The authors thank Dr. Dario Bonetta for providing Arabidopsis thaliana seeds and for technical assistance in regards to the triple response assay, as well as Simone Quaranta for help with FT-IR. This work was supported by a Natural Sciences and Engineering Research Council of Canada Discovery Grant (NSERC-DG) to JLS, an Ontario Graduate Scholarship (OGS) to RVA, and a Queen Elizabeth II Graduate Scholarship in Science and Technology (QEII-GSST) to AJV.

1. Chemikalien <ol><li> Eine Lösung aus 500 mM CEPA (144.49 g / mol) und eine Lösung von sowohl aus 500 mM NaCl (58,44 g / mol) und 500 mM NaH 2 PO 4 · H 2 O (137.99 g / mol) in angesäuert (pH 2.5) von ultrareinem Wasser oder 0,1 N HCl. Mischen mit einem Vortex, bis die Lösungen klar sind. </li><li> Abwechselnd verdünnen (10x), die 500 mM Lösungen in dem gleichen Lösungsmittel 5 mM und 50 mM Bestände zu erhalten. </li><li> Bereiten Sie eine 10 mM Lösung von 1-Aminocyclopropancarbonsäure (ACC; 101,1 g / mol) in ultrareinem Wasser. </li><li> Filter-sterilisieren Stammlösungen und speichern Aliquots bei -20 ° C. </li><li> Filter-sterilisieren Cellulase. Store Aliquots bei 4 ° C. </li></ol> 2. Überprüfen der Ethylenproduktion von 2-Chlorethylphosphonsäure Zersetzung: Triple Antwort Assay <ol><li> Oberflächen sterilisieren Arabidopsis thaliana Ökotyp Columbia Seeds Mit der Vapor-Phase - Methode: ACHTUNG: Der folgende Schritt erzeugt toxic Chlorgas. Führen Saatgut Sterilisation in einem Abzug. <ol><li> Besorgen Sie sich einen verschließbaren Behälter tief genug, um einen 250-ml-Glasbecher für Saatgut Sterilisation aufzunehmen und es in einer Abzugshaube. </li><li> In A. thaliana Samen zu einem Mikrozentrifugenröhrchen und legen Sie den Schlauch in einem Rack. Legen Sie das Rack mit dem offenen Rohr in den verschließbaren Behälter enthält. Hinweis: Füllen Sie nicht einzelne Rohre über halb voll Chlorgas zu erlauben, die unteren Samen eindringen. </li><li> Legen Sie ein 250-ml-Becher 100 ml handelsübliche Bleiche in dem verschließbaren Behälter enthält. Vorsichtig 3 ml konzentrierter HCl zu dem Bleichmittel und sofort den Behälter mit dem Deckel zu versiegeln. ACHTUNG: Bleach und HCl reagieren und giftige Chlorgas zu erzeugen, die die Samen an die Oberfläche zu sterilisieren wirkt. </li><li> Inkubieren der Samen in Gegenwart von Chlorgas für 4 Stunden in den Abzugsschrank. Hinweis: Längere Sterilisationszeiten wird die Keimung Effizienz reduzieren. </li><li> Nach der Sterilisation ermöglichen, die chlorine Gas für mindestens 1 Stunde in der Abzugshaube zu entlüften dann das Reaktionsgefäß verschließen. Lassen Sie das Bleichmittel und HCl-Gemisch in der Abzugsschrank für mindestens 24 Stunden vor dem Wegwerfen. Hinweis: Die sterilisierten Samen kann bei Raumtemperatur zur sofortigen Verwendung gelagert werden. </li><li> Halten Samen bei 4 ° C für die langfristige Lagerung. Bringen Sie Samen auf Raumtemperatur vor dem Reaktionsgefäß zu öffnen Kondensation zu vermeiden. Shop Samen im Dunkeln. </li></ol></li><li> Bereiten Agar-Platten in 4-Sektor Petrischalen (90 x 15 mm): <ol><li> Bereiten 110 ml Wachstumsmedium für A. thaliana Keimlinge: 1x Murashige und Skoog (MS) Basismedium 15 (4,33 g / l) mit 1% (w / v) Sucrose und 0,8% (w / v) Agar. Stellen Sie die MS-Medium auf pH 6 mit NaOH. </li><li> Herstellung von 100 ml der Bakterienwachstumsmedium für CEPA Zersetzung: Schramm und Hestrin (SH) -Medium , enthaltend 1,5 16% (w / v) Agar. Stellen Sie den SH-Medium auf pH 7 mit NaOH. </li><li> Sterilisieren Medien durch Autoklavieren und temper in einem 55 ° C Wasserbad. </li><li> Sobald die MS-Agar temperiert hat, dann werden 40 ml in einen sterilen Kolben. Um die positive Kontrolle Wachstumsmedium für A. Vorbereitung thaliana Keimlinge, ergänzen die 40 ml Aliquot von MS - Agar mit 40 &amp; mgr; l 10 mM ACC zu einer Endkonzentration von 10 uM ACC zu erhalten. </li><li> 5 ml Medium zu den entsprechenden Quadranten der sectored Petrischalen (1) und damit der Agar verfestigt. Bereiten Sie alle Platten in dreifacher Ausfertigung. Hinweis: CEPA ist nicht auf das Wachstumsmedium zugegeben, bis später in dem Protokoll. </li></ol></li></ol><img alt="Abbildung 1" src="/files/ftp_upload/54682/54682fig1.jpg" /> Abb . 1: Aufbau von Agarplatten für die Dreifachantwort Assay mit CEPA verwendet eine schematische veranschaulicht die Quadranten spezifisch für die negative Kontrolle (A), Positivkontrolle (B) und Versuchsplatten (C). Diese Zahl hat sich von Augimeri und Bügel 9 geändert. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54682/54682fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54682/54682fig1large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen.</a> <ol start="3"><li> Stratify A. thaliana Samen zur Sicherung Synchrone Keimung: <ol><li> In etwa fünfzig A. thaliana Samen auf jeden Quadranten enthält , MS oder MS + ACC - Agar. Stellen Sie sicher, Samen werden gleichmäßig zu erleichtern Sämling Entnahme und Analyse verteilt. </li><li> Inkubieren Platten Samen im Dunkeln bei 4 enthält ° C für 3-4 Tage. </li></ol></li><li> Zerlege CEPA auf das Bakterienwachstum Medium (SH) und Triple Response-Test durchführen: <ol><li> Nach Schichtung, setzen die Samen Fluoreszenzlicht für 2 Std. </li><li> Verbreiten 10 ul der 500 mM Stammlösung CEPA auf den Quadranten der experimentellen Platten mit SH - Agar (pH 7; Figur 1) , um eine endgültige Konzentration zu erhalten CEPAvon 1 mM. </li><li> Verschließen Sie die Platten mit Laborfolie und mit Folie abdecken einer dunklen Umgebung für die Samen zu schaffen. </li><li> Keimen Samen nach unten Platten im Dunkeln bei 23 ° C für 3 Tage mit der Agarseite Inkubieren. Hinweis: Die Platten gestapelt werden können, aber negative Kontrollen sollten auf dem Boden platziert werden, da Ethylen leichter als Luft ist. </li></ol></li><li> Analysieren Triple-Response-Assay Daten: <ol><li> Mit flamm sterilisierten Pinzette entfernen einzelne Sämlinge von einer Platte zu jeder Behandlung und Sicht unter einem Präpariermikroskop oder digitale USB-Mikroskop entspricht. Achten Sie darauf, den Boden der Sämlinge ausgerichtet sind und zu fotografieren. </li><li> Entfernen 30 Sämlinge aus jedem Quadranten (60 Setzlinge pro biologische Replikation und 180 Setzlinge pro Behandlung). Richten Sie auf einer Oberfläche mit einem schwarzen Hintergrund und ein Foto mit einem Lineal. </li><li> Messen Sie die Hypokotyls Länge (mm) von Wiederholungs Sämlinge mit ImageJ Software 17. Stellen Sie die Waage durch Klicken und Ziehen Sie die * gerade *Werkzeug mit einer Länge von 10 mm zu wählen. Wählen Sie &quot;Scale&quot; unter dem &quot;Analyze&quot; Registerkarte und stellen Sie den bekannten Abstand bis 10. Die Verwendung von * Segmented * Werkzeug, klicken Sie auf und ziehen, um wählen Sie die Länge des Hypokotyl und drücken Sie M Distanz zu messen. Vergleichen Sie die Mittel der biologischen Replikaten unter Verwendung einer Einweg-ANOVA mit einem Mehrfachvergleichstest des Tukey. Unterschiede werden als signifikant angesehen , wenn p &lt;0,05. </li></ol></li></ol> 3. Analyse der pH-Wert im gesamten Bakterienwachstum <ol><li> Wachsen und Quantify Komagataeibacter xylinus Starterkulturen in dreifacher Ausführung: <ol><li> Impfen eine einzige Kolonie von K. xylinus in 5 ml SH - Medium (pH 5) , supplementiert mit 0,2% (v / v) sterilfiltriert Cellulase. Inkubieren Kulturen bei 30 ° C unter Rühren bei 150 rpm bis zu einer OD 600 von 0,3 bis 0,4 erreicht ist (ca. 72 h). </li><li> Erntestarterkulturen durch Zentrifugation (2.000 × g, 4 ° C, 10 min). Mit 5 ml steriler 0,85% (w / v) NaCl Lösung, waschen Sie die Zellen zweimal und Zellpellet. Halten Sie Zellen auf Eis. </li><li> Quantifizieren Zellen eine Petroff-Hausser-Zählkammer verwendet wird. </li></ol></li><li> Impfen Kulturen zur Analyse von pH-Wert: <ol><li> Zugabe von 150 ml SH-Brühe (pH 7), supplementiert mit 0,2% (v / v) sterilfiltriert Cellulase bis zwölf 500 ml-Kolben mit Foliendeckeln. Impfen Flaschen mit K. xylinus Starterkulturen in einer Konzentration von 10 5 Zellen / ml. Mit den drei Starterkulturen, bereiten drei biologische Wiederholungen pro Behandlung. </li><li> Supplement Kulturen mit 300 &amp; mgr; l der 5, 50 oder 500 mM CEPA-Stammlösungen zu erhalten endgültige CEPA Konzentrationen von 0,01, 0,1, und 1,0 mM, respectively. Ergänzung zu den unbehandelten Kontrollkulturen mit 300 &amp; mgr; l des verwendeten Lösungsmittels CEPA aufzulösen. </li><li> Verschließen Sie die Flaschen durch dicht Taping der Foliendeckel auf den Kolben und Inkubation Kulturen für 14 Tage bei 30 ° C unter Rühren bei 150 Umdrehungen pro Minute. </li></ol></li><li> Jeden Tag aseptically entfernen 5-ml-Proben aus jedem Kolben und Pellet-Zellen durch Zentrifugation (2000 × g, 4 ° C, 10 min). Übertragen Überstand in ein sauberes Röhrchen und messen den pH-Wert jeder biologische Replikation unter Verwendung eines pH-Meters. </li><li> Analysieren Sie die Zeitverlaufsdaten durch den mittleren pH-Wert der biologischen Replikaten der grafischen Darstellung. Hinweis: Es ist wichtig, dass die Kultur pH-Wert unter 3,5 nicht absinkt; eine Kultur pH-Wert von 5 deutlich reduziert Ethylen Freisetzung von CEPA und einem pH-Wert unter 3,5 hemmt vollständig Ethylen-Release. </li><li> Um zu steuern , für Chlor und Phosphatspiegel, führen ein identisches Experiment unter Verwendung von 0,01, 0,1, und 1,0 mM des NaCl-NaH 2 PO 4 -Lösung unter Verwendung der 5, 50 und 500 mM Bestände, respectively. </li></ol> 4. Koloniemorphologie <ol><li> Wachsen K. xylinus Starterkulturen in dreifacher Ausführung: <ol><li> Impfen eine einzige Kolonie von K. xylinus in 5 ml SH - Medium (pH 5) , supplementiert mit 0,2% (v / v) sterilfiltriert Cellulase. Incubate Kulturen bei 30 ° C unter Rühren bei 150 rpm bis zu einer OD 600 von 0,3 bis 0,4 erreicht ist (ca. 72 h). </li><li> Erntestarterkulturen durch Zentrifugation (2.000 × g, 4 ° C, 10 min). Mit 5 ml steriler Kochsalzlösung, Waschen der Zellen und das Zellpellet zu resuspendieren. Halten Sie Zellen auf Eis. </li></ol></li><li> Vorbereitung 24 Agarplatten, enthaltend 25 ml SH (pH 7) -Medium mit 1,5% (w / v) Agar. </li><li> Sobald der Agar sich verfestigt hat, verteilt 50 ul der 5, 50 und 500 mM CEPA Stammlösungen auf dem Agar endgültigen CEPA Konzentrationen von 0,01, 0,1, und 1,0 mM jeweils zu erhalten. Richten Sie unbehandelt und Lösungsmittel-Kontrollplatten, die keine Änderung bestehen und Verbreitung von 50 &amp; mgr; l des Lösungsmittels verwendet, um die Testverbindungen zu lösen. </li><li> Streak Platten für isolierte Kolonien mit einer Schleife voll (~ 5 &amp; mgr; l) von K. xylinus Starterkultur und versiegeln sie mit Paraffinfilm. Impfen alle Platten in dreifacher Ausfertigung. Inkubieren Platten für 5 Tage bei 30 ° C. </li><li> Photograph Kolonien bei 20-facher Vergrößerung eine digitale USB-Mikroskop und qualitativ Koloniemorphologie und Zellstoffproduktion auf festem Medium zu bewerten. Hinweis: Cellulose wird als trübe Substanz entlang des Randes der Kolonie. </li><li> Um zu steuern , für Chlor und Phosphatspiegel, führen ein identisches Experiment unter Verwendung von 0,01, 0,1, und 1,0 mM des NaCl-NaH 2 PO 4 -Lösung unter Verwendung der 5, 50 und 500 mM Bestände, respectively. </li></ol> 5. Pellicle Assays <ol><li> Wachsen und Quantify K. xylinus Starterkulturen in dreifacher Ausführung: <ol><li> In dreifacher Ausführung, eine einzige Kolonie von K. impfen xylinus in 5 ml SH - Medium (pH 5) , supplementiert mit 0,2% (v / v) sterilfiltriert Cellulase. Inkubieren Kulturen bei 30 ° C unter Rühren bei 150 rpm bis zu einer OD 600 von 0,3 bis 0,4 erreicht ist (ca. 72 h). </li><li> Erntestarterkulturen durch Zentrifugation (2.000 × g, 4 ° C, 10 min). Mit 5 ml steriler Kochsalzlösung, Waschen ter Zellen zweimal und Zellpellet. Halten Sie Zellen auf Eis. </li><li> Quantifizieren Zellen eine Petroff-Hausser-Zählkammer verwendet wird. </li></ol></li><li> Bereiten Sie Mastermixe 24-Well-Platten zu inokulieren: <ol><li> Ergänzung 60 ml SH-Medium (pH 7) mit 120 ul der 5, 50 und 500 mM Bestände CEPA endgültige CEPA Konzentrationen von 0,01, 0,1, und 1,0 mM zu erhalten, respectively. Ergänzen weitere 60 ml SH-Medium (pH 7) mit 120 &amp; mgr; l des verwendeten Lösungsmittels CEPA aufzulösen. Vortex mischen. </li><li> Teilen Sie die jeweils 60 ml CEPA-haltiges Medium in vier 14-ml-Aliquoten. Beimpfen von drei der 14 ml - Aliquots mit biologischen Replikate von Starterkultur bei einer Konzentration von 10 5 Zellen / ml. Halten Sie Röhrchen mit Zellen auf Eis Cellulose-Produktion zu verhindern. Hinweis: Die verbleibenden 14 ml aliquoten wird für sterile Kontrollvertiefungen verwendet werden. </li></ol></li><li> Impfen 24-Well-Platten: <ol><li> Testen Sie jede Behandlung in einer eigenen Platte mit drei Reihen von biologischen Replikaten undeine Reihe von sterilen Kontrollen (Abbildung 2). </li></ol></li></ol><img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/54682/54682fig2.jpg" /> Fig . 2: Ablaufdiagramm des Protokolls für Pellicle - Assay und die Analyse verwendet , veranschaulicht Vektor CEPA-ergänztem pH 7 SH - Medium (60 ml) wird drei getrennten biologischen replicate Inokulationen und einen sterilen Kontrolle (14 ml jeweils) aliquotiert. Diese Kulturen werden dann in Aliquots aufgeteilt in sechs technische Replikate (2 ml) in eine 24-Well-Platte und dann mit Paraffinfilm versiegelt. Nach einer Inkubationszeit von 7 Tagen bei 30 ° C, Häutchen werden geerntet und gekennzeichnet durch Nassgewicht zu bestimmen, Dicke, Trockengewicht und Kristallinität durch FT-IR. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54682/54682fig2large.jpg" target="_blank">Bitte hier klicken</a> , um <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54682/54682fig2large.jpg" target="_blank">eine größere Version dieser Figur zu sehen</a> <ol start="2" style="margin-left: 40px;"><li> Mit dem 14 ml Master-Mix, 2 ml in each von sechs Vertiefungen einer sterilen 24-Well-Platte. Füllen Sie für die drei biologischen Replikaten und Sterilkontrolle (Abbildung 2). Wiederholen Sie für jede Behandlung. </li><li> Dichtungsplatten mit Paraffinfilm und inkubieren statisch für 7 Tage bei 30 ° C. </li></ol><ol start="4"><li> Ernte und Pellicle Wet Gewicht, Dicke, Trockengewicht (Cellulose - Ausbeute) und Kristallinität (Abbildung 2) messen: <ol><li> Drücken Sie eine Seite des Häutchen die gegnerische Häutchen Kante zu heben und zu entfernen einzelne Häutchen mit einer Pinzette. Während Griff halten, legen Sie sie auf frisches Papiertuch für 3 Sekunden überschüssige Medium zu entfernen, bevor mit einem Gewicht von ihren nassen Gewichte zu bestimmen. </li><li> Richten Sie Häutchen neben einem Lineal und Foto von der Seite eine hochauflösende Digitalkamera. </li><li> Mit ImageJ Software 17 messen Häutchen Dicke auf der linken Schulter, rechte Schulter und der Mitte jedes Häutchen. Durchschnittlich alle technischen Replikate für jede biologische RepliCate. </li><li> Individuell übertragen Sie die Häutchen in die Vertiefungen einer 6-Well-Platte. Behandlung Häutchen mit 12 ml 0,1 N NaOH bei 80 ° C für 20 min Zellen zu lysieren. </li><li> Entfernen Sie die NaOH und neutralisieren Häutchen von unter Rühren mit ultrareinem Wasser für 24 Stunden zu waschen. Wechseln Sie das Wasser alle 6 Stunden. Anmerkung: Pellikel sollte nach Beendigung des Waschschritt weiß sein. </li><li> Ort Häutchen auf Silizium Matten und trocken bei 50 ° C für 48 Stunden bis zur Gewichtskonstanz. Nach dem Trocknen von Matten entfernen und Häutchen Gewichte im analytischen Maßstab messen, um bakterielle Cellulose-Ausbeute zu bestimmen. </li><li> Analysieren Pellicle Kristallinität unter Verwendung Fourier-Transformations - Infrarotspektroskopie (FT-IR) unter Verwendung von 32 Scans und einer Auflösung von 4 cm -1 im Bereich von 4000 bis 650 cm -1. Berechnen Sie den Kristallinitätsindex, CI (IR), unter Verwendung von A 1437 / A 895; das Absorptionsverhältnis des &quot;kristallinen Band&quot; und &quot;amorphen Band&quot; , wie zuvor beschrieben 18. </li></ol&gt; </li><li> Um zu steuern , für Chlor und Phosphatspiegel, führen ein identisches Experiment unter Verwendung von 0,01, 0,1, und 1,0 mM des NaCl-NaH 2 PO 4 -Lösung unter Verwendung der 5, 50 und 500 mM Bestände, respectively. </li><li> Analysieren Pellicle Daten: <ol><li> Berechnen Häutchen Hydratation durch den Unterschied zwischen Häutchen Nassgewicht und Trockengewicht zu bestimmen. </li><li> Der Mittelwert der Werte aller technischen Replikate für die statistische Analyse einen einzelnen Wert für jede biologische Replikation zu erhalten. Vergleichen Sie die Behandlung ein one-way ANOVA mit Tukey-Mehrfachvergleichstest. Die Unterschiede sind signifikant , wenn p &lt;0,05. </li><li> Normalisieren Daten als Prozentsatz der unbehandelten Kontrollen und plotten die mittels biologischer Replikaten. </li></ol></li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Die hier beschriebenen Methoden skizzieren die in - situ - Herstellung von Ethylen aus CEPA für die Untersuchung von bakteriellen Ethylenantwort des Modellorganismus, K. xylinus. Dieses Verfahren ist sehr geeignet als Ethylen können durch Ergänzung beliebigen wässrigen Medium hergestellt werden, die einen pH - Wert größer als 3,5 10,11 mit CEPA negiert die Notwendigkeit für reines Ethylengas oder spezielle Laborausrüstung hat. Dieses Verfahren ist auf die Untersuchung der Wi...

Das Olefin Ethylen (C 2 H 4) wurde zum ersten Mal im Jahre 1901 als Pflanzenhormon entdeckt , wenn es beobachtet wurde , dass Erbsenkeimlinge, in einem Labor gezüchtet , die Kohlegaslampen verwendet, eine abnorme Morphologie zeigten , in denen Stiele (Hypokotylen) waren kürzer, dicker und beugte sich seitwärts im Vergleich zu normalen Erbsenkeimlinge; ein Phänotyp genannt später die dreifache Reaktion 1,2. Nachfolgende Studien zeigten , dass Ethylen ist ein wichtiger Phytohormone , die zahlreiche Entwicklungsprozesse wie Wachstum, Stressreaktion, Fruchtreife und Seneszenz 3. Arabidopsis thaliana, einem Modellorganismus für Pflanzenbiologie Forschung, ist gut untersucht in Bezug auf seine Reaktion auf Ethylen reguliert. Mehrere Ethylen - Antwort - Mutanten sind durch Ausnutzen der dreifache Reaktion Phänotyp beobachtet in dunkel gewachsenen A. isoliert thaliana Keimlinge in Gegenwart von Ethylen 1,4,5. Die Biosynthesevorstufe für die Ethylenproduktion in Pflanzen ist 1-aminocyclopropane Carbonsäure (ACC) 6 und häufig während der dreifachen Reaktion Assay verwendet wird endogenen Ethylenproduktion , die auf den dreifachen Reaktion Phänotyp 1,4,5 führt zu erhöhen. Obwohl die Ethylen-Antwort in Pflanzen weit untersucht wird, wird die Wirkung der exogenen Ethylen auf Bakterien in beträchtlichem Ausmaß mit Pflanzen trotz der engen Verbindung von Bakterien under. Eine Studie berichtet , daß bestimmte Stämme von Pseudomonas überleben 7 Ethylen als alleinige Quelle für Kohlenstoff und Energie. Jedoch haben nur zwei Studien gezeigt, dass Bakterien an Ethylen reagieren. Die erste Studie zeigte , dass Stämme von Pseudomonas aeruginosa, P. fluorescens, P. putida und P. syringae waren chemotaktische zu Ethylen unter Verwendung eines Agarose - Plug - Assay , in dem geschmolzene Agarose mit einem Chemotaxis - Puffer wurde mit reinem Ethylengas ins Gleichgewicht gebracht 8. Aber unseres Wissens gab es keine furth gewesener Berichte reines Ethylengas unter Verwendung bakterieller Ethylenantwort zu charakterisieren, wahrscheinlich aufgrund der schwer von Gasen im Labor ohne spezialisierte Ausrüstung Handhabung. Der zweite Bericht der bakteriellen Ethylen - Antwort gezeigt , dass Ethylen xylinus 9 bakterielle Cellulose - Produktion und beeinflusst die Genexpression in der Frucht-assoziierten Bakterium, Komagataeibacter (früher Gluconacetobacter) erhöht. In diesem Fall wurde der Ethylen freisetzenden Verbindung, 2-Chlorethylphosphonsäure (CEPA) verwendete Ethylen in situ innerhalb der Bakterienwachstumsmedium zu erzeugen, wodurch die Notwendigkeit für reines Ethylengas oder spezialisierte Ausrüstung umgeht. CEPA produziert Ethylen bei einer 1: 1 - Molverhältnis oberhalb von pH 3,5 10,11 durch eine basenkatalysierte, Reaktion erster Ordnung 12 bis 14. Der Abbau von CEPA positiv mit pH und Temperatur 13,14 und Ergebnisse bei der Herstellung von Ethyl korreliertenene, Chlorid und Phosphat. CEPA bietet Forscher interessiert sich für bakterielle Reaktionen auf Ethylen mit einer günstigen Alternative zu gasförmigem Ethylen zu studieren. Das übergeordnete Ziel der folgenden Protokolle ist es, ein einfaches und effizientes Verfahren zur Verfügung zu stellen bakterielle Ethylenantwort zu untersuchen und umfasst Validierung von physiologisch relevanten Niveaus der Ethylenproduktion von CEPA Zersetzung in Bakterienwachstumsmedium, Analyse der Kultur pH sicherzustellen CEPA Zersetzung nicht beeinträchtigt wird während Bakterienwachstum, und die Beurteilung der Wirkung von Ethylen auf bakterielle Morphologie und Phänotyp. Wir zeigen diese Protokolle K. mit xylinus, jedoch können diese Protokolle angepasst werden Ethylenantwort in anderen Bakterien zu untersuchen , indem die geeigneten Wachstumsmedium und Phänotyp - Analysen.

<table><tbody><tr><td>1-aminocyclopropane carboxylic acid (ACC)</td><td>Sigma</td><td>A3903</td><td>Biosynthetic precursor of ethylene in plants</td></tr><tr><td>4-sector Petri dish</td><td>Phoenix Biomedical</td><td>CA73370-022</td><td>For testing triple response</td></tr><tr><td>Agar</td><td>BioShop</td><td>AGR001.1</td><td>To solidify medium</td></tr><tr><td>Canon Rebel T1i DLSR camera</td><td>Canon</td><td>3818B004</td><td>For pictures of pellicles</td></tr><tr><td>Cellulase from Trichoderma reesei ATCC 26921&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>C2730</td><td>Aqueous solution</td></tr><tr><td>Citric acid</td><td>BioShop</td><td>CIT002.500</td><td>For SH medium</td></tr><tr><td>Commercial bleach</td><td>Life Brand</td><td>57800861874</td><td>Bleach for seed sterilization</td></tr><tr><td>Concentrated HCl</td><td>BioShop</td><td>HCL666.500</td><td>Hydrochloric acid for pH adjustment</td></tr><tr><td>Digital USB microscope</td><td>Plugable</td><td>N/A</td><td>For pictures of colonies</td></tr><tr><td>Ethephon (&amp;ge;96%; 2-chloroethylphosphonic acid)</td><td>Sigma</td><td>C0143</td><td>Ethylene-releasing compound</td></tr><tr><td>Glucose</td><td>BioBasic</td><td>GB0219</td><td>For SH medium</td></tr><tr><td>Komagataeibacter xylinus ATCC 53582</td><td>ATCC</td><td>53582</td><td>Bacterial cellulose-producing alphaproteobacterium</td></tr><tr><td>Microcentrifuge tube</td><td>LifeGene</td><td>LMCT1.7B</td><td>1.7 ml microcentrifuge tube</td></tr><tr><td>Murashige and Skoog (MS) basal medium&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>M5519</td><td>Arabidopsis thaliana growth medium</td></tr><tr><td>Na&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;&amp;middot;7H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&amp;nbsp;</td><td>BioShop</td><td>SPD579.500</td><td>Sodium phosphate, dibasic heptahydrate for SH medium</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>BioBasic</td><td>SOD001.1</td><td>Sodium chloride for saline and control solution</td></tr><tr><td>NaH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;&amp;middot;H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O&amp;nbsp;</td><td>BioShop</td><td>SPM306.500</td><td>Sodium phosphate, monobasic monohydrate for control solution</td></tr><tr><td>NaOH</td><td>BioShop</td><td>SHY700.500</td><td>Sodium hydroxide for pH adjustment</td></tr><tr><td>Paraffin film</td><td>Parafilm</td><td>PM996</td><td>For sealing plates and flasks</td></tr><tr><td>Peptone (bacteriological)</td><td>BioShop</td><td>PEP403.1</td><td>For SH medium</td></tr><tr><td>Petroff-Hausser counting chamber</td><td>Hausser scientific</td><td>3900</td><td>Bacterial cell counting chamber</td></tr><tr><td>Polyethersulfone sterilization filter 0.2 &amp;micro;m</td><td>VWR</td><td>28145-501</td><td>For sterilizing cellulase</td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>BioShop</td><td>SUC600.1</td><td>Sucrose for MS medium</td></tr><tr><td>Yeast extract</td><td>BioBasic</td><td>G0961</td><td>For SH medium</td></tr></tbody></table>

utilizing the ethylene-releasing compound, 2-chloroethylphosphonic acid, as a tool to study ethylene response in bacteria

Ethylene (C2H4) is a gaseous phytohormone that is involved in numerous aspects of plant development, playing a dominant role in senescence and fruit ripening. Exogenous ethylene applied during early plant development triggers the triple response phenotype; a shorter and thicker hypocotyl with an exaggerated apical hook. Despite the intimate relationship between plants and bacteria, the effect of exogenous ethylene on bacteria has been greatly overlooked. This is partly due to the difficulty of controlling gaseous ethylene within the laboratory without specialized equipment. 2-Chloroethylphosphonic acid (CEPA) is a compound that decomposes into ethylene, chlorine, and phosphate in a 1:1:1:1 molar ratio when dissolved in an aqueous medium of pH 3.5 or greater. Here we describe the use of CEPA to produce in situ ethylene for the investigation of ethylene response in bacteria using the fruit-associated, cellulose-producing bacterium Komagataeibacter xylinus as a model organism. The protocols described herein include both the verification of ethylene production from CEPA via the Arabidopsis thaliana triple response assay and the effects of exogenous ethylene on K. xylinus cellulose production, pellicle properties and colonial morphology. These protocols can be adapted to examine the effect of ethylene on other microbes using appropriate growth media and phenotype analyses. The use of CEPA provides researchers with a simple and efficient alternative to pure ethylene gas for the routine determination of bacterial ethylene response.

C - Eine schematische Plattenaufbau zur Verifikation von Ethylen Befreiung von CEPA in SH - Medium (pH 7) durch den Dreifachantwort Assay wird in 1A gezeigt. Ein Flussdiagramm , das die Pellicle - Protokoll veranschaulicht , ist in Figur 2 Dark-grown A. gezeigten thaliana Keimlinge weisen die Dreifachantwort Phänotyp (kürzer und dicker Hypocotyl mit einer übertriebenen apikalen hook) in Gegenwart von ACC und in Gegen...

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Utilizing the Ethylene-releasing Compound, 2-Chloroethylphosphonic Acid, as a Tool to Study Ethylene Response in Bacteria

The protocols outlined herein facilitate the convenient investigation of bacterial ethylene responses by utilizing 2-chloroethylphosphonic acid (CEPA). Ethylene is produced in situ through the decomposition of CEPA in an aqueous bacterial growth medium, circumventing the requirement for pure ethylene gas.

Unter Verwendung der Ethylen-freisetzenden Verbindung, 2-Chlorethylphosphonsäure, als Werkzeug Ethylen-Antwort in Bakterien zu studieren

Ethylene (C2H4) is a gaseous phytohormone that is involved in numerous aspects of plant development, playing a dominant role in senescence and fruit ...

utilizing-ethylene-releasing-compound-2-chloroethylphosphonic-acid-as

Research

JoVE Journal

Biochemistry

7.9K Aufrufe.  University of Ontario Institute of Technology. The protocols outlined herein facilitate the convenient investigation of bacterial ethylene responses by utilizing 2-chloroethylphosphonic acid (CEPA). Ethylene is produced in situ through the decomposition of CEPA in an aqueous bacterial growth medium, circumventing the requirement for pure ethylene gas. 

Serie: Utilizing the Ethylene-releasing Compound, 2-Chloroethylphosphonic Acid, as a Tool to Study Ethylene Response in Bacteria

Assessing Stomatal Response to Live Bacterial Cells using Whole Leaf Imaging

Stomata are natural openings in the plant epidermis responsible for gas exchange between plant interior and environment. They are formed by a pair of guard cells, which are able to close the stomatal pore in response to a number of external factors including light intensity, carbon dioxide concentration, and relative humidity (RH). The stomatal pore is also the main route for pathogen entry into leaves, a crucial step for disease development. Recent studies have unveiled that closure of the pore is effective in minimizing bacterial disease development in Arabidopsis plants; an integral part of plant innate immunity. Previously, we have used epidermal peels to assess stomatal response to live bacteria (Melotto et al. 2006); however maintaining favorable environmental conditions for both plant epidermal peels and bacterial cells has been challenging. Leaf epidermis can be kept alive and healthy with MES buffer (10 mM KCl, 25 mM MES-KOH, pH 6.15) for electrophysiological experiments of guard cells. However, this buffer is not appropriate for obtaining bacterial suspension. On the other hand, bacterial cells can be kept alive in water which is not proper to maintain epidermal peels for long period of times. When an epidermal peel floats on water, the cells in the peel that are exposed to air dry within 4 hours limiting the timing to conduct the experiment. An ideal method for assessing the effect of a particular stimulus on guard cells should present minimal interference to stomatal physiology and to the natural environment of the plant as much as possible. We, therefore, developed a new method to assess stomatal response to live bacteria in which leaf wounding and manipulation is greatly minimized aiming to provide an easily reproducible and reliable stomatal assay. The protocol is based on staining of intact leaf with propidium iodide (PI), incubation of staining leaf with bacterial suspension, and observation of leaves under laser scanning confocal microscope. Finally, this method allows for the observation of the same live leaf sample over extended periods of time using conditions that closely mimic the natural conditions under which plants are attacked by pathogens.

We have developed a simple and reproducible protocol to access stomatal response to live bacteria. This method minimizes wounding and manipulation of the leaf as compared to the use of epidermal peels reported previously.

Die Beurteilung stomatäre Response to Bakterienzellen Live mit Whole Leaf Imaging

Stomata are natural openings in the plant epidermis responsible for gas exchange between plant interior and environment. They are formed by a pair of ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Functional Characterization of RING-Type E3 Ubiquitin Ligases In Vitro and In Planta

Ubiquitination, as a posttranslational modification of proteins, plays an important regulatory role in homeostasis of eukaryotic cells. The covalent attachment of 76 amino acid ubiquitin modifiers to a target protein, depending on the length and topology of the polyubiquitin chain, can result in different outcomes ranging from protein degradation to changes in the localization and/or activity of modified protein. Three enzymes sequentially catalyze the ubiquitination process: E1 ubiquitin-activating enzyme, E2 ubiquitin-conjugating enzyme, and E3 ubiquitin ligase. E3 ubiquitin ligase determines substrate specificity and, therefore, represents a very interesting study subject. Here we present a comprehensive approach to study the relationship between the enzymatic activity and function of the RING-type E3 ubiquitin ligase. This four-step protocol describes 1) how to generate an E3 ligase deficient mutant through site-directed mutagenesis targeted at the conserved RING domain; 2&#8211;3) how to examine the ubiquitination activity both in vitro and in planta; 4) how to link those biochemical analysis to the biological significance of the tested protein. Generation of an E3 ligase-deficient mutant that still interacts with its substrate but no longer ubiquitinates it for degradation facilitates the testing of enzyme-substrate interactions in vivo. Furthermore, the mutation in the conserved RING domain often confers a dominant negative phenotype that can be utilized in functional knockout studies as an alternative approach to an RNA-interference approach. Our methods were optimized to investigate the biological role of the plant parasitic nematode effector RHA1B, which hijacks the host ubiquitination system in plant cells to promote parasitism. With slight modification of the in vivo expression system, this protocol can be applied to the analysis of any RING-type E3 ligase regardless of its origins.

The goal of this manuscript is to present an outline for the comprehensive biochemical and functional studies of the RING-type E3 ubiquitin ligases. This multistep pipeline, with detailed protocols, validates an enzymatic activity of the tested protein and demonstrates how to link the activity to function.

Funktionelle Charakterisierung von RING-Typ E3 Ubiquitin Ligases In Vitro und In Planta

Ubiquitination, as a posttranslational modification of proteins, plays an important regulatory role in homeostasis of eukaryotic cells. The covalent ...

Biochemie

Bacterial Leaf Infiltration Assay for Fine Characterization of Plant Defense Responses using the Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae Pathosystem

In the absence of specialized mobile immune cells, plants utilize their localized programmed cell death and Systemic Acquired Resistance to defend themselves against pathogen attack. The contribution of a specific Arabidopsis gene to the overall plant immune response can be specifically and quantitatively assessed by assaying the pathogen growth within the infected tissue. For over three decades, the hemibiotrophic bacterium Pseudomonas syringae pv. maculicola ES4326 (Psm ES4326) has been widely applied as the model pathogen to investigate the molecular mechanisms underlying the Arabidopsis immune response. To deliver pathogens into the leaf tissue, multiple inoculation methods have been established, e.g., syringe infiltration, dip inoculation, spray, vacuum infiltration, and flood inoculation. The following protocol describes an optimized syringe infiltration method to deliver virulent Psm ES4326 into leaves of adult soil-grown Arabidopsis plants and accurately screen for enhanced disease susceptibility (EDS) towards this pathogen. In addition, this protocol can be supplemented with multiple pre-treatments to further dissect specific immune defects within different layers of plant defense, including Salicylic Acid (SA)-Triggered Immunity (STI) and MAMP-Triggered Immunity (MTI).

Bacterial Leaf Infiltration Assay for Fine Characterization of Plant Defense Responses using the Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae Pathosystem

Quantification of pathogen growth is a powerful tool to characterize various Arabidopsis thaliana (hereafter: Arabidopsis) immune responses. The method described here presents an optimized syringe infiltration assay to quantify the Pseudomonas syringae pv. maculicola ES4326 growth in adult Arabidopsis leaves.

Bakterielle Blatt Infiltration Assay für Bildende Charakterisierung pflanzlicher Abwehrreaktionen mit Hilfe der<em&gt; Arabidopsis thaliana-Pseudomonas syringae</em&gt; Pathosystem

In the absence of specialized mobile immune cells, plants utilize their localized programmed cell death and Systemic Acquired Resistance to defend ...

Use of the Soft-agar Overlay Technique to Screen for Bacterially Produced Inhibitory Compounds

The soft-agar overlay technique was originally developed over 70 years ago and has been widely used in several areas of microbiological research, including work with bacteriophages and bacteriocins, proteinaceous antibacterial agents. This approach is relatively inexpensive, with minimal resource requirements. This technique consists of spotting supernatant from a donor strain (potentially harboring a toxic compound(s)) onto a solidified soft agar overlay that is seeded with a bacterial test strain (potentially sensitive to the toxic compound(s)). We utilized this technique to screen a library of Pseudomonas syringae strains for intraspecific killing. By combining this approach with a precipitation step and targeted gene deletions, multiple toxic compounds produced by the same strain can be differentiated. The two antagonistic agents commonly recovered using this technique are bacteriophages and bacteriocins. These two agents can be differentiated using two simple additional tests. Performing a serial dilution on a supernatant containing bacteriophage will result in individual plaques becoming less in number with greater dilution, whereas serial dilution of a supernatant containing bacteriocin will result a clearing zone that becomes uniformly more turbid with greater dilution. Additionally, a bacteriophage will produce a clearing zone when spotted onto a fresh soft agar overlay seeded with the same strain, whereas a bacteriocin will not produce a clearing zone when transferred to a fresh soft agar lawn, owing to the dilution of the bacteriocin.

We describe a simple method for screening bacterial cultures for the production of compounds inhibitory towards other bacteria.

Die Nutzung der Soft-Agar-Overlay-Technik zur Leinwand für bakteriell Hemmstoffe Produziert

The soft-agar overlay technique was originally developed over 70 years ago and has been widely used in several areas of microbiological research, ...

Detection of Histone Modifications in Plant Leaves

Chromatin structure is important for the regulation of gene expression in eukaryotes. In this process, chromatin remodeling, DNA methylation, and covalent modifications on the amino-terminal tails of histones H3 and H4 play essential roles1-2. H3 and H4 histone modifications include methylation of lysine and arginine, acetylation of lysine, and phosphorylation of serine residues1-2. These modifications are associated either with gene activation, repression, or a primed state of gene that supports more rapid and robust activation of expression after perception of appropriate signals (microbe-associated molecular patterns, light, hormones, etc.)3-7. 
Here, we present a method for the reliable and sensitive detection of specific chromatin modifications on selected plant genes. The technique is based on the crosslinking of (modified) histones and DNA with formaldehyde8,9, extraction and sonication of chromatin, chromatin immunoprecipitation (ChIP) with modification-specific antibodies9,10, de-crosslinking of histone-DNA complexes, and gene-specific real-time quantitative PCR. The approach has proven useful for detecting specific histone modifications associated with C4 photosynthesis in maize5,11 and systemic immunity in Arabidopsis3.

A reliable and useful approach to detect histone modifications on specific plant genes is described. The approach combines chromatin immunoprecipitation (ChIP) and real-time quantitative PCR. It allows detection of histone modifications on specific genes with a role in diverse physiological processes.

Erkennung von Histon-Modifikationen in Pflanzenblättern

Chromatin structure is important for the regulation of gene expression in eukaryotes. In this process, chromatin remodeling, DNA methylation, and covalent ...

Biologie

Collection and Analysis of Arabidopsis Phloem Exudates Using the EDTA-facilitated Method

The plant phloem is essential for the long-distance transport of (photo-) assimilates as well as of signals conveying biotic or abiotic stress. It contains sugars, amino acids, proteins, RNA, lipids and other metabolites. While there is a large interest in understanding the composition and function of the phloem, the role of many of these molecules and thus, their importance in plant development and stress response has yet to be determined. One barrier to phloem analysis lies in the fact that the phloem seals itself upon wounding. As a result, the number of plants from which phloem sap can be obtained is limited. One method that allows collection of phloem exudates from several plant species without added equipment is the EDTA-facilitated phloem exudate collection described here. While it is easy to use, it does lead to the wounding of cells and care has to be taken to remove contents of damaged cells. In addition, several controls to prove purity of the exudate are necessary. Because it is an exudation rather than a direct collection of the phloem sap (not possible in many species) only relative quantification of its contents can occur. The advantage of this method over others is that it can be used in many herbaceous or woody plant species (Perilla, Arabidopsis, poplar, etc.) and requires minimal equipment and training. It leads to reasonably large amounts of exudates that can be used for subsequent analysis of proteins, sugars, lipids, RNA, viruses and metabolites. It is simple enough that it can be used in both a research as well as in a teaching laboratory.

Collection and Analysis of Arabidopsis Phloem Exudates Using the EDTA-facilitated Method

Knowledge of the composition of the phloem sap as well as the mechanism of its loading and long-distance transport is essential for the understanding of long-distance signaling in plant development and stress/pathogen response and of assimilate transport. This manuscript describes the collection of phloem exudates using the EDTA-facilitated method.

Sammlung und Analyse von<em&gt; Arabidopsis</em&gt; Phloemexsudaten Mit der EDTA-Methode erleichtert

The plant phloem is essential for the long-distance transport of (photo-) assimilates as well as of signals conveying biotic or abiotic stress. It ...

Automatisierte Messung der stomatären Reaktion auf bakterielle Invasion in Arabidopsis

Direct Observation and Automated Measurement of Stomatal Responses to Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 in Arabidopsis thaliana

Stomata are microscopic pores found in the plant leaf epidermis. Regulation of stomatal aperture is pivotal not only for balancing carbon dioxide uptake for photosynthesis and transpirational water loss but also for restricting bacterial invasion. While plants close stomata upon recognition of microbes, pathogenic bacteria, such as Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 (Pto), reopen the closed stomata to gain access into the leaf interior. In conventional assays for assessing stomatal responses to bacterial invasion, leaf epidermal peels, leaf discs, or detached leaves are floated on bacterial suspension, and then stomata are observed under a microscope followed by manual measurement of stomatal aperture. However, these assays are cumbersome and may not reflect stomatal responses to natural bacterial invasion in a leaf attached to the plant. Recently, a portable imaging device was developed that can observe stomata by pinching a leaf without detaching it from the plant, together with a deep learning-based image analysis pipeline designed to automatically measure stomatal aperture from leaf images captured by the device. Here, building on these technical advances, a new method to assess stomatal responses to bacterial invasion in Arabidopsis thaliana is introduced. This method consists of three simple steps: spray inoculation of Pto mimicking natural infection processes, direct observation of stomata on a leaf of the Pto-inoculated plant using the portable imaging device, and automated measurement of stomatal aperture by the image analysis pipeline. This method was successfully used to demonstrate stomatal closure and reopening during Pto invasion under conditions that closely mimic the natural plant-bacteria interaction.

Autor im Rampenlicht: Förderung der Stomataforschung mit automatisierter Aperturmessung

Here, we present a simple method for direct observation and automated measurement of stomatal responses to bacterial invasion in Arabidopsis thaliana. This method leverages a portable stomatal imaging device, together with an image analysis pipeline designed for leaf images captured by the device.

Direkte Beobachtung und automatisierte Messung der stomatalen Reaktionen auf Pseudomonas syringae pv. Tomate DC3000 in Arabidopsis thaliana

Stomata are microscopic pores found in the plant leaf epidermis. Regulation of stomatal aperture is pivotal not only for balancing carbon dioxide uptake ...

Plant-Microbe Interaction: Transcriptional Response of Bacillus Mycoides to Potato Root Exudates

Beneficial plant-associated bacteria play an important role in promoting growth and preventing disease in plants. The application of plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR) as biofertilizers or biocontrol agents has become an effective alternative to the use of conventional fertilizers and can increase crop productivity at low cost. Plant-microbe interactions depend upon host plant-secreted signals and a reaction hereon by their associated bacteria. However, the molecular mechanisms of how beneficial bacteria respond to their associated plant-derived signals are not fully understood. Assessing the transcriptomic response of bacteria to root exudates is a powerful approach to determine the bacterial gene expression and regulation under rhizospheric conditions. Such knowledge is necessary to understand the underlying mechanisms involved in plant-microbe interactions. This paper describes a detailed protocol to study the transcriptomic response of B. mycoides EC18, a strain isolated from the potato endosphere, to potato root exudates. With the help of recent high-throughput sequencing technology, this protocol can be performed in several weeks and produce massive datasets. First, we collect the root exudates under sterile conditions, after which they are added to B. mycoides cultures. The RNA from these cultures is isolated using a phenol/chloroform method combined with a commercial kit and subjected to quality control by an automated electrophoresis instrument. After sequencing, data analysis is performed with the web-based T-REx pipeline and a group of differentially expressed genes is identified. This method is a useful tool to facilitate new discoveries on the bacterial genes involved in plant-microbe interactions.

Plant-Microbe Interaction: Transcriptional Response of Bacillus Mycoides to Potato Root Exudates

The goal of the protocol presented here is to study the transcriptomic response of endosphere-isolated Bacillus mycoides to potato root exudates. This method facilitates the identification of important bacterial genes involved in plant-microbe interactions and is in principle applicable to other endophytes and plants, with minor adjustments.

Unter Verwendung der Ethylen-freisetzenden Verbindung, 2-Chlorethylphosphonsäure, als Werkzeug Ethylen-Antwort in Bakterien zu studieren

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Die Beurteilung stomatäre Response to Bakterienzellen Live mit Whole Leaf Imaging

Funktionelle Charakterisierung von RING-Typ E3 Ubiquitin Ligases In Vitro und In Planta

Bakterielle Blatt Infiltration Assay für Bildende Charakterisierung pflanzlicher Abwehrreaktionen mit Hilfe der

Die Nutzung der Soft-Agar-Overlay-Technik zur Leinwand für bakteriell Hemmstoffe Produziert

Erkennung von Histon-Modifikationen in Pflanzenblättern

Sammlung und Analyse von

Direkte Beobachtung und automatisierte Messung der stomatalen Reaktionen auf Pseudomonas syringae pv. Tomate DC3000 in Arabidopsis thaliana

Direkte Beobachtung und automatisierte Messung der stomatalen Reaktionen auf Pseudomonas syringae pv. Tomate DC3000 in Arabidopsis thaliana

Direkte Beobachtung und automatisierte Messung der stomatalen Reaktionen auf Pseudomonas syringae pv. Tomate DC3000 in Arabidopsis thaliana

Pflanze-Mikroben-Interaktion: Transcriptional Antwort des Bacillus Mycoides auf Kartoffel Wurzelausscheidungen