Wir möchten danken Anthony Weinhold und den zahlreichen Studenten, die bei uns über die Jahre für den technischen Support sowie Vorschläge zur Verbesserung unserer Insekt Aufzucht Verfahren gearbeitet haben.

1. Eizellenentnahme (Abbildung 1)
<ol><li>Bereiten Sie egging Tasse, platzieren Sie ein Ende des Tuches in ~ 500-mL-Becherglas gefüllt mit Warmwasser (~ 40 ° C). Überschneiden sich die Seiten des Cups und mit einem Gummiband befestigen. Falten Sie das lose Ende des Tuches, zurück über den oberen Rand der Tasse.</li>
	<li>Ort, an dem egging Cup im Käfig von 8 – 10 Tage alten fliegen für ~ 2 h. trächtige Weibchen stabil fliegt wird auf dem Stoff oviposit.</li>
	<li>Käfig und spülen Sie Eier aus dem egging Tuch egging Tasse in einer kleinen Pfanne mit Squeeze Waschflasche entfernen.</li>
</ol>2. bereiten Sie Larven Aufzucht Pan
<ol><li>
Medium (Mengen für 1 Aufzucht Pfanne) vorbereiten
	<ol>
<li>Kombinieren Sie, Weizenkleie (500 g), Holzspäne (200 g) und Fischmehl (115 g) in 10 L Plastikschale Pfanne und mischen Sie gut.</li>
		<li>Wasser (~ 25 ° C, 1600 mL) Ammonium Bicarbonat (50 g) hinzu und vermischen Sie, bis aufgelöst.</li>
		<li>Fügen Sie Wasserlösung trockenen Zutaten zu mischen, um kein unbenetzte Material zu gewährleisten. Level Medium in Pfanne aber nicht komprimieren.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Stabile fliegeneier hinzufügen
	<ol>
<li>Machen Sie die Länge der Wanne einer flache Furche in Medium.</li>
		<li>1 mL der stabilen fliegeneier (~ 8.000 Eier) in Furche mit Ei Pipette (Abbildung 2) einzahlen. Hinweis: Ei Pipette gemacht durch Schneiden einer Kunststoff abgestufte Pipette am gewünschten Punkt einfügen 100 mesh Bildschirm und klebenden Pipette wieder zusammen.</li>
		<li>Decken Sie die Eier mit einer dünnen Schicht des Mediums um Austrocknung zu verhindern.</li>
		<li>Decken Sie die Pfanne mit Kissenbezug, schließen Sie mit einem Gummiband und Label. Stellen Sie Pfannen im Larvenstadium Zimmer (23 ± 2 ° C, 30 – 50 % RH und 12:12 [L:D] h Photoperiode). Hinweis: Larvalentwicklung dauert 10 – 14 Tage ab dem Zeitpunkt der Eiablage.</li>
	</ol>
</li>
</ol>(3) pupal Verarbeitung, Larven bewegen an den Rand des Mediums 7 – 9 Tage nach der Eiablage und Pupariate von 13 oder 14 Tage
<ol><li>Kugel Puparia, befindet sich in erster Linie an den Rändern der Pfanne unter der Kruste, die bildet auf der Oberfläche des Mediums, heraus und in eine saubere Pfanne gelegt.</li>
	<li>Füllen Sie Pfanne, mit Puparia, ½ bis ¾ voll Wasser. Unterteilen Sie Klumpen von Puparia und Medium. Weizen Kleie und Protein Komponenten des Mediums sinken bei Puparia > 1 Tag alten Float19.</li>
	<li>Entfernen Sie schwimmenden Materialien, Puparia und einige mittelkomponenten mit einem Sieb und Waschen durch eine Reihe von Siebe (#5, #7, #12 und #20) verbleibenden Medium entfernen. #12-Sieb sammelt die Puparia und die #20 hält festen Abfälle in den Abfluss gelangen. Puparia zwischen Siebe mit einer Küchenspüle Sprayer zu waschen.</li>
	<li>Spülen Sie mit Puparia, das #12 Sieb in einen sauberen Topf. Füllen Sie die Schale zu ½ voll Wasser. Schwimmende Puparia in ein Sieb Gießen und überschüssiges Wasser abtropfen lassen.</li>
	<li>Transfer Puparia zum Trocknen Bildschirm mit Fan entwässert und lassen Sie trocknen (Abbildung 3).</li>
</ol>4. pupal Regal, eine Alternative Methode zum Sammeln von Puparia ist mit einem Pupal Regal18
Hinweis: Das Regal ist aus einem Stück Kunststoff Schnitt vom Ende eines 10 L Schüssel Pan (10,2 cm hoch x 10,2 cm breit x 31,9 cm lang) gemacht.
<ol><li>Bereiten Sie Medium, wie unter 2.1 beschrieben. Konus Medium in Pfanne von ~2.5 cm tief auf einem Ende bis ~7.5 cm tief auf der anderen.</li>
	<li>
Stellen Sie Regal auf Medium im flachen Ende der Aufzucht Pfanne und Klebeband zu verhindern, dass Larven kriechen neben dem Regal (Abbildung 4).
	<ol>
<li>Schwamm (~14.5 x 9,0 x 4,5 cm3, regenerierte Zellulose) zu sättigen und wickeln Sie es in Wasser getränkten Tuch (30,5 x 42 cm2, Baumwolle) und Platz auf dem Regal ca. ein halbes Zoll vom Medium.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Fügen Sie Eier hinzu, wie in 2.2 beschrieben und wie zuvor Verfahren.
	<ol>
<li>Pfannen täglich zu überprüfen, um sicherzustellen, dass der Schwamm feucht bleibt.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Spülen Puparia aus dem Regal, Schwamm und Tuch in eine saubere Schüssel schwenken und 14 Tage nach der Eiablage in Sieb Gießen.</li>
</ol>5. Qualitätskontrolle
<ol><li>Wiegen Sie alle die Puparia, in Pfanne (total wt.) produziert.</li>
	<li>100 Puparia zu isolieren, wiegen und in einem 9 cm Petrischale gelegt.</li>
	<li>Graf und Sex Erwachsene ~ 5 – 8 Tage später zur Entstehung Rate und Geschlechterverhältnis zu bestimmen. Speichern Sie Petrischalen mit aufgetauchte Erwachsene in einem Gefrierschrank für die Inventur zu einem späteren Zeitpunkt bei Bedarf. Fliegen sind durch die Form ihrer Augen und Breite der Fronto-Orbitale Platte20 oder Genitalien unter geringer Vergrößerung geschlechtlich.</li>
	<li>Rekord Gesamtgewicht, Gewicht 100 Puparia und Anzahl der aufgetauchten erwachsenen Männchen und Weibchen.</li>
</ol>6. Vorbereitung Blut
<ol><li>Sammeln Sie frisches Rinderblut aus einer lokalen Schlachthof in 19 L Eimer mit 70 g Natriumcitrat tribasic Dihydrat in 500 mL Wasser. Unter Rühren kräftig für 5 – 10 min Blut und zurück ins Labor.</li>
	<li>Stamm Blut durch ein Sieb entfernen Blutgerinnsel und aufgeteilt in 2 L Container, Label mit dem Datum der Kollektion und Shop in einem Gefrierschrank (-20 ° C).</li>
	<li>Entfernen Sie Behälter aus Gefrierfach und in den Kühlschrank stellen benötigt 2 Tage vor. Blut kann für ~ 2 Wochen einmal aufgetaut und in der Tiefkühltruhe gelagert werden, bis zu 1 Jahr verwendet werden.</li>
</ol>(7) Erwachsenen Wartung
<ol><li>Bereiten Sie Käfige, Linie Käfig unten mit Metzgerei Papier um die Reinigung zu erleichtern.</li>
	<li>50 g trocken stabil fliegen Puppen (~ 3.500) in jedem Käfig zu platzieren. Erwachsene Eclose wenige Stunden bis wenige Tage nach der pupal Verarbeitung.</li>
	<li>Ort ein frisches Blut getränkt feminine Serviette auf jeder Käfig für die Fütterung. Beginnen Sie innerhalb von 24 h von Erwachsenen bewegungsapparate Fütterung und wiederholen Sie täglich bis einen Tag vor der Eiablage (9 – 10 Tage nach Entstehung).</li>
	<li>Nach der Eiablage (Abschnitt 1) Käfig in Gefrierschrank für 4 – 8 h und dann durch Entfernen des Papiers, Frass von den Seiten und den Boden mit heißem Wasser spülen und alle Oberflächen mit Waschmittel und Chlorbleiche Scheuern reinigen. Käfige mit heißem Wasser abspülen und trocknen lassen.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Cook, D. F., Dadour, I. R., Keals, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly,+house+fly+(Diptera:+Muscidae),+and+other+nuisance+fly+development+in+poultry+litter+associated+with+horticultural+crop+production.">Stable fly, house fly (Diptera: Muscidae), and other nuisance fly development in poultry litter associated with horticultural crop production.</a> J. Econ. Entomol. 92 (6), 1352-1357 (1999).</li><li>Dominghetti, T. F., de Barros, A. T., Soares, C. O., Can&#231;ado, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stomoxys+calcitrans+(Diptera:+Muscidae)+outbreaks:+current+situation+and+future+outlook+with+emphasis+on+Brazil.">Stomoxys calcitrans (Diptera: Muscidae) outbreaks: current situation and future outlook with emphasis on Brazil.</a> Rev. Bras. Parasitol. Vet. 24 (4), 387-395 (2015).</li><li>Sol&#243;rzano, J. -. A., Guilles, J., Bravo, O., Vargas, C., Gomez-Bonilla, Y., Bingham, G., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biology+and+trapping+of+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+developing+in+pineapple+residues+(Ananas+comosus)+in+Costa+Rica.">Biology and trapping of stable flies (Diptera: Muscidae) developing in pineapple residues (Ananas comosus) in Costa Rica.</a> J. Insect Sci. 15 (1), 145 (2015).</li><li>Berry, I. L., Stage, D. A., Campbell, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Populations+and+economic+impacts+of+stable+flies+on+cattle.">Populations and economic impacts of stable flies on cattle.</a> Trans. Am. Soc. Agric. Eng. 26, 873-877 (1983).</li><li>Taylor, D. B., Vreysen, J., Hendrichs, R., Cardoso Pereira, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Area-wide+management+of+stable+flies.">Area-wide management of stable flies.</a> Area-wide management of insect pests. , (2017).</li><li>Bishopp, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+stable+fly+(Stomoxys+calcitrans+L.),+an+important+live+stock+pest.">The stable fly (Stomoxys calcitrans L.), an important live stock pest.</a> J.Econ. Entomol. 6 (1), 112-126 (1913).</li><li>Hogsette, J. A., Ruff, J. P., Jones, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stable+fly+biology+and+control+in+northwest+Florida.">Stable fly biology and control in northwest Florida.</a> J. Agric. Entomol. 4 (1), 1-11 (1987).</li><li>Lysyk, T., Kalischuk-Tymensen, L., Selinger, L., Lancaster, R., Wever, L., Cheng, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+fly+larvae+(Diptera:+Muscidae)+on+an+egg+yolk+medium.">Rearing stable fly larvae (Diptera: Muscidae) on an egg yolk medium.</a> J. Med. Entomol. 38, 382-388 (1999).</li><li>Romero, A., Broce, A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Role+of+bacteria+in+the+oviposition+behaviour+and+larval+development+of+stable+flies.">Role of bacteria in the oviposition behaviour and larval development of stable flies.</a> Med. Vet. Entomol. 20, 115-121 (2006).</li><li>Glaser, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+flies+for+experimental+purposes+with+biological+notes.">Rearing flies for experimental purposes with biological notes.</a> J. Econ. Entomol. 17 (4), 486-496 (1924).</li><li>Melvin, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Physiological+studies+on+the+effect+of+flies+and+fly+sprays+on+cattle.">Physiological studies on the effect of flies and fly sprays on cattle.</a> J. Econ. Entomol. 25 (6), 1151-1164 (1932).</li><li>Doty, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convenient+method+of+rearing+the+stable+fly.">Convenient method of rearing the stable fly.</a> J. Econ. Entomol. 30 (2), 367-369 (1937).</li><li>Bridges, A. C., Spates, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Larval+medium+for+the+stable+fly+Stomoxys+calcitrans+(L.).">Larval medium for the stable fly Stomoxys calcitrans (L.).</a> Southwest. Entomol. 8 (1), 6-10 (1983).</li><li>Hogsette, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+diets+for+production+of+house+flies+and+stable+flies+(Diptera:+Muscidae)+in+the+laboratory.">New diets for production of house flies and stable flies (Diptera: Muscidae) in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 85 (6), 2291-2294 (1992).</li><li>McGregor, W. S., Dreiss, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rearing+stable+flies+in+the+laboratory.">Rearing stable flies in the laboratory.</a> J. Econ. Entomol. 48 (3), 327-328 (1955).</li><li>Goodhue, L. D., Cantrel, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+use+of+vermiculite+in+medium+for+stable+fly+larvae.">The use of vermiculite in medium for stable fly larvae.</a> J. Econ. Entomol. 51 (2), 250 (1958).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Zhu, J. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Augmenting+laboratory+rearing+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+larvae+with+ammoniacal+salts.">Augmenting laboratory rearing of stable fly (Diptera: Muscidae) larvae with ammoniacal salts.</a> J. Insect Sci. 17 (1), 1-6 (2017).</li><li>Berkebile, D. R., Weinhold, A. P., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+method+for+collecting+clean+stable+fly+(Diptera:Muscidae)+pupae+of+known+age.">A new method for collecting clean stable fly (Diptera:Muscidae) pupae of known age.</a> Southwest. Entomol. 34 (4), 469-476 (2009).</li><li>Champlain, R. A., Fisk, F. W., Dowdy, A. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Some+improvements+in+rearing+stable+flies.">Some improvements in rearing stable flies.</a> J. Econ. Entomol. 47 (5), 940-941 (1954).</li><li>Zumpt, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The stomoxyine biting flies of the world. , (1973).</li><li>Wienhold, B. J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Substrate+properties+of+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+developmental+sites+associated+with+round+bale+hay+feeding+sites+in+eastern+Nebraska.">Substrate properties of stable fly (Diptera: Muscidae) developmental sites associated with round bale hay feeding sites in eastern Nebraska.</a> Environ. Entomol. 41 (2), 213-221 (2012).</li><li>Friesen, K., Berkebile, D. R., Wienhold, B. J., Durso, L., Zhu, J., Taylor, D. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Environmental+parameters+associated+with+stable+fly+(Diptera:+Muscidae)+development+at+hay+feeding+sites.">Environmental parameters associated with stable fly (Diptera: Muscidae) development at hay feeding sites.</a> Environ. Entomol. 45 (3), 570-576 (2016).</li><li>Albuquerque, T. A., Zurek, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temporal+changes+in+the+bacterial+community+of+animal+feces+and+their+correlation+with+stable+fly+oviposition,+larval+development,+and+adult+fitness.">Temporal changes in the bacterial community of animal feces and their correlation with stable fly oviposition, larval development, and adult fitness.</a> Front. Microbiol. 5 (590), 1-9 (2014).</li><li>Bailey, D. L., Whitfield, T. L., LaBrecque, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+biology+and+techniques+for+mass+producing+the+stable+fly,+Stomoxys+calcitrans+(L.)+(Diptera:+Muscidae).">Laboratory biology and techniques for mass producing the stable fly, Stomoxys calcitrans (L.) (Diptera: Muscidae).</a> J. Med. Entomol. 12 (2), 189-193 (1975).</li><li>Smith, J. P., Hall, R. D., Thomas, G. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Field+studies+on+mortality+of+the+immature+stages+of+the+stable+fly+(Diptera:+Muscidae).">Field studies on mortality of the immature stages of the stable fly (Diptera: Muscidae).</a> Environ. Entomol. 14 (6), 881-890 (1985).</li></ol>

Die Autoren haben nichts preisgeben.

Stabilere fliegen finden Sie in einer Vielzahl von Substraten in der Natur zu entwickeln und in vielen Arten von Medien im Labor gezüchtet werden können. Wir haben Holzspäne und Vermiculit als Füllstoff-Agenten verwendet. Vermiculit hat gut funktioniert, aber Trennung Puparia von der Aufzucht Medium schwer gemacht und war teuer (~$0.60/pan). Möglicherweise lag wegen der zusätzlichen strenge Puparia vom Medium zu trennen, bewegungsapparate auch mit Vermiculit, 57 % vs. 75 % für Holzspäne. Cottonwood Späne waren v...

Stabilere fliegen, Stomoxys Calcitrans (L.), sind Hematophagous fliegen, deren schmerzhafte Bisse der Beweidung Verhalten der Tiere zu stören, Schmerzen verursachen und Begleiter Tiere leiden und menschlichen Freizeitaktivitäten weltweit zu stören. Unreife stabilere fliegen entwickeln sich in Gärung vegetativen übrigens oft mit tierischen Abfällen kontaminiert. Veränderten Anbaumethoden und Kulturen haben schwere Ausbrüche von stabil fliegen in Ernterückstände, Gemüse in Australien1, Zuckerrohr in Brasilien2und Ananas in Costa Rica3produziert. Obwohl nur 14 stabilere fliegen pro Tier die wirtschaftlichen Schwelle4 gelten, wurden Beobachtungen von mehr als 2.000 fliegen pro Tier während den letzten Ausbrüche5vorgenommen. Solche Werte bei Befall Host Produktivität beinahe auf null reduzieren und können dazu führen, dass Mortalität6. Als Folge agronomisch verbundenen Ausbrüche stabilere fliegen erhalten erneuertes Interesse und Nachfrage nach Labor Kolonien drastisch angestiegen.
Für alle Holometamorphic Insekten erhalten stabilere fliegen alle Nährstoffe für das Wachstum in der unreifen oder larvalen Phase erforderlich. Daher ist ein wichtiger Bestandteil einer Aufzucht System die Larven Nahrung oder das Substrat. Stabile Fliegenlarven entwickeln in einer Vielzahl von Substraten in Feld7 eingehalten worden und sie sind abhängig von der mikrobiellen Gemeinschaft der Substrat-8,-9. Natürliche Larven Substrate bestehen hauptsächlich zerlegen oder vegetative Materialien oft verunreinigt mit stickstoffhaltige Abfälle vergären.
Für Labor Aufzucht bestehen stabile Fliege Larven Substrate in der Regel aus einer vegetativen Material und einer zusätzlichen Stickstoff-Quelle. Für stabile Fliege Larven Diäten wurden zahlreiche Materialien verwendet. Die ersten Larven Diäten imitiert natürliche Substrate und gärenden Hafer Stroh und Pferd oder eine Kuh dung10,11enthalten. Kohlenhydratquellen zählen Weizen Kleie12,13,14, Luzerne Mahlzeit12,13,14 und eine kommerzielle Formulierung von chemischen Spezialitäten entwickelt Hersteller Association (CSMA, 33 % Weizenkleie, 27 % Alfalfa-Meal, 40 % Bierhefe Granulat)13,14,15,16. Stickstoff-Quellen gehören Hefe Aussetzung12, Fischmehl und Ammonium Bicarbonat17. Inerte Füllstoffe Materialien gehören oft Diäten einschließlich Hafer Rümpfe12, Bagasse13, Vermiculit16, Hackschnitzel13,18 und gebeizte Erdnuss Rümpfe14.
Ein primäres Ziel der Aufzucht von Labor ist, ein Produkt zu produzieren, die als physiologisch ähnlich "Wildtyp" wie möglich, so dass Laborexperimente Ergebnisse reflektieren diejenigen Bereich Bevölkerung bringt. Dies erfordert, dass in der Züchtung und Selektion minimiert werden weiterhin genetische Vielfalt und Ernährung Ressourcen werden vergleichbar mit denen im Feld. Sekundäre Ziele sind, Arbeit und Kosten zu minimieren. Ein Hauptbestandteil der Minimierung der Kosten ist die Verwendung von lokal verfügbaren Ernährung Komponenten. Die stabile Fliege Aufzucht vorgestellte System wurde entwickelt, um diese Ziele zu erreichen.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Diamalt</td>
			<td>Premier Malt Products, Inc., Saddle Brook, NJ</td>
			<td>2540</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CSMA Fly media</td>
			<td>Purina Animal Nutrition, Arden Hills, MN</td>
			<td>5S6Z</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thin Maxi Pad</td>
			<td>The Tranzonic Co., Cleveland, OH, USA</td>
			<td>5001M</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Calf Manna</td>
			<td>MannaPro, Chesterfield, MO, USA</td>
			<td>Manna Pro</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Bicarbonate</td>
			<td>Spectrum Chemical Manufacturing Corp, Gardena, CA</td>
			<td>A1125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wheat bran, Coarse</td>
			<td>Siemer Milling Company, Teutopolis, IL</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wood shavings</td>
			<td>Tractor Supply Company, Brentwood, TN</td>
			<td>502770699</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fishmeal</td>
			<td>Consumer Supply Distributing, North Sioux City, SD</td>
			<td>F1550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Adult cages</td>
			<td>All Aluminum Window Company, Lincoln, Ne</td>
			<td>Custom</td>
			<td>45 &#215; 45 &#215; 45 cm, 18 &#215; 16 mesh aluminum screen, stockinette access</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>9 &#215; 28 cm black cotton cloth</td>
			<td>Robert Kaufman Fabrics, Los Angeles, CA</td>
			<td>K040-114</td>
			<td>Egging cloth</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10 liter plastic dish pans</td>
			<td>Rubbermaid, Saratoga Springs, NY</td>
			<td>FG2951ARWHT</td>
			<td>Larval pans</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stockinette, Cotton, 12&#34; X 25 yd roll</td>
			<td>Tex-Care Medical Company, Burlington, NC</td>
			<td>91311-225</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

laboratory rearing of stable flies and other muscoid diptera

Stabilere fliegen, Stomoxys Calcitrans, sind ernsthafte Schädlinge von Tieren, Menschen, Haus- und Wildtiere weltweit. Während der letzten 20 + Jahre führten Änderungen im landwirtschaftlichen Praktiken schwere Ausbrüche von stabil fliegen in mehreren Ländern. Diese Ausbrüche gestört Tierproduktion und menschlichen Erholung führt öffentliche Forderungen zur Erhöhung der Anstrengungen in Forschung und Management für diesen Schädling. Eine einfache und kostengünstige Verfahren zur Aufzucht stabiler Flies für Laborstudien wird vorgestellt. Das Verfahren nutzt lokal verfügbaren Ernährung Komponenten, Geräte und Materialien. Das Verfahren kann für die Aufzucht von anderen moosigen Flies einschließlich Gesicht Fliege (Musca Autumnalis), Horn-Fly (Haematobia Irritans) und Stubenfliege (Musca Domestica) angepasst werden. Das Verfahren erzeugt stabil fliegen Puparia von durchschnittlich 12,5 mg und ~ 35 % Ei zum Erwachsenen überleben. Ca. 3000 fliegen werden in jeder Pfanne hergestellt.

Larven-Pupariate 10-14 Tage und Erwachsene entstehen 14 – 16 Tage nach der Eiablage. Generationszeit, Ei, Ei, ist ~ 24 Tage. Aufzucht Daten für Mai 2013 bis Januar 2017 mit drei verschiedenen Füllstoffe und zwei Kolonien sind in Abbildung 5dargestellt. Cottonwood gab die beste Ausbeute, 3867 ±1442 (<img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57341/57341eq1.jpg"> </img> ± Standardabweichung) Puppen mit einem Gewicht von 12,5 ±1.6 mg mit 74 ±19 % bewegun...

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Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Ein Verfahren zur Aufzucht stabil fliegt (Stomoxys Calcitrans) präsentiert. Das Verfahren nutzt lokal verfügbare Materialien für Diät-Komponenten, Geräte und Materialien.

Labor Aufzucht von stabil fliegen und andere moosigen Diptera

Stable flies, Stomoxys calcitrans, are serious pests of livestock, humans, companion animals and wildlife worldwide. During the last 20+ years, changes in ...

laboratory-rearing-of-stable-flies-and-other-muscoid-diptera

Research

JoVE Journal

Biology

8.5K Aufrufe.  ARS-USDA. Ein Verfahren zur Aufzucht stabil fliegt (Stomoxys Calcitrans) präsentiert. Das Verfahren nutzt lokal verfügbare Materialien für Diät-Komponenten, Geräte und Materialien.

Serie: Laboratory Rearing of Stable Flies and Other Muscoid Diptera

Microbial Communities in Nature and Laboratory - Interview

Mikrobielle Gemeinschaften in Natur und Labor - Interview

Forschung

Biologie

Protocol for Mosquito Rearing (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night cycle. For this procedure, you'll need mosquito cages, 10% sterile sucrose solution, paper towels, beaker, whatman filter paper, glass feeders, human blood and serum, water bath, parafilm, distilled water, clean plastic trays, mosquito food (described below), mosquito net to cover the trays, vacuum, and a collection chamber to collect adults.

Protocol for Mosquito Rearing A. gambiae

This video illustrates the general techniques used to rear Anopheles gambiae in the laboratory. The methods for caring for laboratory mosquitoes are demonstrated through all stages of the organism's life cycle from larvae to pupae to blood-feeding adults.

Protokoll für Mosquito Aufzucht (A. gambiae)

This protocol describes mosquito rearing in the insectary. The insectary rooms are maintained at 28&deg;C and ~80% humidity, with a 12 hr. day/night ...

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite isolated from each other, with largely independent histories and scientific communities. However, the interface between these usually disparate fields is the developmental programs underlying acquisition of functional electrical signaling properties and differentiation of functional chemical synapses during the final phases of neural circuit formation. This interface is a critically important area for investigation. In Drosophila, these phases of functional development occur during a period of &lt;8 hours (at 25&deg;C) during the last third of embryogenesis. This late developmental period was long considered intractable to investigation owing to the deposition of a tough, impermeable epidermal cuticle. A breakthrough advance was the application of water-polymerizing surgical glue that can be locally applied to the cuticle to enable controlled dissection of late-stage embryos. With a dorsal longitudinal incision, the embryo can be laid flat, exposing the ventral nerve cord and body wall musculature to experimental investigation. This system has been heavily used to isolate and characterize genetic mutants that impair embryonic synapse formation, and thus reveal the molecular mechanisms governing the specification and differentiation of synapse connections and functional synaptic signaling properties.

Harvesting and Preparing Drosophila Embryos for Electrophysiological Recording and Other Procedures

This technique exposes the Drosophila embryonic neuromusculature for immunohistochemistry or electrophysiological recording. It is useful for studying early events in neuromuscular development or performing electrophysiology in mutants that cannot hatch.

Ernte und Vorbereitung Drosophila Embryonen für die elektrophysiologische Ableitung und andere Verfahren

Drosophila is a premier genetic model for the study of both embryonic development and functional neuroscience. Traditionally, these fields are quite ...

DNA Stable-Isotope Probing (DNA-SIP)

DNA stable-isotope probing (DNA-SIP) is a powerful technique for identifying active microorganisms that assimilate particular carbon substrates and nutrients into cellular biomass. As such, this cultivation-independent technique has been an important methodology for assigning metabolic function to the diverse communities inhabiting a wide range of terrestrial and aquatic environments. Following the incubation of an environmental sample with stable-isotope labelled compounds, extracted nucleic acid is subjected to density gradient ultracentrifugation and subsequent gradient fractionation to separate nucleic acids of differing densities. Purification of DNA from cesium chloride retrieves labelled and unlabelled DNA for subsequent molecular characterization (e.g. fingerprinting, microarrays, clone libraries, metagenomics). This JoVE video protocol provides visual step-by-step explanations of the protocol for density gradient ultracentrifugation, gradient fractionation and recovery of labelled DNA. The protocol also includes sample SIP data and highlights important tips and cautions that must be considered to ensure a successful DNA-SIP analysis.

DNA Stable-Isotope Probing DNA-SIP

DNA stable-isotope probing is a cultivation-independent method to identify and characterize active communities of microorganisms that are capable of utilizing specific substrates. Assimilation of substrate enriched in heavy isotope leads to incorporation of labelled atoms into microbial biomass. Density gradient ultracentrifugation retrieves labelled DNA for downstream molecular analyses.

DNA stable-isotope probing (DNA-SIP) is a powerful technique for identifying active microorganisms that assimilate particular carbon substrates and ...

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine parasitoids known to infect the host during the egg stage1. Second, it has a wide range of potential fruit fly hosts. Perhaps due to its life history, F. arisanus has been a successfully used for biological control of fruit flies in multiple tropical regions2-4. One impediment to the wide use of F. arisanus for fruit fly control is that it is difficult to establish a stable laboratory colony5-9. Despite this difficulty, in the 1990s USDA researchers developed a reliable method to maintain laboratory populations of F. arisanus10-12. There is significant interest in F. arisanus biology13,14, especially regarding its ability to colonize a wide variety of Tephritid hosts14-17; interest is especially driven by the alarming spread of Bactrocera fruit fly pests to new continents in the last decade18. Further research on F. arisanus and additional deployments of this species as a biological control agent will benefit from optimizations and improvements of rearing methods. In this protocol and associated video article we describe an optimized method for rearing F. arisanus based on a previously described approach12. The method we describe here allows rearing of F. arisanus in a small scale without the use of fruit, using materials available in tropical regions around the world and with relatively low manual labor requirements.

An Optimized Protocol for Rearing Fopius arisanus, a Parasitoid of Tephritid Fruit Flies

Fopius arisanus is an egg-larval parasitoid of Tephritid fruit flies that is successfully used in biological control of these important tropical pests. We describe here an optimized protocol for rearing F. arisanus on a small scale using readily available materials.

Ein optimiertes Protokoll für die Aufzucht Fopius arisanus, Fliegt ein Parasitoid von Tephritid Fruit

Fopius arisanus (Sonan) is an important parasitoid of Tephritid fruit flies for at least two reasons. First, it is the one of only three opiine ...

Aseptic Laboratory Techniques: Plating Methods

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies on the ability of a scientist to sterilize work surfaces and equipment as well as prevent contact of sterile instruments and solutions with non-sterile surfaces. Here we present the steps for several plating methods routinely used in the laboratory to isolate, propagate, or enumerate microorganisms such as bacteria and phage. All five methods incorporate aseptic technique, or procedures that maintain the sterility of experimental materials. Procedures described include (1) streak-plating bacterial cultures to isolate single colonies, (2) pour-plating and (3) spread-plating to enumerate viable bacterial colonies, (4) soft agar overlays to isolate phage and enumerate plaques, and (5) replica-plating to transfer cells from one plate to another in an identical spatial pattern. These procedures can be performed at the laboratory bench, provided they involve non-pathogenic strains of microorganisms (Biosafety Level 1, BSL-1). If working with BSL-2 organisms, then these manipulations must take place in a biosafety cabinet. Consult the most current edition of the Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories (BMBL) as well as Material Safety Data Sheets (MSDS) for Infectious Substances to determine the biohazard classification as well as the safety precautions and containment facilities required for the microorganism in question. Bacterial strains and phage stocks can be obtained from research investigators, companies, and collections maintained by particular organizations such as the American Type Culture Collection (ATCC). It is recommended that non-pathogenic strains be used when learning the various plating methods. By following the procedures described in this protocol, students should be able to: 
 
&#9679; Perform plating procedures without contaminating media. 
&#9679; Isolate single bacterial colonies by the streak-plating method. 
&#9679; Use pour-plating and spread-plating methods to determine the concentration of bacteria. 
&#9679; Perform soft agar overlays when working with phage. 
&#9679; Transfer bacterial cells from one plate to another using the replica-plating procedure. 
&#9679; Given an experimental task, select the appropriate plating method.

When working with media and reagents used to culture microorganisms, aseptic technique must be practiced to ensure contamination is minimized. A variety of plating methods are routinely used to isolate, propagate, or enumerate bacteria and phage, all of which incorporate procedures that maintain the sterility of experimental materials.

Aseptische Labortechnik: Überzug Methoden

Microorganisms are present on all inanimate surfaces creating ubiquitous sources of possible contamination in the laboratory. Experimental success relies ...

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in practice, as adult flies fly. Demonstrated here is how to make some simple and cost-effective tools to address difficult issues in the handling of Drosophila. Holes in foam stoppers are made and pipette tips or funnels are inserted into the holes. Flies then move only in one direction into the pipette tip/funnel assemblage, allowing efficient control of the transfer of adult Drosophila into or out of a vial. Existing protocols have been modified for cool-anesthetizing flies by chilling in crushed ice and transferring them onto a cold, hard icepack surface. The icepack is covered with a piece of medical gauze that keeps immobilized flies from the condensed water when examined under a stereomicroscope. The flies are finally euthanized for counting and sorting or discarded by microwaving. A bottle-shaped cage has also been developed for collecting eggs, as well as a labor-saving device and accompanying protocol for cleaning glass culture vials.

Described here is the use of several homemade tools to transfer, chill, and kill adult Drosophila, as well as to clean glass culture vials and collect eggs. These tools are easy to make and are rather efficient in handling Drosophila.

Einfache hausgemachte Werkzeuge, um Fruchtfliegen zu behandeln —Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Dissection of the Endolymphatic Sac from Mice

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the human phenotypes. Although important progress has been done in the understanding of the development and function of the neurosensory epithelia of the cochlea and vestibula, limited knowledge is available regarding the development, cellular composition, molecular pathways and functional characteristics of the endolymphatic sac. This is, in large part, due to the difficulty of visualizing and microdissecting this tissue, which is an epithelium comprised of only one cell layer. The study presented here describes an approach to access and microdissect the endolymphatic sac from the wild-type mouse inner ear at different ages. The result of a similar dissection is shown in a pendrin-deficient mouse model of enlargement of the vestibular aqueduct. A transgenic mouse with a fluorescent endolymphatic sac is presented. This reporter mouse can be used to readily visualize the endolymphatic sac with limited dissection and determine its size. It can also be used as an educational tool to teach how to dissect the endolymphatic sac. These dissection procedures should facilitate further characterization of this understudied part of the inner ear.

<meta charset="utf8"></head><body>Dissektion des endolymphatischen Sacks von Mäusen

This study describes how to dissect the endolymphatic sac from the inner ear of the mouse at different ages. The result of a similar dissection is shown in an Slc26a4-null mouse model of enlargement of the endolymphatic sac. A transgenic mouse with a fluorescent reporter expressed in the endolymphatic sac is presented as a model to readily visualize the endolymphatic sac, and educational tool.

Dissektion des endolymphatischen Sacks von Mäusen

The study of mutant mouse models of human hearing and balance disorders has unraveled many structural and functional changes which may contribute to the ...

Scalable Isolation and Purification of Extracellular Vesicles from Escherichia coli and Other Bacteria

Diverse bacterial species secrete ~20-300 nm extracellular vesicles (EVs), comprised of lipids, proteins, nucleic acids, glycans, and other molecules derived from the parental cells. EVs function as intra- and inter-species communication vectors while also contributing to the interaction between bacteria and host organisms in the context of infection and colonization. Given the multitude of functions attributed to EVs in health and disease, there is a growing interest in isolating EVs for in vitro and in vivo studies. It was hypothesized that the separation of EVs based on physical properties, namely size, would facilitate the isolation of vesicles from diverse bacterial cultures. 
The isolation workflow consists of centrifugation, filtration, ultrafiltration, and size-exclusion chromatography (SEC) for the isolation of EVs from bacterial cultures. A pump-driven tangential flow filtration (TFF) step was incorporated to enhance scalability, enabling the isolation of material from liters of starting cell culture. Escherichia coli was used as a model system expressing EV-associated nanoluciferase and non-EV-associated mCherry as reporter proteins. The nanoluciferase was targeted to the EVs by fusing its N-terminus with cytolysin A. Early chromatography fractions containing 20-100 nm EVs with associated cytolysin A - nanoLuc were distinct from the later fractions containing the free proteins. The presence of EV-associated nanoluciferase was confirmed by immunogold labeling and transmission electron microscopy. This EV isolation workflow is applicable to other human gut-associated gram-negative and gram-positive bacterial species. In conclusion, combining centrifugation, filtration, ultrafiltration/TFF, and SEC enables scalable isolation of EVs from diverse bacterial species. Employing a standardized isolation workflow will facilitate comparative studies of microbial EVs across species.

Scalable Isolation and Purification of Extracellular Vesicles from Escherichia coli and Other Bacteria

Bacteria secrete nanometer-sized extracellular vesicles (EVs) carrying bioactive biological molecules. EV research focuses on understanding their biogenesis, role in microbe-microbe and host-microbe interactions and disease, as well as their potential therapeutic applications. A workflow for scalable isolation of EVs from various bacteria is presented to facilitate standardization of EV research.

Skalierbare Isolierung und Reinigung extrazellulärer Vesikel aus Escherichia coli und anderen Bakterien

Diverse bacterial species secrete ~20-300 nm extracellular vesicles (EVs), comprised of lipids, proteins, nucleic acids, glycans, and other molecules ...