Die Flüssigzellelektronenmikroskopie ist eine leistungsstarke Technik zur Untersuchung von Nano-Features in C2 in flüssigen Medien mit hoher Auflösung und bietet einzigartige Echtzeit-Einblicke in dynamische Prozesse im Nanomaßstab. Die graphengestützte Mikrowell-Flüssigkeitszelle kombiniert die Vorteile von Graphen- und Siliziumtechnologie-basierten Zellarchitekturen. Es ermöglicht eine Korrelation mit analytischen Methoden, wie EDX-Spektroskopie, auf Sicht.
Die Technik ermöglicht es uns, die Prozesse eines Materials in Flüssigkeiten direkt zu verfolgen, während sie geschehen. Diese In-situ-Beobachtung steht im Mittelpunkt unserer Forschungsarbeitsgruppe. In-situ-Mikroskopie mit Elektronen, Röntgenstrahlen und Scan-Sonden, die von der Deutschen Forschungsgemeinschaft gefördert werden.
Der Diplom-Chemiker Robert Branscheid, ein Mitarbeiter meines Labors, wird das Verfahren demonstrieren. Um zu beginnen, übertragen Sie das Graphen auf TEM-Gitter, zuerst benetzen das Gewebe, das die sechs bis acht Schichten von CVD-Graphen auf PMMA unterstützt. Achten Sie darauf, dass das Wasser nicht direkt auf die PMMA-Membran aufgebracht wird.
Tauchen Sie das PMMA-beschichtete Graphen vollständig in eine mit DI-Wasser gefüllte Petrischale ein, und verwenden Sie dann Filterpapier, um die Graphenschicht aufzusammeln. Achten Sie darauf, dass die Graphenseite des Graphen-PMMA-Stacks während des gesamten Verfahrens oben bleibt. Schneiden Sie die Graphenschicht in Stücke, die groß genug sind, um alle hergestellten Brunnen zu bedecken.
Dann tauchen Sie die geschnittenen Stücke wieder in die Petrischale ein. Als nächstes, mit einem Paar Anti-Kapillar-Pinzette, nehmen Sie ein TEM-Gitter mit einer Stützschicht aus Holey-Carbon beschichtet. Tauchen Sie das Gitter vorsichtig ins Wasser und fangen Sie das auf der Oberfläche schwimmende Graphen ein.
Lassen Sie die Blätter für ein paar Stunden trocknen. Entfernen Sie dann die PMMA-Schutzschicht, indem Sie sie 30 Minuten lang in ein Acetonbad übertragen. Nach dem Acetonbad sofort in Ethanol und DI-Wasser eintauchen, ohne die Probe zwischen den Lösungen zu trocknen.
Verwenden Sie ein flaches Gefäß, um die Probe anschließend leicht zu entfernen. Wenn Sie fertig sind, entfernen Sie die Probe aus dem DI-Wasser und trocknen Sie sie anschließend 30 Minuten lang unter Umgebungsbedingungen. Erstellen Sie eine Flüssigzellenschablone mit mikrogemusterten Mikrobrunnen, indem Sie das Textprotokoll mitverfolgen.
Spülen Sie die hergestellte flüssige Zellschablone mit Aceton, gefolgt von Ethanol. Dann wenden Sie eine Umgebung 20%Sauerstoff, 80%Stickstoff-Plasma für fünf Minuten, um die Benetzbarkeit der Membran zu verbessern. 0,5 Mikroliter der Probenlösung auf die Schablone oder die Graphenschicht geben.
Sorgen Sie für ein reibungsloses Arbeitsverfahren, um Konzentrationsänderungen durch Verdunstung zu minimieren. Legen Sie als Nächstes das TEM-Raster auf die mikrogemusterte Siliziumnitridschicht mit dem Graphen, das der Vorlage zugewandt ist. Drücken Sie vorsichtig das graphenbeschichtete TEM-Raster auf die Schablone, um sicherzustellen, dass die untere Siliziumnitridmembran nicht zerstört wird.
Entfernen Sie überschüssige Lösung mit einem Gewebe, um die Zelltrocknung zu beschleunigen und Konzentrationsänderungen zu mildern. Beobachten Sie nach etwa zwei bis drei Minuten eine Kontraständerung, da die Wechselwirkungen mit Graphensilizium-Nitrid Van der Waals die flüssige Zelle versiegeln. Legen Sie die Probe dann unter ein optisches Mikroskop.
Verwenden Sie eine Pinzette, um das TEM-Raster sorgfältig zu entfernen, indem Sie die Spitze zwischen das Gitter und den graphengestützten Mikrobrunnen-Flüssigkeitszellenrahmen drücken. Um den Reinheitsschaden zu reduzieren, beginnen Sie vom Rasterstandort parallel zur kleineren Fensterkante. Stellen Sie sicher, dass mindestens eine Membran der graphengestützten Mikrowell-Flüssigkeitszellen noch intakt ist.
Laden Sie die Probe mit einem Standard-TEM-Halter in den Halter. Laden Sie den Halter und die Probe direkt nach der Vorbereitung in das Rasterübertragungselektronenmikroskop. Bildnis die Probe sowohl hinsichtlich der Proben- als auch der Mikroskopeigenschaften.
Verwenden Sie eine niedrige Dosis, um vorinduzierte Artefakte zu minimieren, und eine kurze Belichtungszeit, um bewegungsbedingte Unschärfen zu vermeiden. Für lange Zeit Experimente, blockieren Sie den Strahl, um Strahlungsschäden zu reduzieren. Verwenden Sie nach dem Erfassen von Bildern eine geeignete Bildverarbeitungsplattform, um Von Interesse sindde Funktionen zu extrahieren.
Für Partikelverfolgung und -analyse verwenden Sie die Open Source ImageJ-Distribution, Fidschi. Nachdem Sie ein Bild geladen und in ein binäres Bild konvertiert haben, nutzen Sie die Analysepartikelfunktion, um präzise Informationen über die projizierte Fläche und das Barycenter des Teilchens für jedes Teilchen in jedem Frame zu erhalten. Invertieren Sie das Originalbild, damit die Partikel als helle Flecken erscheinen.
Verbinden Sie dann die Partikel zwischen den Frames mit Hilfe des Plugins TrackMate. Standardmäßig sucht TrackMate nach hellen Partikeln auf einem dunklen Hintergrund. Kombinieren Sie schließlich die Ergebnisse von TrackMate und analysieren Sie Partikel mit einem geeigneten Skript, das das Python-basierte Open-Source-Ökosystem SciPy verwendet.
Eine erfolgreiche Verkapselung der Probenlösung kann während der Elektronenmikroskopie überprüft werden. Dieses Video zeigt die Auflösung eines Ensembles von Nanopartikeln und das Wachstum einer dendritischen Struktur. Um Einblicke in das Partikelwachstum und die Auflösungskinetik zu gewinnen, ist es wichtig, jedes Teilchen einzeln zu untersuchen, anstatt die Entwicklung von Durchschnittsparametern zu analysieren.
Durch die Schätzung des Wachstumsexponenten Alpha der äquivalenten Radiusvariation einzelner Teilchen im Zeitverlauf können Informationen über die zugrunde liegende Reaktionskinetik erhalten werden. Hier wird die Verteilung von Alpha, basierend auf 73 sich auflösenden Teilchen, angezeigt. Nur Partikel, bei denen ein allometrisches Modell den Radiusrückgang auf mindestens 50 % erklärt, werden betrachtet.
Am Ende des Videos entsteht eine Dendritenstruktur. Die Dendritenbildung ist ein weiterer typischer, gut dokumentierter Prozess in flüssigen Zellen. Um das Dendritenwachstum zu quantifizieren, werden die strukturellen Umrisse analysiert.
Die Entwicklung des Spitzenradius und die Geschwindigkeit im Laufe der Zeit zeigt die erwartete hyperbolische Beziehung. Das Dendritenwachstum wird durch die lokale Supersättigung von Goldionen durch die oben erwähnte Partikelätzung verursacht. An diesem Teil des Videos ist deutlich zu erkennen, dass sich Partikel noch auflösen, während sich das übersättigte System in dendritenwachstum entspannt.
Dies kann durch lokale Konzentrationsschwankungen sowohl bei den Goldionen als auch bei den oxidativen Arten verursacht werden. Die Flüssigkeitsbelastung und suhrf ist stark von der Probe von Interesse abhängig, da die Graphenhaftung und die erforderlichen Trocknungszeiten variieren können, wenn unterschiedliche Probenlösungen angewendet werden. Die graphengestützte Mikrowell-Flüssigzellarchitektur ermöglicht auch komplementäre In-situ-Methoden wie Erträge in EDSX.
Darüber hinaus wurden SEM im Übertragungsmodus und Tomographieexperimente erfolgreich durchgeführt. Nach der Entwicklung dieser Technik wurde es möglich, den Wachstumsmechanismus von Gold, Silber, Kawsh-en und anderen Teilchen bis hin zur atomaren Auflösung zu entwirren. Die Ergebnisse sind eine hervorragende Übereinstimmung mit den Plasmaresonanzmessungen, die von unseren Kollegen in der Physikabteilung, die auch an der Forschungsarbeitsgruppe teilnehmen, erworben wurden.
Obwohl hier nicht gezeigt, verwendet die Trägerrahmenproduktion korrosive und giftige Arten. Bitte seien Sie während des Betriebs vorsichtig und treffen Sie die erforderlichen Vorsichtsmaßnahmen.
