Damos las gracias a S. Yokoyama por su ayuda con la recolección de pescado. También estamos agradecidos a W. Kawamura por consejos útiles sobre métodos de cría. Este estudio fue apoyado por la Sociedad de Japón para la Promoción de la Ciencia (KAKENHI) a través de subvenciones (N º 24370006 y 16K07507) otorgado a TS

1. Recolección y transporte de peces vivos NOTA: Este protocolo describe cómo recolectar peces que poseen una vejiga gástrica, desde una profundidad de ≥ 15 m hasta la superficie. El transporte rápido a la superficie inducirá la expansión de la vejiga de gas por un cambio de presión, que puede dañar gravemente o matar a los peces. La precaución está garantizada, ya que el daño causado al pez durante este primer paso afectará negativamente a su supervivencia y comportamiento posterior. <ol><li> Antes de bucear con SCUBA, recoja los siguientes materiales: una red de mano adecuada para capturar las especies objetivo bajo el agua; Bolsas de polietileno dobles que son lo suficientemente grandes para los peces; Bandas de goma (ø 80 mm x 6 mm); Un cilindro de oxígeno para inflar las bolsas de recogida en la superficie; El Elbagin, que es un antimicrobiano comprende 10% de nifurstyrenate de sodio; Una caja de espuma de poliestireno en la que colocar las bolsas de recogida; Pipetas; Y, si es necesario (véase el paso 1.4), una cuerda con una longitudEquivalente a la profundidad máxima de buceo, así como un peso de al menos 2 kg. </li><li> Recoger las especies de peces objetivo usando una red de mano mientras bucea; Mientras todavía bajo el agua, coloque el pescado capturado en una bolsa de polietileno y atar la boca de la bolsa con un rubberband. Si se tarda ≥ 1 día para transportar el pez a un acuario, también se debe preservar el agua del hábitat natural en otras bolsas, que se utilizarán para renovar el agua de mantenimiento de los peces. NOTA: Por seguridad, las tareas bajo el agua deben ser trabajadas por al menos dos personas. </li><li> Superficie desde el punto de recogida con las bolsas de pescado a una velocidad de no más de 1 m / min: mientras que a una profundidad de 10 m o más, detener la subida de 1 - 5 min cada 2 m; Y desde una profundidad de 10 m hasta el tope superficial durante 1 - 5 min cada 1 m. Cuando los peces capturados son incapaces de mantener su flotabilidad en la bolsa ( es decir , si flotan con una vejiga de gas expandida mientras todavía tratan de nadar hacia el fondo), o bien mantener la misma profundidad durante 1 - 5 min oEscalar a 1 - 2 m más profundo. Una vez que los peces parecen recuperar su flotabilidad, retomar el ascenso a la superficie. NOTA: Si existe la posibilidad de que el aire en el tanque SCUBA se agote durante el ascenso, sujete una cuerda a la bolsa de polietileno y coloque un peso ≥ 2 kg; Después de que el operador subacuático haya ascendido con seguridad, tire de éste hasta la superficie a las mismas velocidades estipuladas arriba. </li><li> En la playa o en el barco, disuelva 10 ppm de Elbagin en el agua de cada bolsa de polietileno después de la superficie. NOTA: Aunque algunos peces pueden no ser capaces de mantener su flotabilidad justo después de ser llevados a la superficie, se puede esperar que la mayoría se recuperen en un día. </li><li> Si la densidad de pescado en una bolsa de recogida es alta, divida el pescado entre más bolsas para evitar que se dañen entre sí al frotarse entre sí durante el transporte. Si el pez es una especie agresiva, divídalos individualmente entre bolsas. </li><li> Inflar la bolsa de recogida con oxígeno y volver a sellar la boca de la bolsa usando rUbberbands Al introducir el oxígeno en la bolsa, baje la boquilla en el agua de la bolsa para aumentar el contenido de oxígeno disuelto; La bolsa completamente expandida debe estar 1/4 llena con agua. </li><li> Mantenga las bolsas de recogida de pescado en una caja de espuma de poliestireno, para mantener una temperatura estable del agua y disminuir el estrés del pescado en condiciones de oscuridad. </li><li> Si tarda ≥1 día en transportar el pez a un acuario, una vez al día cambia 1/4 a 1/3 del agua en cada bolsa de mantenimiento de peces, usando agua retenida del hábitat al que se le ha agregado 10 ppm de Elbagin , Y reembalar cada uno con oxígeno. Cada día, eliminar los peces muertos y excretas en el fondo con la mano de la red o una pipeta. NOTA: Si el transporte del avión está involucrado, espere al menos 1 día para aclimatar el pescado a la presión de aire en la superficie antes del transporte porque dos pasos de cambio de presión (desde el agua hasta la superficie y la superficie hasta el aire superior) pueden afectar negativamente La supervivencia de los peces. </l<html> I&gt; </ol> 2. Aclimatación de los peces a un acuario <ol><li> Flotar la bolsa que contiene los peces en un acuario durante 30 minutos para igualar la temperatura del agua. </li><li> Durante un período de 10 minutos, intercambie el agua de la bolsa con agua del acuario para evitar choques causados ​​por una repentina diferencia en la química del agua ( por ejemplo , pH, salinidad). NOTA: Un pez que se convierte en choque por una gran diferencia en la química del agua puede mostrar un cambio anormal en el color del cuerpo y / o el comportamiento. Monitoree esto cuidadosamente durante la aclimatación. </li><li> Disolver 10 ppm de Elbagin en el agua del acuario. </li><li> A partir de entonces, una vez al día durante 3 días, renovar 1/3 del agua del acuario, habiendo añadido 10 ppm de Elbagin al agua de reemplazo. </li><li> Por último, comenzar a eliminar el Elbagin mediante el intercambio de la mitad del agua del acuario una vez al día, hasta que el color se desvanece. </li></ol> 3. Inyección de una etiqueta de elastómero de implante visible (VIE) para identificar peces individuales NOTA: En este trabajo, los peces individuales se identifican usando etiquetas VIE, por ejemplo, Frederick 10 , Olsen y Vøllestad 11 , Leblanc y Noakes 12. Además, si la especie del estudio es lo suficientemente grande como para sujetarse en una mano , La tabla quirúrgica utilizada en el paso 3.2 no será necesaria. <ol><li> Determine la posición de la inyección y el color de la etiqueta para cada individuo. La opción más segura es elegir un punto de inyección en la parte dorsal muscular gruesa o caudal del cuerpo, y evitar inyectarlo en el abdomen donde los órganos internos pueden ser perforados. NOTA: En la Figura 1 se describe un sistema de numeración: si la especie de estudio es suficientemente grande para inyección en 8 posiciones posibles, este sistema permitirá la identificación de 154 individuos usando un solo color. Diez colores de etiquetas VIE están disponibles comercialmente. Elija el color distinguible basado en el color del cuerpo de los peces. </li><li> &lt;Fuerte&gt; Para los peces que son más pequeños de lo que se puede mantener en la mano, prepare una tabla quirúrgica de la siguiente manera (véase también Kinkel et al 13 ) ( Figura 2 ). <ol><li> Cortar una esponja blanda de 5 cm de L x 5 cm de ancho y que sea al menos 5-10 mm más baja que la altura de una placa de Petri. </li><li> Cortar un surco en la esponja de aproximadamente 5 - 10 mm de profundidad, y ajustar su anchura a la de la anchura aproximada del cuerpo del pez. Cortar el tablero de cloruro de polivinilo (PVC) (0,3 mm de espesor) a 5 cm L x 5 cm W, y doblarlo en un pliegue de valle (o en forma de M). </li><li> Coloque la placa de PVC acanalada en la parte superior de la esponja acanalada y luego coloque la esponja en la placa de Petri (ø 160 mm, 30 mm de profundidad). Utilice agua del tanque de recuperación para llenar la placa de Petri hasta que la placa de PVC se sumerja adecuadamente. </li></ol></li><li> Prepare las etiquetas VIE de acuerdo con el manual de marcado VIE. Mezclar los materiales elastómeros y añadir la mezcla a la solución de 3 ml syriNge con aguja de calibre 29, tal como se incluye en el kit. </li><li> Prepare dos tanques de agua para usar mientras se realizan las inyecciones de etiqueta: una para la anestesia y otra para la recuperación; Ajustar la temperatura y la concentración de salinidad de estos para que coincida con el agua en el acuario de cría. Use una bomba de aire con una piedra de aire para hacer circular suavemente el agua en el tanque de recuperación. </li><li> Preparar un líquido de anestesia mezclando 2-metilquinolina con un volumen igual de 99,5% de etanol; Agregue esto al tanque de anestesia para lograr una concentración de 18 ppm. NOTA: La concentración óptima del líquido anestésico dependerá de la especie y tamaño corporal de los individuos. Por lo tanto, examinar la concentración óptima para las especies de estudio con antelación. </li><li> Transferir el pescado individual al tanque de anestesia y permitir que se anestesie: es decir, esperar hasta que los peces no reaccionen a ser tocados o a las vibraciones del agua cuando el exterior del tanque es aprovechado. A medida que el color del cuerpo cambia cuando es anesthetiZed en muchos peces, también monitorear cuidadosamente el color del cuerpo y juzgar si el pescado es anestesiado de sus cambios. Debido a que existe la posibilidad de que los peces salten del tanque de anestesia, manténgalo cubierto con una tabla de acrílico transparente, al menos hasta que los peces comiencen a moverse lentamente. NOTA: Ajuste el tiempo necesario para anestesiar y / o ajustar la concentración del líquido anestésico, dependiendo de la especie de estudio y su tamaño corporal. Si el movimiento del opérculo es detenido por la anestesia, el pez estará en alto riesgo de muerte. </li><li> Como los peces se debilitan si su cuerpo se calienta, mantener los dedos en el agua relativamente fría mientras anestesia el pez. </li><li> Levantar un pez del tanque de anestesia y medirlo rápidamente o registrar los datos necesarios (longitud total, sexo, etc ). Si un pez parece recuperarse durante la medición, devuélvalo inmediatamente al tanque de anestesia. </li><li> Transferir el pescado a una mesa quirúrgica. Coloque el lado ventral del pez hacia abajo en tRanura de PVC. Si el tamaño del cuerpo es muy pequeño, utilice un microscopio binocular mientras hace la inyección. Si la especie del estudio es lo suficientemente grande como para sujetarla en una mano, inyecte la etiqueta VIE mientras está siendo retenida. </li><li> Coloque el lado biselado de la aguja hacia el exterior y apunte hacia la cabeza del pez. Inserte la aguja subcutáneamente, más o menos paralela al cuerpo, y lo más cerca posible de debajo de la piel como sea posible. Ajuste la profundidad de inserción dependiendo del tamaño del cuerpo del pez y la facilidad para ver finalmente la etiqueta. </li><li> Inyectar la etiqueta VIE mientras retira la aguja y detener la inyección antes de que el bisel de la aguja alcance el punto de entrada de la aguja (esto será fácil de discernir si se inyecta la etiqueta en un área relativamente amplia). </li><li> Al completar la inyección de la etiqueta, transferir inmediatamente el pescado al tanque de recuperación. Si la recuperación parece demasiado lenta, haga circular suavemente el agua a mano. </li><li> Después de la recuperación, devolver los peces al acuario de cría y continuar agregando 10 ppm de ElBagin al agua por 3 días. NOTA: En condiciones de baja visibilidad para etiquetas VIE, la luz filtrada UVA facilitará el reconocimiento de las etiquetas. </li></ol> 4. Recuento de los huevos adhesivos demersales <ol><li> Para crear un nido de desove artificial en el que los peces pueden depositar huevos adhesivos, cortar un tubo de PVC opaco (ø 5 cm, 6 cm de largo) por la mitad, perpendicular al diámetro. NOTA: El tamaño de tubería anterior es adecuado para desovar el relativamente pequeño goby T. marinae . Por lo tanto, ajustar el tamaño y la forma del tubo de PVC como es apropiado para las especies de estudio. </li><li> Imprima una rejilla de 5 mm x 5 mm sobre una lámina impermeable y recórtela para ajustarla al área interior de la tubería de PVC. </li><li> Fijar la lámina impermeable al interior de la tubería de PVC con una banda elástica. NOTA: Si es difícil para las hembras pegar huevos en la lámina impermeable, y los huevos caen de la hoja, haga la hoja texturizada con papel de lija. </li><li> Cubra el fondo del acuario con una capa de arena, 1- 2 cm de espesor. Inserte aproximadamente un tercio del tubo de PVC oblicuamente en la arena, con el lado fijo hacia abajo. </li><li> Después del desove exitoso por los peces, retire la hoja con la masa de huevo de la tubería de PVC y colóquela en una placa de Petri con agua de acuario. Fijar una nueva hoja dentro de la tubería de PVC y colocar esto en la parte inferior del acuario. Finalmente, cuente los huevos fotografiando la masa del huevo. <ol><li> Por otra parte, si las observaciones del cuidado parental de los huevos deben ser emprendidas después del desove, tenga cuidado de no sacar los huevos del agua. Por el contrario, use una placa de Petri para recoger los huevos y la hoja junto con el agua del acuario, fotografiar la masa de huevo rápidamente, y luego reafijar cuidadosamente la hoja con la masa de huevo de nuevo en el mismo tubo de PVC antes de volver a su posición original en el Parte inferior del acuario. Finalmente, cuente los huevos usando la imagen. </li></ol></li><li> Cuente los huevos usando ImageJ ( Figura 3 </stroNg&gt;). Estos métodos de conteo de células, automáticos y manuales, se explican en detalle a continuación: Recuento básico de células (La Universidad de Chicago, Integrated Microscopy Core Facility, http://digital.bsd.uchicago.edu/image_j.php); Análisis de Partículas (http://imagej.net/Particle_Analysis); Contador de celdas (https://imagej.net/Cell_Counter). <ol><li> De lo contrario, si los huevos son depositados densamente, estimar el número de huevos mediante el cálculo de la relación área-densidad: contar los huevos en una cuadrícula impresa de 5 x 5 mm 2 para calcular la densidad de huevos, medir la superficie que se cubre con huevos ImageJ, Y estimar el número total de huevos por encima de la densidad por unidad y superficie. El método de medición del área superficial anterior por ImageJ se explica a continuación: Establecer la escala ... (Research Services Branch, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Explica cómo definir la escala espacial de la imagen; Uso de ImageJ para medir el área de superficie (Keene State college, AcademicTecnología, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/). NOTA: Si los huevos son transparentes, la hoja impermeable negra es más adecuada para el método de recuento automático porque ImageJ puede reconocer el contorno de los huevos individualmente. </li></ol></li></ol>

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Los autores no tienen nada que revelar.

La ecología reproductiva de numerosos peces ha sido a menudo revelada a través de la cría experimental. Especialmente, el cambio de sexo 6 , 8 , 14 , la elección de pareja 15 , 16 y la competencia intraespecífica 7 , 17 han sido temas frecuentes de investigaciones detalladas usando peces de acuario. Además...

Espectacular evolución adaptativa es evidente en la morfología, la ecología y el comportamiento de los peces [ 1] . Especialmente, las características ecológicas relacionadas con la reproducción son especialmente diversas, y la mayoría de ellas pueden ser influenciadas directamente por la aptitud individual 2 . Para obtener una visión de las presiones selectivas que han llevado a la evolución de características únicas en diferentes especies de peces, la observación directa de los comportamientos reproductivos y sociales utilizando peces vivos es a menudo beneficioso para sustentar hipótesis teóricas. Sin embargo, las observaciones de campo continuas de los peces pueden requerir equipos submarinos especializados e instalaciones que son difíciles de mantener. En estos casos, las observaciones de los peces silvestres capturados en acuarios pueden ser útiles 3 , 4 , 5 . Además, las observaciones eficientes de los comportamientos de peces que son raras o difícilesUlt para observar en condiciones naturales puede ser posible mediante la manipulación de experimentos en acuarios 6 , 7 , 8 . La crianza de peces en buenas condiciones al minimizar el estrés artificial y el daño físico es fundamental para realizar investigaciones ecológicas precisas. El gobio pigmeo Trimma marinae alcanza una longitud total de 23-25 ​​mm y se distribuye en el Océano Pacífico occidental, donde se encuentra en bahías tranquilas y protegidas, a profundidades de 9-26 m 9 . En este trabajo, T. marinae se utiliza como modelo para describir una serie de técnicas básicas para la recolección de peces utilizando el aparato autónomo de respiración subacuática (SCUBA), el transporte de peces y la eventual aclimatación de los peces a acuarios para observación directa Del comportamiento reproductivo y de la ecología de la especie estudiada.

<table><tbody><tr><td>Hand net</td><td>Nisso</td><td>AQ-17</td><td>Select for the target species size.</td></tr><tr><td>Polyethylene bag</td><td>San-U Fish Farm</td><td>8194</td><td></td></tr><tr><td>Rubber band</td><td>ESCO Co. LTD.</td><td>78-0420-64</td><td>&amp;oslash; 80 mm x 6 mm</td></tr><tr><td>Oxygen cylinder</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Oxgen cylinder for diving equipment suits.</td></tr><tr><td>Elbagin</td><td>Japan Pet Design Co. Ltd.</td><td>75950</td><td>Pafurazine F (provided from same company) is equivalent drug to Elbagin.</td></tr><tr><td>Polystyrene foam box</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td>AS ONE</td><td>1-8625-04</td><td></td></tr><tr><td>Rope</td><td>Mizukami Kinzoku Co. LTD.</td><td>95301601</td><td></td></tr><tr><td>Weight</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Weight for diving equipment suits.</td></tr><tr><td>Water tank</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Air pump</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 062115</td><td></td></tr><tr><td>Air stone</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 232204</td><td></td></tr><tr><td>2-Methylquinoline&amp;nbsp;</td><td>Wako</td><td>170-00376</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (99.5)</td><td>Wako</td><td>057-00456</td><td></td></tr><tr><td>Visible implant elastomer tag kit</td><td>Northwest Marine Technology</td><td>N/A</td><td>http://www.nmt.us/products/vie/vie.shtml</td></tr><tr><td>Soft sponge</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>PVC board</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>0.3 mm thickness is easy to use.</td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>A large one, such as&amp;nbsp; &amp;oslash; 160 mm and 30 mm depth, is convenient for the injection of the VIE tag.</td></tr><tr><td>Transparent acrylic board</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>UVA filtered light&amp;nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>PVC pipe</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>&amp;oslash; 5 cm</td></tr><tr><td>Waterproof sheet</td><td>SOMAR Corp.</td><td>3EKW03</td><td>The film for the plain copier.</td></tr><tr><td>Sand</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Camera</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

basic methods for the study of reproductive ecology of fish in aquaria

Las observaciones de cría en cautividad son valiosas para revelar aspectos del comportamiento de los peces y la ecología cuando las investigaciones de campo continuas son imposibles. Aquí se describen una serie de técnicas básicas que permiten observar el comportamiento reproductivo de un pez gobií capturado en el medio silvestre, como modelo, mantenido en un acuario. El método se centra en tres pasos: recolección, transporte y observaciones de la ecología reproductiva de un generador de sustratos. Los aspectos esenciales de la recolección y transporte de peces vivos son: (1) prevenir lesiones al pez, y (2) aclimatación cuidadosa al acuario. Prevención de daños a través de heridas como arañazos o un cambio repentino de la presión del agua es imprescindible cuando se recogen peces vivos, ya que cualquier daño físico es probable que afecten negativamente a la supervivencia y posterior comportamiento de los peces. La aclimatación cuidadosa al acuario disminuye la incidencia de la muerte y mitiga el choque del transporte. Las observaciones durante la cría en cautividad incluyen (1) la identificación de individuos(2) vigilando los huevos desovados sin efectos negativos para los peces u huevos, permitiendo así una investigación detallada de la ecología reproductiva de las especies estudiadas. La inyección subcutánea de una etiqueta de elastómero de implante visible (VIE) es un método preciso para la identificación posterior de peces individuales, y se puede utilizar con un amplio rango de peces, con mínima influencia en su supervivencia y comportamiento. Si la especie de estudio es un generador de sustrato que deposita huevos adhesivos, un sitio de anidación artificial construido a partir de tubería de cloruro de polivinilo (PVC) con la adición de una lámina impermeable desmontable facilitará el conteo y monitoreo de los huevos, disminuyendo la influencia del investigador en el nido Y el comportamiento de vigilancia de los huevos de los peces. Aunque este método básico conlleva técnicas que rara vez se mencionan en detalle en artículos de investigación, son fundamentales para llevar a cabo experimentos que requieren la crianza en cautividad de un pez silvestre.

Siguiendo los métodos anteriores, se recogieron 41, 15 y 96 individuos de T. marinae en abril de 2014, 2015 y 2016, respectivamente, en la costa de Amami Oshima, Prefectura de Kagoshima, Japón ( Tabla 1 ). En cada caso, 25 (61%), 14 (93%) y 91 (95%) individuos vivieron hasta depositar huevos en un acuario. Como se informó en Fukuda et al . 3 , sólo un pez murió antes del final del período de observación en 2014, y el desov...

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Basic Methods for the Study of Reproductive Ecology of Fish in Aquaria

Se describen una serie de métodos básicos para el estudio de la ecología reproductiva de peces en acuarios. Estos son protocolos útiles para la recolección de peces utilizando buceo, el transporte de peces vivos y la observación del comportamiento reproductivo de los peces capturados en el medio silvestre en acuarios.

Métodos básicos para el estudio de la ecología reproductiva de los peces en acuarios

Captive-rearing observations are valuable for revealing aspects of fish behavior and ecology when continuous field investigations are impossible. Here, a ...

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Research

JoVE Journal

Behavior

11.5K vistas.  Tokyo University of Marine Science and Technology.  Se describen una serie de métodos básicos para el estudio de la ecología reproductiva de peces en acuarios. Estos son protocolos útiles para la recolección de peces utilizando buceo, el transporte de peces vivos y la observación del comportamiento reproductivo de los peces capturados en el medio silvestre en acuarios. 

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Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and estimating fish abundance. We developed and implemented a rotating stereo-video camera tool that covers a full 360 degrees of sampling, which maximizes sampling effort compared to stationary camera tools. A variety of studies have detailed the ability of static, stereo-camera systems to obtain highly accurate and precise measurements of fish; the focus here was on the development of methodological approaches to quantify fish density using rotating camera systems. The first approach was to develop a modification of the metric MaxN, which typically is a conservative count of the minimum number of fish observed on a given camera survey. We redefine MaxN to be the maximum number of fish observed in any given rotation of the camera system. When precautions are taken to avoid double counting, this method for MaxN may more accurately reflect true abundance than that obtained from a fixed camera. Secondly, because stereo-video allows fish to be mapped in three-dimensional space, precise estimates of the distance-from-camera can be obtained for each fish. By using the 95% percentile of the observed distance from camera to establish species-specific areas surveyed, we account for differences in detectability among species while avoiding diluting density estimates by using the maximum distance a species was observed. Accounting for this range of detectability is critical to accurately estimate fish abundances. This methodology will facilitate the integration of rotating stereo-video tools in both applied science and management contexts.

We describe a new method for counting fishes, and estimating relative abundance (MaxN) and fish density using rotating stereo-video camera systems. We also demonstrate how to use distance from camera (Z distance) to estimate species-specific detectability.

Desarrollo de nuevos métodos para cuantificar la densidad de peces utilizando herramientas de estéreo y vídeo subacuáticos

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and ...

Investigación

Medio ambiente

Protocol for Acute and Chronic Ecotoxicity Testing of the Turquoise Killifish Nothobranchius furzeri

The killifish Nothobranchius furzeri is an emerging model organism in the field of ecotoxicology and its applicability in acute and chronic ecotoxicity testing has been demonstrated. Overall, the sensitivity of the species to toxic compounds is in the range with, or higher than, that of other model species.
This work describes protocols for acute, chronic, and multigenerational bioassays of single and combined stressor effects on N. furzeri. Due to its short maturation time and life-cycle, this vertebrate model allows the study of endpoints such as maturation time and fecundity within four months. Transgenerational full life-cycle exposure trials can be performed in as little as 8 months. Since this species produces eggs that are drought-resistant and remain viable for years, the on-site culture of the species is not needed but individuals can be recruited when required. The protocols are designed to measure life-history traits (mortality, growth, fecundity, weight) and critical thermal maximum.

Protocol for Acute and Chronic Ecotoxicity Testing of the Turquoise Killifish Nothobranchius furzeri

In this work, we describe an acute, chronic and multigenerational bioassay to study the effects of single and combined stressors on the Turquoise killifish Nothobranchius furzeri. This protocol is designed to study life-history traits (mortality, growth, fecundity, weight) and critical thermal maximum.

Protocolo de aguda y crónica pruebas de ecotoxicidad de los killis turquesa Nothobranchius furzeri

The killifish Nothobranchius furzeri is an emerging model organism in the field of ecotoxicology and its applicability in acute and chronic ecotoxicity ...

Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry

River and cave-adapted populations of Astyanax mexicanus show differences in morphology, physiology, and behavior. Research focused on comparing adult forms has revealed the genetic basis of some of these differences. Less is known about how the populations differ at post-larval stages (at the onset of feeding). Such studies may provide insight into how cavefish survive through adulthood in their natural environment. Methods for comparing post-larval development in the laboratory require standardized aquaculture and feeding regimes. Here we describe how to raise fish on a diet of nutrient-rich rotifers in non-recirculating water for up to two-weeks post fertilization. We demonstrate how to collect post-larval fish from this nursery system and perform whole-mount immunostaining. Immunostaining is an attractive alternative to transgene expression analysis for investigating development and gene function in A. mexicanus. The nursery method can also be used as a standard protocol for establishing density-matched populations for growth into adults.

Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry

In this protocol, we demonstrate how to breed Astyanax mexicanus adults, raise the larvae, and perform whole-mount immunohistochemistry on post-larval fish to compare the phenotypes of surface and cave morphotypes.

Aumento de la Tetra mexicano Astyanax mexicanus para análisis de fenotipos Post-larval y Immunohistochemistry Whole-mount

River and cave-adapted populations of Astyanax mexicanus show differences in morphology, physiology, and behavior. Research focused on comparing adult ...

Genética

Using the FishSim Animation Toolchain to Investigate Fish Behavior: A Case Study on Mate-Choice Copying In Sailfin Mollies

Over the last decade, employing computer animations for animal behavior research has increased due to its ability to non-invasively manipulate the appearance and behavior of visual stimuli, compared to manipulating live animals. Here, we present the FishSim Animation Toolchain, a software framework developed to provide researchers with an easy-to-use method for implementing 3D computer animations in behavioral experiments with fish. The toolchain offers templates to create virtual 3D stimuli of five different fish species. Stimuli are customizable in both appearance and size, based on photographs taken of live fish. Multiple stimuli can be animated by recording swimming paths in a virtual environment using a video game controller. To increase standardization of the simulated behavior, the prerecorded swimming path may be replayed with different stimuli. Multiple animations can later be organized into playlists and presented on monitors during experiments with live fish.
In a case study with sailfin mollies (Poecilia latipinna), we provide a protocol on how to conduct a mate-choice copying experiment with FishSim. We utilized this method to create and animate virtual males and virtual model females, and then presented these to live focal females in a binary choice experiment. Our results demonstrate that computer animation may be used to simulate virtual fish in a mate-choice copying experiment to investigate the role of female gravid spots as an indication of quality for a model female in mate-choice copying.
Applying this method is not limited to mate-choice copying experiments but can be used in various experimental designs. Still, its usability depends on the visual capabilities of the study species and first needs validation. Overall, computer animations offer a high degree of control and standardization in experiments and bear the potential to &#39;reduce&#39; and &#39;replace&#39; live stimulus animals as well as to &#39;refine&#39; experimental procedures.

Using the FishSim Animation Toolchain to Investigate Fish Behavior: A Case Study on Mate-Choice Copying In Sailfin Mollies

Using the novel FishSim Animation Toolchain, we present a protocol for non-invasive visual manipulation of public information in the context of mate-choice copying in sailfin mollies. FishSim Animation Toolchain provides an easy-to-use framework for the design, animation and presentation of computer-animated fish stimuli for behavioral experiments with live test fish.

Utilizando la cadena de herramientas de animación de FishSim para investigar el comportamiento de pescado: un estudio de caso en la elección de pareja copia en Mollies aletón

Over the last decade, employing computer animations for animal behavior research has increased due to its ability to non-invasively manipulate the ...

Comportamiento

A Standardized Protocol for Preference Testing to Assess Fish Welfare

Animal welfare assessment techniques try to take into consideration the specific needs and wants of the animal in question. Providing enrichment (the addition of physical objects or conspecifics in the housing environment) is often a way to give captive animals the opportunity to choose who or what they interact with and how they spend their time. A fundamental component of the aquatic environment that is often overlooked in captivity, however, is the ability for the animal to choose to engage in physical exercise. For many animals, including fish, exercise is an important aspect of their life history, and is known to have many health benefits, including positive changes in the brain and behavior. Here we present a method for assessing habitat preferences in captive animals. The protocol could easily be adapted to look at a variety of environmental factors (e.g., gravel versus sand as a substrate, plastic plants versus live plants, low flow versus high flow of water) in different aquatic species, or for use with terrestrial species. Statistical assessment of preference is carried out using Jacob&#39;s preference index, which ranks the habitats from -1 (avoidance) to +1 (most preferred). With this information, it can be determined what the animal wants from a welfare perspective, including their preferred location.

A fundamental aspect of assessing the welfare of animals in captivity is to ask whether the animals have what they want. Here, we present a protocol to determine housing preference in the zebrafish (Danio rerio) with respect to the presence/absence of environmental enrichment and access to flowing of water.

Un protocolo estandarizado para las pruebas de preferencias para evaluar el bienestar de los peces

Animal welfare assessment techniques try to take into consideration the specific needs and wants of the animal in question. Providing enrichment (the ...

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish (Danio rerio) and the Quantification of Withdrawal

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely netted and transported between home aquaria and dosing tanks. In order to enhance the ease of compound administration, a novel method for transferring fish between tanks for drug administration was developed. Inserts that are designed for spawning were used to transfer groups of fish into the drug solution, allowing accurate dosing of all fish in the group. This increases the precision and efficiency of dosing, which becomes very important in long schedules of repeated drug administration. We implemented this procedure for use in a study examining the behavior of zebrafish in the light/dark test after administering ethanol with differing 21 day schedules. In fish exposed to daily-moderate amounts of alcohol there was a significant difference in location preference after 2 days of withdrawal when compared to the control group. However, a significant difference in location preference in a group exposed to weekly-binge administration was not observed. 
This protocol can be generalized for use with all types of compounds that are water-soluble and may be used in any situation when the behavior of fish during or after long schedules of drug administration is being examined. The light/dark test is also a valuable method of assessing withdrawal-induced changes in anxiety.

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Un nuevo método de la Administración de Drogas a múltiple pez cebra (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Y la cuantificación de Retiro

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely ...

Neurociencias

Boldness, Aggression, and Shoaling Assays for Zebrafish Behavioral Syndromes

A behavioral syndrome exists when specific behaviors interact under different contexts. Zebrafish have been test subjects in recent studies and it is important to standardize protocols to ensure proper analyses and interpretations. In our previous studies, we have measured boldness by monitoring a series of behaviors (time near surface, latency in transitions, number of transitions, and darts) in a 1.5 L trapezoidal tank. Likewise, we quantified aggression by observing bites, lateral displays, darts, and time near an inclined mirror in a rectangular 19 L tank. By dividing a 76 L tank into thirds, we also examined shoaling preferences. The shoaling assay is a highly customizable assay and can be tailored for specific hypotheses. However, protocols for this assay also must be standardized, yet flexible enough for customization. In previous studies, end chambers were either empty, contained 5 or 10 zebrafish, or 5 pearl danios (D. albolineatus). In the following manuscript, we present a detailed protocol and representative data that accompany successful applications of the protocol, which will allow for replication of behavioral syndrome experiments.

This manuscript describes the setup, implementation, and analysis of boldness, aggression, and shoaling in zebrafish and testing for the presence of a behavioral syndrome. A standardized approach for behavioral quantification will allow for easier comparison across studies. Modifications to this protocol are possible as each assay can be run individually.

Audacia, la agresión y ensayos para formar bancos de pez cebra de comportamiento Síndromes

A behavioral syndrome exists when specific behaviors interact under different contexts. Zebrafish have been test subjects in recent studies and it is ...

Medicina

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and behavioural research. As a vertebrate, zebrafish share considerable genetic sequence similarity with humans and are being used as an animal model for various human disease conditions. The advantages of zebrafish in comparison to other common vertebrate models include high fecundity, low maintenance cost, transparent embryos, and rapid development. Due to the spur of interest in zebrafish research, the need to establish and maintain a productive zebrafish housing facility is also increasing. Although literature is available for the maintenance of a zebrafish laboratory, a concise video protocol is lacking. This video illustrates the protocol for regular housing, feeding, breeding and raising of zebrafish larvae. This process will help researchers to understand the natural behaviour and optimal conditions of zebrafish husbandry and hence troubleshoot experimental issues that originate from the fish husbandry conditions. This protocol will be of immense help to researchers planning to establish a zebrafish laboratory, and also to graduate students who are intending to use zebrafish as an animal model.

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

This protocol outlines regular maintenance and care to maintain optimal conditions for zebrafish husbandry. The video illustrates the protocol for system maintenance, regular housing, feeding, breeding, and raising of zebrafish larvae.

Cuidado y mantenimiento regulares de un pez cebra (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Laboratorio: Introducción

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

Biología

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish species is that it possesses interfertile cave and river-dwelling populations. This enables the genetic mapping of heritable traits that were fixed during adaptation to the different environments of these populations. While this species can be maintained and bred in the lab, it is challenging to both obtain embryos during the daytime and create hybrid embryos between strains. In vitro fertilization (IVF) has been used with a variety of different model organisms to successfully and repeatedly breed animals in the lab. In this protocol, we show how, by acclimatizing A. mexicanus to different light cycles coupled with changes in water temperature, we can shift breeding cycles to a chosen time of the day. Subsequently, we show how to identify suitable parental fish, collect healthy gametes from males and females, and produce viable offspring using IVF. This enables related procedures such as the injection of genetic constructs or developmental analysis to occur during normal working hours. Furthermore, this technique can be used to create hybrids between the cave and surface-dwelling populations, and thereby enable the study of the genetic basis of phenotypic adaptations to different environments.

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

In vitro fertilization is a commonly used technique with a variety of model organisms to maintain lab populations and produce synchronized embryos for downstream applications. Here, we present a protocol that implements this technique for different populations of the Mexican tetra fish, Astyanax mexicanus.

Gamete Collection y Fertilización In Vitro de Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish ...

Sperm Collection and Computer-Assisted Sperm Analysis in the Teleost Model Japanese Medaka (Oryzias latipes)

Japanese medaka (Oryzias latipes) is a teleost fish and&#160;an emerging vertebrate model for ecotoxicology, developmental, genetics, and physiology research. Medaka is also used extensively to investigate vertebrate reproduction, which is an essential biological function as it allows a species to perpetuate. Sperm quality is an important indicator of male fertility and, thus, reproduction success. Techniques for extracting sperm and sperm analysis are well documented for many species, including teleost fish. Collecting sperm is relatively simple in larger fish but can be more complicated in small model fish as they produce less sperm and are more delicate. This article, therefore, describes two methods of sperm collection in the small model fish, Japanese medaka: testes dissection and abdominal massage. This paper demonstrates that both approaches are feasible for medaka and shows that abdominal massage can be performed a repeated number of times as the fish quickly recover from the procedure. This article also describes a protocol for computer-assisted sperm analysis in medaka to objectively assess several important indicators of medaka sperm quality (motility, progressivity, duration of motility, relative concentration). These procedures, specified for this useful small teleost model, will greatly enhance understanding of the environmental, physiological, and genetic factors influencing fertility in vertebrate males.

Sperm Collection and Computer-Assisted Sperm Analysis in the Teleost Model Japanese Medaka Oryzias latipes

This article describes two quick and efficient methods for collecting sperm from the small model fish medaka (Oryzias latipes), as well as a protocol for reliably assessing sperm quality using computer-assisted sperm analysis (CASA).

Recolección de espermatozoides y análisis de espermatozoides asistido por computadora en el modelo teleósteo japonés Medaka (Oryzias latipes)

Japanese medaka (Oryzias latipes) is a teleost fish and&#160;an emerging vertebrate model for ecotoxicology, developmental, genetics, and physiology ...

Métodos básicos para el estudio de la ecología reproductiva de los peces en acuarios

Resumen

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