This work was funded by the American Association of Plastic Surgeons 2014 Academic Scholar Award.

כל הנהלים האופרטיביים הושלמו בעמידה באוניברסיטת ג&#39;ונס הופקינס וארצות הברית מחלקת החקלאות וצריכת שירותי בריאות הציבור. פרוטוקול זה כדלקמן ועדת אוניברסיטת ג&#39;ונס הופקינס טיפול בבעלי חיים ושימוש, לוח הסקירה מוסדי אישר הנחיות (מספר פרוטוקול M013M490). נתוני הישרדות סופיים נרשמו להליכים כירורגיים המתוארים להלן. שני החיות התורם והמקבל יקבלו הרדמה מנע באמצעות עצירות ברמה של 0.1 מ&quot;ג / קילוגרם sc שעה אחת לפני ניתוח ובעצירות החיה נמען מחדש מנוהלות באותו המינון לאחר השתלה מחדש במינון לפי צורך ב -48 השעות הראשונות לאחר ניתוח. 1. תורם שחזור שתל הערה: בגין חלק התורם של דקות השתלת 40 לפני השתלת הנמען כדי למזער את זמן הרדמה נמען וכדי להקל על שעת סיום בו זמנית או מעט אוזןשעת סיום Lier לעומת הכנת הנמען. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> משתמש במכשירים סטנדרטיים סטרילי מייקר וכפפות סטריליות להליך. המעבדה שלנו משתמשת עיקור החיטוי של מכשירי מייקרו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את עכבר התורם (זכר) באמצעות מכשיר אדים אינדוקציה isoflurane ב 4%. קוצץ מכאני atraumatic באמצעות להסיר את השיער מצוואר הרחם, החזה, ואזור בטן. מניחים את החיה במצב שכיבה ולשמור isoflurane על 1-2% בחרטום. ודא הרדמה נאותה לאורך כל ההליך על ידי מעת לעת הערכת רפלקס נסיגת קמצוץ הבוהן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לפני החתך בעור, באופן נרחב להכין אופרטיבי על ידי יישום יוד povidone חיטוי ואחריו אלכוהול איזופרופיל באמצעות מקלון צמר גפן סטרילי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תתחיל עם חתך בעור רוחבי שטחי עם מספריים על פני העור בצוואר הרחם ובטן. חבר שני החתכים בילטרלי לאורך קווי midaxillary. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מלקחיים מייקרלנתח את אזור צוואר הרחם דו-צדדי לזהות, לקשור ולחלק את ורידי הצוואר החיצוניים עם תפר 6-0 משי ומספריים. אז electrocautery באמצעות לחלק את שרירי sternocleidomastoid לחשוף את ורידי הצוואר הפנימיים ועורקי תרדמה משותפים, דו-צדדי. לעבור תפר 6-0 משי תחת שמאל-צדדי וזכות-צדדי תרדמה משותפת וורידי הצוואר פנימיים באופנה בתפזורת. הערה: הם יהיו קשורים ומחולקים מאוחר יותר בשלב 1.9. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חדות לחלק את שרירי הרצועה ורקמת areolar רופף נלוות, הממוקמים קדמית לקנה הנשימה, באמצעות מספריים כדי לשחרר את הקבצים המצורפים שנותרו באזור צוואר הרחם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות electrocautery דו קוטבי ונתיחה חדה, לחלק את השרירים גדולים pectoralis ובריח לחשוף את כלי ולקשור (6-0 תפר משי) subclavian ולחלק proximally. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בשלב הבא, בעדינות, לתפוס ולמשוך את איבר המין של בעלי החיים. לאורך dorsum של הפין לדמיין את וריד הגב של הפין, ולחטאאזור עם אלכוהול איזופרופיל. באמצעות מחט 30 G, להזריק 30,000 יחידות של הפרין לוריד דרך וריד הגב ולאפשר הפין להירתע חזרה לעמדתו המקורית. דליפה חלקית של פתרון הפרין לרקמה הסובבת עלולה להתרחש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות הקשרים בתפזורת הניחו בעבר סביב עורק תרדמה משותף ווריד הצוואר פנימי, לקשור ולחלק את המבנים, דו-צדדי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מספריים שימוש הבא לעשות חתך רוחבי intrabdominal. כסח את המעיים כדי לחשוף את נחות הווריד הנבוב infrahepatic ולהזריק 2 מיליליטר של תמיסת cardioplegia האירו-קולינס הקר לתוך הווריד הנבוב הנחות infrahepatic. להבטיח הזרקה נאותה על ידי לדמיין שינוי צבע כבד והפסקת פעימות הלב לפני קידום לשלב הבא. הערה: פתרון האירו-קולינס מוכן במעבדה שלנו, ראה טבלה של ריאגנטים ומכשירים ספציפיים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מספריים בגישת חלל intrathoracic באמצעות diaph הדו-צדדיחתך ragmatic מהבטן החשופה. להאריך את החתך cephalad דרך השרירים הבין צלעיים וצלעות. משקף קיר חזה חושף את הלב, התימוס, וכלי גדול, תוך הבטחת שמירה על כלי בית החזה הפנימיים לאורך קיר החזה בו זמנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להזריק את נחות הווריד הנבוב suprahepatic עם 4 מיליליטר של תמיסת cardioplegia האירו-קולינס קר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את השורש של אב העורקים ואת עקבות distally לאב העורקים היורדים. באופן חד לחתוך את אב העורקים היורדים (שימור אורך מקסימאלי). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זהה את תא המטען ריאתי ולחלק רק הפרוקסימלי לנקודת הסניף שלה (שימור אורך מקסימאלי). לאחר מכן באמצעות 2 מיליליטר של תמיסת cardioplegia האירו-קולינס קר, לשטוף את תא מטען ולב ריאה על ידי הצבת קטטר קצה פלסטיק רך ללומן של תא המטען ריאתי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות תפר 6-0 משי, לקשור ולחלק את הווריד הנבוב הנחות, נקודת המפגש של ורידי ריאה, וסניפי אבזר של הווריד הנבוב מעולה בין שתי המדינות. אז לרומםולנתח את cephalad הלב מהקבצים המצורפים לאורך הסמפונות העיקרית גזע וקנה נשימה בזהירות שלא להיכנס לדרך הנשימה. באמצעות electrocautery החד ודו קוטבי לנתח את החזה, התימוס, והלב משחרר אותו לחלוטין מעכבר התורם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לבסוף, לקצץ את קיר חזה שתל vivo לשעבר לגודל קטן יותר, באמצעות מספריים, לאורך עצם החזה וcostae רוחב, בזהירות שלא לשבש את כלי הפנימיים של בית החזה (איור 1 א). כדי למזער את הדימום הבא revascularization, להשתמש electrocauterization דו קוטבי לאורך הגבולות של עצם החזה osteomusculocutaneous. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את השתל ב 10 מיליליטר של (צלזיוס 4 O) הקרה פתרון האירו-קולינס אם הנמען אינו מוכן להבלעה. עם זאת, אם המקבל הוא מוכן להבלעה, להעביר את השתל ישר לשדה הנמען האופרטיבי. </li></ol> 2. הכנת נמען הערה: כדי לצמצם את זמן הרדמה נמען,מתחיל בהכנת הנמען בתחנה אופרטיבית נפרדת כ 40 דקות לפני סיום קציר שתל תורם. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש בערכה של מכשירים סטנדרטיים סטרילי מייקר וכפפות סטריליות להליך נפרדת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להרדים את עכבר הנמען (זכר או נקבה) באמצעות מכשיר אדים אינדוקציה isoflurane ב 4%. באמצעות קוצץ מכאני atraumatic להסיר את השיער מאזור צוואר הרחם ובית החזה הימני. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את העכבר בעמדה וזווית האיבר הימני העליון מעט inferiorly להרכיב זווית 110 מעלות בין הראש והגפיים ימני העליונים שכיבה. לשמור על הרדמה על isoflurane 1-2% באמצעות חרטומו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח משחת עיני נפט בעיני העכבר באמצעות מוליך קצה כותנה. לפני החתך בעור, להכין נרחב האתר האופרטיבי באמצעות יוד povidone חיטוי ואחריו אלכוהול איזופרופיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בעזרת מספריים, לעשות חתך בעור מקו האמצע לאורך בור הנחותה תקיןדר של הלסת התחתונה ולהרחיב את החתך infero-רוחבית לאזור בית החזה הימני. באמצעות נתיחה בוטה עם מלקחיים כלי דם, לגייס את וריד הצוואר החיצוני על ידי circumferentially חופשי הכלי מרקמות וadventitia רכים. לחלק את כל הסניפים באמצעות electrocautery, ולהסיר את האונה הימנית של בלוטת submandibular באמצעות נתיחה וelectrocautery חדות למקום פנוי עבור השתל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ודא מספיק אורך של וריד הצוואר החיצוני לאוורט על שרוול, ולקשור את הצוואר החיצוני וריד באמצעות תפר 6-0 משי. הכנס את הווריד באמצעות לומן של שרוול polyimide החתוך ולהשתמש מהדק כלי דם בולדוג לתקן מורכב כלי-שרוול במקום. לאחר מכן באמצעות מספריים, proximally לחלק את וריד הצוואר החיצוני, אוורט על השרוול, ולתקן במקום עם תפר 10-0 ניילון. (איור 1) </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחלקים את השרירים sternocleidomastoid תקין עם electrocautery דו קוטבי לחשוף את עורק תרדמה המשותף. אספסוף circumferentiallyilize העורק cephalad לרוב נקודת דיסטלי באזור צוואר הרחם. המטרה זו מושגת באמצעות נתיחה בוטה של ​​כלי השיט עם מלקחיים כדי להסיר רקמות רכות וadventitia שמסביב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> באמצעות תפר 6-0 משי, לקשור ולחלק את עורק תרדמה המשותף. להעביר את העורק באמצעות לומן של שרוול polyimide החתוך ולתקן אותה במקום עם מהדק כלי דם בולדוג קרוב לכניסה של בית החזה ככל האפשר. מחלקים את כלי distally, בעדינות להרחיב את הכלי באמצעות מרחיב מייקר, אוורט על השרוול, ולתקן במקום עם תפר 10-0 ניילון. (איור 1) הערה: מרחיב המייקר הספציפי מתואר בטבלה של חומרים כימיים ומכשירים ספציפיים. </li></ol> 3. שתל הבלעה <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לשמור על מכשור סטרילי סטנדרטי וכפפות סטריליות למקום השתל בתוך אזור צוואר רחם הנמען במהופך ועמדה אלכסונית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר מכן, הנח את AOR יורד תורםלומן טיק מעל מבנה שרוול עורקים של הנמען ולתקן אותה במקום זה עם תפר 10-0 ניילון (איור 1 ג ו1D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אופנה באותה ההשקה כמו בשלב 3.2 בין עורק הריאה התורם ומבנה וריד הצוואר השרוול החיצוני כלפי חוץ של עכבר הנמען (איור 1 ג ו1D). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ראשית להסיר מהדק ורידי כלי דם (מהדק וריד הצוואר חיצוני) ולאחר מכן שחרר את המהדק העורק (מהדק עורק תרדמה משותפת). במהלך reperfusion עורקים, לבדוק את השלמות של השתל לענות על כל דימום. אם הדימום הוא דמיין, החל מחדש את המהדק העורק כדי להקטין את איבוד דם ולמתן את מקור הדימום באמצעות electrocautery דו קוטבי. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בדוק את השתל ולהבטיח עצירת דימום. לשחרר ולהסיר את מהדק כלי דם עורקים לחלוטין. שים לב ללב להראות סימנים של reperfusion, אשר יהיו באופן מיידי נראית לעין עם הרחבת נפח מהירה של תאי לב, ולחכות לבאכילה להתחיל בתוך 0.5-1 דקות. השתמש במלח חם (35 מעלות צלזיוס) כדי ללחלח את הלב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לעטוף את החזה לעמדה אנטומית כדי שלא לגרום לכל מסתלסלים או מתחים על anastomoses. סגור את העור של פצע הניתוח הוא באמצעות 6-0 תפרי ניילון רציפים (איור 1E). </li></ol> 4. לאחר ניתוח טיפול <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לנהל בולוס נוזלי intraperitoneal מלוח 0.3 מיליליטר נורמלי מייד לאחר הניתוח להחלפת נוזל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אז תת עורי להזריק עצירות (0.1mg / קילוגרם) וEnrofloxacin (5mg / קילוגרם) לטיפול מונע כאב ודלקת, בהתאמה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את החיה תחת מנורת חום עד שהתעורר מהרדמה ולחזור לכיבה sternal. במהלך התאוששות, לבדוק את הצוואר כדי להמחיש את פעימת לב הרעד הזה של שתל הבטחת זלוף שתל המתאים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ברגע ער ובמצב שכיבה, להחזיר את העכבר לכלוב נפרד (ללא החברה של עכברים אחרים) בו הוא יכול לקבל מזון ומים כרצונך. בשל כל תנועה מגבילה קטין זמנית של האיבר הימני העליון, לעזוב מקור מזון ג&#39;לטין על רצפת הכלוב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים לב לעכבר הנמען עבור שעה 1 לאחר הניתוח ולאחר מכן להחזיר אותו למתקן הכלוב שבו הוא יכול לקבל כרצונך מזון ומים ונבדק שלוש פעמים ביום במשך 24 שעות הראשונות לפעילות והצריכה תזונתית. צג עכברי סימנים של כאב ומצוקה ומחדש מנה עם עצירות (0.1mg / kg) תת עורי פעמיים ביום לפי צורך לשעה 72 הראשונה. בדוק את החיות יומיות לאחר מכן ולשקול אותם בכל שבוע. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> התייעץ עם חבר צוות וטרינרים עם אם כל עכברים להציג סימנים של כאב, מצוקה, או ירידה בצריכת מזון. לשקול המתת חסד מוקדמת (בפרוטוקול שלנו טכניקת המתת חסד מעסיקה CO 2 ממנת יתר ל7 דקות, ואחריו נקע בצוואר הרחם). </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפסקה של לב שתל הפעימה מוגדרת כנקודת סיום ספציפית שגרמה בעכבר כדי להיות שלacrificed. </li></ol>

The authors do not have any conflicts of interest or financial disclosures to declare.

יש המון תופעות שגורמות לחקירה החיסונית של allotransplantation, הכולל אך אינם מוגבלים למנגנונים של דחייה אקוטית וכרונית, מצגת אנטיגן ישירה ועקיפה, רגישות נמען, או האינדוקציה המעורב chimerism. 19 מודלים בבעלי חיים הפכו תקן הזהב לחקר אימונולוגיה השתלה, ומודלי עכבר עממי יושמו בשל עלותם הנמוכה, הזמינות של עכברים הטרנסגניים ונוקאאוט הגן, נוגדנים חד שבטיים זמינים מסחרי, ביחס ירד דרישות וטרינריות ודיור, ואת הקלות של שכפול. עד כה, מודלים השתלת לב מרובים תוכננו ללמוד השתלת איברים מוצקה. 19,22-27 כמו כן, שפע של דגמי עכבר פותחו ללמוד allotransplantation מרוכבים כלי הדם. 28 עם זאת, המחקר של איבר מוצק בשילוב וallotransplantation מרוכבים כלי הדם מוגבל,והטכניקות עדיין לא הוקמו בעכברים. קיר חזה גוש, התימוס, ומודל en השתלת לב עכברי שהוצג כאן הוא כלי אמין ושכפול כדי לחקור את ההשפעות ומנגנונים חיסוניים של איברים מוצקים בשילוב וallotransplantation מרוכבים כלי הדם. לקדם את התחום של השתלה נוספת, ההבטחה של הארכת הישרדות שתל ומזעור הדיכוי החיסוני באמצעות שיטות טיפול חדשניות חייבת להיות רדופה. גישה אחת כזו היא באמצעות הגיוס של מעורב chimerism (engraftment החלקית של תאי hematopoietic התורם בנמען), אשר יכול להוביל לסובלנות ספציפית תורם ללא דיכוי חיסוני, גם אם בחלק מהמקרים לא נגרם chimerism. 29,30 עצם עירוי מח / השתלת זיווג עם איבר מוצק 31 או 32,33 allotransplanation מרוכבים כלי דם דורשת נפשית מראש נרחב פוזות אתגר משמעותי. כלי דם במח עצם,חלק של מבנה של שתל מרוכבים כלי דם, יכול לעקוף את הבעיה הזו. השתלת מח עצם כלי דם מאפשרת ההעברה הרצופה של תאי מח עצם תורם בתוך מייקרו-סביבת התורם נשמר, ונחשבת למעולה להשתלת מח עצם סלולרית לבד באינדוקציה של סובלנות וצמצום דרישות דיכוי חיסוני. 34-36 יתר על כן, ההתאגדות של רקמת בלוטת התימוס עם השתלת מח עצם כלי דם הראה להגדיל chimerism T-cell ממוצא תורם סופו של דבר לשחק תפקיד תומך באינדוקציה והתחזוקה של chimerism. 2,9 האסטרטגיות האמורות להאריך הישרדות שתל ומזעור דיכוי חיסוני היה הבסיס להמשיג איבר בשילוב מוצק, התימוס, ומודל עכבר שתל מרוכבים כלי דם. Heterotopic en קיר חזה גוש, התימוס, והשתלת לב הוא מיזוג של מספר רב שלומודלים של בעלי החיים torical. השתלת לב בצוואר הרחם Heterotopic באמצעות שרוול שאינו תפר בעכברים כבר מבוססת היטב ונחשבת פחות תובעני מבחינה טכנית מאשר השתלת לב כלי דם בבטן heterotopic. 19 למעשה, טכניקת השרוול יושמה בדגמי השתלת בעלי חיים רבים אחרים. 37-44 Heterotopic השתלת עצם חזה בחולדות הוצגה בשנת 1999 על ידי אל סנטיאגו et. כשיטת חלופית ללמוד השתלת מח עצם כלי דם. 1 הם הצליחו להראות chimerism לטווח ארוך היקפי, סובלנות, והישרדות הבאה הפסקת דיכוי חיסוני ביום לאחר ניתוח 30. 1 Bozkurt et al. לאחר מכן פיתח מודל חולדה בשנת 2013 כדי לשלב את התימוס ואת מלוא היקף חלק osteomyocutaneous של קיר החזה. יש לציין, עם זאת, כי מודל זה שונה מהמודל שלנו בהיבטים רבים. זה כולל: (1) המודל שלהם להיות נטול כל מוצקאיברים, (2) שהושלמו בחולדות באמצעות טכניקות מייקר מסורתיות, (3) קשירה של כלי בית החזה הפנימיים במהלך מסיק תורם, יישום pedicle חד-צדדי, אחת באמצעות עורק תרדמה משותף ווריד הצוואר חיצוני, ו( 4) (5 השתלה) של השתל לאזור המפשעה. 2 עם זאת, המודל שלהם הצליח להוכיח שהתימוס של תורם-המוצא משחק תפקיד משמעותי לא רק להגדלת chimerism אלא גם לתחזוקת chimerism לעומת השתלת מח עצם כלי דם לבד. 2 המודלים חזירים הבאים של שיתוף השתלה של התימוס והלב הראו השפעה מעולה על הישרדות שתל לב. 10,11 היתרונות של כל המודלים של בעלי החיים, אבל חוסר מכניסטית במחקרי vivo הנוגע לאיבר בשילוב מוצק, התימוס, וכלי דם allotransplantation מרוכבים תתבקש הקבוצה שלנו לעצב את המודל הזה. לשעבר הניסיוןecuting מודל הרומן הזה הציג שיעורים מסוימים הדורשים צוות שלנו להנהיג שינויים על מנת להשיג הישרדות של בעלי חיים טובים יותר. מודל זה היה ניסיון עם מפעיל אחד, שסופו של דבר האריך את זמן הניתוח והרדמה ליותר מ 3-4 שעות וגם זמן איסכמיה הקרה ממושך. בעלי חיים לא ער לאחר סיומו של ההליך. יישום של גישת שני צוות לחתוך זמן הניתוח והרדמה הכולל של 90 דקות. זה בא לידי ביטוי ב -60 דקות זמן הרדמה של עכבר הנמען, וזמן איסכמיה הקרה 0-10 דקות שתל. במהלך reperfusion שתל, העכבר הוא רגיש לדימום, אשר יכול להגביל את השרידות שלו בפרי הניתוח המיידי. אנחנו תומכים בדיקה מדוקדקת של vivo לשעבר שתל למקורות פוטנציאליים של דימום, כמו גם שחרור עדין של כלי דם מהדק בולדוג במהלך reperfusion שתל. על ידי הצבת השתל בעמדה לידי ביטוי קל יותר לזהות אתרים ספציפיים שלמְדַמֵם. יתר על כן, עמדת הבלעה שתל זה מטפח שכב ארגונומי ביותר של כלי ממזער את הסיכון של מסתלסל כלי. לבסוף, עם 48 שעות הראשונות של התאוששות, מגוון של עכבר הנמען הימני העליון של תנועת גפיים עלול להתעכב בכל הקשור לטיפוס הכלוב כדי להשיג מזון ומים. לכן, אנו ממליצים מיקום של מקורות תזונתיים ג&#39;לטין לאורך הכלוב כדי להקל על הצריכה תזונתית. בדרך כלל ביום שלאחר ניתוח 3, טווח תנועה מלא מוחזר בתוך הגפיים ימני העליונים. למרות שיש מגבלות למודל זה, הכוללים את הצורך במיומנות טכנית במייקרו, זמינות של שני מיקרוסקופים בו זמנית, ודרישה של גישת שני צוות, זה הראה בכל זאת להיות גישה מוצלחת לבצע מחקרים חיסוניים מכניסטית הקשורים ל איבר בשילוב מוצק וallotransplantation מרוכבים כלי דם. היישום הרחב יותר שלה עשוי לתרום עוד יותר לפתח immun רומןפרוטוקולי osuppressive, מכניקת הלימוד של דחייה אקוטית וכרונית, ויישומן של אסטרטגיות פוטנציאליות לגרום וללקיים chimerism, ולהאריך את הישרדות שתל.

Cardiac transplantation is the treatment of choice for end-stage heart failure. Both technical advancements and pharmacological innovations have propelled the field to early graft acceptance rates above 90%.12,13 Despite this, 60-80% 5-year graft survival is at a standstill and chronic rejection, characterized by transplant vasculopathy, remains inevitable.14-16 Furthermore, patients are subjected to multiple surgical procedures and lifelong immunosuppression, which are associated with chest wall deformities and medical sequelae and toxicities, respectively. The need for innovative approaches to extend allograft survival, minimize the immunosuppressive requirements, and offer reconstructive options for anatomical deformities is pressing.
Vascularized composite allotransplantation offers a unique strategy for improving heart transplant outcomes both from an immunological aspect as well as a reconstructive perspective.17 Vascularized composite allografts are also unique in a way that they have an inherent source of donor-derived hematopoietic stem cells which has shown a favorable ability to reduce immunosuppression and induce and sustain mixed chimerism.1-8 Additionally, co-transplantation of the thymus has shown to prolong survival of both, solid organ transplants and vascularized composite allografts.2,9-11 Combining these strategies with heart transplantation offers a novel solution to the aforementioned challenges facing heart transplantation.18
Murine models serve as excellent platforms for mechanistic in vivo investigation because of the availability of antibodies and well-defined inbred and knockout strains.19-21 Although heart transplantation in mice is commonly studied using a heterotopic intraabdominal microsurgical suture transplant model22-25, a heterotopic, cervical, non-suture cuff technique model has shown to be extremely replicable, reliable, and carries fewer rates of thrombosis.19,26,27 The goal of this study is to develop a heterotopic en bloc osteomyocutaneous chest wall, thymus, and heart transplant technique in mice to study the immunological mechanisms of combined solid organ and vascularized composite allotransplantation using a cervical non-suture cuff technique. This cluster allograft is perfused through the anastomosis of the donor descending aorta to the right common carotid artery and the donor pulmonary artery to the right external jugular vein. Preservation of the internal thoracic vessels and associated thymus branches is paramount to perfusing the chest wall (sternum, ribs, muscles, and skin) and thymus.

<table border="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Euro-Collins Solution</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>The solution is not commercially purchased but rather prepared in the laboratory. To make a 500ml solution add the ingredient listed below to a 330ml of double distilled water. Mix well, and then fill in the rest of the 170ml of double distilled water into the solution to a final volume of 500ml. 
			Ingredients: 1.02g KH2PO4, 3.66g K2HPO4, 0.56g KCl, 0.42g NaHCO3, and 17.52g of glucose.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td>Ethilon</td>
			<td>MWI 72667</td>
			<td>6-0 Ethilon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Suture</td>
			<td>Microsurgery Instruments, Inc.</td>
			<td>10-0 Nylon</td>
			<td>10-0 Nylon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyimide Cuff Vein (21G)</td>
			<td>Vention Medical</td>
			<td>141-0043</td>
			<td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyimide Cuff Artery (24G)</td>
			<td>Vention Medical</td>
			<td>141-0027</td>
			<td>http://www.ventionmedical.com/products-and-services/polyimide-tubing/</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Soft plastic tip catheter</td>
			<td>Terumo</td>
			<td>SR*OX2419CA</td>
			<td>24G x 3/4&#34;&#160;</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microsurgical dilator</td>
			<td>S&#38;T</td>
			<td>D-5a.1</td>
			<td>Dilator, 11cm, FH, 0.1mm AT10d</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a novel microsurgical model for heterotopic, en bloc chest wall, thymus, and heart transplantation in mice

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression must be pursued. Employing vascularized bone marrow transplantation and co-transplantation of the thymus have shown promise in this regard in various animal models.1-11 Vascularized bone marrow transplantation allows for the uninterrupted transfer of donor bone marrow cells within the preserved donor microenvironment, and the incorporation of thymus tissue with vascularized bone marrow transplantation has shown to increase T-cell chimerism ultimately playing a supportive role in the induction of immune regulation. The combination of solid organ and vascularized composite allotransplantation can uniquely combine these strategies in the form of a novel transplant model. Murine models serve as an excellent paradigm to explore the mechanisms of acute and chronic rejection, chimerism, and tolerance induction, thus providing the foundation to propagate superior allograft survival strategies for larger animal models and future clinical application. Herein, we developed a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique. The experience in syngeneic and allogeneic transplant settings is described for future broader immunological investigations via an instructional manuscript and video supplement.

Syngeneic C57BL / 6 השתלות השיגו הישרדות לטווח ארוכה. העיצוב של השתל (איור 1) הוכח כמוצלח מבחינה ההישרדות של בעלי חיים ואת היכולת להעריך הישרדות שתל מתמשכת. זה הודגם באמצעות עור שמעליה נותר צמיחה בת-קיימא, פעילה שתל מתמשך שיער, ופעימות לב היינו יכול להיות מוערך עם הדמיה ומישוש אצבע. נתוני הישרדות מיוצגים באיור 2 לעכברי syngeneic מושתלים. זמן ההישרדות הממוצע היה גדול יותר מאשר 109 ימים. בהתבסס על נתוני ההישרדות, סביר להסיק שההיבט הטכני של השתל המושתל נועד perfuse השלמות של קיר חזה, התימוס, ולב. יתר על כן, היכולת של בעלי החיים syngeneic לשרוד לטווח ארוך תומכת עוד כי מודל עכבר זה לא רק אפשרי אלא יכול להיות משוכפל. הוכחה של מושג זה en קיר חזה גוש, התימוס, והשתלת לב מאמתת המודל עכברי דואר ללמוד בשילוב איבר מוצק וallotransplantation מרוכבים כלי הדם. <img alt="איור 1" src="/files/ftp_upload/53442/53442fig1.jpg" /> איור 1. תמונות Intraoperative. (א) קיר החזה, התימוס, ושתל לב הוא התאושש בהצלחה, גזוז, ומדמיין vivo לשעבר מההיבט האחורי. כלי בית החזה הפנימיים בין שתי המדינות יישמרו. (ב) הנמען חיצוני וריד הצוואר (החץ) ועורק תרדמה משותף (ראש החץ) הוא כלפי חוץ קבוע מעל אזיקי polyimide בהכנה להשקת כלי דם. Anastomoses כלי דם (C) השתל הושלם. החץ מראה את ההשקה בין עורק הריאה התורם ווריד הצוואר החיצוני הנמען. ראש החץ מראה את ההשקה בין אב העורקים היורדים תורם ועורק התרדמה משותפת נמען. הכוכבית מזהה את בלוטת התימוס וקיר החזה משתקף היא דמיין overlיינג התימוס. (ד) הגדלה גבוהה יותר מראה את כלי הדם anastomoses השרוול. הבלעה שתל מלאה (ה). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53442/53442fig1large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a> <img alt="איור 2" src="/files/ftp_upload/53442/53442fig2.jpg" /> קיר חזה, התימוס, והישרדות איור 2. מקשת לב שתל עקומות הישרדות קפלן-מאייר של en קיר חזה גוש, התימוס, וallotransplant לב בעכברי C57BL / 6 syngeneic (n = 3;. זמן ממוצע הישרדות היה גבוה יותר מאשר 109 ימים). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53442/53442fig2large.jpg" target="_blank">אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו.</a>

Watch this Scientific Journal Video about A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice at JoVE.com

A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Microsurgical דגם חדשני לHeterotopic, כמקשה אחת בחזה קיר, קורנית, ולב השתלה בעכברים

Exploration of novel strategies in organ transplantation to prolong allograft survival and minimizing the need for long-term maintenance immunosuppression ...

a-novel-microsurgical-model-for-heterotopic-en-bloc-chest-wall-thymus

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Medicine

9.2K Views.  Johns Hopkins University School of Medicine. To study combined solid organ and vascularized composite allotransplantation, we describe a novel heterotopic en bloc chest wall, thymus, and heart transplant model in mice using a cervical non-suture cuff technique.

Video: A Novel Microsurgical Model for Heterotopic, En Bloc Chest Wall, Thymus, and Heart Transplantation in Mice

A Modified Method for Heterotopic Mouse Heart Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents available. A difficulty is presented due to the small size of the animal and the considerable technical challenges of the microsurgery involved in heart transplantation. In particular, a high rate of technical failure early after transplantation may result from recipient death and post-operative complications such as hind limb paralysis or a non-beating heart. Here, the complete technique for heterotopic mouse heart transplantation is demonstrated, involving harvesting the donor heart and its subsequent implantation into a recipient mouse. The donor heart is harvested immediately following in situ perfusion with cold heparinized saline and transection of the ascending aorta and pulmonary artery. The recipient operation involves preparation of the abdominal aorta and inferior vena cava (IVC), followed by end-to-side anastomosis of the donor aorta with the recipient aorta using a single running 10-0 microsuture and a similar anastomosis of the donor pulmonary artery with the recipient IVC. Following the operation the animal is injected with 0.6 ml normal saline subcutaneously and allowed to recover on a 37&#160;&#176;C heating pad. The results from 227 mouse heart transplants are summarized with a success rate at 48 hr of 86.8%. Of the 13.2% failures within 48 hr, 5 (2.2%) experienced hind limb paralysis, 10 (4.4%) had a non-beating heart due to graft ischemic injury and/or thrombosis, while 15 (6.6%) died within 48 hr.

A technique is demonstrated for the microsurgical procedure for heterotopic transplantation of hearts in mice, including simplified methods for donor harvesting and recipient vessel anastomosis.

שיטה שונה לHeterotopic מאוס לב Transplantion

Mice are often used as heart transplant donors and recipients in studies of transplant immunology due to the wide range of transgenic mice and reagents ...

Murine Heterotopic Heart Transplant Technique

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique was developed and reported in 2001 by Niimi. Described here are the techniques that have evolved over more than a decade in the hands of three surgeons (Plenter, Grazia, Pietra) in our center. These techniques are now being passed on to a younger generation of surgeons and researchers.
Based largely on the Niimi experience, the procedures used have evolved in the fine details - details which we will endeavor to relate here in such a way that others may be able to use this very useful model. Like Niimi, we have found that a video aid to learning is a priceless resource for the beginner.

The manuscript describes the steps required to perform the heterotopic heart transplant in the mouse.

טכניקת השתלות Murine Heterotopic לב

It is now over forty years since this technique was first reported by Corry, Wynn and Russell. Although it took some years for other labs to become ...

Transplantation of Pulmonary Valve Using a Mouse Model of Heterotopic Heart Transplantation

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed results. However, the cellular and molecular mechanisms of the neotissue development, valve thickening, and stenosis development are not researched extensively. To answer the above questions, we developed a murine heterotopic heart valve transplantation model. A heart valve was harvested from a valve donor mouse and transplanted to a heart donor mouse. The heart with a new valve was transplanted heterotopically to a recipient mouse. The transplanted heart showed its own heartbeat, independent of the recipient&#8217;s heartbeat. The blood flow was quantified using a high frequency ultrasound system with a pulsed wave Doppler. The flow through the implanted pulmonary valve showed forward flow with minimal regurgitation and the peak flow was close to 100 mm/sec. This murine model of heart valve transplantation is highly versatile, so it can be modified and adapted to provide different hemodynamic environments and/or can be used with various transgenic mice to study neotissue development in a tissue engineered heart valve.

In order to understand the cellular and molecular mechanisms underlying neotissue formation and stenosis development in tissue engineered heart valves, a murine model of heterotopic heart valve transplantation was developed. A pulmonary heart valve was transplanted to recipient using the heterotopic heart transplantation technique.

השתלה של הריאה Valve שימוש במודל עכבר של Heterotopic לב והשתלות

Tissue engineered heart valves, especially decellularized valves, are starting to gain momentum in clinical use of reconstructive surgery with mixed ...

Rat Heterotopic Abdominal Heart/Single-lung Transplantation in a Volume-loaded Configuration

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft involves anastomosis of donor inferior vena cava (IVC) to recipient IVC, and donor ascending aorta (Ao) to recipient abdominal Ao. The right upper and middle lung lobes are preserved and function as conduits for blood flow from right heart to left heart.
There are several advantages to using this technique, and it lends itself to a broad range of applications. Because the graft is transplanted in a configuration that allows for dyamic volume-loading, cardiac function may be directly assessed in vivo. The use of pressure-volume conductance catheters permits characterization of load-dependent and load-independent hemodynamic parameters. The graft may be converted to a loaded configuration by applying a clamp to the recipient&#8217;s infra-hepatic IVC. We describe modified surgical techniques for both donor and recipient operations, and an ideal myocardial protection strategy. Depending on the experimental aim, this model may be adapted for use in both acute and chronic studies of graft function, immunologic status, and variable ventricular loading conditions. The conducting airways to the transplanted lung are preserved, and allow for acute lung re-ventilation. This facilitates analysis of the effects of the mixed venous and arterial blood providing coronary perfusion to the graft.
A limitation of this model is its technical complexity. There is a significant learning curve for new operators, who should ideally be mentored in the technique. A surgical training background is advantageous for those wishing to apply this model. Despite its complexity, we aim to present the model in a clear and easily applicable format. Because of the physiologic similarity of this model to orthotopic transplantation, and its broad range of study applications, the effort invested in learning the technique is likely to be worthwhile.

We describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The transplant configuration results in a partially loaded graft circulation, allowing direct functional assessment. This model may be employed for acute or chronic studies of function and immunologic status of the transplanted graft.

עכברוש Heterotopic בטן לב / השתלת ריאה בודדת בתצורה טעונה נפח

Herein, we describe a novel technique for heterotopic abdominal heart-lung transplantation (HAHLT) in rats. The configuration of the transplant graft ...

Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies this model by avoiding challenging suture anastomoses of small vessels thereby reducing warm ischemia time. In comparison to abdominal graft implantation the cervical model is less invasive and the implanted graft is easily accessible for further follow-up examinations. Anastomoses are performed by pulling the ascending aorta of the graft over the cuff with the recipient&#8217;s common carotid artery and by pulling the main pulmonary artery over the cuff with the external jugular vein. Selection of appropriate cuff size and complete mobilization of the vessels are important for successful revascularization. Ischemia-reperfusion (I/R) injury can be minimized by perfusing the graft with a cardioplegic solution and by hypothermia. In this article, we provide technical details for a simplified and improved cuff technique, which should allow surgeons with basic microsurgical skills to perform the procedure with a high success rate.

The cuff technique shortens and facilitates the model of heterotopic cervical heart transplantation in mice by avoiding technically challenging suture anastomoses of small vessels. The technical details shown in this video paper should allow researches to establish this model in their laboratories.

Heterotopic צוואר הרחם לב השתלה בעכברים

The heterotopic cervical heart transplantation in mice is a valuable tool in transplant and cardiovascular research. The cuff technique greatly simplifies ...

Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.
Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Heterotopic כליה Autotransplantation במודל חזירי: פרוטוקול צעד-אחר-צעד

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality ...

Cardiopulmonary Bypass in a Mouse Model: A Novel Approach

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization and for minimizing organ damage resulting from prolonged extracorporal circulation. The goal of this paper was to demonstrate a fully functional and clinically relevant model of cardiopulmonary bypass in a mouse. We report on the device design, perfusion circuit optimization, and microsurgical techniques. This model is an acute model, which is not compatible with survival due to the need for multiple blood drawings. Because of the range of tools available for mice (e.g., markers, knockouts, etc.), this model will facilitate investigation into the molecular mechanisms of organ damage and the effect of cardiopulmonary bypass in relation to other comorbidities.

This paper describes how to perform cardiopulmonary bypass in mice. This novel model will facilitate the investigation of the molecular mechanisms involved in organ damage.

לב-ריאה במודל של עכברים: גישה מוזרה

As prolonged cardiopulmonary bypass becomes more essential during cardiac interventions, an increasing clinical demand arises for procedure optimization ...

A Pre-Clinical Porcine Model of Orthotopic Heart Transplantation

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart failure. Multiple small-animal models of heart transplantation have been used to study the acute and long-term effects of novel therapies. However, few are tested and demonstrated success in clinical trials. It is of critical importance to evaluate new therapies in a clinically relevant large-animal model for efficient and reliable translation of basic studies&#39;&#160;findings. Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and previously used to investigate novel cardioprotective strategies. This procedure focuses on acute ischemia-reperfusion injury and is a reliable method to investigate novel interventions which have been tested and validated in smaller experimental models, such as the murine model. We demonstrate its usefulness in assessing cardiac performance during the early post-transplantation period and other potential possibilities enabled by the model.

Here, we describe a pre-clinical large-animal (porcine) model of orthotopic heart transplantation that has been firmly established and utilized to investigate novel cardioprotective strategies.

מודל הפרה-קליני של השתלת לב אורתוטופית

Fifty-years following the first successful report, cardiac transplantation remains the gold-standard treatment for eligible patients with advanced heart ...

A Simplified Model for Heterotopic Heart Valve Transplantation in Rodents

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of transplant with the potential to deliver durable heart valves capable of somatic growth with no requirement for anticoagulation. However, the immunobiology of heart valve transplants remains unexplored, highlighting the need for animal models to study this new type of transplant. Previous rat models for heterotopic aortic valve transplantation into the abdominal aorta have been described, though they are technically challenging and costly. For addressing this challenge, a renal subcapsular transplant model was developed in rodents as a practical and more straightforward method for studying heart valve transplant immunobiology. In this model, a single aortic valve leaflet is harvested and inserted into the renal subcapsular space. The kidney is easily accessible, and the transplanted tissue is securely contained in a subcapsular space that is well vascularized and can accommodate a variety of tissue sizes. Furthermore, because a single rat can provide three donor aortic leaflets and a single kidney can provide multiple sites for transplanted tissue, fewer rats are required for a given study. Here, the transplantation technique is described, providing a significant step forward in studying the transplant immunology of heart valve transplantation.

This protocol describes a simple and efficient method for the transplantation of aortic valve leaflets under the renal capsule to allow for the study of alloreactivity of heart valves.

מודל פשוט להשתלת מסתם לב הטרוטופי במכרסמים

There is an urgent clinical need for heart valve replacements that can grow in children. Heart valve transplantation is proposed as a new type of ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

פרוטוקול השתלת לב הטרוטופית חזירית להעברת טיפולים לאלוגרפט לבבי

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...