Diese Arbeit wurde von NSF-Karriere-AWARD-1553023 und NIH/NIAID Award R01AI103369 unterstützt.

1. Wachstum von Pseudomonas Aeruginosa Biofilms Kolonie
<ol><li>Vorbereitung der Medium-Bilayer Platten<ol>
<li>Bereiten Sie eine Tryptone von 10 g/L, 10 g/L Agar (siehe Tabelle der Materialien) Lösung in entionisiertem Wasser.</li>
		<li>Autoklaven für 20 min. Abkühlen auf 50-60 ° C in einem Wasserbad.</li>
		<li>45 mL der Agar-Tryptone-Lösung in ein 100 x 100 mm quadratische Schale gießen (siehe Tabelle der Materialien) mit einem 50 mL konische Rohr. Ermöglichen das Agar zu festigen (~ 20-30 min). Gießen Sie eine zweite, 15 mL Schicht auf die erste Schicht. Über Nacht erstarren lassen, Deckel entfernen Kondenswasser aus ggf. durch mit einem fusselfreien Tuch abwischen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Spotting Kolonie Biofilme<ol>
<li>Streifen Sie die Stämme von Interesse aus den Beständen der Gefrierschrank auf LB-Agar-Platten-13 und inkubieren Sie im Dunkeln für 12-16 h bei 37 ° C und 80-100 % Relative Luftfeuchtigkeit.</li>
		<li>Können Sie für jede Sorte oder replizieren eine einzelne Kolonie impfen 2 mL LB und im Dunkeln für 12-16 h bei 37 ° C mit Schütteln bei 250 u/min inkubieren.</li>
		<li>Sub-Kultur durch eine Verdünnung von 1: 100 in frisches LB und im Dunkeln für 2,5-3 h bei 37 ° C mit Schütteln bei 250 u/min Inkubation.</li>
		<li>Optische Dichte mit einem Spektralphotometer messen und justieren Sie mit sterilen LB eine Zellsuspension mit einer OD zu erreichen500 nm von ~ 0,5.</li>
		<li>Abhängig von der gewünschten Kolonie Größe, Pipettieren 2,5-10 µL Zellsuspension auf einem Medium-Bilayer Teller (vorbereitet in Schritt 1.1) und erlauben Ort trocknen für ~ 20 min. verlassen die Petri-Deckel einen Spalt offen, in der Nähe einer offenen Flamme trocknen erleichtern können.</li>
		<li>Inkubieren Sie vor Ort Kolonien bei 25 ° C und 80-100 % Relative Luftfeuchtigkeit, im Dunkeln für bis zu 4 Tage.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Zubereitung der Fixativ
<ol><li>Bereiten Sie die Fixativ Lösung am Tag der Ernte Probe. Verdünnen Sie 37 % Formaldehyd (FA) mit 1 X PBS-Puffer auf eine Endkonzentration von 4 % FA. Achtung: FA ist flüchtig und giftig. Schutzausrüstung tragen und arbeiten in einem gut gelüfteten Abzug.</li>
	<li>Unmittelbar vor der Anwendung, L-Lysin-Hydrochlorid in 4 % auflösen FA (vorbereitet in Schritt 2.1) bei Raumtemperatur, eine Endkonzentration von 50 mM L-Lysin HCl.</li>
</ol>3. direkte Anwendung Fixativ auf der Kolonie Biofilm [Optional]
Hinweis: Wir haben festgestellt, dass Biofilm Morphologie ist am besten erhalten, wenn das Agar-Overlay vor Fixierung hinzugefügt wird. Allerdings ist dieser Schritt auch eine Änderung der Umweltbedingungen, die Genexpression beeinflussen könnten. Fluoreszierende Reporter Expressionsmuster sollte daher überprüft werden, mit einem besonderen Protokoll, in dem die Fixierung Schritt vor der Zugabe der Overlay-Agar, durchgeführt wird, wie hier beschrieben.
<ol><li>Am Tag der Aufzeichnung, und arbeiten in einem gut gelüfteten Abzug pipette das Fixiermittel vorbereitet in Schritt 2 direkt auf die Agar-Oberfläche um die Kolonie Rand, so dass es zu der Kolonie Peripherie zu erreichen, ohne eintauchen. Gelten Sie nur wie viel Fixiermittel wie voll ist erforderlich, um die Kolonie umgeben, ca. 500 µL. ermöglichen das Fixiermittel in der Kolonie und den umliegenden Agar verbreiten.</li>
	<li>Sobald das Fixiermittel vollständig absorbiert in die Kolonie und umgebenden Medien, ca. 20-30 min wurde, und passives FA nicht mehr sichtbar auf dem Teller ist, wiederholen Sie Schritt 3.1. Lassen Sie das Fixiermittel in der Kolonie und den umliegenden Agar verbreiten.</li>
	<li>Sobald das Fixiermittel vollständig absorbiert in die Kolonie wurde und umgebende Medien wiederholen Sie Schritt 3.1, diesmal direkt die Oberfläche der Kolonie Fixiermittel zuweisen. Diese Fixiermittel in der Kolonie und den umliegenden Agar verbreiten lassen, weiter zu Schritt 4 nur nachdem alle Fixativ wurde aufgenommen und ist nicht mehr sichtbar auf dem Teller.</li>
</ol>4. überstehende Kolonien mit Agar
<ol><li>Am Tag der Fixierung bereiten Sie ein 10 g/L Agar Lösung in entionisiertem Wasser und Autoklaven für 10-20 Minuten zu lösen. In einem Wasserbad auf 50 ° c abkühlen.</li>
	<li>Übergießen Sie 15 mL der Lösung Agar sanft das Wachstumsmedium und Kolonie. Ermöglichen der Agar, ein Gel bei Raumtemperatur für 5 min (Abbildung 1 b) zu bilden.</li>
	<li>Verwenden Sie eine scharfe Rasierklinge, schneiden Sie ein Quadrat, 3-lagig Futter mit der Kolonie zwischen den oberen beiden Schichten laminiert. Wenn mehrere Proben vorbereiten, sicherzustellen Sie, dass jedes Futter auf eine vergleichbare Größe geschnitten wird.</li>
	<li>Entfernen Sie vorsichtig die überschüssige Agar aus der Kolonie-haltigen Futter.</li>
	<li>Um die beiden oberen Schichten des Nährbodens (mit der Kolonie) Weg von der Unterschicht des Futters (Abbildung 1) zu heben, den flachen Kopf einer Spachtel in 1 x PBS oder Wasser nass und sanft zwischen den oberen und unteren Schichten einfügen. Die laminierte Kolonie sollte die Unterschicht trennen. Achten Sie darauf, nicht zu verfälschen oder die laminierte Kolonie zu biegen, wenn es von seinem Sockel heben.</li>
</ol>5. Fixierung
<ol><li>Arbeiten in einem gut gelüfteten Abzug sofort die laminierte Kolonie (d. h. 2-lagige Chuck) in einer Einbettung Kassette übertragen (siehe Tabelle der Materialien), gekennzeichnet mit einem chemikalienbeständigen Markierstift. Legen Sie die einbettende Kassette in ein Glas-Folie-Mailer (siehe Tabelle der Materialien), enthält das Fixiermittel in Schritte 2.1-2.2 vorbereitet. Stellen Sie sicher, es gibt keine Luftblasen in der einbettenden Kassette gefangen.</li>
	<li>Inkubieren Sie die Probe im Fixiermittel über Nacht im Dunkeln bei Raumtemperatur.</li>
</ol>6. Probenverarbeitung: Puffer waschen, Austrocknung, Clearing und Infiltration
<ol><li>Waschen Sie nach der Übernachtung Fixierung die Probe zweimal mit 1 X PBS-Puffer für 1 h. Die besten Ergebnisse zu automatisieren Reagenz Homogenisierung mit dem Spin Funktion eines automatischen Gewebe-Prozessors (siehe Tabelle der Materialien) auf einer niedrigen Einstellung eingestellt. Wenn kein Prozessor verfügbar ist, kann die Verarbeitung manuell ausgeführt werden.</li>
	<li>Folgen Sie das Puffer waschen durch Wasserentzug durch eine abgestufte Reihe von Ethanol (EtOH) Verdünnungen mit 1 X PBS-Puffer (25 %, 50 %, 70 %, 95 %) für 1 h bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Entwässern in drei wäscht von 100 % EtOH für 1 h bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Deutlich dehydrierte Probe in drei wäscht von 100 % orange Öl basierenden Clearing Agent (siehe Tabelle der Materialien) für 1 h bei Raumtemperatur.</li>
	<li>Infiltrieren die geräumte Stichprobe zweimal mit geschmolzenem Paraffin Wachs (siehe Tabelle der Materialien), beheizt bis 55˚C, 2 h.</li>
</ol>7. Probe einbetten
<ol><li>Füllen Sie ein Wachs Schimmel mit flüssigem Paraffin Wachs auf 55 ° c erhitzt. Mit einem Spatel beheizten, flache schnell übertragen das eingedrungene Futter aus der Einbettung Kassette in die Wachs-Form, um sicherzustellen, dass das Futter Parallel zur Grundfläche des Schimmels liegt. Vermeiden Sie übermäßigen Druck auf das Spannfutter. Wachs Formen können benutzerdefinierte 3-d gedruckt werden oder sind im Handel erhältlich (siehe Tabelle der Materialien).</li>
	<li>Lassen Sie Wachs, über Nacht bei 4 ° c erstarren. Proben in feste Wachs geformt können auf unbestimmte Zeit bei 4 ° c gelagert werden.</li>
	<li>Sobald das Wachs erstarrt ist, Verbrauchsteuern Sie die Probe aus der Form und schneiden Sie überschüssiges Wachs aus um die Probe mit einer Rasierklinge. Überschüssiges Wachs erstreckt sich von einem Ende der Probe, parallel zur Ebene der Schnitt, die verwendet werden, um es in das Mikrotom Klemme zu verlassen (siehe Tabelle der Materialien). Auch eine Hülle aus Wachs, ca. 1 mm dick, um die Probe verlassen und seine Flächen zu glätten.</li>
</ol>8. Schneiden
<ol><li>Erhitzen Sie ein Wasserbad auf 42 ° c. Klemmen Sie die Probe in das Mikrotom mit der Oberfläche der Kolonie senkrecht orientiert sich an den Rand des Blattes (siehe Tabelle der Materialien).</li>
	<li>Schneiden Sie die Probe in Intervallen von 50 µm, bis die gewünschte Ebene der Kolonie erreicht worden ist, aus denen Abschnitte erfasst werden.</li>
	<li>Schneiden Sie eine Band von die gewünschte Anzahl von 10 µm dicke Abschnitte mit einem Mikrotom legen Sie auf einer speziellen Geschwindigkeit von 75-80 u/min und einen Freiwinkel von 6-10˚. Verwenden Sie einen feinen Spitzen Pinsel, um das Band von der Klinge zu lösen.</li>
	<li>Übertragen Sie das Band mit einem Tropfen Wasser an der Spitze einer Pasteurpipette (bevorzugt) oder Zange, sanft auf das Wasserbad werden. Achten Sie darauf, um Trapping Luftblasen unter dem Abschnitt zu vermeiden.</li>
	<li>Sofort fügen Sie eine Folie in das Wasserbad und positionieren Sie es unterhalb des Menübands in einem Winkel von 45°.</li>
	<li>Tippen Sie auf den schmalen Rand der Multifunktionsleiste auf die Folie, knapp unterhalb der mattierten Label. Das Band sollte halten.</li>
	<li>Ziehen Sie die Folie aus dem Wasserbad, Einstellung des Winkels, senkrecht zur Oberfläche des Wassers zu werden, und ermöglicht das Band flach gegen die Folie entlang seiner Länge liegen. Zu vermeiden, überfüllen überschüssiges Wasser unterhalb der Multifunktionsleiste.</li>
	<li>Stehen Sie vorsichtig die Folie auf eine saugfähige fusselfreien Tuch, wicking überschüssiges Wasser aus dem Abschnitt.</li>
	<li>Legen Sie die Folie auf einem Papiertuch und bei Raumtemperatur über Nacht im Dunkeln trocknen lassen. Folien können auf unbestimmte Zeit bei 4 ° c im Dunkeln aufbewahrt werden.</li>
</ol>9. Hitze-Befestigung, Rehydratation und Montage
<ol><li>Erhitzen Sie eine flache Heizplatte auf 45 ° c. Erhitzen Sie die Folie für 30-60 min. Das Wachs wird halb geschmolzen werden und gegen die Folie glätten.</li>
	<li>Heben Sie die Folie von der heißen Platte und legen Sie ihn flach auf eine glatte, flache, Raumtemperatur-Oberfläche mit darauf achten, dass das geschmolzene Wachs ziehen nicht auf beiden Seiten der Folie, bis das Wachs erstarrt (~ 1 min).</li>
	<li>De-Wachs mit einem Glas-Folie-Mailer, Folien in vier Waschungen von clearing Agent für jeweils 5 min über eine Absauganlage Büchner Lösung zwischen den Waschgängen entfernen.</li>
	<li>Waschen Sie die Folien dreimal in 100 % EtOH für 1 min.</li>
	<li>Aktivieren Sie die Folien in einer abgestuften Reihe von Ethanol in der umgekehrten Reihenfolge der Bearbeitung (95 %, 70 %, 50 % und 25 %) für 1 min, jeweils gefolgt von zwei 1-min-Waschungen mit 1 X PBS-Puffer.</li>
	<li>Sofort die Abschnitte in ein Tris gepufferte Eindeckmedium montieren (siehe Tabelle der Materialien) und wenden Sie ein Deckglas, die Einführung von Luftblasen zu vermeiden. Eindeckmedium über Nacht bei Raumtemperatur polymerisieren zu ermöglichen.</li>
	<li>Sobald polymerisiert, versiegeln Sie das Deckglas auf der Folie mit klaren Nagellack. Versiegelte Folien können auf unbestimmte Zeit im Dunkeln bei 4 ° c gespeichert werden.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Ray, V. A., Morris, A. R., Visick, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+semi-quantitative+approach+to+assess+biofilm+formation+using+wrinkled+colony+development.">A semi-quantitative approach to assess biofilm formation using wrinkled colony development.</a> J. Vis. Exp. (64), e4035 (2012).</li><li>Friedman, L., Kolter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genes+involved+in+matrix+formation+in+Pseudomonas+aeruginosa+PA14+biofilms.">Genes involved in matrix formation in Pseudomonas aeruginosa PA14 biofilms.</a> Mol. Microbiol. 51 (3), 675-690 (2004).</li><li>Okegbe, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electron-shuttling+antibiotics+structure+bacterial+communities+by+modulating+cellular+levels+of+c-di-GMP.">Electron-shuttling antibiotics structure bacterial communities by modulating cellular levels of c-di-GMP.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 114 (26), E5236-E5245 (2017).</li><li>Vlamakis, H., Aguilar, C., Losick, R., Kolter, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Control+of+cell+fate+by+the+formation+of+an+architecturally+complex+bacterial+community.">Control of cell fate by the formation of an architecturally complex bacterial community.</a> Genes Dev. 22 (7), 945-953 (2008).</li><li>Serra, D. O., Richter, A. 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H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+gene+expression+in+mouse+embryos+and+tissue+sections.">Detection of gene expression in mouse embryos and tissue sections.</a> Methods Mol. Biol. 770, 259-292 (2011).</li><li>Choi, Y. S., Kim, Y. C., Baek, K. J., Choi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+Situ+Detection+of+Bacteria+within+Paraffin-embedded+Tissues+Using+a+Digoxin-labeled+DNA+Probe+Targeting+16S+rRNA.">In Situ Detection of Bacteria within Paraffin-embedded Tissues Using a Digoxin-labeled DNA Probe Targeting 16S rRNA.</a> J. Vis. Exp. (99), e52836 (2015).</li><li>James, G., Hunt, A. M. 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P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+orphan+cbb3-type+cytochrome+oxidase+subunit+supports+Pseudomonas+aeruginosa+biofilm+growth+and+virulence.">An orphan cbb3-type cytochrome oxidase subunit supports Pseudomonas aeruginosa biofilm growth and virulence.</a> bioRxiv. , 171538 (2017).</li><li>Fong, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structural+dynamics+of+RbmA+governs+plasticity+of+Vibrio+cholerae+biofilms.">Structural dynamics of RbmA governs plasticity of Vibrio cholerae biofilms.</a> Elife. 6, (2017).</li><li>Bertani, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Lysogeny+at+mid-twentieth+century:+P1,+P2,+and+other+experimental+systems.">Lysogeny at mid-twentieth century: P1, P2, and other experimental systems.</a> J. Bacteriol. 186 (3), 595-600 (2004).</li><li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fiji:+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis.">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat. Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li><li>Dietrich, L. E. P., Teal, T. K., Price-Whelan, A., Newman, D. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Redox-active+antibiotics+control+gene+expression+and+community+behavior+in+divergent+bacteria.">Redox-active antibiotics control gene expression and community behavior in divergent bacteria.</a> Science. 321 (5893), 1203-1206 (2008).</li><li>Zupan&#269;i&#269;, D., Ter&#269;elj, M., &#352;trus, B., Verani&#269;, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+to+obtain+good+morphology+and+antigen+detection+in+the+same+tissue+section?.">How to obtain good morphology and antigen detection in the same tissue section?.</a> Protoplasma. , (2017).</li><li>Priester, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enhanced+visualization+of+microbial+biofilms+by+staining+and+environmental+scanning+electron+microscopy.">Enhanced visualization of microbial biofilms by staining and environmental scanning electron microscopy.</a> J. Microbiol. Methods. 68 (3), 577-587 (2007).</li><li>Boyles, J., Anderson, L., Hutcherson, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+fixative+for+the+preservation+of+actin+filaments:+fixation+of+pure+actin+filament+pellets.">A new fixative for the preservation of actin filaments: fixation of pure actin filament pellets.</a> J. Histochem. Cytochem. 33 (11), 1116-1128 (1985).</li><li>Blackburn, M. 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Die Autoren haben nichts preisgeben.

Einbetten von Paraffin und dünn schneiden Gewebeproben ist eine klassische histologische Technik, die ermöglicht die Abbildung von Mikro-morphologische Strukturen und wird häufig auf eukaryotischen Geweben verwendet und mit einigem Erfolg auf mikrobielle Proben8 angewendet wurde ,9. Während Cryoembedding für die starke Bindung des endogenen und immunofluorescent Signals ermöglicht, ist Paraffin einbetten generell vorzuziehen, da sie besseren Schutz der Mor...

Die meisten Mikroben haben die Fähigkeit, Form Biofilme, zusammengehalten Gemeinschaften von Zellen durch selbst erstellte Matrizen. Biofilme können in vielen Arten von physischen Setups mit verschiedenen Regimen Nährstoff- und Substrat Bestimmung angebaut werden. Spezifischen Assays für die Biofilmbildung tendenziell reproduzierbare vielzellige Strukturen ergeben, und gemeinsame Architekturen für phylogenetisch Artenvielfalt auf der makroskopischen Ebene oder Gemeinschaft eingehalten werden. Wenn Mikroben als Kolonien auf festem Medium unter Atmosphäre gewachsen sind, makroskopische Morphologie vermittelt Informationen über die Kapazität für die Produktion von Matrix und oft korreliert mit anderen Eigenschaften 1,2,3. Die interne Architektur der mikrobiellen Kolonien liefern auch Hinweise auf Biofilm-spezifische Chemie und Physiologie, aber schwer zu charakterisieren. Aktuelle Anwendungen von Cryoembedding und Kryoschneiden Techniken zu Bakterienkolonien ermöglichten Bildgebung und Visualisierung von Besonderheiten in noch nie da gewesenen Auflösung 4,5,6. Studien mit tierischem Gewebe haben jedoch gezeigt, dass Paraffin einbetten bietet hervorragende Erhaltung der Morphologie im Vergleich zu Cryoembedding 7 und verwendet wurde, um Bakterien im Gewebe 8,9zu visualisieren. Deshalb haben wir ein Protokoll zur Fixierung, Paraffin einbetten und dünn schneiden von mikrobiellen Kolonie Biofilmen entwickelt. Hier beschreiben wir die Vorbereitung von Pseudomonas Aeruginosa PA14 Kolonie-Biofilm Dünnschliffe 10,11, aber wir haben diese Technik Biofilme bilden die Bakterien auch erfolgreich angewendet Pseudomonas Synxantha, Bacillus Subtilis, und Vibrio Cholerae12.
Der Prozess von Paraffin einbetten und dünn schneiden Biofilmen folgt einer einfachen Logik. Erstens sind die Biofilme in einer Schicht von Agar, Morphologie während der Verarbeitung zu bewahren umhüllt. Zweitens die eingehüllte Biofilme sind eingetaucht in ein Fixiermittel, Crosslink Makromoleküle und Mikromorphologie bewahren. Diese sind dann mit Alkohol dehydriert, mit einem nicht-polaren Lösungsmittel gelöscht und dann mit flüssigem Paraffin Wachs infiltriert. Sobald infiltriert, sind die Proben eingebettet in Wachs Blöcke für schneiden. Abschnitte sind geschnitten, montiert auf Folien und dann rehydriert um mehr nativen Zustand zurücksenden. Ab diesem Zeitpunkt können sie gebeizt oder in Eindeckmedium für die mikroskopische Analyse abgedeckt.
Dieses Protokoll produziert Dünnschliffe von mikrobiellen Biofilmen für histologische Analyse geeignet. Kolonie Biofilm Unterkonstruktionen sind sichtbar, wenn Dünnschliffe vorbereitet, mit dieser Methode durch Lichtmikroskopie abgebildet werden. Biofilme können auch auf Medien mit fluoreszierenden Flecken angebaut werden spezifisch für einzelne Features oder gebeizt Rehydratation Schritt unmittelbar vor der Montage (Schritte 9.5 9.6). Zu guter Letzt können Mikroben entwickelt werden, um fluoreszierende Proteine in einer konstitutiven oder regulierten Mode ermöglicht Berichten in Situ Zelle Verteilung oder Gen-Ausdrucks innerhalb dieser Gemeinschaften zu produzieren. Wir haben diese Methoden verwendet, um Kolonie Biofilm Tiefe, Zelle Verteilung Matrix Verteilung, Wachstumsmuster und raumzeitlichen Genexpression zu bestimmen.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1205">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">5 3/4&#34; Pasteur pipette</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">13-678-6A</td>
			<td style="width:577px;">Purchased from univeristy biostores&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Agar&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Teknova&#160;</td>
			<td style="width:161px;">A7777</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Buchner Aspirator (Vacuum) Flask&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Pyrex</td>
			<td style="width:161px;">5340</td>
			<td>Purchased from univeristy biostores&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Chemically-resistant Marking Pen</td>
			<td style="width:191px;">VWR</td>
			<td style="width:161px;">103051-182</td>
			<td>Manufacturer: Leica</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Clear Fingernail Polish&#160;</td>
			<td style="width:191px;">********</td>
			<td style="width:161px;">********</td>
			<td>Store bought</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Congo Red Indicator Grade</td>
			<td style="width:191px;">VWR</td>
			<td style="width:161px;">AAAB24310-14</td>
			<td>Manufacturer: Alfa Aesar</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Coomassie Blue&#160;</td>
			<td style="width:191px;">VWR</td>
			<td style="width:161px;">EM-3340</td>
			<td>Manufacturer: EMD Millipore</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:276px;">TRIS-buffered Mounting Medium (w/ DAPI)&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">50 247 04</td>
			<td>Manufacturer: Electron Microscopy Sciences</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Embedding Mold&#160;</td>
			<td style="width:191px;">********</td>
			<td style="width:161px;">********</td>
			<td>3D printed in-house</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:276px;">Embedding Mold (commercial)&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:161px;">70182</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Ethanol 200P</td>
			<td style="width:191px;">Decon Labs, Inc.&#160;</td>
			<td style="width:161px;">2701</td>
			<td>Purchased from univeristy biostores&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Fine-tipped Brush</td>
			<td style="width:191px;">********</td>
			<td style="width:161px;">********</td>
			<td>Store bought, paint brush</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Glass Coverslips 60x22mm</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">12-519-21C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Glass Rehydration Mailer&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Ted Pella</td>
			<td style="width:161px;">21043</td>
			<td>20 slide mailer&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:276px;">Histoclear-II, orange oil-based clearing agent&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">50 899 90150</td>
			<td>Manufacturer: National Diagnostics&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Histosette, Embedding Casette</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">15 182 701A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">L-lysine hydrochloride&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">BP386 100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Low Profile Microtome Blades</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">22 210 048</td>
			<td>Manufacturer: Sturkey&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Micropipette&#160;</td>
			<td style="width:191px;">VWR</td>
			<td style="width:161px;">89080-004</td>
			<td>Promo-pack</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Micropipette Tips&#160;</td>
			<td style="width:191px;">See comments section</td>
			<td style="width:161px;">See comments section</td>
			<td>p10 (Fisher Scientific, 02 707 469), p200 (VWR, 89079-474), p1250 (VWR, 89079-486)</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Microtome&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">905200U/00016050</td>
			<td>Model: HM355S, Manufacturer: Microm, NON-CATALOG, Vendor Catalog # 905200U/00016050</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Formaldehyde, 37% Aqueous (Formalin)</td>
			<td style="width:191px;">Ricca Chemical</td>
			<td style="width:161px;">RSOF0010-500A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Paraplast Xtra (paraffin wax)</td>
			<td style="width:191px;">VWR</td>
			<td style="width:161px;">15159-486</td>
			<td>Manufacturer: McCormick Scientific&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:276px;">Petri Dishes Square 100x100x15mm</td>
			<td style="width:191px;">Laboratory Disposable Products&#160;</td>
			<td style="width:161px;">D210-16</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Potassium chloride&#160;</td>
			<td style="width:191px;">EMD Chemicals&#160;</td>
			<td style="width:161px;">PX1405-1</td>
			<td>Component of phosphate buffered saline, prepared in-house&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Potassium phosphate&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">P380-500</td>
			<td>Component of phosphate buffered saline, prepared in-house&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Razor Blades&#160;</td>
			<td style="width:191px;">VWR</td>
			<td style="width:161px;">55411-050</td>
			<td>Purchased from univeristy biostores&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Slide Warmer&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">NC0865259</td>
			<td>NON-CATALOG, Vendor Catalog # 12857D</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Sodium chloride&#160;</td>
			<td style="width:191px;">VWR</td>
			<td style="width:161px;">0241-1KG</td>
			<td>Component of phosphate buffered saline, prepared in-house&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Sodium phosphate&#160;</td>
			<td style="width:191px;">VWR</td>
			<td style="width:161px;">BDH9296.500</td>
			<td>,Component of phosphate buffered saline, prepared in-house&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Suprafrost Histology Slides&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">12-544-2</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Tissue Flotation Water Bath&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">NC0815797</td>
			<td>Manufacturer: Ted Pella, Vendor Catalog # 28156-B</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Automatic Tissue Processor&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:161px;">813160U/Q#00009061</td>
			<td>Model: STP120 Tissue Processor</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Tryptone&#160;</td>
			<td style="width:191px;">Teknova&#160;</td>
			<td style="width:161px;">T9012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:276px;">Yeast extract</td>
			<td style="width:191px;">Teknova&#160;</td>
			<td style="width:161px;">Y9010</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

paraffin embedding and thin sectioning of microbial colony biofilms for microscopic analysis

Über Paraffin einbetten-Schnitt ist eine weitgehend etablierte Methode in eukaryontischen Systemen. Hier bieten wir eine Methode zur Fixierung, einbetten und intakte mikrobielle Kolonie Biofilme mit perfundierten Paraffin-Wachs-Schnitt. Um diese Methode für den Einsatz auf Kolonie Biofilme anzupassen, wir entwickelten Techniken für die Pflege jedes Sample auf seine Wachstumssubstrat und mit einer Agar-Overlayer Laminieren und Lysin Fixativ Projektmappe hinzugefügt. Diese Optimierungen verbessern Probe Aufbewahrung und Erhaltung der mikromorphologischer Funktionen. Proben, die auf diese Weise zubereitet sind dünn schneiden und Bildgebung durch Licht, Fluoreszenz, und Transmissionselektronenmikroskopie zugänglich. Wir haben diese Technik auf Kolonie Biofilmen von Pseudomonas Aeruginosa, Pseudomonas Synxantha, Bacillus Subtilisund Vibrio Choleraeangewandt. Das hohe Niveau der Details sichtbar in Proben von dieser Methode generiert kombiniert mit Reporter Stamm Engineering oder die Verwendung von bestimmten Farbstoffen, bieten spannende Einblicke in die Physiologie und Entwicklung mikrobieller Gemeinschaften.

Diese Methode generiert Biofilm dünn-Abschnitte wobei morphologische Merkmale und Zonen der Genexpression durch DIC, Fluoreszenz-Mikroskopie und TEM abgebildet werden können. Während DIC Bildgebung mit einem 40 X Öl Immersion Ziel darzutun, einige morphologische Merkmale (Abb. 2E) sein kann, wir haben festgestellt, dass Fluoreszenz Mikroskopie Stämme entwickelt, um konstitutiv express fluoreszierendes Protein liefert verbesserte Visualisierung der Zelle ...

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Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis

Paraffin einbetten und dünn schneiden von mikrobiellen Kolonie Biofilmen für die mikroskopische Analyse

Wir beschreiben, Fixierung, Paraffin einbetten und dünne Stationspunkte Techniken für mikrobielle Kolonie Biofilmen. In vorbereiteten Proben können Biofilm Unterkonstruktion und Reporter Expressionsmuster von Mikroskopie visualisiert werden.

Sectioning via paraffin embedding is a broadly established technique in eukaryotic systems. Here we provide a method for the fixation, embedding, and ...

paraffin-embedding-thin-sectioning-microbial-colony-biofilms-for

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

14.2K Aufrufe.  Columbia University. Wir beschreiben, Fixierung, Paraffin einbetten und dünne Stationspunkte Techniken für mikrobielle Kolonie Biofilmen. In vorbereiteten Proben können Biofilm Unterkonstruktion und Reporter Expressionsmuster von Mikroskopie visualisiert werden.

Serie: Paraffin Embedding and Thin Sectioning of Microbial Colony Biofilms for Microscopic Analysis

Colony Forming Cell (CFC) Assay for Human Hematopoietic Cells

Human hematopoietic stem/progenitor cells are usually obtained from bone marrow, cord blood, or peripheral blood and are used to study hematopoiesis and leukemogenesis. They have the capacity to differentiate into lymphoid and myeloid lineages. The colony forming cell (CFC) assay is used to study the proliferation and differentiation pattern of hematopoietic progenitors by their ability to form colonies in a semisolid medium. The number and the morphology of the colonies formed by a fixed number of input cells provide preliminary information about the ability of progenitors to differentiate and proliferate. Cells can be harvested from individual colonies or from the whole plate to further assess their numbers and differentiation states using flow cytometry and morphologic evaluation of Giemsa-stained slides. This assay is useful for assessing myeloid but not lymphoid differentiation. The term myeloid in this context is used in its wider sense to encompass granulocytic, monocytic, erythroid, and megakaryocytic lineages.

We have used this assay to assess the effects of oncogenes on the differentiation of primary human CD34+ cells derived from peripheral blood. For this purpose cells are transduced with either control retroviral construct or a construct expressing the oncogene of interest, in this case NUP98-HOXA9. We employ a commonly used retroviral vector, MSCV-IRES-GFP, that expresses a bicistronic mRNA that produces the gene of interest and a GFP marker. Cells are pre-activated by growing in the presence of cytokines for two days prior to retroviral transduction. After another two days, GFP+ cells are isolated by fluorescence-activated cell sorting (FACS) and mixed with a methylcellulose-containing semisolid medium supplemented with cytokines and incubated till colonies appear on the surface, typically 14 days. The number and morphology of the colonies are documented. Cells are then removed from the plates, washed, counted, and subjected to flow cytometry and morphologic examination. Flow cytometry with antibodies specific to the cell surface markers expressed during hematopoiesis provides information about lineage and maturation stage. Morphological studies of individual cells under a microscope after Wright- Giemsa staining provide further information with regard to lineage and maturation. Comparison of cells transduced with control empty vector to those transduced with an oncogene reveals the effects of the oncogene on hematopoietic differentiation.

Colony Forming Cell CFC Assay for Human Hematopoietic Cells

The colony forming cell (CFC) assay is an in vitro assay in which hematopoietic progenitors form colonies in a semi-solid medium. A combination of colony morphology, cell morphology, and flow cytometry are used to assess the ability of the progenitors to proliferate and differentiate along the different hematopoietic lineages.

Colony Forming Cell (CFC)-Assay für humanen hämatopoetischen Zellen

Human hematopoietic stem/progenitor cells are usually obtained from bone marrow, cord blood, or peripheral blood and are used to study hematopoiesis and ...

Forschung

Immunologie und Infektion

Single-cell Analysis of Bacillus subtilis Biofilms Using Fluorescence Microscopy and Flow Cytometry

Biofilm formation is a general attribute to almost all bacteria 1-6. When bacteria form biofilms, cells are encased in extracellular matrix that is mostly constituted by proteins and exopolysaccharides, among other factors 7-10. The microbial community encased within the biofilm often shows the differentiation of distinct subpopulation of specialized cells 11-17. These subpopulations coexist and often show spatial and temporal organization within the biofilm 18-21.
Biofilm formation in the model organism Bacillus subtilis requires the differentiation of distinct subpopulations of specialized cells. Among them, the subpopulation of matrix producers, responsible to produce and secrete the extracellular matrix of the biofilm is essential for biofilm formation 11,19. Hence, differentiation of matrix producers is a hallmark of biofilm formation in B. subtilis.
We have used fluorescent reporters to visualize and quantify the subpopulation of matrix producers in biofilms of B. subtilis 15,19,22-24. Concretely, we have observed that the subpopulation of matrix producers differentiates in response to the presence of self-produced extracellular signal surfactin 25. Interestingly, surfactin is produced by a subpopulation of specialized cells different from the subpopulation of matrix producers 15.
We have detailed in this report the technical approach necessary to visualize and quantify the subpopulation of matrix producers and surfactin producers within the biofilms of B. subtilis. To do this, fluorescent reporters of genes required for matrix production and surfactin production are inserted into the chromosome of B. subtilis. Reporters are expressed only in a subpopulation of specialized cells. Then, the subpopulations can be monitored using fluorescence microscopy and flow cytometry (See Fig 1).
The fact that different subpopulations of specialized cells coexist within multicellular communities of bacteria gives us a different perspective about the regulation of gene expression in prokaryotes. This protocol addresses this phenomenon experimentally and it can be easily adapted to any other working model, to elucidate the molecular mechanisms underlying phenotypic heterogeneity within a microbial community.

Single-cell Analysis of Bacillus subtilis Biofilms Using Fluorescence Microscopy and Flow Cytometry

Microbial biofilms are generally constituted by distinct subpopulations of specialized cells. Single-cell analysis of these subpopulations requires the use of fluorescent reporters. Here we describe a protocol to visualize and monitor several subpopulationswithin B. subtilis biofilms using fluorescence microscopy and flow cytometry.

Einzel-Zell-Analyse Bacillus subtilis Biofilme mittels Fluoreszenzmikroskopie und Durchflusszytometrie

Biofilm formation is a general attribute to almost all bacteria 1-6. When bacteria form biofilms, cells are encased in extracellular matrix that is mostly ...

Growth of Mycobacterium tuberculosis Biofilms

Mycobacterium tuberculosis, the etiologic agent of human tuberculosis, has an extraordinary ability to survive against environmental stresses including antibiotics. Although stress tolerance of M. tuberculosis is one of the likely contributors to the 6-month long chemotherapy of tuberculosis 1, the molecular mechanisms underlying this characteristic phenotype of the pathogen remain unclear. Many microbial species have evolved to survive in stressful environments by self-assembling in highly organized, surface attached, and matrix encapsulated structures called biofilms 2-4. Growth in communities appears to be a preferred survival strategy of microbes, and is achieved through genetic components that regulate surface attachment, intercellular communications, and synthesis of extracellular polymeric substances (EPS) 5,6. The tolerance to environmental stress is likely facilitated by EPS, and perhaps by the physiological adaptation of individual bacilli to heterogeneous microenvironments within the complex architecture of biofilms 7.
In a series of recent papers we established that M. tuberculosis and Mycobacterium smegmatis have a strong propensity to grow in organized multicellular structures, called biofilms, which can tolerate more than 50 times the minimal inhibitory concentrations of the anti-tuberculosis drugs isoniazid and rifampicin 8-10. M. tuberculosis, however, intriguingly requires specific conditions to form mature biofilms, in particular 9:1 ratio of headspace: media as well as limited exchange of air with the atmosphere 9. Requirements of specialized environmental conditions could possibly be linked to the fact that M. tuberculosis is an obligate human pathogen and thus has adapted to tissue environments. In this publication we demonstrate methods for culturing M. tuberculosis biofilms in a bottle and a 12-well plate format, which is convenient for bacteriological as well as genetic studies. We have described the protocol for an attenuated strain of M. tuberculosis, mc27000, with deletion in the two loci, panCD and RD1, that are critical for in vivo growth of the pathogen 9. This strain can be safely used in a BSL-2 containment for understanding the basic biology of the tuberculosis pathogen thus avoiding the requirement of an expensive BSL-3 facility. The method can be extended, with appropriate modification in media, to grow biofilm of other culturable mycobacterial species.
Overall, a uniform protocol of culturing mycobacterial biofilms will help the investigators interested in studying the basic resilient characteristics of mycobacteria. In addition, a clear and concise method of growing mycobacterial biofilms will also help the clinical and pharmaceutical investigators to test the efficacy of a potential drug.

Growth of Mycobacterium tuberculosis Biofilms

Mycobacterium tuberculosis forms drug tolerant biofilms when cultured in certain conditions. Here we describe methods for culturing M. tuberculosis biofilms and determining the frequency of drug tolerant persisters. These protocols will be useful for further studies into the mechanisms of drug tolerance in M. tuberculosis.

Wachstum von Mycobacterium tuberculosis Biofilme

Mycobacterium tuberculosis, the etiologic agent of human tuberculosis, has an extraordinary ability to survive against environmental stresses including ...

Isolation and Genome Analysis of Single Virions using 'Single Virus Genomics'

Whole genome amplification and sequencing of single microbial cells enables genomic characterization without the need of cultivation 1-3. Viruses, which are ubiquitous and the most numerous entities on our planet 4 and important in all environments 5, have yet to be revealed via similar approaches. Here we describe an approach for isolating and characterizing the genomes of single virions called 'Single Virus Genomics' (SVG). SVG utilizes flow cytometry to isolate individual viruses and whole genome amplification to obtain high molecular weight genomic DNA (gDNA) that can be used in subsequent sequencing reactions.

Single Virus Genomics (SVG) is a method to isolate and amplify the genomes of single virons. Viral suspensions of a mixed assemblage are sorted using flow cytometry onto a microscope slide with discrete wells containing agarose, thereby capturing the virion and reducing genome shearing during downstream processing. Whole genome amplification is achieved using multiple displacement amplification (MDA) resulting in genomic material that is suitable for sequencing.

Isolation und Genomanalyse Einzel Virionen mit &#39;Single Virus Genomics&#39;

Whole genome amplification and sequencing of single microbial cells enables genomic characterization without the need of cultivation 1-3. Viruses, which ...

Ratiometric Imaging of Extracellular pH in Dental Biofilms

The pH in bacterial biofilms on teeth is of central importance for dental caries, a disease with a high worldwide prevalence. Nutrients and metabolites are not distributed evenly in dental biofilms. A complex interplay of sorption to and reaction with organic matter in the biofilm reduces the diffusion paths of solutes and creates steep gradients of reactive molecules, including organic acids, across the biofilm. Quantitative fluorescent microscopic methods, such as fluorescence life time imaging or pH ratiometry, can be employed to visualize pH in different microenvironments of dental biofilms. pH ratiometry exploits a pH-dependent shift in the fluorescent emission of pH-sensitive dyes. Calculation of the emission ratio at two different wavelengths allows determining local pH in microscopic images, irrespective of the concentration of the dye. Contrary to microelectrodes the technique allows monitoring both vertical and horizontal pH gradients in real-time without mechanically disturbing the biofilm. However, care must be taken to differentiate accurately between extra- and intracellular compartments of the biofilm. Here, the ratiometric dye, seminaphthorhodafluor-4F 5-(and-6) carboxylic acid (C-SNARF-4) is employed to monitor extracellular pH in in vivo grown dental biofilms of unknown species composition. Upon exposure to glucose the dye is up-concentrated inside all bacterial cells in the biofilms; it is thus used both as a universal bacterial stain and as a marker of extracellular pH. After confocal microscopic image acquisition, the bacterial biomass is removed from all pictures using digital image analysis software, which permits to exclusively calculate extracellular pH. pH ratiometry with the ratiometric dye is well-suited to study extracellular pH in thin biofilms of up to 75 &#181;m thickness, but is limited to the pH range between 4.5 and 7.0.

A pH-sensitive ratiometric dye is used in combination with confocal laser scanning microscopy and digital image analysis to monitor extracellular pH in dental biofilms in real-time.

Ratiometrisch Imaging von extrazellulären pH in Dental Biofilme

The pH in bacterial biofilms on teeth is of central importance for dental caries, a disease with a high worldwide prevalence. Nutrients and metabolites ...

A New Method for Qualitative Multi-scale Analysis of Bacterial Biofilms on Filamentous Fungal Colonies Using Confocal and Electron Microscopy

Bacterial biofilms frequently form on fungal surfaces and can be involved in numerous bacterial-fungal interaction processes, such as metabolic cooperation, competition, or predation. The study of biofilms is important in many biological fields, including environmental science, food production, and medicine. However, few studies have focused on such bacterial biofilms, partially due to the difficulty of investigating them. Most of the methods for qualitative and quantitative biofilm analyses described in the literature are only suitable for biofilms forming on abiotic surfaces or on homogeneous and thin biotic surfaces, such as a monolayer of epithelial cells.
While laser scanning confocal microscopy (LSCM) is often used to analyze in situ and in vivo biofilms, this technology becomes very challenging when applied to bacterial biofilms on fungal hyphae, due to the thickness and the three dimensions of the hyphal networks. To overcome this shortcoming, we developed a protocol combining microscopy with a method to limit the accumulation of hyphal layers in fungal colonies. Using this method, we were able to investigate the development of bacterial biofilms on fungal hyphae at multiple scales using both LSCM and scanning electron microscopy (SEM). This report describes the protocol, including microorganism cultures, bacterial biofilm formation conditions, biofilm staining, and LSCM and SEM visualizations.

This protocol describes a new method to grow and qualitatively analyze bacterial biofilms on fungal hyphae by confocal and electron microscopy.

Eine neue Methode zur qualitativen Mehrskalige Analyse von bakteriellen Biofilmen auf filamentösen Pilzkolonien mittels konfokaler und Elektronenmikroskopie

Bacterial biofilms frequently form on fungal surfaces and can be involved in numerous bacterial-fungal interaction processes, such as metabolic ...

Extraction of Hemocytes from Drosophila melanogaster Larvae for Microbial Infection and Analysis

During the pathogenic infection of Drosophila melanogaster, hemocytes play an important role in the immune response throughout the infection. Thus, the goal of this protocol is to develop a method to visualize the pathogen invasion in a specific immune compartment of flies, namely hemocytes. Using the method presented here, up to 3 &#215; 106 live hemocytes can be obtained from 200 Drosophila 3rd instar larvae in 30 min for ex vivo infection. Alternatively, hemocytes can be infected in vivo through injection of 3rd instar larvae followed by hemocyte extraction up to 24 h post-infection. These infected primary cells were fixed, stained, and imaged using confocal microscopy. Then, 3D representations were generated from the images to definitively show pathogen invasion. Additionally, high-quality RNA for qRT-PCR can be obtained for the detection of pathogen mRNA following infection, and sufficient protein can be extracted from these cells for Western blot analysis. Taken together, we present a method for definite reconciliation of pathogen invasion and confirmation of infection using bacterial and viral pathogen types and an efficient method for hemocyte extraction to obtain enough live hemocytes from Drosophila larvae for ex vivo and in vivo infection experiments.

Extraction of Hemocytes from Drosophila melanogaster Larvae for Microbial Infection and Analysis

This method demonstrates how to visualize pathogen invasion into insect cells with three-dimensional (3D) models. Hemocytes from Drosophila larvae were infected with viral or bacterial pathogens, either ex vivo or in vivo. Infected hemocytes were then fixed and stained for imaging with a confocal microscope and subsequent 3D cellular reconstruction.

Extraktion von Hemocytes aus Drosophila Melanogaster Larven für mikrobielle Infektionen und Analyse

During the pathogenic infection of Drosophila melanogaster, hemocytes play an important role in the immune response throughout the infection. Thus, the ...

Complementary Use of Microscopic Techniques and Fluorescence Reading in Studying Cryptococcus-Amoeba Interactions

To simulate Cryptococcus infection, amoeba, which is the natural predator of cryptococcal cells in the environment, can be used as a model for macrophages. This predatory organism, similar to macrophages, employs phagocytosis to kill internalized cells. With the aid of a confocal laser-scanning microscope, images depicting interactive moments between cryptococcal cells and amoeba are captured. The resolution power of the electron microscope also helps to reveal the ultrastructural detail of cryptococcal cells when trapped inside the amoeba food vacuole. Since phagocytosis is a continuous process, quantitative data is then integrated in the analysis to explain what happens at the timepoint when an image is captured. To be specific, relative fluorescence units are read in order to quantify the efficiency of amoeba in internalizing cryptococcal cells. For this purpose, cryptococcal cells are stained with a dye that makes them fluoresce once trapped inside the acidic environment of the food vacuole. When used together, information gathered through such techniques can provide critical information to help draw conclusions on the behavior and fate of cells when internalized by amoeba and, possibly, by other phagocytic cells.

Complementary Use of Microscopic Techniques and Fluorescence Reading in Studying Cryptococcus-Amoeba Interactions

This paper details a protocol for preparing a co-culture of cryptococcal cells and amoebae that is studied using still, fluorescent images and high-resolution transmission electron microscope images. Illustrated here is how quantitative data can complement such qualitative information.

Komplementärer Einsatz von mikroskopischen Techniken und Fluoreszenzlesen beim Studium von Cryptococcus-Amoeba-Interaktionen

To simulate Cryptococcus infection, amoeba, which is the natural predator of cryptococcal cells in the environment, can be used as a model for ...

Applying Live Cell Imaging and Cryo-Electron Tomography to Resolve Spatiotemporal Features of the Legionella pneumophila Dot/Icm Secretion System

The Dot/Icm secretion system of Legionella pneumophila is a complex type IV secretion system (T4SS) nanomachine that localizes at the bacterial pole and mediates the delivery of protein and DNA substrates to target cells, a process generally requiring direct cell-to-cell contact. We have recently solved the structure of the Dot/Icm apparatus by cryo-electron tomography (cryo-ET) and showed that it forms a cell envelope-spanning channel that connects to a cytoplasmic complex. Applying two complementary approaches that preserve the native structure of the specimen, fluorescent microscopy in living cells and cryo-ET, allows in situ visualization of proteins and assimilation of the stoichiometry and timing of production of each machine component relative to other Dot/Icm subunits. To investigate the requirements for polar positioning and to characterize dynamic features associated with T4SS machine biogenesis, we have fused a gene encoding superfolder green fluorescent protein to Dot/Icm ATPase genes at their native positions on the chromosome. The following method integrates quantitative fluorescence microscopy of living cells and cryo-ET to quantify polar localization, dynamics, and structure of these proteins in intact bacterial cells. Applying these approaches for studying the Legionella pneumophila T4SS is useful for characterizing the function of the Dot/Icm system and can be adapted to study a wide variety of bacterial pathogens that utilize the T4SS or other types of bacterial secretion complexes.

Applying Live Cell Imaging and Cryo-Electron Tomography to Resolve Spatiotemporal Features of the Legionella pneumophila Dot/Icm Secretion System

Imaging of bacterial cells is an emerging systems biology approach focused on defining static and dynamic processes that dictate the function of large macromolecular machines. Here, integration of quantitative live cell imaging and cryo-electron tomography is used to study Legionella pneumophila type IV secretion system architecture and functions.

Anwendung von Live Cell Imaging und Cryo-Electron Tomography zur Auflösung der raumzeitlichen Merkmale des Legionella pneumophila Dot/Icm Sekretionssystems

The Dot/Icm secretion system of Legionella pneumophila is a complex type IV secretion system (T4SS) nanomachine that localizes at the bacterial pole and ...

Clarifying and Imaging Candida albicans Biofilms

The microbial fungus Candida albicans can undergo a change from commensal colonization to virulence that is strongly correlated with its ability to switch from yeast-form growth to hyphal growth. Cells initiating this process become adherent to surfaces as well as to each other, with the resulting development of a biofilm colony. This commonly occurs not only on mucosal tissue surfaces in yeast infections, but also on medical implants such as catheters. It is well known that biofilm cells are resistant to antifungal drugs, and that cells that shed from the biofilm can lead to dangerous systemic infections. Biofilms range from heavily translucent to opaque due to refractive heterogeneity. Therefore, fungal biofilms are difficult to study by optical microscopy. To visualize internal structural, cellular, and subcellular features, we clarify fixed intact biofilms by stepwise solvent exchange to a point of optimal refractive index matching. For C. albicans biofilms, sufficient clarification is attained with methyl salicylate (n = 1.537) to enable confocal microscopy from apex to base in 600 &#181;m biofilms with little attenuation. In this visualization protocol we outline phase contrast refractometry, the growth of laboratory biofilms, fixation, staining, solvent exchange, the setup for confocal fluorescence microscopy, and representative results.

Clarifying and Imaging Candida albicans Biofilms

To view and quantify the internal features of Candida albicans biofilms, we prepare fixed intact specimens that are clarified by refractive index matching. Then, optical sectioning microscopy can be used to obtain three-dimensional image data though the full thickness of the biofilm.

Klärende und Bildgebung Candida albicans Biofilme

The microbial fungus Candida albicans can undergo a change from commensal colonization to virulence that is strongly correlated with its ability to switch ...