Wir danken S. Yokoyama für die Unterstützung beim Sammeln von Fischen. Wir sind auch dankbar für W. Kawamura für hilfreiche Beratung über Aufzucht Methoden. Diese Studie wurde von der Japanischen Gesellschaft für die Förderung der Wissenschaft (KAKENHI) durch Stipendien (Nr. 24370006 und 16K07507), die an TS vergeben wurden, unterstützt

1. Sammeln und Transportieren von Live Fish HINWEIS: Dieses Protokoll beschreibt, wie man Fische, die eine Gasblase besitzen, von einer Tiefe von ≥15 m zur Oberfläche sammeln kann. Schnelle Beförderung an die Oberfläche wird die Ausdehnung der Gasblase durch einen Druckwechsel bewirken, der den Fisch ernsthaft schädigen oder töten kann. Vorsicht ist gerechtfertigt, da Schäden, die den Fischen während dieses ersten Schrittes verursacht werden, ihr Überleben und späteres Verhalten negativ beeinflussen werden. <ol><li> Vor dem Tauchen mit SCUBA, sammeln Sie die folgenden Materialien: ein Hand-Netz geeignet für die Erfassung der gezielten Arten unter Wasser; Doppelte Polyethylen-Beutel, die groß genug für den Fisch sind; Gummibänder (ø 80 mm x 6 mm); Eine Sauerstoffzylinder zum Aufblasen der Sammelbeutel an der Oberfläche; Das Elbagin, das ein antimikrobielles Mittel ist, umfasst 10% Natriumnifurstyrenat; Eine Polystyrol-Schaumbox, in der die Sammelbeutel platziert werden können; Pipetten; Und ggf. (siehe Schritt 1.4) ein Seil mit einer LängeGleichbedeutend mit der maximalen Tauchtiefe sowie einem Gewicht von mindestens 2 kg. </li><li> Sammeln Sie die gezielten Fischarten mit einem Handnetz beim Tauchen; Während noch unter Wasser, platzieren Sie den gefangenen Fisch in einem Polyethylen-Beutel und binden Sie den Mund des Beutels mit einem Gummiband. Wenn es ≥1 Tage dauert, um den Fisch zu einem Aquarium zu transportieren, auch Wasser aus dem natürlichen Lebensraum in anderen Beuteln zu bewahren, um für die Erneuerung des Fischfangwassers verwendet zu werden. HINWEIS: Für die Sicherheit müssen die Unterwasseraufgaben von mindestens zwei Personen bearbeitet werden. </li><li> Oberfläche von der Sammelstelle mit den Beuteln von Fischen mit einer Geschwindigkeit von nicht mehr als 1 m / min: bei einer Tiefe von 10 m oder mehr, aufhören für 1 - 5 min alle 2 m; Und von einer Tiefe von 10 m bis zur oberflächlichen Haltestelle für 1 - 5 min alle 1 m. Wenn die gefangenen Fische nicht in der Lage sind, ihren Auftrieb in der Tasche aufrechtzuerhalten ( dh wenn sie mit einer ausgedehnten Gasblase schwimmen, während sie immer noch versuchen, nach unten zu schwimmen), beibehalten sie dieselbe Tiefe für 1 - 5 min oder deAuf 1 - 2 m tiefer schauen. Sobald die Fische ihren Auftrieb wiederherstellen, den Aufstieg auf die Oberfläche wieder aufnehmen. HINWEIS: Wenn es eine Möglichkeit gibt, dass die Luft im SCUBA-Tank während des Aufstiegs ausläuft, befestigen Sie ein Seil an den Polyäthylenbeutel und befestigen Sie ein Gewicht von ≥2 kg; Nachdem der Unterwasser-Betreiber sicher aufgestiegen ist, ziehen Sie diesen an die Oberfläche mit den oben beschriebenen Geschwindigkeiten. </li><li> Am Strand oder Boot, lösen Sie 10 ppm Elbagin im Wasser jeder Polyethylen-Tasche nach dem Auftauchen. HINWEIS: Obwohl einige Fische nicht in der Lage sind, ihren Auftrieb aufrechtzuerhalten, kurz nachdem sie an die Oberfläche gebracht worden sind, können die meisten erwartet werden, sich innerhalb eines Tages zu erholen. </li><li> Wenn die Dichte von Fischen in einem Sammelbeutel hoch ist, teilen Sie den Fisch unter den mehr Beuteln, um zu verhindern, dass sie sich gegenseitig beschädigen, indem sie während des Transports gegeneinander reiben. Wenn der Fisch eine aggressive Art ist, teilen sie sie einzeln zwischen den Taschen. </li><li> Aufblasen Sie die Sammelbeutel mit Sauerstoff und versiegeln Sie den Mund der Tasche mit rUbberbands Beim Einführen des Sauerstoffs in den Beutel die Düse in das Wasser des Beutels senken, um den Gehalt an gelöstem Sauerstoff zu erhöhen; Die voll ausgedehnte Tasche sollte 1/4 voll mit Wasser sein. </li><li> Halten Sie die Sammelbeutel mit Fischen in einer Polystyrol-Schaumbox, um eine stabile Wassertemperatur zu erhalten und den Stress des Fisches unter dunklen Bedingungen zu verringern. </li><li> Wenn es ≥1 Tage dauert, um die Fische zu einem Aquarium zu transportieren, tauschen Sie einmal pro Tag 1/4 bis 1/3 des Wassers in jedem Fischbeutel aus, wobei Wasser aus dem Lebensraum, dem 10 ppm Elbagin hinzugefügt wurde, zurückgehalten wurde , Und verpacken jeweils mit Sauerstoff. Jeden Tag entfernen Sie tote Fische und Exkremente auf der Unterseite von Hand Netz oder Pipette. HINWEIS: Wenn der Flugzeugtransport beteiligt ist, warten Sie mindestens 1 Tag, um den Luftdruck auf die Oberfläche vor dem Transport zu beschränken, da zwei Stufen Druckänderung (von Unterwasser zu Oberfläche und Oberfläche zur Oberluft) kurzfristig negativ beeinflussen kann Das Überleben der Fische. </l<html> I&gt; </ol> 2. Akklimatisierung der Fische zu einem Aquarium <ol><li> Schwimmen Sie die Tasche mit Fisch in einem Aquarium für 30 min, um die Wassertemperatur auszugleichen. </li><li> Über einen Zeitraum von 10 min wechselt das Beutelwasser inkrementell mit Aquarienwasser, um Schock durch einen plötzlichen Unterschied in der Wasserchemie ( zB pH-Wert, Salzgehalt) zu vermeiden. HINWEIS: Ein Fisch, der durch einen zu großen Unterschied in der Wasserchemie erschüttert wird, kann eine abnormale Veränderung der Körperfarbe und / oder des Verhaltens zeigen. Überwachen Sie diese sorgfältig während der Akklimatisierung. </li><li> 10 ppm Elbagin im Aquarienwasser auflösen. </li><li> Danach, einmal am Tag für 3 Tage, erneuern 1/3 des Aquarien-Wasser, mit 10 ppm Elbagin auf das Ersatzwasser. </li><li> Schließlich fängt an, die Elbagin zu beseitigen, indem ich die Hälfte des Aquariums Wasser einmal täglich tausche, bis die Farbe verblasst. </li></ol> 3. Injizieren eines sichtbaren Implantat-Elastomers (VIE), um einzelne Fische zu identifizieren T&gt; HINWEIS: In dieser Arbeit werden einzelne Fische mit VIE-Tags identifiziert, zum Beispiel beziehen sich auf Frederick 10 , Olsen und Vøllestad 11 und Leblanc und Noakes 12. Auch wenn die Studienart groß genug ist, um in der Hand zu halten , Ist der in Schritt 3.2 verwendete chirurgische Tisch nicht notwendig. <ol><li> Bestimmen Sie die Einspritzposition und die Tag-Farbe für jede Person. Die sicherste Option ist, einen Einspritzpunkt im dicken muskulösen dorsalen oder kaudalen Teil des Körpers zu wählen und es zu vermeiden, ihn in den Bauch zu injizieren, wo innere Organe durchbohrt werden können. HINWEIS: Ein Numerierungssystem ist in Abbildung 1 beschrieben : Wenn die Untersuchungsart groß genug für die Injektion in 8 mögliche Positionen ist, wird dieses System die Identifizierung von 154 Individuen mit einer einzigen Farbe ermöglichen. Zehn Farben von VIE-Tags sind im Handel erhältlich. Wählen Sie die unterscheidbare Farbe, die auf der Körperfarbe des Fisches basiert. </li><li> &lt;Stark&gt; Für Fische, die kleiner sind als in der Hand gehalten werden können, bereite eine chirurgische Tabelle wie folgt vor (siehe auch Kinkel et al . 13 ) ( Abbildung 2 ). <ol><li> Schneiden Sie einen weichen Schwamm ab, der 5 cm L x 5 cm W misst und der mindestens 5 - 10 mm niedriger ist als die Höhe einer Petrischale. </li><li> Schneiden Sie eine Nut in den Schwamm von ca. 5 - 10 mm Tiefe, und passen Sie die Breite an die der ungefähre Körperbreite des Fisches an. Die Polyvinylchlorid (PVC) -Platte (0,3 mm Dicke) auf 5 cm L x 5 cm W schneiden und in eine Tal-Falte (oder M-Form) biegen. </li><li> Setzen Sie die gerillte PVC-Platte auf den gerillten Schwamm und setzen Sie dann den Schwamm in die Petrischale (ø 160 mm, 30 mm Tiefe). Verwenden Sie Wasser aus dem Rückgewinnungstank, um die Petrischale zu füllen, bis die PVC-Platte ausreichend eingetaucht ist. </li></ol></li><li> Bereiten Sie die VIE-Tags nach dem VIE-Tagging-Handbuch vor. Mischen Sie die Elastomermaterialien und fügen Sie die Mischung dem 3-ml-Syri hinzuNge mit 29-gauge-Nadel, wie im Kit enthalten. </li><li> Bereiten Sie zwei Wassertanks vor, um während der Durchführung der Tag-Injektionen zu verwenden: eine für die Anästhesie und eine für die Erholung; Stellen Sie die Temperatur und die Salzgehalt-Konzentration von diesen an das Wasser im Aufzucht-Aquarium an. Verwenden Sie eine Luftpumpe mit einem Luftstein, um das Wasser im Rücklaufbehälter leicht zu zirkulieren. </li><li> Vorbereitung einer Anästhesieflüssigkeit durch Mischen von 2-Methylchinolin mit einem gleichen Volumen von 99,5% Ethanol; Fügen Sie diese an den Anästhesie-Tank, um eine Konzentration von 18 ppm zu erreichen. HINWEIS: Die optimale Konzentration der Anästhesieflüssigkeit hängt von der Art und Körpergröße der Individuen ab. Prüfen Sie daher die optimale Konzentration für die Studienarten im Voraus. </li><li> Übertragen Sie einzelne Fische in den Anästhesie-Tank und lassen Sie sie betäubt werden: das heißt, warten, bis Fisch nicht reagiert auf Berührung oder Wasser Vibrationen, wenn die Außenseite des Tanks geklopft wird. Wie die Körperfarbe ändert, wenn es Anästhesi istZed in vielen Fischen, überwachen auch die Körperfarbe sorgfältig und beurteilen, ob Fisch von seinen Veränderungen anästhesiert wird. Weil es irgendeine Möglichkeit gibt, dass Fische aus dem Anästhesie-Tank springen können, halten Sie es mit einem transparenten Acryl-Brett bedeckt, zumindest bis die Fische beginnen, sich langsam zu bewegen. HINWEIS: Feinabstimmung der Zeit, die benötigt wird, um die Konzentration der Anästhesieflüssigkeit zu betäuben und / oder anzupassen, abhängig von der Studienart und ihrer Körpergröße. Wenn die Operculum-Bewegung jemals durch die Anästhesie gestoppt wird, wird der Fisch ein hohes Todesrisiko haben. </li><li> Wenn der Fisch schwächt, wenn ihr Körper erwärmt wird, halten Sie die Finger in dem kalten Wasser, während Sie den Fisch betäuben. </li><li> Heben Sie einen Fisch aus dem Anästhesie-Tank und schnell messen oder notieren Sie die notwendigen Daten (Gesamtlänge, Geschlecht, etc. ). Wenn sich ein Fisch während der Messung erholt, sofort den Rücken zum Anästhesiebehälter zurückführen. </li><li> Übertragen Sie den Fisch auf einen chirurgischen Tisch. Setzen Sie den Fisch ventral Seite nach unten in tEr PVC-Nut. Wenn die Körpergröße sehr klein ist, verwenden Sie ein binokulares Mikroskop, während Sie die Injektion machen. Wenn die Studie Spezies groß genug ist, um in einer Hand zu halten, injizieren Sie das VIE-Tag, während es gehalten wird. </li><li> Positioniere die abgeschrägte Seite der Nadel nach außen und zeigte auf den Kopf des Fisches. Setzen Sie die Nadel subkutan, mehr oder weniger parallel zum Körper, und so nah wie möglich unter der Haut. Passen Sie die Einstecktiefe in Abhängigkeit von der Größe des Fischkörpers und der Leichtigkeit an, um den Tag zu sehen. </li><li> Injizieren Sie das VIE-Etikett, während Sie die Nadel zurückziehen und die Einspritzung stoppen, bevor die Nadel-Fase den Nadeleintrittspunkt erreicht (dies ist leicht zu erkennen, wenn das Etikett in einem relativ großen Bereich injiziert wird). </li><li> Nach Beendigung der Tag-Injektion sofort den Fisch in den Rückgewinnungsbehälter überführen. Wenn die Erholung zu langsam erscheint, zirkulieren Sie das Wasser vorsichtig von Hand. </li><li> Nach der Erholung, die Fische an die Aufzucht Aquarium, und weiterhin 10 ppm El hinzufügenBagin zum Wasser für 3 Tage. HINWEIS: Bei niedrigviskosen Bedingungen für VIE-Tags erleichtert UVA-gefiltertes Licht die Erkennung der Tags. </li></ol> 4. Zählen der Demersal Adhesive Eggs <ol><li> Um ein künstliches Laichnest zu schaffen, auf das der Fisch Klebeeier abgeben kann, schneide ein opakes PVC-Rohr (ø 5 cm, 6 cm lang) in der Hälfte, senkrecht zum Durchmesser. HINWEIS: Die oben genannte Rohrgröße eignet sich zum Laichen des relativ kleinen Goby T. marinae . So passen Sie die PVC-Rohrgröße und -form an, wie es für die Studienarten geeignet ist. </li><li> Drucken Sie ein 5 mm x 5 mm Raster auf eine wasserdichte Platte und schneiden Sie es aus, um den Innenbereich des PVC-Rohres zu passen. </li><li> Befestigen Sie die wasserdichte Folie an der Innenseite des PVC-Rohres mit einem Gummiband. HINWEIS: Wenn es für Frauen schwierig ist, Eier auf dem wasserdichten Blatt zu befestigen, und Eier fallen aus dem Blatt, machen das Blatt mit Sandpapier strukturiert. </li><li> Decke den Aquarienboden mit einer Sandschicht ab, 1- 2 cm dick Setzen Sie etwa ein Drittel des PVC-Rohres schräg in den Sand ein, mit der blattfixierten Seite nach unten. </li><li> Nach erfolgreichem Laichen durch den Fisch, entfernen Sie das Blatt mit der Eimasse aus dem PVC-Rohr und legen Sie es in eine Petrischale mit Aquarienwasser. Fix ein neues Blatt in der PVC-Rohr und legen Sie diese wieder auf den Boden des Aquariums. Schließlich zählen die Eier, indem sie die Eiermasse fotografieren. <ol><li> Alternativ, wenn nach dem Laichen Beobachtungen der elterlichen Eipflege durchgeführt werden müssen, achten Sie darauf, die Eier nicht aus dem Wasser zu bringen. Verwenden Sie stattdessen eine Petrischale, um die Eier und das Blatt zusammen mit Aquarienwasser zu schaufeln, die Eiermasse schnell zu fotografieren und dann das Blatt mit der Eimasse wieder in das gleiche PVC-Rohr zurückzukehren, bevor es alles wieder in seine ursprüngliche Position gebracht wird Unterseite des Aquariums. Schließlich zählen die Eier mit dem Bild. </li></ol></li><li> Zähle die Eier mit ImageJ ( Abb. 3 </stroNg&gt;). Diese automatischen und manuellen Zellzählmethoden werden im Folgenden näher erläutert: Grundlegende Zellzählung (Die Universität von Chicago, Integrated Light Microscopy Core Facility, http://digital.bsd.uchicago.edu/image_j.php); Partikelanalyse (http://imagej.net/Particle_Analyse); Zellzähler (https://imagej.net/Cell_Counter). <ol><li> Andernfalls, wenn Eier dicht abgeschieden werden, schätzen Sie die Anzahl der Eier durch die Berechnung der Fläche-Dichte-Verhältnis: zählen Eier in einem gedruckten 5 x 5 mm 2 Raster, um die Ei-Dichte zu berechnen, messen Sie die Oberfläche, die mit Eiern von ImageJ bedeckt ist, Und schätzen die Gesamtzahl der Eier von der obigen Dichte pro Einheit und Fläche. Die oben genannte Oberflächenbereichsmessmethode von ImageJ wird im Folgenden erläutert: Set scale ... (Research Services Branch, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Es erklärt, wie man die räumliche Skala des Bildes definiert; Verwenden von ImageJ zur Messung der Oberfläche (Keene State College, AcademicTechnologie, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/). HINWEIS: Wenn Eier transparent sind, ist das schwarze wasserdichte Blatt für die automatische Zählmethode besser geeignet, da ImageJ den Umriß von Eiern individuell erkennen kann. </li></ol></li></ol>

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Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Die Fortpflanzungsökologie zahlreicher Fische wurde oft durch experimentelle Aufzucht aufgedeckt. Vor allem, Geschlechtswechsel 6 , 8 , 14 , mate Wahl 15 , 16 und intraspezifische Konkurrenz 7 , 17 wurden häufig Themen der detaillierten Untersuchungen mit Aquarium gehaltenen Fisch. Darüber hinaus wurden einig...

Spektakuläre adaptive Evolution zeigt sich in der Morphologie, Ökologie und Verhalten der Fische 1 . Besonders die ökologischen Merkmale der Reproduktion sind besonders vielfältig, und die meisten davon können direkt von der individuellen Fitness beeinflusst werden 2 . Um einen Einblick in selektiven Druck zu gewinnen, der zur Entwicklung von einzigartigen Merkmalen bei verschiedenen Fischarten geführt hat, ist die direkte Beobachtung von reproduktiven und sozialen Verhaltensweisen, die lebende Fische verwenden, oftmals von Vorteil, um theoretische Hypothesen zu begründen. Allerdings können kontinuierliche Feldbeobachtungen von Fischen spezialisierte Unterwasserausrüstung und Einrichtungen, die schwer zu pflegen sind, erfordern. In diesen Fällen können Beobachtungen von wild gefangenen Aquarium-aufgezogenen Fischen hilfreich sein 3 , 4 , 5 . Darüber hinaus sind effiziente Beobachtungen von Fischverhalten, die sonst selten oder diffus sindUltra unter natürlichen Bedingungen zu beobachten, kann durch Manipulation von Experimenten in Aquarien 6 , 7 , 8 möglich werden . Die Aufzucht von Fischen unter guten Bedingungen durch Minimierung von künstlichem Stress und körperlicher Schädigung ist entscheidend für genaue ökologische Untersuchungen. Der pygmäische Goby Trimma marinae erreicht 23-25 ​​mm Gesamtlänge und verteilt sich im westlichen Pazifischen Ozean, wo er in ruhigen, geschützten Buchten in Tiefen von 9-26 m 9 gefunden wird . In dieser Arbeit wird T. marinae als Modell verwendet, um eine Reihe von Grundtechniken für die Sammlung von Fischen mit dem in sich geschlossenen Unterwasseratemgerät (SCUBA), Fischtransport und eventuelle Akklimatisierung der Fische an Aquarien zur direkten Beobachtung zu beschreiben Der Studienart &quot;Fortpflanzungsverhalten und Ökologie&quot;.

<table><tbody><tr><td>Hand net</td><td>Nisso</td><td>AQ-17</td><td>Select for the target species size.</td></tr><tr><td>Polyethylene bag</td><td>San-U Fish Farm</td><td>8194</td><td></td></tr><tr><td>Rubber band</td><td>ESCO Co. LTD.</td><td>78-0420-64</td><td>&amp;oslash; 80 mm x 6 mm</td></tr><tr><td>Oxygen cylinder</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Oxgen cylinder for diving equipment suits.</td></tr><tr><td>Elbagin</td><td>Japan Pet Design Co. Ltd.</td><td>75950</td><td>Pafurazine F (provided from same company) is equivalent drug to Elbagin.</td></tr><tr><td>Polystyrene foam box</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td>AS ONE</td><td>1-8625-04</td><td></td></tr><tr><td>Rope</td><td>Mizukami Kinzoku Co. LTD.</td><td>95301601</td><td></td></tr><tr><td>Weight</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Weight for diving equipment suits.</td></tr><tr><td>Water tank</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Air pump</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 062115</td><td></td></tr><tr><td>Air stone</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 232204</td><td></td></tr><tr><td>2-Methylquinoline&amp;nbsp;</td><td>Wako</td><td>170-00376</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (99.5)</td><td>Wako</td><td>057-00456</td><td></td></tr><tr><td>Visible implant elastomer tag kit</td><td>Northwest Marine Technology</td><td>N/A</td><td>http://www.nmt.us/products/vie/vie.shtml</td></tr><tr><td>Soft sponge</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>PVC board</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>0.3 mm thickness is easy to use.</td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>A large one, such as&amp;nbsp; &amp;oslash; 160 mm and 30 mm depth, is convenient for the injection of the VIE tag.</td></tr><tr><td>Transparent acrylic board</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>UVA filtered light&amp;nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>PVC pipe</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>&amp;oslash; 5 cm</td></tr><tr><td>Waterproof sheet</td><td>SOMAR Corp.</td><td>3EKW03</td><td>The film for the plain copier.</td></tr><tr><td>Sand</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Camera</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

basic methods for the study of reproductive ecology of fish in aquaria

Captive-Aufzucht-Beobachtungen sind wertvoll für die Aufdeckung von Aspekten des Fischverhaltens und der Ökologie, wenn kontinuierliche Felduntersuchungen unmöglich sind. Hier wird eine Reihe von Grundtechniken beschrieben, um Beobachtungen des Fortpflanzungsverhaltens eines wild gefangenen gobiiden Fisches als Modell in einem Aquarium zu ermöglichen. Die Methode konzentriert sich auf drei Schritte: Sammlung, Transport und Beobachtungen der Fortpflanzungsökologie eines Substrat-Spawers. Wesentliche Aspekte der lebenden Fischsammlung und -transport sind (1) Verhinderung der Verletzung der Fische und (2) sorgfältige Akklimatisierung des Aquariums. Vermeidung von Schäden durch Verletzungen wie Kratzer oder eine plötzliche Änderung des Wasserdrucks ist zwingend erforderlich, wenn man lebende Fische sammelt, da jeder physische Schaden das Überleben und das spätere Verhalten des Fisches negativ beeinflussen kann. Sorgfältige Akklimatisierung der Aquarien verringert den Inzidenztod und lindert den Schock des Transports. Beobachtungen während der Zwangsaufzucht umfassen (1) die Identifizierung von indiviDualfisch und (2) Überwachung von Eiern ohne negative Auswirkungen auf die Fische oder Eier, wodurch eine detaillierte Untersuchung der Reproduktionsökologie der Studienart ermöglicht wird. Die subkutane Injektion eines sichtbaren Implantat-Elastomers (VIE) ist eine präzise Methode für die anschließende Identifizierung einzelner Fische und kann mit einem breiten Größenbereich von Fischen verwendet werden, mit minimalem Einfluss auf ihr Überleben und Verhalten. Wenn die Studie Spezies ein Substrat-Spawner ist, der Klebstoff-Eier abscheidet, wird eine künstliche Nest-Stelle aus Polyvinylchlorid (PVC) Rohr mit dem Zusatz einer abnehmbaren wasserdichten Platte erleichtern Zählen und Überwachen der Eier, wodurch der Einfluss des Ermittlers auf die Nest-Holding Und Eierschutzverhalten der Fische Obwohl diese Grundmethode Techniken mit sich bringt, die in Forschungsartikeln selten erwähnt werden, sind sie für die Durchführung von Experimenten, die die gefangene Aufzucht eines Wildfisches erfordern, von grundlegender Bedeutung.

Nach den oben genannten Methoden wurden 41, 15 und 96 Personen von T. marinae im April 2014, 2015 und 2016, jeweils Offshore von Amami Oshima, Kagoshima-Präfektur, Japan ( Tabelle 1 ) gesammelt. In jedem Fall lebten 25 (61%), 14 (93%) und 91 (95%) Personen bis zur Hinterlegung von Eiern im Aquarium. Wie in Fukuda et al . 3 , nur ein Fisch starb vor dem Ende der Beobachtungsperiode im Jahr 2014, und Fisch Laichen sonst schien zu ...

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Basic Methods for the Study of Reproductive Ecology of Fish in Aquaria

Eine Reihe von grundlegenden Methoden, um das Studium der Fortpflanzungsökologie von Fisch, die in Aquarien gehalten werden, zu ermöglichen, werden beschrieben. Dies sind nützliche Protokolle für das Sammeln von Fischen mit SCUBA, den Transport von lebenden Fischen und die Beobachtung des Fortpflanzungsverhaltens von wild gefangenen Fischen, die in Aquarien gehalten werden.

Grundlegende Methoden für die Untersuchung der Fortpflanzungsökologie von Fischen in Aquarien

Captive-rearing observations are valuable for revealing aspects of fish behavior and ecology when continuous field investigations are impossible. Here, a ...

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Research

JoVE Journal

Behavior

11.5K Aufrufe.  Tokyo University of Marine Science and Technology.  Eine Reihe von grundlegenden Methoden, um das Studium der Fortpflanzungsökologie von Fisch, die in Aquarien gehalten werden, zu ermöglichen, werden beschrieben. Dies sind nützliche Protokolle für das Sammeln von Fischen mit SCUBA, den Transport von lebenden Fischen und die Beobachtung des Fortpflanzungsverhaltens von wild gefangenen Fischen, die in Aquarien gehalten werden. 

Serie: Basic Methods for the Study of Reproductive Ecology of Fish in Aquaria

Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and estimating fish abundance. We developed and implemented a rotating stereo-video camera tool that covers a full 360 degrees of sampling, which maximizes sampling effort compared to stationary camera tools. A variety of studies have detailed the ability of static, stereo-camera systems to obtain highly accurate and precise measurements of fish; the focus here was on the development of methodological approaches to quantify fish density using rotating camera systems. The first approach was to develop a modification of the metric MaxN, which typically is a conservative count of the minimum number of fish observed on a given camera survey. We redefine MaxN to be the maximum number of fish observed in any given rotation of the camera system. When precautions are taken to avoid double counting, this method for MaxN may more accurately reflect true abundance than that obtained from a fixed camera. Secondly, because stereo-video allows fish to be mapped in three-dimensional space, precise estimates of the distance-from-camera can be obtained for each fish. By using the 95% percentile of the observed distance from camera to establish species-specific areas surveyed, we account for differences in detectability among species while avoiding diluting density estimates by using the maximum distance a species was observed. Accounting for this range of detectability is critical to accurately estimate fish abundances. This methodology will facilitate the integration of rotating stereo-video tools in both applied science and management contexts.

We describe a new method for counting fishes, and estimating relative abundance (MaxN) and fish density using rotating stereo-video camera systems. We also demonstrate how to use distance from camera (Z distance) to estimate species-specific detectability.

Entwicklung neuer Methoden zur Quantifizierung der Fisch-Dichte mit Unterwasser-Stereo-Video-Tools

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and ...

Forschung

Umwelt

Protocol for Acute and Chronic Ecotoxicity Testing of the Turquoise Killifish Nothobranchius furzeri

The killifish Nothobranchius furzeri is an emerging model organism in the field of ecotoxicology and its applicability in acute and chronic ecotoxicity testing has been demonstrated. Overall, the sensitivity of the species to toxic compounds is in the range with, or higher than, that of other model species.
This work describes protocols for acute, chronic, and multigenerational bioassays of single and combined stressor effects on N. furzeri. Due to its short maturation time and life-cycle, this vertebrate model allows the study of endpoints such as maturation time and fecundity within four months. Transgenerational full life-cycle exposure trials can be performed in as little as 8 months. Since this species produces eggs that are drought-resistant and remain viable for years, the on-site culture of the species is not needed but individuals can be recruited when required. The protocols are designed to measure life-history traits (mortality, growth, fecundity, weight) and critical thermal maximum.

Protocol for Acute and Chronic Ecotoxicity Testing of the Turquoise Killifish Nothobranchius furzeri

In this work, we describe an acute, chronic and multigenerational bioassay to study the effects of single and combined stressors on the Turquoise killifish Nothobranchius furzeri. This protocol is designed to study life-history traits (mortality, growth, fecundity, weight) and critical thermal maximum.

Protokoll für akute und chronische Ökotoxizität Prüfung von Türkis Killifische Nothobranchius furzeri

The killifish Nothobranchius furzeri is an emerging model organism in the field of ecotoxicology and its applicability in acute and chronic ecotoxicity ...

Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry

River and cave-adapted populations of Astyanax mexicanus show differences in morphology, physiology, and behavior. Research focused on comparing adult forms has revealed the genetic basis of some of these differences. Less is known about how the populations differ at post-larval stages (at the onset of feeding). Such studies may provide insight into how cavefish survive through adulthood in their natural environment. Methods for comparing post-larval development in the laboratory require standardized aquaculture and feeding regimes. Here we describe how to raise fish on a diet of nutrient-rich rotifers in non-recirculating water for up to two-weeks post fertilization. We demonstrate how to collect post-larval fish from this nursery system and perform whole-mount immunostaining. Immunostaining is an attractive alternative to transgene expression analysis for investigating development and gene function in A. mexicanus. The nursery method can also be used as a standard protocol for establishing density-matched populations for growth into adults.

Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry

In this protocol, we demonstrate how to breed Astyanax mexicanus adults, raise the larvae, and perform whole-mount immunohistochemistry on post-larval fish to compare the phenotypes of surface and cave morphotypes.

Anhebung der mexikanischen Tetra Astyanax Mexicanus für Analyse der Post-larval Phänotypen und vollständig-hängen Immunohistochemistry

River and cave-adapted populations of Astyanax mexicanus show differences in morphology, physiology, and behavior. Research focused on comparing adult ...

Genetik

Using the FishSim Animation Toolchain to Investigate Fish Behavior: A Case Study on Mate-Choice Copying In Sailfin Mollies

Over the last decade, employing computer animations for animal behavior research has increased due to its ability to non-invasively manipulate the appearance and behavior of visual stimuli, compared to manipulating live animals. Here, we present the FishSim Animation Toolchain, a software framework developed to provide researchers with an easy-to-use method for implementing 3D computer animations in behavioral experiments with fish. The toolchain offers templates to create virtual 3D stimuli of five different fish species. Stimuli are customizable in both appearance and size, based on photographs taken of live fish. Multiple stimuli can be animated by recording swimming paths in a virtual environment using a video game controller. To increase standardization of the simulated behavior, the prerecorded swimming path may be replayed with different stimuli. Multiple animations can later be organized into playlists and presented on monitors during experiments with live fish.
In a case study with sailfin mollies (Poecilia latipinna), we provide a protocol on how to conduct a mate-choice copying experiment with FishSim. We utilized this method to create and animate virtual males and virtual model females, and then presented these to live focal females in a binary choice experiment. Our results demonstrate that computer animation may be used to simulate virtual fish in a mate-choice copying experiment to investigate the role of female gravid spots as an indication of quality for a model female in mate-choice copying.
Applying this method is not limited to mate-choice copying experiments but can be used in various experimental designs. Still, its usability depends on the visual capabilities of the study species and first needs validation. Overall, computer animations offer a high degree of control and standardization in experiments and bear the potential to &#39;reduce&#39; and &#39;replace&#39; live stimulus animals as well as to &#39;refine&#39; experimental procedures.

Using the FishSim Animation Toolchain to Investigate Fish Behavior: A Case Study on Mate-Choice Copying In Sailfin Mollies

Using the novel FishSim Animation Toolchain, we present a protocol for non-invasive visual manipulation of public information in the context of mate-choice copying in sailfin mollies. FishSim Animation Toolchain provides an easy-to-use framework for the design, animation and presentation of computer-animated fish stimuli for behavioral experiments with live test fish.

Mit der FishSim Animation Toolchain zu Fisch Verhalten zu untersuchen: A Case Study on Partnerwahl kopieren In Segelkärpflinge Mollies

Over the last decade, employing computer animations for animal behavior research has increased due to its ability to non-invasively manipulate the ...

Verhalten

A Standardized Protocol for Preference Testing to Assess Fish Welfare

Animal welfare assessment techniques try to take into consideration the specific needs and wants of the animal in question. Providing enrichment (the addition of physical objects or conspecifics in the housing environment) is often a way to give captive animals the opportunity to choose who or what they interact with and how they spend their time. A fundamental component of the aquatic environment that is often overlooked in captivity, however, is the ability for the animal to choose to engage in physical exercise. For many animals, including fish, exercise is an important aspect of their life history, and is known to have many health benefits, including positive changes in the brain and behavior. Here we present a method for assessing habitat preferences in captive animals. The protocol could easily be adapted to look at a variety of environmental factors (e.g., gravel versus sand as a substrate, plastic plants versus live plants, low flow versus high flow of water) in different aquatic species, or for use with terrestrial species. Statistical assessment of preference is carried out using Jacob&#39;s preference index, which ranks the habitats from -1 (avoidance) to +1 (most preferred). With this information, it can be determined what the animal wants from a welfare perspective, including their preferred location.

A fundamental aspect of assessing the welfare of animals in captivity is to ask whether the animals have what they want. Here, we present a protocol to determine housing preference in the zebrafish (Danio rerio) with respect to the presence/absence of environmental enrichment and access to flowing of water.

Ein standardisiertes Protokoll für Präferenztests zur Bewertung des Wohlbefindens von Fischen

Animal welfare assessment techniques try to take into consideration the specific needs and wants of the animal in question. Providing enrichment (the ...

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish (Danio rerio) and the Quantification of Withdrawal

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely netted and transported between home aquaria and dosing tanks. In order to enhance the ease of compound administration, a novel method for transferring fish between tanks for drug administration was developed. Inserts that are designed for spawning were used to transfer groups of fish into the drug solution, allowing accurate dosing of all fish in the group. This increases the precision and efficiency of dosing, which becomes very important in long schedules of repeated drug administration. We implemented this procedure for use in a study examining the behavior of zebrafish in the light/dark test after administering ethanol with differing 21 day schedules. In fish exposed to daily-moderate amounts of alcohol there was a significant difference in location preference after 2 days of withdrawal when compared to the control group. However, a significant difference in location preference in a group exposed to weekly-binge administration was not observed. 
This protocol can be generalized for use with all types of compounds that are water-soluble and may be used in any situation when the behavior of fish during or after long schedules of drug administration is being examined. The light/dark test is also a valuable method of assessing withdrawal-induced changes in anxiety.

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Eine neue Methode der Drug Administration auf mehrere Zebrafisch (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Und die Quantifizierung der Widerrufs

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely ...

Neurowissenschaften

Boldness, Aggression, and Shoaling Assays for Zebrafish Behavioral Syndromes

A behavioral syndrome exists when specific behaviors interact under different contexts. Zebrafish have been test subjects in recent studies and it is important to standardize protocols to ensure proper analyses and interpretations. In our previous studies, we have measured boldness by monitoring a series of behaviors (time near surface, latency in transitions, number of transitions, and darts) in a 1.5 L trapezoidal tank. Likewise, we quantified aggression by observing bites, lateral displays, darts, and time near an inclined mirror in a rectangular 19 L tank. By dividing a 76 L tank into thirds, we also examined shoaling preferences. The shoaling assay is a highly customizable assay and can be tailored for specific hypotheses. However, protocols for this assay also must be standardized, yet flexible enough for customization. In previous studies, end chambers were either empty, contained 5 or 10 zebrafish, or 5 pearl danios (D. albolineatus). In the following manuscript, we present a detailed protocol and representative data that accompany successful applications of the protocol, which will allow for replication of behavioral syndrome experiments.

This manuscript describes the setup, implementation, and analysis of boldness, aggression, and shoaling in zebrafish and testing for the presence of a behavioral syndrome. A standardized approach for behavioral quantification will allow for easier comparison across studies. Modifications to this protocol are possible as each assay can be run individually.

Mut, Aggression, und Shoaling Assays für Zebrabärblinge Behavioral Syndromes

A behavioral syndrome exists when specific behaviors interact under different contexts. Zebrafish have been test subjects in recent studies and it is ...

Medizin

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and behavioural research. As a vertebrate, zebrafish share considerable genetic sequence similarity with humans and are being used as an animal model for various human disease conditions. The advantages of zebrafish in comparison to other common vertebrate models include high fecundity, low maintenance cost, transparent embryos, and rapid development. Due to the spur of interest in zebrafish research, the need to establish and maintain a productive zebrafish housing facility is also increasing. Although literature is available for the maintenance of a zebrafish laboratory, a concise video protocol is lacking. This video illustrates the protocol for regular housing, feeding, breeding and raising of zebrafish larvae. This process will help researchers to understand the natural behaviour and optimal conditions of zebrafish husbandry and hence troubleshoot experimental issues that originate from the fish husbandry conditions. This protocol will be of immense help to researchers planning to establish a zebrafish laboratory, and also to graduate students who are intending to use zebrafish as an animal model.

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

This protocol outlines regular maintenance and care to maintain optimal conditions for zebrafish husbandry. The video illustrates the protocol for system maintenance, regular housing, feeding, breeding, and raising of zebrafish larvae.

Regelmäßige Pflege und Wartung eines Zebrafisch (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Labor: Eine Einführung

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

Biologie

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish species is that it possesses interfertile cave and river-dwelling populations. This enables the genetic mapping of heritable traits that were fixed during adaptation to the different environments of these populations. While this species can be maintained and bred in the lab, it is challenging to both obtain embryos during the daytime and create hybrid embryos between strains. In vitro fertilization (IVF) has been used with a variety of different model organisms to successfully and repeatedly breed animals in the lab. In this protocol, we show how, by acclimatizing A. mexicanus to different light cycles coupled with changes in water temperature, we can shift breeding cycles to a chosen time of the day. Subsequently, we show how to identify suitable parental fish, collect healthy gametes from males and females, and produce viable offspring using IVF. This enables related procedures such as the injection of genetic constructs or developmental analysis to occur during normal working hours. Furthermore, this technique can be used to create hybrids between the cave and surface-dwelling populations, and thereby enable the study of the genetic basis of phenotypic adaptations to different environments.

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

In vitro fertilization is a commonly used technique with a variety of model organisms to maintain lab populations and produce synchronized embryos for downstream applications. Here, we present a protocol that implements this technique for different populations of the Mexican tetra fish, Astyanax mexicanus.

Gamete Collection und In-Vitro-Fertilisation von Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish ...

Sperm Collection and Computer-Assisted Sperm Analysis in the Teleost Model Japanese Medaka (Oryzias latipes)

Japanese medaka (Oryzias latipes) is a teleost fish and&#160;an emerging vertebrate model for ecotoxicology, developmental, genetics, and physiology research. Medaka is also used extensively to investigate vertebrate reproduction, which is an essential biological function as it allows a species to perpetuate. Sperm quality is an important indicator of male fertility and, thus, reproduction success. Techniques for extracting sperm and sperm analysis are well documented for many species, including teleost fish. Collecting sperm is relatively simple in larger fish but can be more complicated in small model fish as they produce less sperm and are more delicate. This article, therefore, describes two methods of sperm collection in the small model fish, Japanese medaka: testes dissection and abdominal massage. This paper demonstrates that both approaches are feasible for medaka and shows that abdominal massage can be performed a repeated number of times as the fish quickly recover from the procedure. This article also describes a protocol for computer-assisted sperm analysis in medaka to objectively assess several important indicators of medaka sperm quality (motility, progressivity, duration of motility, relative concentration). These procedures, specified for this useful small teleost model, will greatly enhance understanding of the environmental, physiological, and genetic factors influencing fertility in vertebrate males.

Sperm Collection and Computer-Assisted Sperm Analysis in the Teleost Model Japanese Medaka Oryzias latipes

This article describes two quick and efficient methods for collecting sperm from the small model fish medaka (Oryzias latipes), as well as a protocol for reliably assessing sperm quality using computer-assisted sperm analysis (CASA).

Spermienentnahme und computergestützte Spermienanalyse im Teleostmodell Japanisches Medaka (Oryzias latipes)

Japanese medaka (Oryzias latipes) is a teleost fish and&#160;an emerging vertebrate model for ecotoxicology, developmental, genetics, and physiology ...

Grundlegende Methoden für die Untersuchung der Fortpflanzungsökologie von Fischen in Aquarien

Zusammenfassung

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