Diese Arbeit wurde von Dorothy D. Radford Stiftungsfonds von der West Virginia University Mary Babb Randolph Cancer Center unterstützt. Die Verwendung der West Virginia University Tiermodellen und Imaging Facility (AMIF) und Mikroskopie Imaging Facility (MIF) (von der Mary Babb Randolph Cancer Center und NIH Zuschüsse P20 RR16440 unterstützt, P30 RR032138 / GM103488 und S10 RR026378) gedankt.

Alle tierischen Verfahren in diesem Protokoll nachgewiesen wurden überprüft und von der West Virginia University Animal Care und Verwenden Committee unter Protokolle 11-0412 und 14-0514 genehmigt und in Übereinstimmung mit den Grundsätzen und Verfahren in der NIH Leitfaden für die Pflege und Verwendung beschrieben durchgeführt der Tiere. 1. Vorbereitung der Tiere <ol><li> Betäuben eine einzige Maus in einer Induktionskammer unter Verwendung von 3% Isofluran mit 1,5 l / min 100% Sauerstoff gemischt. Zu entfernen, das Tier von der Induktionskammer und in eine Rückenlage auf der Abbildungsplattform auf 40ºC vorgewärmt und zwischen 37-42 ° C (2A) gehalten wird. Anästhesie bestätigen das Fehlen einer Reaktion auf eine Zehe Prise. </li><li> Bewegen Sie die Maus Schnauze im Nasenkonus auf die Anästhesie-System angeschlossen. Bewerben Anästhesie zu stationären Sedierung (1,5% Isofluran mit 1,5 l / min 100% Sauerstoff gemischt) zu halten. </li><li> Bewerben Auge Schmiermittel die jedes Auge, um zu verhindern Trockg. Gelten Elektroden-Gels mit den Elektroden und mit Band an jeder der vier Pfoten an der entsprechenden Elektrode zu sichern. Die Elektrodenkontaktstellen wird das Tier EKG zum Abbildungssystem zu übertragen, um die Überwachung der Herzfrequenz und Atemfrequenz zu ermöglichen. Schmieren und legen Sie die rektale Temperatursonde zur kontinuierlichen Überwachung der Körpertemperatur. Normale Maus Körpertemperatur 36,9 ° C. 1-2 ° C Abweichung ist normal, während der Narkose. </li><li> Verwenden Enthaarungscreme, um das Fell aus dem Hals der Maus zu entfernen. Den Halsbereich gründlich mit Wasser getränkten Gaze um Haare und überschüssiges Enthaarungscreme entfernen. Optional können zusätzliche Anwendung Enthaarungscreme, um alle verbleibenden Körperhaare (2B) entfernen. </li></ol> 2. Identifizierung und Image Acquisition of Mouse Halslymphknoten Mit HFUS <ol><li> Um zu beginnen, eine Schicht von erwärmt Ultraschall-Gel auf den Nackenbereich frei von Fell. Verwenden liberale Anwendung von Gel für optimale BildQualität (2C). Vermeiden Einführen von Luftblasen in das Gel während der Applikation, die mit Ultraschallbildgebung beeinträchtigen können. </li><li> Stellen Sie die Imaging-Plattform 20-30 °, so dass die Maus mit dem Kopf leicht erhöht positioniert. Diese Position hilft, die optimale Atemfrequenz für die Maus zu gewährleisten. Legen Sie die 40-MHz-Wandler quer in das Montagesystem und vorsichtig absenken, bis die Front des Wandlers Schallkopf ist in der Ultraschall-Gel (2C) eingetaucht. HINWEIS: Achten Sie darauf, keinen starken Druck auf die Maus Hals, wie es sein könnte unangemessene Atemnot verursachen. Darüber hinaus ist es hilfreich für die Bildgebung, um einen Puffer von Gel zwischen dem Wandler und der Maus haben. </li></ol> B-Modus-Bildgebung und Nachweis von Lymphknoten: <ol start="3"><li> Mit dem Computer die Steuerung der HFUS Erfassungssoftware, die Helligkeit (B-) Moduseinstellungen auf die folgenden Parameter: Gain 22 dB, Tiefe 10,00mm, Breite 14,08 mm. HINWEIS: Diese Einstellungen werden eine vorgeschlagene Ausgangspunkt und kann leichte Anpassung für optimale Bildaufnahme zwischen verschiedenen Anwendungen benötigen. Übliche Halslymphknoten als oval echoarme Strukturen in der Nähe der Hautoberfläche innerhalb eines umgebenden echo Feld. Das Aussehen der erkrankten Lymphknoten können je nach Modell verschieden. Systematisch Bild alle Lymphknoten im Halsbereich die folgenden Schritte aus: <ol><li> Verwenden Sie die Y-Achse, um den Hals in einem Schädel scannen, um Art und Weise gegenüber der Brustregion kaudal. Verwendung der X-Achse, um das Bild zu zentrieren. </li><li> Identifizieren wichtigen Sehenswürdigkeiten: Mundhöhle, Zunge und Schilddrüse (3A, B und C, jeweils); kippen Sie den Imaging-Plattform horizontal einstellen ventralen Oberfläche der Maus Hals, so dass beide Seiten des Halses auch in B-Mode-Bild der angezeigt. Der Betrag des Kippens hängt von der Physiologie des einzelnen Maus. </li></ol></li&gt; <li> Führen Sie eine 3D-Scan des gesamten Halsbereich aus der Mundhöhle / Zungenbereich auf die Schilddrüse, um Lymphknoten und die damit verbundenen Landmarken in der gesamten Hals Karte. <ol><li> Suchen Sie die Zunge / Mundhöhle Bereich (3A), und notieren Sie die numerische Position auf dem Y-Skala. </li><li> Finde Schilddrüse (3C) und beachten Sie die numerische Position auf dem Y-Skala. </li><li> Berechnen der Differenz zwischen den erhaltenen Werten in (2.4.1) und (2.4.2), die Gesamtlänge in mm für das abgebildete Halsbereich zu bestimmen. </li><li> Verwenden Sie den Y-Knopf, um den Wandler auf der Mitte des ermittelten Gesamtlänge zentrieren. </li><li> Drücken Sie &quot;3D&quot;. Geben Sie die Gesamtlänge. Bei 3D-Schrittweite, benutzen 0,076 mm, um das Bild-Serie Stack für die gesamte Halsbereich zu erwerben. </li></ol></li><li> Nachdem der Scanvorgang abgeschlossen ist, wählen Sie den rechten oder linken Seite des Halses und zentrieren den Wandler auf individueller Lymphknoten von Interesse, heben Sie dann den 40 MHz-Sonde von der Maus. Entfernen Sie den 40-MHz-Schallkopf und ersetzen mit einem 50 MHz microWandler (auch in einer Querlage), um mit höherer Auflösung Bilder zu erhalten. Füllt die Ultraschall-Gel auf der Maus Hals und senken Sie die 50 MHz-Schallkopf in die Ultraschall-Gel. </li></ol> 3D-Power-Doppler-Imaging <ol start="6"><li> Conduct 3D-Scans mit Power-Doppler zu beurteilen, Volumen und Durchblutung einzelner Lymphknoten wie folgt: <ol><li> Drücken Sie die POWER-Taste auf der Tastatur, um Systemleistung Dopper die folgenden Power-Modus-Einstellungen zu erwerben und anpassen: PRF 4 kHz Doppler gewinnen 34 dB, 30 dB Verstärkung 2D, Tiefe 5,00 mm, Breite 4,73 mm. HINWEIS: Nach wie vor sind diese Einstellungen eine vorgeschlagene Startpunkt und kann geändert werden, für die optimale Bildaufnahme in verschiedenen Modellen benötigt werden. </li><li> Suchen Sie die Schädel-Punkt der Lymphknoten in der Nähe, und beachten Sie die Position auf der Y-Skala. </li><li> Suchen Sie die am Schwanzpunkt des gleichen Knoten und MitteilungsDie Lage auf dem Y-Skala. </li><li> Berechnen Sie den Abstand Differenz, um die Gesamtlänge des Lymphknotens festzustellen (siehe Schritt 2.4.3). </li><li> Zentrieren Sie den Wandler auf der Mitte des ermittelten Gesamtlänge, mit der Y-Skala Lage. </li><li> Drücken Sie auf &quot;3D&quot; und geben insgesamt Lymphknoten Länge. Verwenden 0,051 mm für die Schrittweite. Hinweis: Durch die Nähe des Wandlers zum Brustbereich, dem 50 MHz Wandler kann in einer instabilen Bild Doppler aufgrund einer Detektion normalen Atembewegung führen. Dies kann mit Hilfe der Option &quot;Respiration Gating&quot; in der Registerkarte &quot;physiologische&quot; beseitigt werden. </li><li> Umgeben den ausgewählten Lymphknoten mit der gelben Box, die die Region bezeichnet, die von Power-Doppler untersucht werden, und wählen Sie &quot;3D-Scan&quot;, um Bilder zu erwerben. Heben Sie den Wandler aus der Maus und verschieben Sie sie in die gegenüberliegende Seite des Halses. Senken Sie den Wandler auf die Maus und wiederholen Sie die oben beschriebenen Schritte, um image Lymphknoten auf dieser Seite des Halses. </li></ol></li><li> Sparen Bildsätze für die anschließende Analyse. </li></ol> 3. Cervical Lymph Node Biopsy <ol><li> Wählen Sie die gewünschte Lymphknoten Biopsie und pflegen HFUS Bildgebung mit der 50 MHz-Schallkopf. Wählte die größten sichtbaren zervikalen Lymphknoten in jeder Seite der Maus Hals. Lymphknotenvergrößerung in der Regel zeigt eine Entzündungsreaktion und damit solche Knoten sind ideale Kandidaten für die Biopsie. HINWEIS: Wir haben festgestellt, es ist sehr schwierig, Biopsien am Halslymphknoten kleiner als 10 mm 3 durchzuführen. </li><li> Vorbereitung der Nadel und einer Spritze für eine Biopsie durch Anordnen einer 1 ml Spritze mit aufgesetzter 27 G, 0,5 Inch Nadel in den Spritzenhalter. Justieren des Nadelhalters, um die Nadel auszurichten 90º zur Maus Hals (4A). </li><li> Die Herstellung erfolgt nach Anheben der gesamten Maus-Plattform auf die Höhe der Nadel. Dies erreichen, indem Sie die 3D-Motor und die Umstellung auf eine größere Plattform, oder indem Sie einen festen Gegenstand geeigneter Höhe unter dem vorgesehenen Kurz Plattform. Verwenden Sie einen Kunststoff-Mikrozentrifugenröhrchen Rack für diesen Zweck. Wenn erforderlich, dann ist die Plattform um 180 ° um die Biopsie Knoten auf der Seite des Halses gegenüber dem Nadelvorrichtung angeordnet. </li><li> Stellen Sie die Übernahme Einstellungen, indem Sie &quot;Einstellungen&quot;, dann mit der Auswahl &quot;Max &amp; Verlängerungspuffer&quot;. Vergrößern Sie das Sichtfeld bis zu einer Tiefe von 8,00 mm und einer Breite von 9,73 mm. Schalten Sie die Nadelführung mit dem Screen-Tasten wählen. Die Nadelführung wird den Weg der Nadel auf dem Bildschirm vorherzusagen und erlaubt dem Benutzer, in der richtigen Position für die Biopsie Line-Up der Lymphknoten in der Umgebung. </li><li> Sicherzustellen, dass die Lymphknoten bleibt ständig im Blick durch Zentrieren der Lymphknoten in der Mitte oder etwas nach links der Mitte auf dem Bildschirm (4B). Um die gesamte Filmschleife des Verfahrens zu erhalten, drücken Sie Pre-Trigger für die Systemtastatur vor Beginn der Biopsie. </li><li> Stellen Sie den Nadelhalter, bis die Nadelspitze in Sicht und in Kontakt mit der Haut (4B) kommt. Voran die Nadel mit einer festen, schnell drücken, um die Haut zu durchstechen. Weiter, um die Nadel vor, bis die Spitze durchsticht auch die Kapsel (4C) und befindet sich in der Medulla (4D) sichtbar. </li><li> Sobald die Nadel richtig in dem Knoten befindet, ziehen Sie den Spritzenkolben zurück zwischen den 200-300 ul Abgrenzungen, um die Biopsie (4D und 4E) durchzuführen. Man beachte, daß Biopsiematerial ist typischerweise nicht in der Spritze sichtbar. </li><li> Entfernen Sie vorsichtig die Nadel aus der Maus Hals. Vertreibung der Spritzeninhalt in ein 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen. Nach Entfernen der Nadel von der Spritze, wobei die Nadel in der Röhre. Sammeln von 1 ml Biopsie Medien (aus einem aliquoten getrennt vom Lager Quelle) mit einer Spritze und dann wieder zu befestigen, um die Nadel der Spritze, während die Nadel in the Rohr. <ol><li> Spülen Sie die Spritze und Nadel mit den Biopsie Medien durch die Vertreibung der Biopsie-Medien in die Röhre. HINWEIS: Ziehen Sie nicht zurück auf den Kolben, während die Nadel an einer beliebigen Stelle nach der Biopsie angebracht. Dies reduziert das Risiko des Verlustes der Biopsiematerial aufgrund der kleinen Probengrße. </li></ol></li><li> Bestätigen Lymphknotengehalt durch histologische Mittel (4F) und weitere Verfahren (Histochemie, Durchflusszytometrie, etc.) gegebenenfalls zu analysieren. </li><li> Sobald Biopsie abgeschlossen ist, schalten Sie die Anästhesie und entfernen Sie die rektale Temperatursonde. Entfernen Sie überschüssiges Ultraschall-Gel aus der Maus mit Gaze, und entfernen Sie das Klebeband von jeder Pfote. </li><li> Entfernen Sie die Maus vom Imaging-Plattform und zurück zum Käfig. Minimale Blutungen aus Biopsiestelle auftreten, aber das stoppt ohne Intervention. Überwachen Sie die Maus während der Wiederherstellung bis zur vollständigen Tätigkeit wieder aufgenommen wird. </li></ol> 4. Bildanalyse der Halslymphknoten <ol><li&gt; In der Ultraschall-Software, wählen Sie das Bild für die Analyse und navigieren Sie zu der Registerkarte &quot;Bildverarbeitung&quot;. Wählen Sie &quot;Load in 3D&quot;. </li><li> Wählen Sie &quot;3D-Rekonstruktionsbild&quot; in der linken oberen Ecke, Sie auf den &quot;Display Einzel Pane&quot; -Taste. Verwenden Sie die Zoomfunktion das Bild zu vergrößern, falls gewünscht. Toggle &quot;Display Layout&quot;, um das Bild nur im B-Modus, der die Power-Doppler-Overlay aus dem Blickfeld entfernt zu sehen. Dies macht es einfacher, die Kanten des Lymphknotens bei nachfolgenden 3-D-Analyse anzuzeigen. Blättern Sie in der Bilderserie auf den Beginn der Lymphknoten zu lokalisieren. </li><li> Um die Lymphknoten zu umschreiben, navigieren Sie zu der Registerkarte &quot;3D-Einstellungen&quot;. Wählen Sie &quot;Lautstärke&quot;, dann die &quot;Start&quot; Taste neben &quot;Parallel&quot;. </li><li> Zeichnen Konturen um den interessierenden Bereich innerhalb der einzelnen Bilder durch Scrollen. Fortfahren, bis Bilder, die den gesamten Lymphknoten umfassen werden markiert. Wählen Sie &quot;Fertig stellen&quot;vervollständigen die Analyse. </li><li> Am unteren Rand des Bildes wird 3D-Volumen und% Vaskularität automatisch angezeigt. HINWEIS: 3D-Volumen entspricht dem Lymphknoten Volumen und prozentuale Vaskularisierung stellt den Prozentsatz des Lymphknotens positiv auf den Blutfluss durch Power-Doppler. </li><li> Toggle &quot;Display Layout&quot;, um die Power-Doppler-Bildgebung als Überlagerung auf der B- Modus-Bild anzuzeigen. Auf der Oberfläche Ansicht beobachten einen Netto Blick auf den Volumenbereich von Interesse. Exportieren Sie die Bilder in Tagged Image File (TIF) Format oder 3D-Scans als Filme (avi) zur weiteren Verwendung. </li></ol>

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Das beschriebene Protokoll ermöglicht die Visualisierung und in situ Auswertung murine Lymphknoten nicht-invasiv HFUS Bildgebung. Die Verwendung von B-Mode- und Doppler-Bildgebung Leistung zu visualisieren zervikalen Lymphknotens Morphologie bietet Volumen und Lymphknoten Blutfluß für eine experimentelle Analyse präklinischen Mausmodellsystemen ähnlich der für die Charakterisierung des zervikalen Knoten Patienten in der klinischen Praxis verwendet. Die Fähigkeit, die Cervial Lymphknoten über Feinnadelbiopsie überwachen stellt auch eine nützliche Technik zum Nachweis von Immunzellen Veränderungen und die Anwesenheit ausländischer Zelltypen oder Bakterien während der Mundhöhle Krankheit induzierte Lymphadenopathien bei Mäusen. Die einfache Handhabung und niedrige Kosten mit HFUS assoziiert ermöglicht das schnelle Screening von Gebärmutterhalskrebs Lymphknotenstatus in einer Vielzahl von Tiermodellen. Ein kritischer Schritt in diesem Protokoll ist das zunächst erfolgreicher Identifizierung der Lymphknoten in HFUS Bilder. Unsere Anlage verfügt über ein Sortiment von HFUS transducers wie beschrieben, so dass wir sie benutzt haben, um Bilder von höchster Qualität zu erhalten. Wenn die Wandler beschreiben wir die nicht verfügbar sind, ist es jedoch möglich, die Bilderzeugung unter Verwendung anderer Sensoren anzupassen. Zu diesem Zweck wird die Einstellung der Bildtiefe und Breite, um eine ausreichende Bild erhalten, ist alles, was erforderlich. Auflösung solcher Bilder kann variieren, es sollte jedoch immer noch möglich sein, Bilder hoher Qualität unter Verwendung HFUS erhalten. Abbildungs ​​Sehenswürdigkeiten der Mundhöhle und der Schilddrüse werden große Hilfe bei der Ausrichtung des Benutzers an die richtige Bereich, wo die Lymphknoten lokalisiert. Die charakteristische ovale, echoarme Art und oberflächliche Lage in der Nähe der Hautoberfläche ermöglicht eine schnelle Identifizierung der Zweithalslymphknoten in der richtigen Halsbereich. Während alle drei Knoten können in einer einzigen Bildebene (3B) sichtbar werden, werden typischerweise eine oder zwei Knoten während der Bilderzeugung erfasst. Kleinere Anpassungen der Wandlerposition durchgeführt, um zu zerreißen werdener verschiedene Bildebenen sichtbar und ermöglicht die Visualisierung aller Knoten auf einer einzigen Seite des Halses. Zwar haben wir die beschriebene Technik zuverlässig zum Identifizieren zervikalen Lymphknoten gefunden werden, gibt es bestimmte Beschränkungen für die Bildgebung und Biopsietechnik. Die oberflächliche Natur der Maus Halslymphknoten verleiht übermäßige Mobilität auch leichten Druck auf die Haut über den Wandlerkopf angewendet. Dies kann durch langsames Anlegen der Wandlerkopf in die Ultraschall-Gel auf der Maus Hals, bis die Wahrzeichen Bilder identifiziert werden entgegengewirkt werden. Lymphknoten Mobilität kann auch erschweren die Feinnadelbiopsie, insbesondere bei Verwendung von Sensoren in der höheren Auflösung (50 MHz) -Bereich. Zentriert Bilder von Lymphknoten für die Biopsie werden typischerweise aus dem Sichtfeld auf Grund der Kraft der Biopsienadel benötigt, um die darüber liegende Haut und die Kapsel zu durchstechen geschoben. Dies kann durch die außermittige Positionierung der Lymphknoten in Richtung der Nadeleinstich behoben werden kann,Nutzfläche die Lymphknoten, über geschoben werden, aber dennoch im Sichtfeld während der Biopsie. Nach unserer Erfahrung Lymphknoten&gt; 10 mm 3 sind sehr schwierig zu Biopsie, und werden häufig durch die Nadel während der Nadelvorschub geschoben anstatt eingedrungen. So wird Biopsie am besten für vergrößerte Lymphknoten, wo die Größe ist reserviert&gt; 10 mm 3, um eine ausreichende Knotenzielgröße und Stabilität im Halsbereich zu gewährleisten. Zusätzlich kann Biopsiematerial enthält ausreichende Zellzahlen für Verfahren, bei denen größere Zellzahlen benötigt werden (zB Durchflusszytometrie). HFUS wurde genutzt, um erfolgreich zu visualisieren orthotopen HNSCC Tumoren 25 und hat das Potenzial, Halslymphknotenmetastasen in Mäusen, die mit oralen Tumoren 24 zu überwachen. Zusätzlich zu Ultraschall hat Biolumineszenz-Bildgebung auch verwendet worden, um oral orthotope Tumorbildung und zervikalen Lymphknoten-Metastasen in lebenden Mäusen 26,27 visualisieren. Als alterntive Ansatz hat Biolumineszenz-Bildgebung einen deutlichen Vorteil gegenüber HFUS in der Lage, direkt zu quantifizieren Tumorprogression und metastasierendem Belastung im Laufe der Zeit in dem gleichen Tier. Während zweifellos nützlich ist Biolumineszenz-Bildgebung nicht in der Lage, viele der Parameter durch HFUS visualisiert, einschließlich Lymphknoten Morphologie Knotenvolumen oder den Blutfluss zu messen. Biolumineszenz-Bildgebung erfordert auch spezialisierte dunklen Kästen an Mäuse während der Bildgebung zu halten, wodurch diese Technik für die Anpassung für Feinnadelbiopsie ungeeignet. Weiterhin Biolumineszenz-Bildgebung erfordert die Herstellung von Tumorzellen, die stabil exprimieren das Luciferase-Enzym, so dass dieses Verfahren nur in den Fällen von orthotope Xenotransplantaten mit Luciferase-transfizierten Tumorzellen in immunsupprimierten Mäusen oder mit induzierbarer gewebsspezifische transgenen Systemen, die Luciferase-Expression verwendet werden, beschränken in einem räumlich-zeitlichen spezifische Weise an das Gewebe von Tumor Ursprungs. Im Gegensatz dazu kann HFUS U BEin Verbindung mit Biolumineszenz Bilder in diesen Modellen Sed, sowie in der Lage ist Abbilden Lymphknoten in Modellen der Karzinogen-induzierte oralen Tumoren in Mäusen mit vollständigen Immunsystem 28,29. Während HFUS kann mehr an die meisten Mausmodellen von Mundkrebs, der in Kombination gegenüber der Biolumineszenz und HFUS Bildgebung in Systemen erhalten werden können, in denen Tumorzellen exprimieren Luciferase kann ein vollständigeres Bild der zervikalen Lymphknotenbefall als die beiden bildgebenden Verfahren allein bieten. Die Fähigkeit, in Echtzeit zu identifizieren und zu erfassen Maus Lymphknoten erlaubt diese Technik in den meisten Modellen von Erkrankungen der Mundhöhle, die in entzündlichen Lymphadenopathie, den das Tier in einer umgekehrten Position unter Kurznarkose aufrechterhalten werden Ergebnisses verwendet werden. Nachweis von Lymphknotenmetastasen oder bakterielle Infektion und der damit verbundenen Auswirkungen auf die Lymphknoten-Morphologie in lebenden Tieren stellt einen signifikanten Vorteil gegenüber traditionellen Methodenführen, die Lymphknoten, um von toten Tieren zur histologischen Verarbeitung entfernt werden. Kombinieren HFUS mit Feinnadelbiopsie erlaubt eine Einrichtung zum Leiten pathologische Routineanalyse des zervikalen Lymphknoten, ähnlich dem, was in der Klinik durchgeführt, ein verbessertes Verfahren zur Überwachung der Progression der Erkrankung in den meisten aktuellen Mausmodellen der Mundhöhle Erkrankungen.

Lymphdrainage der interstitiellen Gewebsflüssigkeit ist die wichtigste Methode der Verbreitung von Infektions Mikroorganismen und Krebsarten, die sich in der Mund-Kiefer-Bereich 1,2. Klinische Prüfung von Lymphknoten ist eine gemeinsame diagnostischen Praxis verwendet, um das Vorhandensein oder das Fortschreiten von Krankheiten, die in der Mundhöhle stammen bestimmen. Dies unterstreicht die Bedeutung der Verwertungshalslymphknoten als wertvolle anatomischen Stellen für die orale Krankheitsdiagnose 3. Mehrere spezialisierte Abbildungsmethoden sind klinisch zur Identifizierung erkrankten Lymphknoten genutzt. Dazu gehören die Positronenemissionstomographie (PET), Computertomographie (CT) und Magnetresonanztomographie (MR). Während sehr wertvoll, diese Verfahren erfordern alle umfangreiche Vorbereitung des Patienten, hochspezialisierte Ausrüstung und / oder chemischen Infusion in den Kreislauf zu ermöglichen oder verbessern den Bildgebungsprozess. Sonographische Bildgebung (Ultraschall, US) ist eine häufig angewandte Technik verwendet werden, um im,Alter Lymphknoten präsentiert mit Lymphadenopathie infolge einer Infektion oder metastasierendem Beteiligung 4-6. US wird häufig mit PET-CT und MR-Bildgebung kombiniert werden, um eine umfassende Darstellung des Patienten Lymphknotenstatus liefern und helfen, Tumorstaging und Notwendigkeit für chirurgische Exzision 7 zu bestimmen. Die nicht-invasive Natur der US hat auch inhärente Vorteile gegenüber anderen Bildgebungsmodalitäten, einschließlich Benutzerfreundlichkeit, geringe Kosten, geringe Beschwerden des Patienten und Vorbereitung. Die oberflächliche subkutane Lage der meisten Lymphknoten erlaubt uns, minimal-invasive Feinnadelaspiration Biopsien mit erhöhter Genauigkeit zu führen, die Verbesserung der diagnostischen Genauigkeit 8. Handelshochfrequenz (HF) US liefert detaillierte Auflösung der internen anatomischen Strukturen bis 30 um 9. Verwendung Wandlern reicht von 22 bis 70 MHz, HFUS wurde leicht auf eine Vielzahl von experimentellen Nagetier Systeme angewendet, um Echtzeit-Abbildung der inneren Organe in vivo zu ermöglichen.; HFUS wurde zur Visualisierung von Tumorbildung bei herkömmlichen Helligkeit (B) -Modus mit einer Reihe von allgemeinen und speziellen Kontrastverstärkung agents9 angepasst sowie. Verwenden von Power-Doppler mit HFUS bietet die Möglichkeit, den Blutfluss innerhalb der Maus Tumoren zu überwachen, so dass eine umfassende Bewertung der angiogenen Perfusion in lebenden Mäusen 10,11. HFUS wurde zur erkrankten Maus Lymphknoten innerhalb des Hauptkörperhöhle zu visualisieren, was zeigt, parallel Nützlichkeit dieser Technologie auf die klinische Praxis. Insbesondere entzündlichen und viszerale Metastasen Lymphknoten Änderungen wurden in Maus-Modellen von Krebs beherbergen Brust 12,13, Bauchspeicheldrüsen 14, colorectal 15 und 16 Lungentumoren sowie Faser histocytomas 17 und einen alten Mausmodell der erworbenen Hydronephrose 18 beobachtet . Diese Beispiele verfestigen den Wert HFUS als leistungsstarkes Ermittlungswerkzeug für die tumorinduzierte Lymphadenopathie in einer Vielzahl von rodent Systeme. Mehrere Modelle von bakteriellen Infektionen 19,20 und Kopf-Hals-Plattenepithelkarzinom (HNSCC) 21,22 wurden entwickelt, um diese Krankheiten in der präklinischen Einstellung zu studieren. Im Gegensatz zu Menschen, Mäuse enthalten drei Halslymphknoten, die Lymphe aus Geweben der Mundhöhle (Unterkiefer, Unterkiefer und Kieferspeichel oberflächliche Ohrspeichel 23) zu überblicken. Kürzlich haben wir die Verwendung von HFUS, um den Ort und die Morphologie dieser Lymphknoten abzubilden, Überwachen von Änderungen Lymphknotenvolumens und den Blutfluss in Karzinogen-induzierte Mausmodell HNSCC 24. Hier stellen wir ein detailliertes Protokoll für die Verwendung HFUS zur Identifizierung, Bildgebung und Analyse von zervikalen Lymphknoten in lebenden Mäusen. Dieses Protokoll zeigt auch die Machbarkeit der Verwendung HFUS um bildgeführte Feinnadelbiopsie der erweiterten Maushalslymphknoten durchzuführen, so dass die histologische Überwachung von Veränderungen der zervikalen Lymphknoten Inhalt und Pathologien über time in dem gleichen Tier. Dieses Protokoll ist leicht an für die detaillierte Untersuchung der Halslymphknotenerkrankungen resultierende von jeder invasive Mundhöhle Krankheit bei Mäusen zu ermöglichen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1067">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;width:577px;">Vevo2100 High Resolution Micro-ultrasound Imaging System, with integrated software Version 1.6.0</td>
			<td style="width:153px;">VisualSonics, Toronto, Ontario, Canada</td>
			<td style="width:139px;">VS-11945</td>
			<td style="width:199px;"></td>
		</tr>
		<tr height="58">
			<td height="58" style="height:58px;width:577px;">Power Dopper Mode and 3D Mode</td>
			<td style="width:153px;">VisualSonics, Toronto, Ontario, Canada</td>
			<td style="width:139px;">VS-11952; VS-11484</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;">Vevo compact anesthesia system</td>
			<td style="width:153px;">VisualSonics, Toronto, Ontario, Canada</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;">Vevo integrated rail system including 3D motor and micromanipulator for injections</td>
			<td style="width:153px;">VisualSonics, Toronto, Ontario, Canada</td>
			<td style="width:139px;">SA-11983</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;">Thermasonic Gel Warmer</td>
			<td style="width:153px;">VisualSonics, Toronto, Ontario, Canada</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td>Optional</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;">Transducers &#8211; MS-550D (Broadband frequency: 22 MHz - 55 MHz)</td>
			<td style="width:153px;">VisualSonics, Toronto, Ontario, Canada</td>
			<td style="width:139px;">VS-11960</td>
			<td style="width:199px;">Referred to as 40 MHz Transducer</td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;">Transducers &#8211; MS-700 (Broadband frequency: 30 MHz - 70 MHz)</td>
			<td style="width:153px;">VisualSonics, Toronto, Ontario, Canada</td>
			<td style="width:139px;">VS-12026</td>
			<td style="width:199px;">Referred to as 50 MHz Transducer</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;">Ophthalmic Ointment</td>
			<td style="width:153px;">Patterson Veterinary</td>
			<td style="width:139px;">07-888-1663</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Electrode gel</td>
			<td style="width:153px;">Parker Laboratories</td>
			<td style="width:139px;">174-1525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tape</td>
			<td style="width:153px;">Medical Arts Press</td>
			<td style="width:139px;">174-153000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Depilatory Cream</td>
			<td style="width:153px;">Carter Products</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cotton swabs</td>
			<td style="width:153px;">General Supply</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Gauze</td>
			<td style="width:153px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">22-037-907</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Water</td>
			<td style="width:153px;">General Supply</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Lubricating gel</td>
			<td style="width:153px;">Parker Laboratories</td>
			<td style="width:139px;">57-05</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ultrasound gel</td>
			<td style="width:153px;">Parker Laboratories</td>
			<td style="width:139px;">01-50</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="61">
			<td height="61" style="height:61px;">Microcentrifuge tube rack</td>
			<td style="width:153px;">General Supply</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:199px;">Used to raise mouse platform for optimal biopsy position</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">27G &#189; inch needle with 1 ml syringe</td>
			<td style="width:153px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:139px;">14-826-87</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">ThinPrep PreservCyt Solution</td>
			<td style="width:153px;">Hologic</td>
			<td style="width:139px;">70097-002</td>
			<td>Refered to as biopsy media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Microcentrifuge tubes</td>
			<td style="width:153px;">General Supply</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;">Thinprep 2000 processor</td>
			<td style="width:153px;">Cytyc, Marlborough, MA</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td>Blue Filter</td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;">Olympus AX70 Provis Microscope</td>
			<td style="width:153px;">Olympus, Center Valley, PA</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

high-frequency ultrasound imaging of mouse cervical lymph nodes

Hochfrequenz-Ultraschall (HFUS) wird weithin als eine nicht-invasive Methode zur Abbildung innerer anatomischer Strukturen in Kleintierversuchssystemen eingesetzt. HFUS hat die Fähigkeit, Strukturen so klein wie 30 &amp; mgr; m zu erfassen, eine Eigenschaft, die für die Visualisierung oberflächlicher Lymphknoten bei Nagern in der Helligkeit (B) -Modus verwendet worden ist. Die Kombination von Power-Doppler mit B-Mode-Bildgebung ermöglicht die Messung von Kreislaufdurchblutung in Lymphknoten und anderen Organen. Während HFUS wurde für Lymphknotenbildgebung in einer Reihe von Mausmodellen verwendet, wurde ein detailliertes Protokoll beschreibt HFUS Bildgebung und Charakterisierung der Lymphknoten in Mäusen nicht beobachtet. Hier zeigen wir, dass HFUS angepasst werden, um zu detektieren und zu charakterisieren, Lymphknoten von Mäusen werden. In Verbindung B-Modus und Power-Doppler-Bildgebung kann zur Erhöhung der Blutfluss in immunologisch vergrößerten Halslymphknoten zu erkennen. Wir beschreiben auch die Verwendung von B-Bild, feine Nadelbiopsien der zervikalen Lymphknoten nicht durchführendes zu Lymphgewebe für die histologische Analyse abrufen. Schließlich werden softwaregestützte Schritte beschrieben, um Änderungen in Lymphknotenvolumen zu berechnen und um Änderungen in Lymphknoten Morphologie folgenden Bildrekonstruktion zu visualisieren. Die Fähigkeit, Veränderungen der zervikalen Lymphknoten Biologie über die Zeit visuell zu überwachen stellt eine einfache und leistungsfähige Technik für die nicht-invasive Überwachung der zervikalen Lymphknotenveränderungen in präklinischen Mausmodellen der Mundhöhle Krankheit.

Das Gesamtschema für die Bildgebung und Biopsieverfahren ist in Abbildung 1 dargestellt. Die wichtigsten Schritte des Verfahrens sind die richtige Vorbereitung der Maus für die Bildgebung, die Identifizierung der Halslymphknoten, korrekte Vorbereitung und Durchführung der Nadelbiopsie, und die Analyse der B -Modus und Doppler-Bilder, um die Lautstärke und die Menge der Durchblutung in jedem ausgewählten Knoten mit Computer-Software zu messen. HFUS Bildgebung von Maus Halslymphknoten erfordert die Anwendung und Aufrechterhaltung richtige Anästhesie in der gesamten Bildaufnahmeperiode (2A), als auch die vollständige Entfernung der Haare über die gesamte Halsbereich (2B). Die liberale Anwendung von Ultraschall-Gel auf die enthaarte Gebiet gewährleistet eine klare HFUS Signal während des Verfahrens (Abbildung 2C). HFUS Abbildung des Halsbereichs wird durch die Visualisierung von anatomischen Landmarken, die zervikale charakteristischen Ultraschallbilder zu erzeugen unterstützt. Fig3 zeigt Beispiele der wichtigsten Organe (3A-C), Lymphknoten im B-Modus (Figur 3D) und Power-Doppler-Modus (Figur 3E). Echtzeit-Bildgebung HFUS bei narkotisierten Mäusen ermöglicht geführte Feinnadelbiopsie der Halslymphknoten ähnlich dem, was in der klinischen Praxis durchgeführt. Platzierung der Biopsiekanüle und Entnahmespritze angebracht zu der Steuer Mikroinjektor Ausrüstung ist in 4A gezeigt. Anschließende B-Mode-Ultraschallbilder zeigen ideal Nadelplatzierung vor der Biopsie (4B), Nadelspitze Eintritt in einen zervikalen Lymphknoten (4C) und Nadelposition während Biopsie (4D). Close-up Bild zeigt die Nadelspitze in der Medulla der Lymphknoten (4E). Die Verarbeitung der Biopsie Komponenten durch Cytospin zeigt reichlich lymphatischen Zellhaufen und zugehörige Bindegewebe, die Überprüfung erfolgreich LymphknotenBiopsie (4F). Computational-basierte Analyse von HFUS Bilder können für detaillierte Informationen über Lymphknotenarchitektur, Volumen und Gefäßfluss zu erhalten. Verwenden von Power-Doppler-Modus und 3D-Volumenmessungen Prozent Vaskularität (PV) kann von Bild-Serie umfasst gesamten Knoten (5A) berechnet werden. Darüber hinaus ermöglicht die 3D-Bildgebung für den Wiederaufbau virtuelle Lymphknoten und enthüllt Gesamtlymphknoten Topographie (5B). <img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/52718/52718fig1.jpg" /> Abb. 1: schematische Übersicht der Schritte in diagnostischen HFUS zervikalen Lymphknotens Bildgebung in Mäusen beteiligt Die wichtigsten Schritte sind 1: Vorbereitung der Mäuse HFUS Bildgebung und Gewinnung 40 bis 50 MHz auflösende Bilder der Halsbereich mit den drei Maus-Lymphknoten . 2: Feine Nadelbildgeführte Biopsie der Lymphknoten und die anschließende histologische Analyse<html> der Biopsie Material. 3: Die computergestützte Bildanalyse und 3D-Rekonstruktion von Lymphknoten Bilder in B-Mode- und Doppler erhalten, um die jeweiligen Lymphknoten Volumen und Prozent (%) der vaskulären Strömung bestimmen. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52718/52718fig2.jpg" /> Abb. 2: Übersicht über die hohe Auflösung in vivo Mikro-Bildgebungssystems für zervikale Lymphknoten Beurteilung und Biopsie (A) Die HFUS System ist mit einer narkotisierten Maus für zervikale Lymphknoten Bildgebung bereit gezeigt. Ebenfalls dargestellt ist die Mikroinjektor (MI) und 3D-Motorstufe (3D MS) Zusatzausrüstung. (B) Schließen Sie herauf Ansicht eines betäubten Maus für HFUS Bildgebung mit dem Haar im Halsbereich entfernt vorbereitet. (C) Das gleiche Maus mit der 50 MHz-Sonde an Ort und Stelle auf dem Hals. Beachten Sie die zusätzlichen Ultraschall-Gel verwendet werden, um Halsbereich Bildgebung ermöglichen. 718fig3.jpg &quot;/&gt; Abbildung 3: Repräsentative HFUS Hals Anatomie Bilder in B-Mode und Power-Doppler. (A, B) B-Modus-Bilder von der Mundhöhle, die die Mundhöhle (BC) und der Zunge (T) durch die Abbildung in der Nähe des Nasenhöhle visualisiert. Die drei Halslymphknoten auf jeder Seite des Halses gefunden (bezeichnet M, Kiefer; SM, Glandula; SP, oberflächliche Parotis) als (B) gezeigt, werden als eine Gruppe von echo Strukturen in einem einzigen Bildebene. (C) Die Schilddrüse (Th), wie in der oberen Brustbereich sichtbar gemacht, als Feststoff, echogenen schmetterlingsförmige Struktur erscheinen. (AC) wurden mit einem 40 MHz-Sonde sichtbar gemacht; Maßstabsbalken = 1 mm. (D, E) Repräsentative Bilder der normalen (D) und erweiterten (E) Halslymphknoten mit B-Mode und Power-Doppler (rot). Gestrichelten Linien zu skizzieren Einzel Lymphknoten. Maßstabsbalken = 0,5 mm. <img alt="Figur 4" src = &quot;/ files / ftp_upload / 52.718 / 52718fig4.jpg&quot; /&gt; Abbildung 4: Cervical-Lymphknoten-Biopsie Set-up, Imaging und Cytospin Analyse der Biopsiematerial (A) Die Imaging-Plattform, die die Mikro-Injektor und Nadelplatzierung in der Nähe der Maus Hals.. Eine große Reaktionsgefäß-Ständer (orange-Block) wird verwendet, um leicht erhöhen die Plattform, die den richtigen Nadelplatzierung und es trotzdem erlauben Raum für die 3D-Motorstufe. Diese Anordnung minimiert Zeitaufwand für das Entfernen der Motorstufe für jede Maus. (B - D) insgesamt Hals HFUS Bilder aus einem Video von einem Hals-Lymphknoten-Biopsie mit der 50 MHz-Sonde gemacht. (B) HFUS B-Modus-Bild, das die Nadel an der Seite des Halses vor Biopsie angeordnet ist. Die Nadelspitze ist die echoreiche Struktur direkt unterhalb der Position der Nadelführung (grüne gestrichelte Linie) während der Bilderzeugung, um die Nadel Trajektorie bezeichnen lagert. Lymphknotens in der Mittedas Bild. Maßstabsbalken = 1 mm. (C) Nadeleinstich in die Lymphknoten. (D) Biopsie der zervikalen Lymphknoten. (E) Zoomed Biopsie der zervikalen Lymphknoten. Maßstabsbalken = 0,5 mm. (F) Cytospin Analyse der repräsentativen Biopsie Lymphe Material bestätigt erfolgreiche Biopsie. Maßstabsbalken = 100 &amp; mgr; m. <img alt="Figur 5" src="/files/ftp_upload/52718/52718fig5.jpg" /> Abb. 5: Computer-Analyse von 3D-Hals-Lymphknoten-Bilder (A) Repräsentative Screenshot von einem Lymphknoten analysiert mit Computer-Software. Der Knoten wird in blau umschrieben; Analyseergebnisse zeigen, 3D-Volume und Prozent Vaskularität (PV) wie angegeben. (B) ein Oberflächenbild Blick auf demselben Knoten nach der 3D-Analyse. Rendert gesamte Volumen Lymphknoten basierend auf Messungen in A.

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High-frequency Ultrasound Imaging of Mouse Cervical Lymph Nodes

Dieses Protokoll beschreibt die Anwendung von Hochfrequenz-Ultraschall (HFUS) zum Abbilden der Maus Lymphknoten. Diese Technik optimiert die Visualisierung und Quantifizierung der zervikalen Lymphknoten-Morphologie, Volumen und Durchblutung. Bild-geführte Biopsie der Lymphknoten und Verarbeitung von Lymphgewebe zur histologischen Auswertung wird auch gezeigt.

Hochfrequenz-Ultraschall-Bildgebung der Maus Halslymphknoten

High-frequency ultrasound (HFUS) is widely employed as a non-invasive method for imaging internal anatomic structures in experimental small animal ...

high-frequency-ultrasound-imaging-of-mouse-cervical-lymph-nodes

Research

JoVE Journal

Medicine

18.9K Aufrufe.  West Virginia University.  Dieses Protokoll beschreibt die Anwendung von Hochfrequenz-Ultraschall (HFUS) zum Abbilden der Maus Lymphknoten. Diese Technik optimiert die Visualisierung und Quantifizierung der zervikalen Lymphknoten-Morphologie, Volumen und Durchblutung. Bild-geführte Biopsie der Lymphknoten und Verarbeitung von Lymphgewebe zur histologischen Auswertung wird auch gezeigt. 

Serie: High-frequency Ultrasound Imaging of Mouse Cervical Lymph Nodes

Murine Echocardiography and Ultrasound Imaging

Rodent models of cardiac pathophysiology represent a valuable research tool to investigate mechanism of disease as well as test new therapeutics.1 Echocardiography provides a powerful, non-invasive tool to serially assess cardiac morphometry and function in a living animal.2 However, using this technique on mice poses unique challenges owing to the small size and rapid heart rate of these animals.3 Until recently, few ultrasound systems were capable of performing quality echocardiography on mice, and those generally lacked the image resolution and frame rate necessary to obtain truly quantitative measurements. Newly released systems such as the VisualSonics Vevo2100 provide new tools for researchers to carefully and non-invasively investigate cardiac function in mice. This system generates high resolution images and provides analysis capabilities similar to those used with human patients. Although color Doppler has been available for over 30 years in humans, this valuable technology has only recently been possible in rodent ultrasound.4,5 Color Doppler has broad applications for echocardiography, including the ability to quickly assess flow directionality in vessels and through valves, and to rapidly identify valve regurgitation. Strain analysis is a critical advance that is utilized to quantitatively measure regional myocardial function.6 This technique has the potential to detect changes in pathology, or resolution of pathology, earlier than conventional techniques. Coupled with the addition of three-dimensional image reconstruction, volumetric assessment of whole-organs is possible, including visualization and assessment of cardiac and vascular structures. Murine-compatible contrast imaging can also allow for volumetric measurements and tissue perfusion assessment.

This video demonstrates use of a rail-mounted high-frequency ultrasound probe to perform echocardiography on an anesthetized mouse. The methods describe both conventional two-dimensional and M-mode measurements of cardiac function in addition to newer, more powerful tools such as color Doppler, strain analysis, as well as general and targeted contrast imaging.

Murine Echokardiographie und Ultraschall-Bildgebung

Rodent models of cardiac pathophysiology represent a valuable research tool to investigate mechanism of disease as well as test new therapeutics.1  ...

Forschung

Medizin

Controlled Cervical Laceration Injury in Mice

Use of genetically modified mice enhances our understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders such as a spinal cord injury (SCI). Freehand manual control used to produce a laceration model of SCI creates inconsistent injuries often associated with a crush or contusion component and, therefore, a novel technique was developed. Our model of cervical laceration SCI has resolved inherent difficulties with the freehand method by incorporating 1) cervical vertebral stabilization by vertebral facet fixation, 2) enhanced spinal cord exposure, and 3) creation of a reproducible laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm in depth without associated contusion. Compared to the standard methods of creating a SCI laceration such as freehand use of a scalpel or scissors, our method has produced a consistent lesion. This method is useful for studies on axonal regeneration of corticospinal, rubrospinal, and dorsal ascending tracts.

A novel technique to create a reproducible in vivo model of cervical spinal cord laceration injury in the mouse is described. This technique is based on spine stabilization by fixation of the cervical facets and laceration of the spinal cord using an oscillating blade with an accuracy of &plusmn;0.01 mm.

Controlled Cervical Laceration Verletzungen in Mäuse

Use of genetically modified mice enhances our  understanding of molecular mechanisms underlying several neurological disorders  such as a spinal cord ...

A Novel Application of Musculoskeletal Ultrasound Imaging

Ultrasound is an attractive modality for imaging muscle and tendon motion during dynamic tasks and can provide a complementary methodological approach for biomechanical studies in a clinical or laboratory setting. Towards this goal, methods for quantification of muscle kinematics from ultrasound imagery are being developed based on image processing. The temporal resolution of these methods is typically not sufficient for highly dynamic tasks, such as drop-landing. We propose a new approach that utilizes a Doppler method for quantifying muscle kinematics. We have developed a novel vector tissue Doppler imaging (vTDI) technique that can be used to measure musculoskeletal contraction velocity, strain and strain rate with sub-millisecond temporal resolution during dynamic activities using ultrasound. The goal of this preliminary study was to investigate the repeatability and potential applicability of the vTDI technique in measuring musculoskeletal velocities during a drop-landing task, in healthy subjects. The vTDI measurements can be performed concurrently with other biomechanical techniques, such as 3D motion capture for joint kinematics and kinetics, electromyography for timing of muscle activation and force plates for ground reaction force. Integration of these complementary techniques could lead to a better understanding of dynamic muscle function and dysfunction underlying the pathogenesis and pathophysiology of musculoskeletal disorders.

We describe a new ultrasound-based vector tissue Doppler imaging technique to measure muscle contraction velocity, strain and strain rate with sub-millisecond temporal resolution during dynamic activities. This approach provides complementary measurements of dynamic muscle function and could lead to a better understanding of mechanisms underlying musculoskeletal disorders.

A Novel Anwendung von Muskel-Skelett-Ultraschall-Bildgebung

Ultrasound is an attractive modality for imaging muscle and tendon  motion during dynamic tasks and can provide a complementary methodological  approach ...

Diagnostic Ultrasound Imaging of Mouse Diaphragm Function

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive surgical procedures. Although this is an effective method of assessing in vitro diaphragm activity, it involves non-survival surgery. The application of non-invasive ultrasound imaging as an in vivo procedure is beneficial since it not only reduces the number of animals sacrificed, but is also suitable for monitoring disease progression in live mice. Thus, our ultrasound imaging method may likely assist in the development of novel therapies that alleviate muscle injury induced by various respiratory diseases. Particularly, in clinical diagnoses of obstructive lung diseases, ultrasound imaging has the potential to be used in conjunction with other standard tests to detect the early onset of diaphragm muscle fatigue. In the current protocol, we describe how to accurately evaluate diaphragm contractility in a mouse model using a diagnostic ultrasound imaging technique.

Diagnostic ultrasound imaging has proven to be effective in diagnosing various respiratory diseases in human and animal subjects. We demonstrate a comprehensive ultrasound protocol utilized by Dr. Zuo's lab to analyze diaphragm kinetics specifically in mouse models. This is also a non-invasive research technique which can provide quantitative information on mouse respiratory muscle function.

Diagnostische Ultraschall-Bildgebung der Maus Membranfunktion

Function analysis of rodent respiratory skeletal muscles, particularly the diaphragm, is commonly performed by isolating muscle strips using invasive ...

State of the Art Cranial Ultrasound Imaging in Neonates

Cranial ultrasound (CUS) is a reputable tool for brain imaging in critically ill neonates. It is safe, relatively cheap and easy to use, even when a patient is unstable. In addition it is radiation-free and allows serial imaging. CUS possibilities have steadily expanded. However, in many neonatal intensive care units, these possibilities are not optimally used. We present a comprehensive approach for neonatal CUS, focusing on optimal settings, different probes, multiple acoustic windows and Doppler techniques. This approach is suited for both routine clinical practice and research purposes. In a live demonstration, we show how this technique is performed in the neonatal intensive care unit. Using optimal settings and probes allows for better imaging quality and improves the diagnostic value of CUS in experienced hands. Traditionally, images are obtained through the anterior fontanel. Use of supplemental acoustic windows (lambdoid, mastoid, and lateral fontanels) improves detection of brain injury. Adding Doppler studies allows screening of patency of large intracranial arteries and veins. Flow velocities and indices can be obtained. Doppler CUS offers the possibility of detecting cerebral sinovenous thrombosis at an early stage, creating a window for therapeutic intervention prior to thrombosis-induced tissue damage. Equipment, data storage and safety aspects are also addressed.

Cranial ultrasound (CUS) is a valuable tool for brain imaging in critically ill neonates. This video shows a comprehensive approach for neonatal (Doppler) CUS for both clinical and research purposes, including a bedside demonstration of the technique.

State of the Art Hirn Ultraschall-Bildgebung bei Neugeborenen

Cranial ultrasound (CUS) is a reputable tool for brain imaging in critically ill neonates. It is safe, relatively cheap and easy to use, even when a ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotope Cervical Herztransplantation bei Mäusen

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Interictal High Frequency Oscillations Detected with Simultaneous Magnetoencephalography and Electroencephalography as Biomarker of Pediatric Epilepsy

Crucial to the success of epilepsy surgery is the availability of a robust biomarker that identifies the Epileptogenic Zone (EZ). High Frequency Oscillations (HFOs) have emerged as potential presurgical biomarkers for the identification of the EZ in addition to Interictal Epileptiform Discharges (IEDs) and ictal activity. Although they are promising to localize the EZ, they are not yet suited for the diagnosis or monitoring of epilepsy in clinical practice. Primary barriers remain: the lack of a formal and global definition for HFOs; the consequent heterogeneity of methodological approaches used for their study; and the practical difficulties to detect and localize them noninvasively from scalp recordings. Here, we present a methodology for the recording, detection, and localization of interictal HFOs from pediatric patients with refractory epilepsy. We report representative data of HFOs detected noninvasively from interictal scalp EEG and MEG from two children undergoing surgery.
The underlying generators of HFOs were localized by solving the inverse problem and their localization was compared to the Seizure Onset Zone (SOZ) as this was defined by the epileptologists. For both patients, Interictal Epileptogenic Discharges (IEDs) and HFOs were localized with source imaging at concordant locations. For one patient, intracranial EEG (iEEG) data were also available. For this patient, we found that the HFOs localization was concordant between noninvasive and invasive methods. The comparison of iEEG with the results from scalp recordings served to validate these findings. To our best knowledge, this is the first study that presents the source localization of scalp HFOs from simultaneous EEG and MEG recordings comparing the results with invasive recordings. These findings suggest that HFOs can be reliably detected and localized noninvasively with scalp EEG and MEG. We conclude that the noninvasive localization of interictal HFOs could significantly improve the presurgical evaluation for pediatric patients with epilepsy.

High Frequency Oscillations (HFOs) have emerged as presurgical biomarkers for the identification of the epileptogenic zone in pediatric patients with medically refractory epilepsy. A methodology for the noninvasive recording, detection, and localization of HFOs with simultaneous scalp electroencephalography (EEG) and magnetoencephalography (MEG) is presented.

Interiktalen Hochfrequenzoszillationen Erkannte mit Simultaneous Magnetoencephalographie und Elektroenzephalographie als Biomarker für Pädiatrische Epilepsie

Crucial to the success of epilepsy surgery is the availability of a robust biomarker that identifies the Epileptogenic Zone (EZ). High Frequency ...

Laparoscopic Technique for Serial Collection of Liver and Mesenteric Lymph Nodes in Macaques

The mesenteric lymph nodes (MLN) and the liver are exposed to microbes and microbial products from the gastrointestinal (GI) tract, making them immunologically unique. The GI tract and associated MLN are sites of early viral replication in human immunodeficiency virus (HIV) infection and the MLN are likely important reservoir sites that harbor latently-infected cells even after prolonged antiretroviral therapy (ART). The liver has been shown to play a significant role in immune responses to lentiviruses and appears to play a significant role in clearance of virus from circulation. Nonhuman primate (NHP) models for HIV and Acquired Immunodeficiency Syndrome (AIDS) closely mimic these aspects of HIV infection and serial longitudinal sampling of primary sites of viral replication and the associated immune responses in this model will help to elucidate critical events in infection, pathogenesis, and the impact of various intervention strategies on these events. Current published techniques to sample liver and MLN together involve major surgery and/or necropsy, which limits the ability to investigate these important sites in a serial fashion in the same animal. We have previously described a laparoscopic technique for collection of MLN. Here, we describe a minimally invasive laparoscopic technique for serial longitudinal sampling of liver and MLN through the same two port locations required for the collection of MLN. The use of the same two ports minimizes the impact to the animals as no additional incisions are required. This technique can be used with increased sampling frequency compared to major abdominal surgery and reduces the potential for surgical complications and associated local and systemic inflammatory responses that could complicate interpretation of results. This procedure has potential to facilitate studies involving NHP models while improving animal welfare.

Here, we describe a minimally invasive laparoscopic technique for serial sampling of liver and mesenteric lymph nodes (MLN) in macaques that allows for increased sampling frequency, and reduces the potential for surgical complications when compared to performing a laparotomy.

Die laparoskopische Technik zur Serien Sammlung von Leber und mesenterischen Lymphknoten in Makaken

The mesenteric lymph nodes (MLN) and the liver are exposed to microbes and microbial products from the gastrointestinal (GI) tract, making them ...

3D Ultrasound Imaging: Fast and Cost-effective Morphometry of Musculoskeletal Tissue

The developmental goal of 3D ultrasound imaging (3DUS) is to engineer a modality to perform 3D morphological ultrasound analysis of human muscles. 3DUS images are constructed from calibrated freehand 2D B-mode ultrasound images, which are positioned into a voxel array. Ultrasound (US) imaging allows quantification of muscle size, fascicle length, and angle of pennation. These morphological variables are important determinants of muscle force and length range of force exertion. The presented protocol describes an approach to determine volume and fascicle length of m.&#160;vastus lateralis and m.&#160;gastrocnemius medialis. 3DUS facilitates standardization using 3D anatomical references. This approach provides a fast and cost-effective approach for quantifying 3D morphology in skeletal muscles. In healthcare and sports, information on the morphometry of muscles is very valuable in diagnostics and/or follow-up evaluations after treatment or training.

3D ultrasound imaging (3DUS) allows fast and cost-effective morphometry of musculoskeletal tissues. We present a protocol to measure muscle volume and fascicle length using 3DUS.

3D Ultraschall-Bildgebung: schnelle und kostengünstige Morphometrie des Muskel-Skelett-Gewebe

The developmental goal of 3D ultrasound imaging (3DUS) is to engineer a modality to perform 3D morphological ultrasound analysis of human muscles. 3DUS ...

Flow Cytometry Analysis of Immune Cell Subsets within the Murine Spleen, Bone Marrow, Lymph Nodes and Synovial Tissue in an Osteoarthritis Model

Osteoarthritis (OA) is one of the most prevalent musculoskeletal diseases, affecting patients suffering from pain and physical limitations. Recent evidence indicates a potential inflammatory component of the disease, with both T-cells and monocytes/macrophages potentially associated with the pathogenesis of OA. Further studies postulated an important role for subsets of both inflammatory cell lineages, such as Th1, Th2, Th17, and T-regulatory lymphocytes, and M1, M2, and synovium-tissue-resident macrophages. However, the interaction between the local synovial and systemic inflammatory cellular response and the structural changes in the joint is unknown. To fully understand how T-cells and monocytes/macrophages contribute towards OA, it is important to be able to quantitively identify these cells and their subsets simultaneously in synovial tissue, secondary lymphatic organs and systemically (the spleen and bone marrow). Nowadays, the different inflammatory cell subsets can be identified by a combination of cell-surface markers making multi-color flow cytometry a powerful technique in investigating these cellular processes. In this protocol, we describe detailed steps regarding the harvest of synovial tissue and secondary lymphatic organs as well as generation of single cell suspensions. Furthermore, we present both an extracellular staining assay to identify monocytes/macrophages and their subsets as well as an extra- and intra-cellular staining assay to identify T-cells and their subsets within the murine spleen, bone marrow, lymph nodes and synovial tissue. Each step of this protocol was optimized and tested, resulting in a highly reproducible assay that can be utilized for other surgical and non-surgical OA mouse models.

Here, we describe a detailed and reproducible flow cytometry protocol to identify monocyte/macrophage and T-cell subsets using both extra- and intracellular staining assays within the murine spleen, bone marrow, lymph nodes and synovial tissue, utilizing an established surgical model of murine osteoarthritis.

Durchflusszytometrie Analyse von Immunzell-Subsets innerhalb der Murinenmilen, Knochenmark, Lymphknoten und Synovialgewebe in einem Osteoarthritis-Modell