional+profiling+of+adult+Drosophila+antenna+by+high-throughput+sequencing.">Transcriptional profiling of adult Drosophila antenna by high-throughput sequencing.</a> Zoological Studies. 52 (42), (2013).</li><li>Bohbot, J., Pitts, R. J., Kwon, H. W., R&#252;tzler, M., Robertson, H. M., Zwiebel, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+characterization+of+the+Aedes+aegypti+odorant+receptor+gene+family.">Molecular characterization of the Aedes aegypti odorant receptor gene family.</a> Insect Mol. Biol. 16 (5), 525-537 (2007).</li><li>Kain, P., Boyle, S. M., Tharadra, S. K., Guda, T., Pham, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Odour+receptors+and+neurons+for+DEET+and+new+insect+repellents.">Odour receptors and neurons for DEET and new insect repellents.</a> Nature. 502 (7472), 507-512 (2013).</li><li>Hodgson, E. S., Lettvin, J. Y., Roeder, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+physiology+of+a+primary+chemoreceptor+unit.">The physiology of a primary chemoreceptor unit.</a> Science. 122 (3166), 417-418 (1955).</li><li>Robinson, A. P., Duursma, R. A., Marshall, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+regression-based+equivalence+test+for+model+validation:+shifting+the+burden+of+proof.">A regression-based equivalence test for model validation: shifting the burden of proof.</a> Tree Physiol. 25 (7), 903-913 (2005).</li><li>Mortazavi, A., Williams, B. A., McCue, K., Schaeffer, L., Wold, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+and+quantifying+mammalian+transcriptomes+by+RNA-seq.">Mapping and quantifying mammalian transcriptomes by RNA-seq.</a> Nat. Methods. 5 (7), 621-628 (2008).</li><li>Trapnell, C., Williams, B. A., Pertea, G., Mortazavi, A., Kwan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcript+assembly+and+quantification+by+RNA-seq+reveals+unannotated+transcripts+and+isoform+switching+during+cell+differentiation.">Transcript assembly and quantification by RNA-seq reveals unannotated transcripts and isoform switching during cell differentiation.</a> Nat. Biotechnol. 28 (5), 511-515 (2010).</li><li>Sanford, J. L., Shields, V. D. C., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gustatory+receptor+neuron+responds+to+DEET+and+other+insect+repellents+in+the+yellow-fever+mosquito,+Aedes+aegypti.">Gustatory receptor neuron responds to DEET and other insect repellents in the yellow-fever mosquito, Aedes aegypti.</a> Naturwiss. 100 (3), 269-273 (2013).</li><li>Sparks, J. T., Vinyard, B. T., Dickens, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gustatory+receptor+expression+in+the+labella+and+tarsi+of+Aedes+aegypti.">Gustatory receptor expression in the labella and tarsi of Aedes aegypti.</a> Insect Biochem. Mol. Biol. 43 (12), 1161-1171 (2013).</li><li>Kent, L. B., Walden, K. K. O., Robertson, H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+Gr+family+of+candidate+gustatory+and+olfactory+receptors+in+the+yellow-fever+mosquito+Aedes+aegypti.">The Gr family of candidate gustatory and olfactory receptors in the yellow-fever mosquito Aedes aegypti.</a> Chem. Senses. 33 (1), 79-93 (2008).</li><li>Ramsk&#246;ld, D., Wang, E. T., Burge, C. B., Sandberg, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+abundance+of+ubiquitously+expressed+genes+revealed+by+tissue+transcriptome+sequence+data.">An abundance of ubiquitously expressed genes revealed by tissue transcriptome sequence data.</a> PLoS Comput. Biol. 5 (12), e1000598 (2009).</li><li>Wagner, G. P., Kin, K., Lynch, V. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+model+based+criterion+for+gene+expression+calls+using+RNA-seq+data.">A model based criterion for gene expression calls using RNA-seq data.</a> Theory Biosci. 132 (3), 159-164 (2013).</li><li>Hart, T., Komori, H. K., LaMere, S., Podshivalova, K., Salomon, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Finding+active+genes+in+deep+RNA-seq+gene+expression+studies.">Finding active genes in deep RNA-seq gene expression studies.</a> BMC Genomics. 14 (778), (2013).</li><li>Isono, K., Morita, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Molecular+and+cellular+designs+of+insect+taste+receptor+system.">Molecular and cellular designs of insect taste receptor system.</a> Front. Cellu. Neurosci. 4 (20), 1-16 (2010).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Die größte Herausforderung bei der Aufnahme von Aktionspotentialen von Geschmacks Sensillen ist zu entscheiden, welche Antworten sind &quot;normal&quot;. Bei der Verwendung von einzelnen Geschmacks Sensillum Spitze der Aufnahme das erste Mal für eine bestimmte Insektenarten, die Gesamtzahl und die Empfindlichkeiten der Geschmacksrezeptorzellen (KNS) sind wahrscheinlich unbekannt. Viele vorläufigen Aufzeichnungen werden zunächst erforderlich, den Bereich und die Konzentrationen von Chemikalien zu testen, zu entschei...

Verbindungen wie DEET, Picaridin, Citronellal und IR3535 wurde gezeigt, dass Mücken, einschließlich der wichtigen Krankheitsüberträger Aedes aegypti 1,2 wirksam abwehren. Wir erfassen Aktionspotentiale aus sensorischen Neuronen mit bestimmten Geschmacks Sensillen verbunden, um die Zellen mit Moskitoabweisung beteiligt zu bestimmen. Mit nachgeschaltetem Sequenzierung der exprimierten Gene in diesen Geweben gekoppelt ist, können wir die Gene wahrscheinlich Vermittlung der Reaktionen dieser Zellen, um neue Verbindungen zu verbessern abweisende Fähigkeiten Bildschirm identifizieren. RNA-seq ist ein mächtiges Werkzeug, schnell zum Standard für die Verfolgung von zeitlichen und räumlichen Veränderungen in der Genexpression. RNA-seq-Analysen von Insekten chemosensory Anhängsel und Organe wurden zur molekularen Rezeptoren in verschiedenen Insektenarten 3-5 aufzudecken, stark von herkömmlichen PCR-basierte Suche Gen Verbesserung von Gen 6. Insekten stellen die verschiedensten Tierklasse, vor,senting viele Möglichkeiten die Verbindung zwischen Genen und einzigartige Phänotypen zu studieren. RNA-seq-Technologie kann auf jedem lebenden Insektengewebe eingesetzt werden. Ebenso können elektrophysiologische Ableitung von Sinneszellen im uniporous Geschmacks Sensillen in vielen verschiedenen Insektenarten erreicht werden. Die Paarung dieser beiden Techniken ermöglicht es den Forschern, die in einem beobachteten chemosensory Phänotyp beteiligt Satz Gene einzugrenzen. Verschiedene Arten werden spezifische Herausforderungen stellen, kann aber die Verbindung zwischen chemosensorischen Rezeptorgene und einer chemosensorischen Anpassung zu informieren. Die Größe und die Morphologie der chemosensorischen Sensillen ist variabel und kann bei der Aufnahme von Aktionspotentialen, um Lärm zu reduzieren und identifizieren reproduzierbare Signale erfordern eine umfangreiche Fehlersuche. Dissektionen chemosensorischer Organen kann trivial oder schwierige und zeitaufwendig, in Abhängigkeit von der Morphologie und Größe des Insekts. Rückgewinnung von hochwertigen RNA kann einige Fehlersuche sowie erfordern, wie beispielsweise die Vermeidung bestimmter Pigmente inGewebesammlung. Zwar zeigen die Auswirkungen der abweisende Verbindungen durch Verhaltensversuche ist direkt und informativ ist dieser Ansatz Zeit intensive und breit in Bezug auf Wirkmechanismus. Elektrophysiologie in Verbindung mit RNA-seq ermöglicht eine spezifische Analysen dessen, was treibt Vermeidungsverhalten in Insekten. Sobald das &quot;Toolkit&quot; von chemischen Diskriminierung in einer Insektenart identifiziert worden, um genauere Versuche verbessern bekannten Repellents sind möglich. Rezeptoren und assoziierten Proteinen in Sinneszellen für diese Verhaltensweisen verantwortlich sind, können heterolog für direkte chemische Screening ausgedrückt werden. Weiterhin können molekulare Modellierung vorherzusagen, welche Chemikalien starken Antworten von diesen Rezeptoren 7 zu entlocken. Die Momentaufnahme aller aktiven Gene in einer engen Gruppe von chemosensorischen Gewebe können auch nützlich bei der Identifizierung von ähnlichen Genen in anderen Spezies. Mit Sequenzhomologie und Ausdruck similarities Forscher können Sätze von molekularen Rezeptoren wahrscheinlich Vermittlung antwortet Repellentien, die breitenwirksame auf Insekten zu bilden. Wir präsentieren den folgenden Protokoll, um Forscher in die Dekonstruktion Insekten chemosensory Wege zu helfen und mehr zu überreden, in die Neuroethologie von nicht-Modell und wirtschaftlich wichtigen Insekten zu vertiefen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1272">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:367px;">Company</td>
			<td style="width:189px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:467px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Glass capillary</td>
			<td style="width:367px;">A-M Systems</td>
			<td style="width:189px;">628000</td>
			<td>Standard, 1.5mm X 0.86mm, 4&#34;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Silver wire</td>
			<td style="width:367px;">A-M Systems</td>
			<td style="width:189px;">7875</td>
			<td>.015&#34; bare</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Tungsten wire</td>
			<td style="width:367px;">Alfa Products</td>
			<td style="width:189px;">369</td>
			<td>0.127mm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Fine forceps</td>
			<td style="width:367px;">Fine Science Tools</td>
			<td style="width:189px;">11252</td>
			<td>#5SF Inox</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Refridgerated stage</td>
			<td style="width:367px;">BioQuip Products</td>
			<td style="width:189px;">1429</td>
			<td>Chill Table</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Preamplifier</td>
			<td style="width:367px;">Syntech</td>
			<td style="width:189px;">Taste Probe</td>
			<td style="width:467px;">preamplifier</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Software for electrophysiology</td>
			<td style="width:367px;">Syntech</td>
			<td style="width:189px;">Autospike</td>
			<td style="width:467px;">software for electrophysiology</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;">TetraMin fish food</td>
			<td style="width:367px;">Tetra</td>
			<td style="width:189px;">Tropical fish food granules</td>
			<td>fish food ground to fine powder</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">TRIzol</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15596-026</td>
			<td>RNA isolation reagent</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">RNeasy Plus Mini Kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td style="width:189px;">74136</td>
			<td style="width:467px;">includes gDNA eliminator and RNeasy spin columns</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nanodrop spectrophotometer</td>
			<td>Nano Drop Products</td>
			<td style="width:189px;">ND-1000</td>
			<td>tabletop spectrometer</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:251px;">R statistics</td>
			<td style="width:367px;">freeware (created by Robert Gentleman and Ross Ihaka)</td>
			<td>www.r-project.org</td>
			<td>Use the lm function of the stats package and the equiv.boot function of the equivalence package in the R computing environment.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">1.5ml tube rack</td>
			<td style="width:367px;">Evergreen</td>
			<td style="width:189px;">240-6388-030</td>
			<td>Pour liquid nitrogen into a few empty wells to freeze and grind tissue.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">1.5mL collection tubes with pestle</td>
			<td style="width:367px;">Grainger</td>
			<td style="width:189px;">6HAX6</td>
			<td>RNase free</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:251px;">Centrifuge</td>
			<td style="width:367px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:189px;">11178160</td>
			<td>Spin down frozen tissue to keep at bottom of 1.5 mL tube.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Primer-BLAST Primer Designing tool</td>
			<td style="width:367px;">NCBI</td>
			<td style="width:189px;">n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

physiological recordings and rna sequencing of the gustatory appendages of the yellow-fever mosquito aedes aegypti

Electrophysiological recording of action potentials from sensory neurons of mosquitoes provides investigators a glimpse into the chemical perception of these disease vectors. We have recently identified a bitter sensing neuron in the labellum of female Aedes aegypti that responds to DEET and other repellents, as well as bitter quinine, through direct electrophysiological investigation. These gustatory receptor neuron responses prompted our sequencing of total mRNA from both male and female labella and tarsi samples to elucidate the putative chemoreception genes expressed in these contact chemoreception tissues. Samples of tarsi were divided into pro-, meso- and metathoracic subtypes for both sexes. We then validated our dataset by conducting qRT-PCR on the same tissue samples and used statistical methods to compare results between the two methods. Studies addressing molecular function may now target specific genes to determine those involved in repellent perception by mosquitoes. These receptor pathways may be used to screen novel repellents towards disruption of host-seeking behavior to curb the spread of harmful viruses.

Die Trace-Aufzeichnungen von Aktionspotentialen von Ae. aegypti Geschmacks Sensillen (Abbildung 1) zeigen die Wirksamkeit der direkten Stimulation mit einer Reihe von Chemikalien. Diese Technik kann verwendet werden, um Antworten auf jede Stimulierung chemischen durch Zählen Spitzen einer gegebenen Amplitude und Dauer über einen angemessenen Zeitraum (im allgemeinen weniger als 500 ms) zu quantifizieren. Trace-Aufzeichnungen müssen unter einem gegebenen Satz von experimentellen Bedingungen l...

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Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

Mit beiden Methoden, die Genexpression in den großen Geschmacks Anhängsel Aedes aegypti schätzen, haben wir den Satz von Genen, die mutmaßlich zugrunde liegenden neuronalen Antworten zu bitter und abstoßend Verbindungen identifiziert, wie durch elektrophysiologische Untersuchung bestimmt.

Physiologische Aufnahmen und RNA-Sequenzierung der gustatorischen Anhangsgebilde der Gelbfieber-Moskito-<em&gt; Aedes aegypti</em

Electrophysiological recording of action potentials from sensory neurons of mosquitoes provides investigators a glimpse into the chemical perception of ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

8.0K Aufrufe.  United States Department of Agriculture.  Mit beiden Methoden, die Genexpression in den großen Geschmacks Anhängsel Aedes aegypti schätzen, haben wir den Satz von Genen, die mutmaßlich zugrunde liegenden neuronalen Antworten zu bitter und abstoßend Verbindungen identifiziert, wie durch elektrophysiologische Untersuchung bestimmt. 

Serie: Physiological Recordings and RNA Sequencing of the Gustatory Appendages of the Yellow-fever Mosquito Aedes aegypti

Building a Better Mosquito: Identifying the Genes Enabling Malaria and Dengue Fever Resistance in A. gambiae and A. aegypti Mosquitoes

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections.   Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus infections. Explanation is given for how key refractory genes, those genes conferring resistance to vector pathogens, are identified in the mosquito and how this knowledge can be used to generate transgenic mosquitoes that are unable to carry the malaria parasite or dengue virus.

Ein besseres Mosquito: Identifizierung der Gene aktivieren Malaria und Dengue-Fieber Widerstand in A. gambiae und A. aegypti Moskitos

In this interview, George Dimopoulos focuses on the physiological mechanisms used by mosquitoes to combat Plasmodium falciparum and dengue virus ...

Forschung

Biologie

RNAi-mediated Gene Knockdown and In Vivo Diuresis Assay in Adult Female Aedes aegypti Mosquitoes

This video protocol demonstrates an effective technique to knockdown a particular gene in an insect and conduct a novel bioassay to measure excretion rate. This method can be used to obtain a better understanding of the process of diuresis in insects and is especially useful in the study of diuresis in blood-feeding arthropods that are able to take up huge amounts of liquid in a single blood meal. 
This RNAi-mediated gene knockdown combined with an in vivo diuresis assay was developed by the Hansen lab to study the effects of RNAi-mediated knockdown of aquaporin genes on Aedes aegypti mosquito diuresis1. 
The protocol is setup in two parts: the first demonstration illustrates how to construct a simple mosquito injection device and how to prepare and inject dsRNA into the thorax of mosquitoes for RNAi-mediated gene knockdown. The second demonstration illustrates how to determine excretion rates in mosquitoes using an in vivo bioassay.

RNAi-mediated Gene Knockdown and In Vivo Diuresis Assay in Adult Female Aedes aegypti Mosquitoes

In this protocol we combine RNAi-mediated gene silencing with an in vivo diuresis assay to study the effects knockdown of genes of interest has on mosquito fluid excretion.

RNAi-vermittelte Gen-Knockdown und<em&gt; In Vivo</em&gt; Diurese Assay in Adult Female<em&gt; Aedes aegypti</em&gt; Moskitos

This video protocol demonstrates an effective technique to knockdown a particular gene in an insect and conduct a novel bioassay to measure excretion ...

Depletion of Ribosomal RNA for Mosquito Gut Metagenomic RNA-seq

The mosquito gut accommodates dynamic microbial communities across different stages of the insect's life cycle. Characterization of the genetic capacity and functionality of the gut community will provide insight into the effects of gut microbiota on mosquito life traits. Metagenomic RNA-Seq has become an important tool to analyze transcriptomes from various microbes present in a microbial community. Messenger RNA usually comprises only 1-3% of total RNA, while rRNA constitutes approximately 90%. It is challenging to enrich messenger RNA from a metagenomic microbial RNA sample because most prokaryotic mRNA species lack stable poly(A) tails. This prevents oligo d(T) mediated mRNA isolation. Here, we describe a protocol that employs sample derived rRNA capture probes to remove rRNA from a metagenomic total RNA sample. To begin, both mosquito and microbial small and large subunit rRNA fragments are amplified from a metagenomic community DNA sample. Then, the community specific biotinylated antisense ribosomal RNA probes are synthesized in vitro using T7 RNA polymerase. The biotinylated rRNA probes are hybridized to the total RNA. The hybrids are captured by streptavidin-coated beads and removed from the total RNA. This subtraction-based protocol efficiently removes both mosquito and microbial rRNA from the total RNA sample. The mRNA enriched sample is further processed for RNA amplification and RNA-Seq.

A ribosomal RNA (rRNA) depletion protocol was developed to enrich messenger RNA (mRNA) for RNA-seq of the mosquito gut metatranscriptome. Sample specific rRNA probes, which were used to remove rRNA via subtraction, were created from the mosquito and its gut microbes. Performance of the protocol can result in the removal of approximately 90-99% of rRNA.

Depletion der ribosomalen RNA für Mosquito Gut metagenomische RNA-seq

The mosquito gut accommodates dynamic microbial communities across different stages of the insect's life cycle. Characterization of the genetic capacity ...

Next-generation Sequencing of 16S Ribosomal RNA Gene Amplicons

One of the major questions in microbial ecology is &#8220;who is there?&#8221; This question can be answered using various tools, but one of the long-lasting gold standards is to sequence 16S ribosomal RNA (rRNA) gene amplicons generated by domain-level PCR reactions amplifying from genomic DNA. Traditionally, this was performed by cloning and Sanger (capillary electrophoresis) sequencing of PCR amplicons. The advent of next-generation sequencing has tremendously simplified and increased the sequencing depth for 16S rRNA gene sequencing. The introduction of benchtop sequencers now allows small labs to perform their 16S rRNA sequencing in-house in a matter of days. Here, an approach for 16S rRNA gene amplicon sequencing using a benchtop next-generation sequencer is detailed. The environmental DNA is first amplified by PCR using primers that contain sequencing adapters and barcodes. They are then coupled to spherical particles via emulsion PCR. The particles are loaded on a disposable chip and the chip is inserted in the sequencing machine after which the sequencing is performed. The sequences are retrieved in fastq format, filtered and the barcodes are used to establish the sample membership of the reads. The filtered and binned reads are then further analyzed using publically available tools. An example analysis where the reads were classified with a taxonomy-finding algorithm within the software package Mothur is given. The method outlined here is simple, inexpensive and straightforward and should help smaller labs to take advantage from the ongoing genomic revolution.

Characterizing microbial community has been a longstanding goal in environmental microbiology. Next-generation sequencing methods now allow for the characterization of microbial communities at an unprecedented depth with minimal cost and labor. We detail here our approach to sequence bacterial 16S ribosomal RNA genes using a benchtop sequencer.

Next-Generation-Sequenzierung der ribosomalen 16S-RNA Gene Amplikons

One of the major questions in microbial ecology is &#8220;who is there?&#8221; This question can be answered using various tools, but one of the ...

An Experimental and Bioinformatics Protocol for RNA-seq Analyses of Photoperiodic Diapause in the Asian Tiger Mosquito, Aedes albopictus

Photoperiodic diapause is an important adaptation that allows individuals to escape harsh seasonal environments via a series of physiological changes, most notably developmental arrest and reduced metabolism. Global gene expression profiling via RNA-Seq can provide important insights into the transcriptional mechanisms of photoperiodic diapause. The Asian tiger mosquito, Aedes albopictus, is an outstanding organism for studying the transcriptional bases of diapause due to its ease of rearing, easily induced diapause, and the genomic resources available. This manuscript presents a general experimental workflow for identifying diapause-induced transcriptional differences in A. albopictus. Rearing techniques, conditions necessary to induce diapause and non-diapause development, methods to estimate percent diapause in a population, and RNA extraction and integrity assessment for mosquitoes are documented. A workflow to process RNA-Seq data from Illumina sequencers culminates in a list of differentially expressed genes. The representative results demonstrate that this protocol can be used to effectively identify genes differentially regulated at the transcriptional level in A. albopictus due to photoperiodic differences. With modest adjustments, this workflow can be readily adapted to study the transcriptional bases of diapause or other important life history traits in other mosquitoes.

An Experimental and Bioinformatics Protocol for RNA-seq Analyses of Photoperiodic Diapause in the Asian Tiger Mosquito, Aedes albopictus

RNA-Seq analyses are becoming increasingly important for identifying the molecular underpinnings of adaptive traits in non-model organisms. Here, a protocol to identify differentially expressed genes between diapause and non-diapause Aedes albopictus mosquitoes is described, from mosquito rearing, to RNA sequencing and bioinformatics analyses of RNA-Seq data.

Eine experimentelle und Bioinformatik-Protokoll für die RNA-seq Analysen der Photoperiodische Diapause in den asiatischen Tigermücke,<em&gt; Aedes albopictus</em

Photoperiodic diapause is an important adaptation that allows individuals to escape harsh seasonal environments via a series of physiological changes, ...

Identification of Key Factors Regulating Self-renewal and Differentiation in EML Hematopoietic Precursor Cells by RNA-sequencing Analysis

Hematopoietic stem cells (HSCs) are used clinically for transplantation treatment to rebuild a patient&#39;s hematopoietic system in many diseases such as leukemia and lymphoma. Elucidating the mechanisms controlling HSCs self-renewal and differentiation is important for application of HSCs for research and clinical uses. However, it is not possible to obtain large quantity of HSCs due to their inability to proliferate in vitro. To overcome this hurdle, we used a mouse bone marrow derived cell line, the EML (Erythroid, Myeloid, and Lymphocytic) cell line, as a model system for this study.
RNA-sequencing (RNA-Seq) has been increasingly used to replace microarray for gene expression studies. We report here a detailed method of using RNA-Seq technology to investigate the potential key factors in regulation of EML cell self-renewal and differentiation. The protocol provided in this paper is divided into three parts. The first part explains how to culture EML cells and separate Lin-CD34+ and Lin-CD34- cells. The second part of the protocol offers detailed procedures for total RNA preparation and the subsequent library construction for high-throughput sequencing. The last part describes the method for RNA-Seq data analysis and explains how to use the data to identify differentially expressed transcription factors between Lin-CD34+ and Lin-CD34- cells. The most significantly differentially expressed transcription factors were identified to be the potential key regulators controlling EML cell self-renewal and differentiation. In the discussion section of this paper, we highlight the key steps for successful performance of this experiment.
In summary, this paper offers a method of using RNA-Seq technology to identify potential regulators of self-renewal and differentiation in EML cells. The key factors identified are subjected to downstream functional analysis in vitro and in vivo.

RNA-sequencing and bioinformatics analyses were used to identify significantly and differentially expressed transcription factors in Lin-CD34+ and Lin-CD34- subpopulations of mouse EMLcells. These transcription factors might play important roles in determining the switch between self-renewing Lin-CD34+ and partially differentiated Lin-CD34- cells.

Identifizierung von Schlüsselfaktoren Regelselbsterneuerung und Differenzierung in EML hämatopoetischen Vorläuferzellen durch RNA-Sequenzierungsanalyse

Hematopoietic stem cells (HSCs) are used clinically for transplantation treatment to rebuild a patient&#39;s hematopoietic system in many diseases such as ...

Targeted RNA Sequencing Assay to Characterize Gene Expression and Genomic Alterations

RNA sequencing (RNAseq) is a versatile method that can be utilized to detect and characterize gene expression, mutations, gene fusions, and noncoding RNAs. Standard RNAseq requires 30 - 100 million sequencing reads and can include multiple RNA products such as mRNA and noncoding RNAs. We demonstrate how targeted RNAseq (capture) permits a focused study on selected RNA products using a desktop sequencer. RNAseq capture can characterize unannotated, low, or transiently expressed transcripts that may otherwise be missed using traditional RNAseq methods. Here we describe the extraction of RNA from cell lines, ribosomal RNA depletion, cDNA synthesis, preparation of barcoded libraries, hybridization and capture of targeted transcripts and multiplex sequencing on a desktop sequencer. We also outline the computational analysis pipeline, which includes quality control assessment, alignment, fusion detection, gene expression quantification and identification of single nucleotide variants. This assay allows for targeted transcript sequencing to characterize gene expression, gene fusions, and mutations.

We describe a targeted RNA sequencing-based method that includes preparation of indexed cDNA libraries, hybridization and capture with custom probes and data analysis to interrogate selected transcripts for gene expression, mutations, and gene fusions. Targeted RNAseq permits cost-effective, rapid evaluation of selected transcripts on a desktop sequencer.

RNA-Sequenzierung Assay Gezieltes Genexpression und Genomic Änderungen an Charakterisieren

RNA sequencing (RNAseq) is a versatile method that can be utilized to detect and characterize gene expression, mutations, gene fusions, and noncoding ...

Fat Body Organ Culture System in Aedes Aegypti, a Vector of Zika Virus

The insect fat body plays a central role in insect metabolism and nutrient storage, mirroring functions of the liver and fat tissue in vertebrates. Insect fat body tissue is usually distributed throughout the insect body. However, it is often concentrated in the abdomen and attached to the abdominal body wall.
The mosquito fat body is the sole source of yolk proteins, which are critical for egg production. Therefore, the in vitro culture of mosquito fat body tissues represents an important system for the study of mosquito physiology, metabolism, and, ultimately, egg production. The fat body culture process begins with the preparation of solutions and reagents, including amino acid stock solutions, Aedes physiological saline salt stock solution (APS), calcium stock solution, and fat body culture medium. The process continues with fat body dissection, followed by an experimental treatment. After treatment, a variety of different analyses can be performed, including RNA sequencing (RNA-Seq), qPCR, Western blots, proteomics, and metabolomics.
In our example experiment, we demonstrate the protocol through the excision and culture of fat bodies from the yellow fever mosquito, Aedes aegypti, a principal vector of arboviruses including dengue, chikungunya, and Zika. RNA from fat bodies cultured under a physiological condition known to upregulate yolk proteins versus the control were subject to RNA-Seq analysis to demonstrate the potential utility of this procedure for investigations of gene expression.

Fat Body Organ Culture System in Aedes Aegypti, a Vector of Zika Virus

The fat body is the central metabolic organ in insects. We present a live organ culture system that enables the user to study the responses of isolated fat body tissue to various stimuli.

Fetten Körper Kultur Organsystem in Aedes Aegypti, Überträger von Zika-Virus

The insect fat body plays a central role in insect metabolism and nutrient storage, mirroring functions of the liver and fat tissue in vertebrates. Insect ...

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, chikungunya and Zika. Wolbachia-infected mosquitoes can be released into the field to either reduce population sizes through incompatible matings or to transform populations with mosquitoes that are refractory to virus transmission. For these strategies to succeed, the mosquitoes released into the field from the laboratory must be competitive with native mosquitoes. However, maintaining mosquitoes in the laboratory can result in inbreeding, genetic drift and laboratory adaptation which can reduce their fitness in the field and may confound the results of experiments. To test the suitability of different Wolbachia infections for deployment in the field, it is necessary to maintain mosquitoes in a controlled laboratory environment across multiple generations. We describe a simple protocol for maintaining Ae. aegypti mosquitoes in the laboratory, which is suitable for both Wolbachia-infected and wild-type mosquitoes. The methods minimize laboratory adaptation and implement outcrossing to increase the relevance of experiments to field mosquitoes. Additionally, colonies are maintained under optimal conditions to maximize their fitness for open field releases.

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes infected with Wolbachia are being released into natural populations to suppress the transmission of arboviruses. We describe methods to rear Ae. aegypti with Wolbachia infections in the laboratory for experiments and field release, taking precautions to minimize laboratory adaptation and selection.

Pflege, Aedes Aegypti Moskitos mit Wolbachia infizierte

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, ...

Improved Fecundity and Fertility Assay for Aedes aegypti using 24 Well Tissue Culture Plates (EAgaL Plates)

Mosquitoes represent a significant public health problem as vectors of various pathogens. For those studies that require an assessment of mosquito fitness parameters, in particular egg production and hatch rates at the individual level, conventional methods have put a substantial burden on investigators due to high labor intensity and laboratory space requirements. Described is a simple method using 24 well tissue culture plate with agarose in each well and digital imaging of each well to determine egg numbers and hatch rates at an individual level with substantially reduced time and space requirements.

Improved Fecundity and Fertility Assay for Aedes aegypti using 24 Well Tissue Culture Plates EAgaL Plates

Described is a time and space-saving method to count eggs and determine hatch rates of individual mosquitoes using 24 well tissue culture plates, which can substantially increase the scale and speed of fecundity and fertility assays.

Verbesserte Fecundity und Fruchtbarkeit Assay für Aedes aegypti mit 24 Well Tissue Culture Platten (EAgaL Platten)

Mosquitoes represent a significant public health problem as vectors of various pathogens. For those studies that require an assessment of mosquito fitness ...