Wir möchten Jia Li Liu für ihre Unterstützung bei der Erstellung von Abbildung 1. Diese Studie wurde durch das Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) Projekt Virtuelle Leber unterstützt wurde zu danken: 0.315.741.

Anmerkung: Alle Zellen von resezierten nicht-tumorösen menschlichen Lebergewebe isoliert wurden, die nach partieller Leberresektion mit primären oder sekundären Lebertumoren geblieben. Universitätsmedizin Berlin - Einverständniserklärung der Patienten wurde nach den ethischen Richtlinien der Charité erhalten. 1. Herstellung von Materialien und Lösungen <ol><li> Sterilisieren alle Instrumente und die Materialien im Voraus eine bakterielle Kontamination während des Isolationsprozesses zu vermeiden. </li><li> Herstellung der Lösungen für die Perfusion der Leber Gewebeprobe erforderlich, den Isolationsprozess der Hepatozyten und nicht-parenchymalen Leberzellen und die Kultivierung von primären humanen Leberzellen gemäß den Tabellen 1 und 2, mit Ausnahme der Digestion-Lösung , die frisch zubereitet Vor dem Benutzen. Alle Lösungen können bei 4 ° C gelagert werden, und es wird empfohlen, sie innerhalb von 4 Wochen nach der Herstellung zu verwenden. </li><li> SterilisierenAlle Lösungen, die eine 0,22 um Flaschenaufsatz-Filter. </li></ol> 2. Herstellung von Perfusionsausrüstung <ol><li> Stellen Sie die Ausrüstung für die Perfusion und die Verdauung der Leber Gewebeprobe, wie in 1A gezeigt. </li><li> Stellen Sie die Wasserbadtemperatur auf 39 ° C optimal Kollagenase P-Aktivität während der Perfusion und die Verdauung zu gewährleisten. </li></ol> 3. Perfusion und Verdauung der Leber Gewebeprobe (1,5 h) <ol><li> Wählen Sie eine Gewebeprobe mit einem intakten Glisson-Kapsel aus dem Lebergewebe reseziert. Wenn die Gewebeprobe schneiden, versuchen, eine kleine Schnittfläche mit gut sichtbaren Gefäße zu erhalten. Vermeiden Sie warme Ischämie mal durch den Transport und die Handhabung der Lebergewebeprobe auf Eis, bis die Perfusion. </li><li> Nehmen Sie das Gewebegewicht unter sterilen Bedingungen und legen Sie die Lebergewebeprobe in einer Petrischale im laminaren Luftstrom. Säubern Sie die Oberfläche der Gewebeprobe mit einer sterilen Kompresse aus reRest Blut und bündig ich die Kanüle Set mit 1x Perfusions-Lösung, um sicherzustellen, dass alle Kanüle durchlässig waren. </li><li> Verwenden Sie Gewebekleber die Oliven der Kanülen in einigen größeren Blutgefäße zu reparieren. Je nach der Größe der Lebergewebeprobe und die Anzahl der Gefäße auf der Oberfläche, mit einem Kanülensatz mit 3 bis 8 Kanülen. Testen Sie die Perfusion und prüfen Sie auf Leckagen. Schließen Sie alle Blutgefäße, die ich klar 1x Perfusions-Lösung auslaufen, mit Gewebekleber. </li><li> Legen Sie die Kanüle eingeführt Lebergewebeprobe in den Büchner - Trichter auf dem perforierten Filterscheibe (1A). </li><li> Stellen Sie die Strömungsgeschwindigkeit der peristaltischen Pumpe zwischen 7,5 ml / min und 14,6 ml / min auf der Anzahl der Kanülen Abhängigkeit verwendet und auf den Widerstand des Lebergewebes. Anpassen der Durchflussrate jedes Mal um sicherzustellen, dass ein Strom, aber langsame Perfusion ist. Perfuse das Gewebe, bis das gesamte Blut gespült wird, aber mindestens 20 min. Beobachten Sie das Gewebe heller in Gebieten mit guter perfusiauf. Anmerkung: In einigen Fällen kann es erforderlich sein, eine der Kanülen festzuklemmen mit Kunststoffklammern oder um den Innendruck eines Bereichs zu erhöhen, indem sanft mit einem Spatel gegen die Leberkapsel drückt, die Perfusion zu optimieren. Eine komplette Farbwechsel zu einem hellgelben bis leicht bräunliche Farbe zeigt eine gute Perfusion. </li><li> Ändern , um die Perfusionsflüssigkeit zur Digestion-Lösung , die Kollagenase P (Tabelle 1). </li><li> Ordnen Sie das Setup (Abbildung 1A) für die Verdauung Schritt. Deshalb eine kreisförmige Strömung des Verdaus-Lösung durchzuführen gemäß 1B für bis zu 15 min. Hinweis: Es ist wichtig, die Durchblutung sofort zu stoppen, wenn die Lebergewebeprobe ausreichend verdaut wird. Eine gute Verdauung kann beobachtet werden, wenn das Gewebe zeigt keine Anzeichen einer Elastizität durch Aufrechterhaltung der Kapsel Deformationen beurteilt als, wenn sie mit einem Spatel eingeschoben wird. </li></ol> 4. Isolierung von Hepatozyten (1 h) <ol><li> TUrne die peristaltische Pumpe ab und legen Sie die Lebergewebeprobe in einer Glasschale. Spülen Sie die Außenseite der Gewebeprobe mit eiskaltem Stopp-Lösung (Tabelle 1). Entfernen Sie die Kanülen aus der Leber Gewebeprobe. Verwenden eines Skalpells die Leber Gewebeprobe zu öffnen, indem sie in der Mitte des Bereichs, wo die Einschneiden Kanülen angebracht wurden. Halten Sie darauf, dass die Glisson&#39;s Kapsel intakt bleibt. </li><li> Spülen Sie die Innenseite der Gewebeprobe und dann decken die gesamte Gewebeprobe mit eiskaltem Stopp-Lösung. Schütteln, um das Gewebe sanft um die Zellen zu lösen aus dem Gewebe. </li><li> Sammeln Sie die Zellsuspension und filtern sie durch einen Blick Trichter (Plastiktrichter mit Gazekompresse ausgekleidet) in 50 ml Plastikröhrchen. Noch ein Stop-Lösung zur Leber Gewebeprobe, bis ein Endvolumen von 500 ml verbraucht wird. </li><li> Zentrifugieren Sie die Zellsuspension bei 50 · g, 5 min, 4 ° C. Sammeln Sie den Überstand für eine spätere nicht Parenchymzelle Isolation. Waschen des Zellpellets mit PBS (2A). </li><li> Zentrifugieren der Zellsuspension wieder bei 50 · g, 5 min, 4 ° C. Sammeln Sie den Überstand und resuspendiere das Pellet in Hepatocyte Incubation Medium (Tabelle 2, 2B). </li><li> Bestimmung der Zellzahl und Lebensfähigkeit in der resultierenden Zellsuspension unter Verwendung von Trypan-Blau-Färbung. Zählen Sie die lebenden und toten Zellen in einer Neubauer-Zählkammer. Berechnen Sie die Zellzahl, die Lebensfähigkeit und den Ertrag von PHH unter die Formeln. Ausbeute (gezählten Zellen) = gezählten Zellen x Verdünnungsfaktor x Volumen der Zellsuspension (ml) x 10.000 Ausbeute (Hepatozyten / (g Lebergewebeprobe)) = (Ausbeute (Hepatozyten / (ml Medium)) x Volumen der Zellsuspension (ml)) / (Gewicht der Lebergewebeprobe (g)) Lebensfähigkeit (%) = 100% x (Anzahl der lebenden Zellen) / (Gesamtzellzahl) </li></ol> 5. Reinigung von Hepatozyten (1 h) Hinweis: Diese Reinigungsstufe wird empfohlen, wenn die Lebensfähigkeitist niedriger als 70%. <ol><li> Führen Sie alle Schritte auf dem Eis. Bereiten Sie eine 25% Dichtegradienten durch Mischen von 5 ml Dichtegradient-Lösung und 15 ml PBS für Dichtegradientenzentrifugation. </li><li> Setzen Sie ein Maximum von 50 Mio Zellen insgesamt aus der Hepatozyten - reichen Zellsuspension vorsichtig und langsam auf dem 25% Dichtegradienten Schicht , um sicherzustellen , dass eine klare Trennung der beiden Schichten erreicht (Abbildung 2C). Setzen Sie die Rohre sorgfältig in die Zentrifuge und Zentrifuge bei 1250 · g, 20 min, 4 ° C ohne Bremse (2D). </li><li> Saugen Sie das restliche Zellsuspension und die toten Zellen in der Zwischenphase. Je nach Fettgehalt könnte man auch die Dichtegradient-Lösung anzusaugen. Hinweis: PHH mit niedrigem Fettgehalt ein dichtes Pellet-Form und der Dichtegradient vollständig abgesaugt werden. PHH mit hohem Fettgehalt ein diffuser Pellet und eine Menge an lebenden Zellen bilden sich in der Dichtegradientenlösung über dem Pellet verbleiben. </li><li>Re-suspend die Hepatozyten-Pellets mit PBS und Zentrifuge wieder bei 50 · g, 5 min, 4 ° C. Pool, die Pellets, waschen wieder mit PBS und erneut zu suspendieren gereinigte PHH in Hepatozyten Inkubationsmedium. Führen Zellzählung als 4.6 in Schritt beschrieben. </li></ol> 6. Der Anbau von Hepatozyten <ol><li> Vorbereitung der Zellkulturschalen für die Aussaat von PHH, indem sie mit einer extrazellulären Matrix Beschichtung, beispielsweise Rattenschwanz-Kollagen (Kollagen-Typ I). Bereiten Sie die Rattenschwanz - Kollagen nach dem Protokoll von Rajan etabliert et al. 17 </li><li> Verdünnen Sie die Rattenschwanz-Kollagen-Stammlösung 1: 200 in PBS. Transfer 100 ul / cm 2 Rattenschwanz Kollagen - Lösung in den Kulturschalen, wobei darauf geachtet , dass die gesamte Oberfläche bedeckt ist. Inkubieren der Zellkultur Kunststoffe für 20 min bei Raumtemperatur. Saugen Sie das restliche Rattenschwanz-Kollagen-Lösung. </li><li> Seed 15 x 10 4 Hepatozyten / cm 2 in Hepatozyten Inkubationsmedium auf Kultur dishes mit Rattenschwanz Kollagen beschichtet. Kultivieren der Zellen in einem befeuchteten Inkubator bei 37ºC, 5% CO 2 für mindestens 4 Stunden. Nach 4 Stunden wurden die Hepatozyten eingehalten und das Medium verändert werden kann. </li><li> Führen Untersuchungen je nach Versuchsaufbau. Eine Kultivierungszeit von 48 h wird empfohlen, damit die Zellen aus dem Isolationsprozess zu erholen. </li></ol> 7. Isolierung von Nicht-parenchymale Leberzellen (1,5-2 h) <ol><li> Zentrifuge der gesammelte Überstand (Schritt 4.5 und 4.6) bei 72 × g, 5 min, 4 ° C, um die verbleibenden Erythrozyten und Hepatozyten zu beseitigen. Pool der Überstände und Zentrifuge sie zweimal zwei Zellpellets zu gewinnen: 300 · g, 5 min, 4 ° C für die Sedimentation von HSC, LEC und zum Teil KC und 650 · g, 7 Minuten, 4 ° C für die Sedimentation des verbleibenden KC. </li><li> Pool beide Pellets und resuspendieren sie in HBSS. Bereiten Sie eine 25% und eine Dichte von 50% Gradienten durch Mischen von Dichtegradient-Lösung und PBS für Dichtegradienten Zentri- fugalkrugation (25% Dichtegradient - Lösung: 5 ml Dichtegradient - Lösung und 15 ml PBS, 50% Dichtegradient - Lösung: 10 ml Dichtegradient - Lösung und 10 ml PBS, siehe Abbildung 2). Legen Sie die 25% Dichtegradientenlösung vorsichtig auf der Oberseite der 50% Dichtegradientenlösung Schicht. </li><li> Setzen Sie den NPC Suspension vorsichtig und langsam auf dem 25% Dichtegradientenlösung Schicht in einer Weise, dass eine klare Trennung der beiden Schichten erreicht wird. </li><li> Centrifuge die Zellsuspension auf dem Dichtegradienten bei 1.800 × g, 20 min, 4 ° C ohne Bremse (Abbildung 2.2). </li><li> Aspirat tote Zellen und Zellbruchstücke aus der obersten Schicht. Der NPC werden in der Interphase zwischen 25% und 50% Dichtegradienten Schicht (2) angeordnet ist . Sammeln NPC, waschen Sie sie mit HBSS und Zentrifuge der Zellsuspension die oben beschriebene Doppel Zentrifugationsschritt Anwendung (Schritt 7.2.). </li></ol> 8. Die Trennung von Kupffer-Zellen (AdherenceTrennungsschritt) (1 h) <ol><li> Durchführen einer Zellzahl für die KC in der Fraktion NPC wie in Schritt 4.6 beschrieben. (Bei Auftreten von KC in Suspension siehe 3B). Zentrifuge der NPC - Fraktion mit der oben beschriebenen Doppel Zentrifugationsschritt (Schritt 7.2) und resuspendieren die NPC in Kupffer Zellaussaat - Medium (Tabelle 2). </li><li> Samen der KC enthaltenden Fraktion auf Kunststoff - Zellkulturgefäßen bei einer Dichte von 5 x 10 5 KC / cm 2. Inkubieren der KC Kulturen für 20 min in einem befeuchteten Inkubator bei 37 ° C, 5% CO 2. Primäre KC innerhalb einer kurzen Zeitdauer (Figur 2.3) auf Zellkultur - Kunststoff anhaften. </li><li> Die überstehende Flüssigkeit nicht eingehalten NPC enthält, die hauptsächlich aus LEC und HSC. Pool der Überstände für eine spätere Trennung von LEC (siehe Abschnitt 9) und HSC (siehe Abschnitt 10). Waschen Sie die anhaftende KC mit HBSS und kultivieren sie in Kupffer Zellkulturmedium (Tabelle 2) bei 37 ° C, 5% CO2 in einem befeuchteten Inkubator. </li></ol> 9. Trennung von Endothelial Cells (1,5 h) <ol><li> Zentrifugieren der Überstand gesammelt (Schritt 8.5.) Bei 300 xg, 5 min, 4 ° C. Waschen Sie das Pellet mit PBS. Nach Zentrifugation bei 300 xg, 5 min, 4 ° C erneut suspendieren der Zellen in Sternzellen / Endothelial Zellseparationsmedium und einer Zellzahl für alle verbleibenden Zellen durchführen, wie in Schritt 4.6 beschrieben. </li><li> Re-suspend 1 x 10 7 Mio Zellen in 1 ml Sternzellen / Endothelial Zellseparationsmedium, 20 ul hinzufügen Blocking Solution aus der MACS-KIT und 20 ul der CD31 - Mikrokorn für Immunmarkierung und Inkubation der erhaltenen Suspension für 15 min bei 4 ° C Temperatur (Abbildung 2.4). </li><li> Separate LEC von HSC wie im Herstellerprotokoll für die magnetisch aktivierten Zellsortiersystem MACS (Abbildung 2.5) beschrieben. Eluieren magnetisch gehalten CD31-positive LEC und suspendieren sie in Sternförmige Cell / Endothelial Zellkulturmedium (Tabelle 2). </li><li> Führen Zelle für LEC Zählen, wie in Schritt 4.6 beschrieben. Seed LEC in einer Dichte von 1,25 x 10 5 Zellen / cm 2 in Zellkulturgefäße , beschichtet mit Rattenschwanz - Kollagen (siehe Schritt 6.1). Kultivieren der Zellen bei 37 ° C, 5% CO 2 in einem befeuchteten Inkubator. </li></ol> 10. Die Trennung von Sternzellen (0,5 Stunden) <ol><li> Unbeschriftet HSC passieren die Trennsäule während des MACS Verfahren. Sammeln Sie die HSC - Fraktion (siehe Schritt 9.5, Abbildung 2.5). Führen Zellzählung als 4.6 in Schritt beschrieben. </li><li> Seed HSC mit einer Dichte von 5 x 10 4 Zellen / cm 2 in Zellkulturgefäße , beschichtet mit Rattenschwanz - Kollagen (siehe Schritt 6.1) in Sternzellen / Endothelial Zellkulturmedium (Tabelle 2) und kultivieren sie bei 37 ° C, 5% CO 2 in einem befeuchteten Inkubator. </li></ol><img alt= &quot;Tabelle 1&quot; src = &quot;/ files / ftp_upload / 53069 / 53069table1.jpg&quot; /&gt; Tabelle 1: Perfusion und Isolationslösung. <img alt="Tabelle 2" src="/files/ftp_upload/53069/53069table2.jpg" /> Tabelle 2: Kultur und Isolation Medien.

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The authors declare that they have no competing interests.

Die veröffentlichten Protokoll beschreibt eine Technik zur Isolierung reiner PHH und NPC, nämlich KC, HSC und LEC, gleichzeitig in hoher Qualität und Reinheit aus der gleichen Probe von menschlichem Lebergewebe. Die Mehrzahl der Publikationen mit Leberzellisolationen Umgang decken nur eine dieser Zellpopulationen 18-20 und Isolierungsverfahren mit menschlichem Gewebe durchgeführt sind selten (rezensiert von Damm et al.) 21. Anpassung von Methoden mit tierischem Gewebe etabliert (zB...

Menschliche Lebergewebe ist sehr komplex und besteht aus zwei verschiedenen Zelleinheiten, Parenchymzellen und nicht-parenchymale Zellen (NPC). Parenchymale Leberzellen umfassen Hepatozyten und Cholangiozyten. Hepatozyten repräsentieren 60 bis 70% der gesamten Leberzellen und machen die meisten der metabolischen Leberfunktionen, zB Gallensäure und Komplementfaktor Synthese, Biotransformation und Energiestoffwechsel 2,3. Je kleiner NPC Fraktion bildet 30-40% der gesamten Leberzellen. NPC umfassen verschiedene Zellpopulationen, nämlich Kupffer-Zellen (KC), Leber-Endothelzellen (LEC) und die hepatischen Sternzellen (HSC). Diese heterogene Zellfraktion spielt eine zentrale Rolle in physiologischen Prozessen der Leber. Ferner nehmen NPC akute Leberschäden bei der Vermittlung, zB arzneimittelinduzierte Leberschädigung (DILI) sowie bei chronischen Leberverletzungen, wie Zirrhose 4. In den letzten Jahren hUman Leberzellen haben sich mehr und mehr wesentlich in Forschung und Entwicklung von Drogentests, Arzneimittelentwicklung und Identifizierung von neuen biochemischen Wege bei Lebererkrankungen werden. Für in - vitro - Tests PHH Monokulturen sind immer noch als der &quot;Goldstandard&quot; 5 betrachtet. Die Hauptbeschränkung der gegenwärtigen homotypische Leber Modelle Dedifferenzierung , und Funktionsverlust der Hepatozyten innerhalb weniger Tage 4. Die Einrichtung von 3-dimensionalen (3D) Kulturverfahren hat gezeigt , dass diese Einschränkungen 4,6 ausgeglichen werden können. Aber auch moderne 3D - Kulturtechniken sind nicht in der Lage , alle hepatotoxischer Modi der Aktionen 7 angezeigt werden soll . Fehlende NPC Populationen in den bestehenden in vitro - Modelle werden als möglicher Grund für diese Diskrepanz auf die in vivo Situation diskutiert. Es hat sich gezeigt, dass die Zell-Zell Kommunikation eine zentrale Rolle zwischen den verschiedenen Leberzellpopulationen gezeigt in physiologischen Homöostase spielt, sondern auch in pathophysiologic verarbeitet 8. Deshalb ist die wissenschaftliche Aufmerksamkeit konzentriert sich mehr und mehr auf NPC und ihre Zell-Zell-Interaktionen. Ihre gezielte Einsatz in Co-Kultur und Tissue Engineering Systeme könnte eine Lösung für die hohe Nachfrage von in - vitro - Leber - Modelle 8,9 sein , die so nahe an die in - vivo - Situation wie möglich. Derzeit ist die größte Herausforderung ist die Entwicklung eines standardisierten humanen Leber Co-Kultur-Modell, das klar definierte Abschnitte von PHH und NPC enthält. In der Folge Isolationstechniken für die sehr heterogene Leberzellen benötigt werden und diejenigen müssen optimiert werden, um reine Zellpopulationen zu gewinnen. Während standardisierte Protokolle für die Isolierung PHH 10 vorhanden ist , ist die standardisierte Isolierung menschlicher NPC noch in der Entwicklung. Die meisten veröffentlichten NPC Isolation Protokolle basieren auf Experimenten mit nicht-menschlichen Zellen 11,12. Nur wenige Publikationen beschreiben die Isolierung Prozess der menschlichen NPC und die meisten decken nurVerfahren zur Isolierung von einem Zelltyp 11-16. Die wichtigsten Zelleigenschaften, die für die Zellseparation genutzt wurden, sind Größe, Dichte, Bindungsverhalten und der Expression von Oberflächenproteinen. Auf der Grundlage dieser Eigenschaften entwickelten wir ein vereinfachtes Protokoll PHH, KC, LEC und HSC zu isolieren, die zuvor 1 in Experimental Biology and Medicine veröffentlicht wurde. Aufgrund des breiten Interesses an dieser Technik war es das Ziel dieses Artikels ein detaillierteres Protokoll für die Leberzellisolierungsverfahren, um ein Video mit, die die Technik leichter reproduzieren können. Das Protokoll enthält auch Qualitätskontrollverfahren zur Ermittlung der Ausbeute und Lebensfähigkeit sowie zur Identifikation und Reinheits Auswertung unter Verwendung von spezifischen Immunfärbungen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="886">
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:268px;">General Equipment</td>
			<td style="width:147px;"></td>
			<td style="width:293px;"></td>
			<td style="width:179px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">PIPETBOY</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">pipettes</td>
			<td>Eppendorf</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">CO2-incubator</td>
			<td>Binder</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Lamin Air</td>
			<td>Heraeus</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Centrifuge Varifuge 3.0R</td>
			<td>Heraeus</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Urine Beaker</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>2041101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">perfusor syringe 50 ml</td>
			<td>B.Braun</td>
			<td>12F0482022</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Bottle Top Filter</td>
			<td>Nalgene</td>
			<td>1058787</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Falcon 50 ml Polypropylene Conical Tube</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>352070</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Falcon 15 ml Polypropylene Conical Tube</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>352096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Tissue Culture plate</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>533047</td>
			<td>24 well</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">serological pipettes</td>
			<td>BD Biosciences</td>
			<td>357525, 357551, 357543</td>
			<td>25 ml, 10 ml, 5 ml</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">pipette tips</td>
			<td>SARSTEDT</td>
			<td>0220/2278014, 0005/2242011, 0817/2222011</td>
			<td>100 &#181;l, 200 &#181;l, 1000 &#181;l</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Isolation Equipment</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">water bath</td>
			<td>Lauda</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">peristaltic pump</td>
			<td>Carl Roth</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">circulation thermostat</td>
			<td>Lauda</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">pH meter</td>
			<td>Schott</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">fine scales</td>
			<td>Sartorius</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">stand</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">B&#252;chner funnel</td>
			<td>Haldenwanger</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">plastic funnel</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">silicone tube</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">cannulae with olive tips</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">glass dish</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">forceps</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">scalpel</td>
			<td>Feather</td>
			<td>12068760</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Neubauer counting chamber</td>
			<td>Optic Labor</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">cell lifter</td>
			<td>Costar</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Surgical Drape</td>
			<td>Charit&#233; Universit&#228;tsmedizin Berlin</td>
			<td>A2013027</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">compress</td>
			<td>Fuhrmann</td>
			<td>40013331</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">sterile surgical gloves</td>
			<td>Gammex PF</td>
			<td>1203441104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Tissue glue</td>
			<td>B. Braun</td>
			<td>1050052</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">glass bottle</td>
			<td>VWR</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Collagenase P</td>
			<td>Roche</td>
			<td>13349524</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Percoll Separating Solution</td>
			<td>Biochrom</td>
			<td>L6145</td>
			<td>Density 1.124 g/ml</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hank&#8217;s BSS</td>
			<td>PAA</td>
			<td>H00911-3938</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Dulbecco&#8217;s PBS</td>
			<td>PAA</td>
			<td>H15 - 002</td>
			<td>without Mg/Ca</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Ampuwa</td>
			<td>Plastipur&#160;</td>
			<td>13CKP151&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Albumin</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A7906</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">NaCl</td>
			<td>Merck</td>
			<td>1,064,041,000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">KCl</td>
			<td>Merck</td>
			<td>49,361,000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Hepes Pufferan&#160;</td>
			<td>Roth</td>
			<td>133196836</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">EDTA</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>E-5134</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Media Equipment&#160;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">DMEM</td>
			<td>PAA</td>
			<td>E15-005</td>
			<td>Low Glucose (1 g/l) (without L-Glutamine)</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">HEPES Buffer Solution 1M</td>
			<td>GIBCO</td>
			<td>1135546</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">L-Glutamine</td>
			<td>GIBCO</td>
			<td>25030-024</td>
			<td>200 mM</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">MEM NEAA</td>
			<td>GIBCO</td>
			<td>11140-035</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">penicillin/streptomycin</td>
			<td>GIBCO</td>
			<td>15140-122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">RPMI 1640</td>
			<td>PAA</td>
			<td>E15 - 039</td>
			<td>without L-Glutamine</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Sodium Pyruvate</td>
			<td>GIBCO</td>
			<td>1137663</td>
			<td>100 mM</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Trypan Blue Solution</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>T8154</td>
			<td>0.4%</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">William&#8217;s E&#160;&#160;</td>
			<td>GIBCO</td>
			<td>32551-020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">with GlutaMAX&#8482;</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">EGTA</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>03780-50G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fortecortin</td>
			<td>Merck</td>
			<td>49367</td>
			<td>8 mg/2 ml</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Human-Insulin</td>
			<td>Lilly</td>
			<td>HI0210</td>
			<td>100 I.E./ml</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">N-Acetyl cysteine</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>A9165-5G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Fetal calf serum (FCS)</td>
			<td>PAA</td>
			<td>A15-101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Comments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Equipment for Immunostainings</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">CD 68</td>
			<td>R&#38;D Systems, USA</td>
			<td></td>
			<td>monoclonal</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">CK 19</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>D2309</td>
			<td>polyclonal</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">CK18</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>K2105</td>
			<td>monoclonal</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Vimentin</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td></td>
			<td>monoclonal</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">GFAP</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td></td>
			<td>monoclonal</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Triton X-100</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>23.472-9</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Goat anti-Mouse IgG1-PE</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>C0712</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Goat anti-rabbit IgG-FITC</td>
			<td>Santa Cruz</td>
			<td>L0412</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Methanol</td>
			<td>J.T.Baker</td>
			<td>1104509006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Formaldehyde 4%</td>
			<td>Herbeta Arzneimittel</td>
			<td>200-001-8</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Bovine serum albumin (BSA)</td>
			<td>Sigma Aldrich</td>
			<td>A7906-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

protocol for isolation of primary human hepatocytes and corresponding major populations of non-parenchymal liver cells

Neben parenchymal Hepatozyten besteht die Leber von nicht-Parenchymzellen (NPC) nämlich Kupffer-Zellen (KC), Leber-Endothelzellen (LEC) und hepatischen Sternzellen (HSC). Zweidimensionale (2D) Kultur von primären humanen Hepatozyten (PHH) gilt bis heute als &quot;Goldstandard&quot; betrachtet für in vitro - Untersuchung von Arzneimittelmetabolismus und Hepatotoxizität. Es ist bekannt, dass die 2D-Monokulturen von PHH von Entdifferenzierung und Funktionsverlust leidet. Kürzlich wurde gezeigt, dass hepatische NPC eine zentrale Rolle in der Leber (patho-) Physiologie spielen und die Wartung von PHH Funktionen. Die aktuelle Forschung konzentriert sich auf die Rekonstruktion von in - vivo - Gewebearchitektur von 3D- und Co-Kultur - Modelle , die Grenzen von 2D - Monokulturen zu überwinden. Vorveröffentlichten wir ein Verfahren menschlichen Leberzellen zu isolieren und untersucht um die Eignung dieser Zellen für ihre Verwendung in Zellkulturen in Experimental Biology and Medicine 1. Auf Basis des breiten Interesses an dieser tedas Ziel dieses Artikels chnique war ein detaillierteres Protokoll für den Leberzellisolierungsverfahren einschließlich eines Video zu schaffen, das eine einfache Reproduktion dieser Technik ermöglicht. Menschliche Leberzellen wurden aus menschlichen Lebergewebeproben von chirurgischen Eingriffen einem zweistufigen EGTA / Kollagenase P Perfusionstechnik isoliert. PHH wurden aus dem NPC durch eine anfängliche Zentrifugation bei 50 x g abgetrennt. Dichtegradientenzentrifugation Schritte wurden zur Entfernung von abgestorbenen Zellen verwendet. Einzelne Leberzellpopulationen wurden aus dem angereicherten NPC-Fraktion unter Verwendung von spezifischen Zelleigenschaften und Zellsortierverfahren isoliert. Neben der PHH Isolation konnten wir KC, LEC und HSC für die weitere Kultivierung zu trennen. Zusammengenommen können die präsentierten Protokoll die Isolierung von PHH und NPC in hoher Qualität und Quantität von einem Spender Gewebeprobe. Der Zugriff auf gereinigte Leberzellpopulationen könnte die Schaffung von in vivo wie menschliche li erlaubenver-Modelle.

Die Trennung in eine parenchymalen und nicht-parenchymalen Fraktion Gradientenzentrifugation als Clean-up-Verfahren unter Verwendung von Dichte mit der Verwendung von Adhärenz kombinierten Eigenschaften und MACS führt zu erfolgreichen PHH und NPC Isolation. PHH und NPC befindet sich in der hohen Qualität und Quantität isoliert werden. Abbildung 1 zeigt die repräsentative Einrichtung der Ausrüstung für die Leberperfusion und Verdauung. 10% FCS wurde der Kollagenase...

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Protocol for Isolation of Primary Human Hepatocytes and Corresponding Major Populations of Non-parenchymal Liver Cells

A technique to isolate human hepatocytes and non-parenchymal liver cells from the same donor is described. The different liver cell types build the basis for functional liver models and tissue engineering. This new method aims to isolate liver cells in a high yield and viability.

Protokoll für die Isolierung von primären humanen Hepatozyten und entsprechende Hauptpopulationen von Nicht-parenchymale Leberzellen

Beside parenchymal hepatocytes, the liver consists of non-parenchymal cells (NPC) namely Kupffer cells (KC), liver endothelial cells (LEC) and hepatic ...

protocol-for-isolation-primary-human-hepatocytes-corresponding-major

Research

JoVE Journal

Biology

36.8K Aufrufe.  Charité University Medicine Berlin. A technique to isolate human hepatocytes and non-parenchymal liver cells from the same donor is described. The different liver cell types build the basis for functional liver models and tissue engineering. This new method aims to isolate liver cells in a high yield and viability.

Serie: Protocol for Isolation of Primary Human Hepatocytes and Corresponding Major Populations of Non-parenchymal Liver Cells

Neutrophil Isolation Protocol

Neutrophil polymorphonuclear granulocytes (PMN) are the most abundant leukocytes in humans and among the first cells to arrive on the site of inflammatory immune response. Due to their key role in inflammation, neutrophil functions such as locomotion, cytokine production, phagocytosis, and tumor cell combat are extensively studied. To characterize the specific functions of neutrophils, a clean, fast, and reliable method of separating them from other blood cells is desirable for in vitro studies, especially since neutrophils are short-lived and should be used within 2-4 hours of collection. Here, we demonstrate a standard density gradient separation method to isolate human neutrophils from whole blood using commercially available separation media that is a mixture of sodium metrizoate and Dextran 500. The procedure consists of layering whole blood over the density gradient medium, centrifugation, separation of neutrophil layer, and lysis of residual erythrocytes. Cells are then washed, counted, and resuspended in buffer to desired concentration. When performed correctly, this method has been shown to yield samples of >95% neutrophils with >95% viability.

Neutrophils are among the first cells to arrive on the site of inflammatory immune response, and their functions and mechanisms have been studied extensively in vitro. We demonstrate a standard density gradient separation method to isolate human neutrophils from whole blood using commercially available separation media.

Neutrophile Isolation Protocol

Neutrophil polymorphonuclear granulocytes (PMN) are the most abundant leukocytes in humans and among the first cells to arrive on the site of inflammatory ...

Forschung

Biologie

Isolation of CD133+ Liver Stem Cells for Clonal Expansion

Liver stem cell, or oval cells, proliferate during chronic liver injury, and are proposed to differentiate into both hepatocytes and cholangiocytes. In addition, liver stem cells are hypothesized to be the precursors for a subset of liver cancer, Hepatocellular carcinoma. One of the primary challenges to stem cell work in any solid organ like the liver is the isolation of a rare population of cells for detailed analysis. For example, the vast majority of cells in the liver are hepatocytes (parenchymal fraction), which are significantly larger than non-parenchymal cells. By enriching the specific cellular compartments of the liver (i.e. parenchymal and non-parenchymal fractions), and selecting for CD45 negative cells, we are able to enrich the starting population of stem cells by over 600-fold.The proceduresdetailed in this report allow for a relatively rare population of cells from a solid organ to be sorted efficiently. This process can be utilized to isolateliver stem cells from normal murine liver as well as chronic liver injury models, which demonstrate increased liver stem cell proliferation. This method has clear advantages over standard immunohistochemistry of frozen or formalin fixed liver as functional studies using live cells can be performed after initial co-localization experiments. To accomplish the procedure outlined in this report, a working relationship with a research based flow-cytometry core is strongly encouraged as the details of FACS isolation are highly dependent on specialized instrumentation and a strong working knowledge of basic flow-cytometry procedures. The specific goal of this process is to isolate a population of liver stem cells that can be clonally expanded in vitro.

Here we describe the isolation of CD133 expressing liver stem cells and cancer stem cells from whole murine liver, a process that requires tissue digestion, cell enrichment, and flow cytometry isolation. We include methods for advanced single cell isolation and clonal expansion.

Isolierung von CD133 + Leber-Stammzellen für die klonale Expansion

Liver stem cell, or oval cells, proliferate during chronic liver injury, and are proposed to differentiate into both hepatocytes and cholangiocytes. In ...

Na&iuml;ve Adult Stem Cells Isolation from Primary Human Fibroblast Cultures

Over the last decade, several adult stem cell populations have been identified in human skin 1-4. The isolation of multipotent adult dermal precursors was first reported by Miller F. D laboratory 5, 6. These early studies described a multipotent precursor cell population from adult mammalian dermis 5. These cells--termed SKPs, for skin-derived precursors-- were isolated and expanded from rodent and human skin and differentiated into both neural and mesodermal progeny, including cell types never found in skin, such as neurons 5. Immunocytochemical studies on cultured SKPs revealed that cells expressed vimentin and nestin, an intermediate filament protein expressed in neural and skeletal muscle precursors, in addition to fibronectin and multipotent stem cell markers 6. Until now, the adult stem cells population SKPs have been isolated from freshly collected mammalian skin biopsies.
Recently, we have established and reported that a population of skin derived precursor cells could remain present in primary fibroblast cultures established from skin biopsies 7. The assumption that a few somatic stem cells might reside in primary fibroblast cultures at early population doublings was based upon the following observations: (1) SKPs and primary fibroblast cultures are derived from the dermis, and therefore a small number of SKP cells could remain present in primary dermal fibroblast cultures and (2) primary fibroblast cultures grown from frozen aliquots that have been subjected to unfavorable temperature during storage or transfer contained a small number of cells that remained viable 7. These rare cells were able to expand and could be passaged several times. This observation suggested that a small number of cells with high proliferation potency and resistance to stress were present in human fibroblast cultures 7.
We took advantage of these findings to establish a protocol for rapid isolation of adult stem cells from primary fibroblast cultures that are readily available from tissue banks around the world (Figure 1). This method has important significance as it allows the isolation of precursor cells when skin samples are not accessible while fibroblast cultures may be available from tissue banks, thus, opening new opportunities to dissect the molecular mechanisms underlying rare genetic diseases as well as modeling diseases in a dish.

Na&#239;ve Adult Stem Cells Isolation from Primary Human Fibroblast Cultures

We report a method to isolate na&#239;ve multipotent skin-derived precursor (SKP) cells from primary human fibroblast cultures. We show that these SKPs derived from fibroblast cultures share similar stem cell properties to the ones derived directly from human skin biopsies. These cells express the neural crest marker, nestin, in addition to the multipotent markers such as OCT4 and Nanog.

Naive Adult Stem Cells Isolation von primären humanen Fibroblasten Kulturen

Over the last decade, several adult stem cell  populations have been identified in human skin 1-4.  The isolation of multipotent adult dermal precursors ...

Isolation of Human Hepatocytes by a Two-step Collagenase Perfusion Procedure

The liver, an organ with an exceptional regeneration capacity, carries out a wide range of functions, such as detoxification, metabolism and homeostasis. As such, hepatocytes are an important model for a large variety of research questions. In particular, the use of human hepatocytes is especially important in the fields of pharmacokinetics, toxicology, liver regeneration and translational research. Thus, this method presents a modified version of a two-step collagenase perfusion procedure to isolate hepatocytes as described by Seglen 1.
Previously, hepatocytes have been isolated by mechanical methods. However, enzymatic methods have been shown to be superior as hepatocytes retain their structural integrity and function after isolation. This method presented here adapts the method designed previously for rat livers to human liver pieces and results in a large yield of hepatocytes with a viability of 77&plusmn;10%. The main difference in this procedure is the process of cannulization of the blood vessels. Further, the method described here can also be applied to livers from other species with comparable liver or blood vessel sizes.

A modified two-step collagenase perfusion procedure for isolation of human hepatocytes is described. This method can also be applied to other mammalian livers. The isolated hepatocytes are available in high yield and viability, making them a suitable model for scientific research in areas such as liver regeneration, pharmacokinetics and toxicology.

Isolierung von humanen Hepatozyten durch eine Zwei-Schritt-Verfahren Collagenase Perfusion

The liver, an organ with an exceptional regeneration capacity, carries out a wide range of functions, such as detoxification, metabolism and homeostasis. ...

A Protocol for Lentiviral Transduction and Downstream Analysis of Intestinal Organoids

Intestinal crypt-villus structures termed organoids, can be kept in sustained culture three dimensionally when supplemented with the appropriate growth factors. Since organoids are highly similar to the original tissue in terms of homeostatic stem cell differentiation, cell polarity and presence of all terminally differentiated cell types known to the adult intestinal epithelium, they serve as an essential resource in experimental research on the epithelium. The possibility to express transgenes or interfering RNA using lentiviral or retroviral vectors in organoids has increased opportunities for functional analysis of the intestinal epithelium and intestinal stem cells, surpassing traditional mouse transgenics in speed and cost. In the current video protocol we show how to utilize transduction of small intestinal organoids with lentiviral vectors illustrated by use of doxycylin inducible transgenes, or IPTG inducible short hairpin RNA for overexpression or gene knockdown. Furthermore, considering organoid culture yields minute cell counts that may even be reduced by experimental treatment, we explain how to process organoids for downstream analysis aimed at quantitative RT-PCR, RNA-microarray and immunohistochemistry. Techniques that enable transgene expression and gene knock down in intestinal organoids contribute to the research potential that these intestinal epithelial structures hold, establishing organoid culture as a new standard in cell culture.

In this video protocol we give a step by step explanation of lentiviral transduction in organoids of primary intestinal epithelium and of processing and downstream analysis of these cultures by quantitative RT-PCR, RNA-microarray and immunohistochemistry.

Ein Protokoll für Lentivirale Transduktion und Downstream-Analyse der Darm Organoide

Intestinal crypt-villus structures termed organoids, can be kept in sustained culture three dimensionally when supplemented with the appropriate growth ...

Isolation and Primary Culture of Mouse Aortic Endothelial Cells

The vascular endothelium is essential to normal vascular homeostasis. Its dysfunction participates in various cardiovascular disorders. The mouse is an important model for cardiovascular disease research. This study demonstrates a simple method to isolate and culture endothelial cells from the mouse aorta without any special equipment. To isolate endothelial cells, the thoracic aorta is quickly removed from the mouse body, and the attached adipose tissue and connective tissue are removed from the aorta. The aorta is cut into 1 mm rings. Each aortic ring is opened and seeded onto a growth factor reduced matrix with the endothelium facing down. The segments are cultured in endothelial cell growth medium for about 4 days. The endothelial sprouting starts as early as day 2. The segments are then removed and the cells are cultured continually until they reach confluence. The endothelial cells are harvested using neutral proteinase and cultured in endothelial cell growth medium for another two passages before being used for experiments. Immunofluorescence staining indicated that after the second passage the majority of cells were double positive for Dil-ac-LDL uptake, Lectin binding, and CD31 staining, the typical characteristics of endothelial cells. It is suggested that cells at the second to third passages are suitable for in vitro and in vivo experiments to study the endothelial biology. Our protocol provides an effective means of identifying specific cellular and molecular mechanisms in endothelial cell physiopathology.

The vascular endothelial cells play a significant role in many important cardiovascular disorders. This article describes a simple method to isolate and expand endothelial cells from the mouse aorta without using any special equipment. Our protocol provides an effective means of identifying mechanisms in endothelial cell physiopathology.

Isolation und Primärkultur von Maus Aortic Endothelial Cells

The vascular endothelium is essential to normal vascular homeostasis. Its dysfunction participates in various cardiovascular disorders. The mouse is an ...

Determination of Fatty Acid Oxidation and Lipogenesis in Mouse Primary Hepatocytes

Lipid metabolism in liver is complex. In addition to importing and exporting lipid via lipoproteins, hepatocytes can oxidize lipid via fatty acid oxidation, or alternatively, synthesize new lipid via de novo lipogenesis. The net sum of these pathways is dictated by a number of factors, which in certain disease states leads to fatty liver disease. Excess hepatic lipid accumulation is associated with whole body insulin resistance and coronary heart disease. Tools to study lipid metabolism in hepatocytes are useful to understand the role of hepatic lipid metabolism in certain metabolic disorders.
In the liver, hepatocytes regulate the breakdown and synthesis of fatty acids via &#946;-fatty oxidation and de novo lipogenesis, respectively. Quantifying metabolism in these pathways provides insight into hepatic lipid handling. Unlike in vitro quantification, using primary hepatocytes, making measurements in vivo is technically challenging and resource intensive. Hence, quantifying &#946;-fatty acid oxidation and de novo lipogenesis in cultured mouse hepatocytes provides a straight forward method to assess hepatocyte lipid handling. 
Here we describe a method for the isolation of primary mouse hepatocytes, and we demonstrate quantification of &#946;-fatty acid oxidation and de novo lipogenesis, using radiolabeled substrates.

De novo lipogenesis and &#946;-fatty acid oxidation constitute key metabolic pathways in hepatocyte, pathways that are perturbed in several metabolic disorders, including fatty liver disease. Here we demonstrate isolation of mouse primary hepatocytes and describe quantification of &#946;-fatty acid oxidation and lipogenesis.

Bestimmung der Fettsäureoxidation und Lipogenese in Maus primären Hepatozyten

Lipid metabolism in liver is complex. In addition to importing and exporting lipid via lipoproteins, hepatocytes can oxidize lipid via fatty acid ...

An Improved Time- and Labor- Efficient Protocol for Mouse Primary Hepatocyte Isolation

Primary hepatocytes are used extensively in liver in vitro research, especially in glucose metabolism studies. A base technique has been adapted based on different needs, like time, labor, cost, and primary hepatocyte usage, resulting in various primary hepatocyte isolation protocols. However, the numerous steps and time-consuming reagent preparations in primary hepatocyte isolation are major drawbacks for efficiency. After comparing different protocols for their pros and cons, the advantages of each were combined, and a rapid and efficient primary hepatocyte isolation protocol was formulated. Within only ~35 min, this protocol could yield as much, if not more, healthy primary hepatocytes as other protocols. Further, glucose metabolism experiments performed using the isolated primary hepatocytes validated the usefulness of this protocol in in vitro liver metabolism studies. We also extensively reviewed and analyzed the significance and purpose of each step in this study so that future researchers can further optimize this protocol based on needs.

Primary hepatocytes are a valuable tool to study liver response and metabolism in vitro. Utilizing commercially available reagents, an improved time- and labor-efficient protocol for mouse primary hepatocyte isolation was developed.

Ein verbessertes zeit- und arbeitseffizientes Protokoll für die primäre Hepatozytenisolierung der Maus

Primary hepatocytes are used extensively in liver in vitro research, especially in glucose metabolism studies. A base technique has been adapted based on ...

Isolation of Primary Rat Hepatocytes with Multiparameter Perfusion Control

Primary hepatocytes are widely used in basic research on liver diseases and for toxicity testing in vitro. The two-step collagenase perfusion procedure for primary hepatocyte isolation is technically challenging, especially in portal vein cannulation. The procedure is also prone to occasional contamination and variations in perfusion conditions due to difficulties in the assembly, optimization, or maintenance of the perfusion setup. Here, a detailed protocol for an improved two-step collagenase perfusion procedure with multiparameter perfusion control is presented. Primary rat hepatocytes were successfully and reliably isolated by taking the necessary technical precautions at critical steps of the procedure, and by reducing the operational difficulty and mitigating the variability of perfusion parameters through the adoption of a special intravenous catheter, standardized sterile disposable tubing, temperature control, and real-time monitoring and alarm system. The isolated primary rat hepatocytes consistently exhibit high cell viability (85%-95%), yield (2-5 x 108 cells per 200-300 g rat) and functionality (albumin, urea and CYP activity). The procedure was complemented by an integrated perfusion system, which is compact enough to be set up in the laminar flow hood to ensure aseptic operation.

This protocol details the use of a special intravenous catheter, standardized sterile disposable tubing, temperature control complemented by real-time monitoring, and an alarm system for two-step collagenase perfusion procedure to improve the consistency in the viability, yield, and functionality of isolated primary rat hepatocytes.

Isolierung primärer Rattenhepatozyten mit Multiparameter-Perfusionskontrolle

Primary hepatocytes are widely used in basic research on liver diseases and for toxicity testing in vitro. The two-step collagenase perfusion procedure ...

Isolation of Human Primary Valve Cells for In vitro Disease Modeling

Calcific aortic valve disease (CAVD) is present in nearly a third of the elderly population. Thickening, stiffening, and calcification of the aortic valve causes aortic stenosis and contributes to heart failure and stroke. Disease pathogenesis is multifactorial, and stresses such as inflammation, extracellular matrix remodeling, turbulent flow, and mechanical stress and strain contribute to the osteogenic differentiation of valve endothelial and valve interstitial cells. However, the precise initiating factors that drive the osteogenic transition of a healthy cell into a calcifying cell are not fully defined. Further, the only current therapy for CAVD-induced aortic stenosis is aortic valve replacement, whereby the native valve is removed (surgical aortic valve replacement, SAVR) or a fully collapsible replacement valve is inserted via a catheter (transcatheter aortic valve replacement, TAVR). These surgical procedures come at a high cost and with serious risks; thus, identifying novel therapeutic targets for drug discovery is imperative. To that end, the present study develops a workflow where surgically removed tissues from patients and donor cadaver tissues are used to create patient-specific primary lines of valvular cells for in vitro disease modeling. This protocol introduces the utilization of a cold storage solution, commonly utilized in organ transplant, to reduce the damage caused by the often-lengthy procurement time between tissue excision and laboratory processing with the benefit of greatly stabilizing cells of the excised tissue. The results of the present study demonstrate that isolated valve cells retain their proliferative capacity and endothelial and interstitial phenotypes in culture upwards of several days after valve removal from the donor. Using these materials allows for the collection of control and CAVD cells, from which both control and disease cell lines are established.

This protocol describes the collection of human aortic valves extracted during surgical aortic valve replacement procedures or from cadaveric tissue, and the subsequent isolation, expansion, and characterization of patient specific primary valve endothelial and interstitial cells. Included are important details regarding the processes needed to ensure cell viability and phenotype specificity.

Isolierung humaner primärer Klappenzellen für die In-vitro-Krankheitsmodellierung

Calcific aortic valve disease (CAVD) is present in nearly a third of the elderly population. Thickening, stiffening, and calcification of the aortic valve ...