The authors are grateful for the support from the Center for Predicative Medicine Animal Models (Carol Vanover, Ashley Biller and Jennifer Kraenzle) and Microbiology (Daniel Cramer and Julie Sotsky) Core Facilities. This work was supported by funding from the NIH (HHSN272201000033I to M.B.L and J.M.W.).

HINWEIS: Alle hier beschriebenen Verfahren wurden überprüft und von der University of Louisville Institutional Biosafety Committee (Protokoll # 13-056) und Institutional Animal Care und Use Committee (Protokoll # 13-064) zugelassen. 1. Herstellung der Farbstoff <ol><li> Verdünnter 0,1% (w / v) Coomassie Brilliant Blue in PBS und filtersterilisieren Verwendung eines 0,45 um-Spritzenfilter. </li></ol> 2. Herstellung von Pseudomonas aeruginosa Kultur <ol><li> 15 Stunden vor dem Einträufeln, impfen 3 ml Kulturbrühe mit einem einzigen Bakterienkolonie. </li><li> Die Kultur 15 h bei 37 ° C auf einem Schüttler (200 rpm). </li><li> Zentrifuge 1 ml der Kultur in ein 1,5 ml Mikrozentrifugenröhrchen 12.000 × g für 30 sec. </li><li> Entfernen des Mediums und Resuspendieren des Pellets in 1 ml PBS. </li><li> Einen aliquoten des bakteriellen Stoffsuspension 1:10 in PBS und messen die OD 600 der verdünnten Bakteriensuspension auf die BestimmungBakterienkonzentration. </li><li> Verdünnen der Bakterienstammsuspension in PBS auf die gewünschte Konzentration der bakteriellen Impfkultur, mit einem Fördervolumen von 50 &amp; mgr; l für IMIT Inokulation. </li></ol> 3. IMIT Instillation <ol><li> Legen Sie eine Gruppe von Mäusen in Isofluran-Narkose Induktionskammer und betäuben mit einer 2 - 3% Isofluran / Sauerstoff-Gemisch. </li><li> Beim ersten Auftreten von Sedierung, scruff die Maus, die Maus aufrecht, und verwalten 10 ul einer 2% Lidocain-Lösung durch Sondennadel an der Rückseite des Halses und damit die Lösung auf der Epiglottis zu entleeren. Liefert die Maus an den Anästhesieraum. <ol><li> Warten Sie mindestens 5 Minuten, um das Lidocain erlauben volle Wirkung als Lokalanästhetikum zu nehmen. </li></ol></li><li> Bei Mäusen gewünschte Niveau der Sedierung erreicht (Atemgeschwindigkeit von ~ 60 min) und der Verringerung der Isofluran zu 2% bis Sedierung zu erhalten. </li><li> Preload Farbstoff oder Bakterieninokulum in einen 250 ul gasdichtePräzisionsspritze fit mit einem 22 G lange stumpfe Nadel. <ol><li> Zunächst erarbeiten 150 l Luft, durch die Teflon Kolben der Spritze gemessen. Als nächstes erstellen 50 ul Inokulum durch Vorschieben des Teflon Kolben aus der 150 ul Marke, die dem 200 ul Markierung auf dem Spritzenkörper. HINWEIS: Wenn die Probe in einem intubierten Maus ausgestoßen wird, wird das 50 &amp; mgr; l Suspension zuerst durch ein 150 &amp; mgr; Luftkissen, das Inokulum in der gesamten Lunge verteilt werden geliefert, gefolgt. </li></ol></li><li> Entfernen Sie eine Maus aus der Induktionskammer und lag auf dem Rücken auf einer Intubation Plattform. Sichern Sie die Maus auf die Plattform durch Einhaken seine Schneidezähne mit einem O-Ring, um Klettband befestigt und das Klettband befestigen an der Plattform. Heben Sie die Maus auf eine 45 ° Neigung. </li><li> Mit Hilfe eines Mikro Baumwolle Applikator, zurückzuziehen die Zunge mit einer rollenden Bewegung, mit der dominanten Hand. </li><li> Mit der nicht-dominanten Hand, verwenden Sie ein Operations-Otoskop fit mit einer Intubation Trichter sowohl maintain Zungenretraktion und Visualisierung der Stimmritze. </li><li> Mit der dominanten Hand, verwenden Sie ein Führungsdraht durch eine 20 G-Katheter eingeschraubt, um die Maus zu intubieren, Sitz den Katheter auf eine 10 mm Tiefe in die Maus Trachea (Katheter ist fit mit einer Silikonmanschette mit 10 mm der Katheter). Entfernen Sie das Otoskop / Spekula. </li><li> Bestätigen Sie, dass die Maus wurde korrekt durch die Sicherung der Katheter mit dem dominanten Hand, während kurz Anbringen eines Luer angeschlossenen Länge 1/16 &quot;durchsichtigen Schlauch enthält einen Farbstoff intubiert. HINWEIS: Der Farbstoff wird schnell hin und her wandern in Reaktion auf die Atmung. </li><li> Nicht mit den nachfolgenden Schritten fort, wenn eine Bestätigung der Intubation hat an dieser Stelle nicht etabliert. Wenn die Intubation fehlgeschlagen versuchten Zurücksetzen der Katheter und Führungsdraht für einen zusätzlichen Versuch Intubation. HINWEIS: Es ist nicht ratsam, mehr als zwei intubations einer Maus in einer Sitzung ohne Trauma der Maus versuchen. </li><li> Weitersichern Sie den Katheter mit dem dominanten Hand, während Sie den Präzisionsspritze / stumpfe Nadel, die die flüssige Suspension / Luftpolster. </li><li> Abgeben der Flüssigkeit / Luft direkt in die Lunge in einer einzigen fließenden Bewegung und entfernen Sie sofort die Nadel / Katheter von der Maus. </li><li> Liefert die Maus an einen Käfig und eine Wiederherstellung aus der Narkose. </li></ol> 4. Charakterisierung von IMT Liefer <ol><li> Nach IMIT Einträufeln einschläfern die Maus durch CO 2 Asphyxie zu einem geeigneten Zeitpunkt nach der Inokulation. </li><li> Sichern Sie die eingeschläfert Maus auf eine Dissektion Bord und genießen Sie die Brust und Bauch mit 70% EtOH mit Spritzflasche. </li><li> Wenn die Bewertung Verteilung eines Bildgebungsmittel in der gesamten Lunge, entfernen Sie die Lunge aus dem Tier mit steriler Technik und zeigt die Lunge als angemessen für die Bildgebung. HINWEIS:. Lungs können für zusätzliche histologische Färbetechniken durch geeignete Fixierung oder Kryokonservierung vorbereitet werden &lt;/ Li&gt; <li> Wenn die Beurteilung der bakteriellen Belastung von infizierten Lungengewebe, entfernen Sie die Lunge aus dem Tier mit steriler Technik. Platz Lunge in eine sterile, vorgewogen 1 Unze Probenbeutel. Weigh und nimmt das Gewicht des Probenbeutel + Lunge. <ol><li> 1 ml sterilem 1x PBS zu jeder Probe bag + Gewebe. Reseal Probenbeutel. </li><li> Homogenisieren Geweben durch sanftes Rollen einer 25 ml serologische Pipette über dem Probenbeutel + Gewebe. </li><li> Generieren serielle Verdünnungen des Lungenhomogenat in sterilem PBS und Teller auf Agar-Platte (LB, oder gegebenenfalls an die Bakterienarten untersucht): <ol><li> Führen Sie eine sechsfache serielle Verdünnung in einem U-Boden 96 Well-Platte mit Mehrkanalpipette dann Platte dreifachen Proben von Mehrkanal auf der Agarplatte. </li></ol></li><li> Inkubieren Agarplatten über Nacht bei 37 ° C und aufzuzählen koloniebildenden Einheiten des nächsten Tages. </li></ol></li></ol>

<ol>
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The authors have nothing to disclose.

IMIT Einträufeln bietet wichtige Verbesserungen an bestehenden Modellen Atemwegserkrankungen in der Fähigkeit, reproduzierbar einzuflößen Reagenzien direkt in die Lunge. Es ist eine schnelle Annäherung, die ideal für ein Team von zwei Forschern, von denen man es schafft die Logistik der Anästhesie und Käfighaltung liegt, und die andere, die das IMIT Technik führt. 3 min pro Maus - Große Studien können unter Verwendung IMIT mit einem durchschnittlichen Zeitaufwand von 2 durchgeführt werden. Da der Ansatz nutzt Isofluran als Anästhetikum, Mäuse erholen sich rasch aus der Narkose, die Verringerung der Haltungszeit der Überwachung Tiere durch Erholung. Die technisch schwierigste Aspekt der IMIT Verfahren ist der erste Schritt der Intubation Mäusen. Menschen lernen IMIT auszuführen in der Lage sind, auf diesem ersten Schritt der Platzierung des Katheters und die Gewährleistung, dass die Intubation wurde durch die visuelle Bestätigung der Farbstoffbewegung erreicht konzentrieren. Der Vorteil des Ansatzes ist, dass Lungen-specific Einträufeln wird durch die Verwendung der Bestätigung der Intubation, die das Vertrauen sowohl der neue Forscher sowie der Experte versucht den schwierigen Tier intubieren erhöht garantiert. Die wichtigsten Elemente der Optimierung der Wahrscheinlichkeit einer erfolgreichen Intubation sind: i) Erreichung einer tiefen Sedierung, genügend Arbeitszeit zu ermöglichen, ii) die korrekte Platzierung des Trichtern in den Mund, um eine gute Visualisierung des Kehldeckels ermöglichen, iii) gute Tiefe Platzierung der Trichter, so daß die Zunge bleibt während des Verfahrens zurückgezogen wird, und iv) die Verwendung der Kipp-Plattform, um die Hände des Forschers zu unterstützen, so dass das Verfahren entspannt und mit einem stetigen Ansatz durchgeführt. Eine der Einschränkungen des IMIT Verfahren wird auf die Frequenz des IMIT Instillation Ereignissen. Aufgrund der möglichen Trauma mit einer verpassten Intubation verbunden sind, ist es nicht empfehlenswert, dass mehr als zwei Intubationsbemühungen (bis zu zwei Fehlschüsse) in einer einzigen Sitzung durchgeführt werden. IMIThat ein ausgezeichnetes Potenzial in seiner Fähigkeit verwendet werden, um Therapeutika in das murine Lungen liefern kann jedoch Therapieschemata, die Verwendung von sehr häufige Abgabe von Reagenz in die Lunge zu nicht geeignet für IMIT sein. Es ist möglich, dass IMIT konnte täglich verwendet, um Reagenzien in eine murine Lungen ohne bedeutende Trauma zu liefern, aber nur, wenn sie durch einen hochqualifizierten Forscher durchgeführt, da die Mehrheit der Trauma Intubation assoziiert ist gedacht, um mit einem verpassten Intubation Ereignis zugeordnet werden . Solche Hochfrequenz IMIT sollte mit lokalen Tierärzten und IACUC diskutiert werden. Eine zusätzliche Einschränkung des potentiellen IMIT ist die Größe der Maus, wobei intubiert wird. 22 g, bei einer 20-g-Katheter wurde gefunden, daß eine geeignete Größe für die Luftröhre von Mäusen in diesem Größenbereich sind - das oben beschriebene Verfahren wurde unter Verwendung IMIT Mäusen von etwa 17 entwickelt. Größere Kathetern wurden erfolgreich in älteren Mäusen verwendet; die anfängliche Entwicklung von IMIT made Verwendung einer 18 G-Katheter in BALB / c-Mäusen, die&gt; 20 g sind. Wichtig ist, dass, wenn alternative Kathetergrößen verwendet werden, sollten stumpfen Nadeln stammen, welche das Lumen des Katheters zu passen und mit einer Länge, die gerade über die Katheterspitze 1 mm erstreckt getrimmt werden. Intubation von Mäusen kleiner als 17 g ist möglich, wird aber nicht durch die erforderliche Fachwissen empfohlen und würde die Verwendung von kleineren Kathetern und Spekula als oben beschrieben erforderlich. Wir haben IMIT für die Lieferung von mehreren Atemwegspathogene neben P. verwendet aeruginosa, einschließlich B. pseudomallei 9 und Klebsiella pneumoniae 10. Die IMIT Modell hat wichtige Fortschritte in unseren Studien von B. gemacht pseudomallei Atemwegserkrankungen, nachdem festgestellt, dass die intranasale Impfung bewirkt eine frühe, URT-Morbidität von Mäusen statt der systemischen Erkrankung Endpunkt in menschlichen Erkrankungen 9 beobachtet. B. pseudomallei ist ein Tier 1 Select Agent der Abwehr von Biowaffen Auswirkungen, und als solche, Modelle Atemwegserkrankungen werden für Aerosolexposition entwickelt, welche Modelle ein potenzieller Biodefense bezogenen Route der Eintrag für waffenKrankheitsErreger. Da aktuelle Aerosolmodelle führen zu Infektion sowohl der URT und LRT, das gleiche Potential früh Morbidität Phänotypen haben wir für die intranasale Modell von B. identifiziert pseudomallei Atemwegserkrankung kann dem Aerosol Modell anzuwenden. Eine zukünftige Anpassung der IMIT Modells könnte eine Intubation vermittelte Aerosolabgabe (IMAD), in dem Mäuse werden für die Zielaerosolabgabe nur in die Lunge intubiert werden. Mechanische Ventilatoren derzeit zur Verfügung stehen Isofluran-Narkose, die angepasst werden kann, um eine aerosolierten, anstatt auf Flüssigkeitsbasis, Erreger Herausforderung liefern zu halten. IMIT wurde zunächst als ein Ansatz entwickelt, um die Abgabe von Bakterien in der Lunge zu optimieren, sondern findet auch Anwendung für die Lieferung von anderen Reagenzien in der Mäuselunge. Als disoben diskutiert, intranasale Verabreichung von Verbindungen in Mäuse führt zu einer geringen Effizienz, sehr variable Lieferung von Reagenzien in das Zielorgan Lunge. Intranasale Verabreichung von Positronen-Emissions-Tomographie (PET) Bildgebung Reagenzien zu der Mäuselunge ergab eine 40% Liefereffizienz 11, während wir haben gezeigt, dass IMIT bietet eine hervorragende Alternative zu anderen Lungenliefer nähert mit&gt; 98% Liefer Wirksamkeit und multilobäre Verteilung. Diese Verbesserung in der zielgerichteten Abgabe an die Lunge hat das Potential, die Reproduzierbarkeit der therapeutischen Abgabe zur Behandlung von Lungenerkrankungen. IMIT könnte ähnlich Vorteile anbieten, um Studien über: i) die Auswirkungen von Umweltlungenreizstoffe, ii) Lungenkrebs phänotypische Studien, iii) lungenspezifischen siRNA knock-down.

Mäusen wurden verwendet, um zahlreiche menschliche Krankheitserscheinungen, einschließlich einer Vielzahl von Erkrankungen der Atemwege zu modellieren. Surrogatkrankheitsmodelle sind häufig nicht in der Lage, alle Aspekte eines modellierten Erkrankung rekapitulieren, typischerweise aufgrund von wichtigen physiologischen oder Immun Unterschiede in den beiden Aufnahmemodelle. Somit ist ein Ziel der Verbesserung der Modellsysteme, um Ansätze, die Surrogate, enger spiegeln einen Krankheitsprozess oder Gastgeber Antwort als in der ursprünglichen Host-System beobachtet ermöglichen zu entwickeln. Es gibt mehrere wichtige physiologische Unterschiede zwischen Mäusen und Menschen in der Mechanismus, durch den sie Luft zu begeistern. In diesen Unterschieden gehören bedeutende ratiometrische Größenunterschiede zwischen den URT und LRT. Es wurde geschätzt, dass Mäuse besitzen&gt; 100 die URT Fläche bezogen auf den Menschen, normalisiert gegen totale Lungenkapazität 1,2 falten. Somit werden die Nasenmuscheln der Maus ermöglichen eine umfangreiche Filterung von eingeatmeten Luft, um eine viel größere Geschwindigkeit von breathi erleichternng, die einen erheblichen Einfluss auf Untersuchungen der Lungenentzündung aufweisen kann, wenn eine Infektion der Nasenhöhle spielt eine bedeutende Rolle bei der Progression der Erkrankung. Es wurden verschiedene Ansätze verwendet, um Bakterien in den Lungen von Mäusen vermitteln, um menschenähnliche Atemwegserkrankungen zu untersuchen. Die häufigste dieser Ansätze ist die intranasale Impfung, bei dem eine flüssige Suspension wird auf einer oder beiden Nasenlöchern einer Maus aufgetragen. Während relativ einfach, Vorbehalte wie Einträufeln Volumen und Art der Anästhesie verwendet wird, kann die Effizienz der Instillation über intranasale Impfung 3-5 in die LRT auswirken. Insbesondere Miller et al. haben gezeigt, dass die intranasale Applikation von Francisella tularensis in Mengen von weniger als 50 &amp; mgr; l nicht in dem Einträufeln der Bakterien führen in die LRT 6 gezeigt. Sie weiterhin beobachtet besser LRT Instillation bei Verwendung inhalativen Isofluran im Gegensatz zu injiziert Ketamin / Xylazin für Anästhesie. Aber unsere experience mit Yersinia pestis intranasale Impfung zeigt konsequenter Impfung kann mit Ketamin / Xylazin erreicht im Vergleich zu Isofluran (MBL, unveröffentlichte Daten) werden. Diese Unterschiede könnten zurückzuführen verwendet Erreger oder bei Laborverfahren Vielfalt, aber wichtiger ist unterstreichen das Potenzial Variabilität in dieser Technik. Weiterhin Lungen kurz nach intranasaler Instillation zeigen, daß ein relativ geringer Prozentsatz der ursprünglichen bakteriellen Inokulums die Lunge erreicht geerntet (in dem Fall von Y. pestis, wurden nur 10% zurückgewonnen 1 h nach der Instillation 7), was darauf hindeutet, dass eine große Anzahl von Bakterien konnte in der URT beibehalten werden (oder in den GI-Trakt Verschlucken). In bestimmten Krankheitsmodellen kann dies signifikante Ablagerung von Bakterien auf der Schleimhaut URT unser Verständnis des Fortschreitens der Krankheit zu verwechseln, wenn der Organismus in der Lage, die Kolonisierung der murine Nasenhöhle in einer Weise, die dem menschlichen Krankheit ist. Zum Beispiel unter Verwendung von in vivo &lt;/ Em&gt; Bildgebung, wurde beobachtet, dass Burkholderia pseudomallei, die den menschlichen URT nicht besiedeln wird, bewirkt eine überwiegende opportunistische Infektion der Nasenhöhle, wenn murine die intranasale Instillation Methode 8 geliefert. Andere Verfahren zum Einträufeln Bakterien in den Lungen der Mäuse wurden auch in Infektionsforschung eingesetzt. Im Vergleich zu intranasale Instillation diese Methoden neigen jedoch dazu, mehr technisches Know-how und / oder teure Ausrüstung, ohne die Beseitigung der Potenzial für Infektion Einleitung an mehreren Standorten (zB Aerosol [URT und LRT] erfordern; transorale [Verdauungstrakt und LRT]; und chirurgische intratracheale [LRT und Blutstrom]). Angesichts der möglichen Komplikationen, die mit sekundären Standorten der Infektion in Verbindung gebracht werden konnte, haben wir versucht, eine intratracheale Ansatz, der die URT umgeht und liefert Erreger direkt in die Lunge von betäubten Mäusen zu entwickeln, sondern begrenzt auch unbeabsichtigte inoculatIon in den Blutstrom oder GI-Trakt. Zu diesem Zweck wurde Intubation vermittelte intratracheal (IMIT) Instillation als nicht-chirurgischen Verfahren, LRT Instillation Inokulum gewährleistet, indem ein Zwischenschritt zur richtigen Platzierung des Katheters vor dem Einträufeln überprüfen entwickelt. Dieses Verfahren wird unter Verwendung von Farbstoff-Instillation beschrieben visuell nachweisen breite Verteilung des Inokulums in der gesamten Lunge und P. aeruginosa Einträufeln in das hochwirksame Lieferung (&gt; 98% des Inokulums) dieses Verfahrens in die Lunge nachzuweisen. Wichtig ist, während ursprünglich für bakterielle Liefer entwickelt, bietet IMIT auch ein wirksames Instrument für: i) Instillation verschiedener Moleküle für die Untersuchung von anderen Krankheitsmodellen Atem, ii) lungenspezifischen therapeutischen Lieferung und iii) Grundlungenfunktion Studien, einschließlich gezielter siRNA in die Lunge.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1035">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:160px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:447px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Rodent, Tilting WorkStand</td>
			<td style="width:160px;">Hallowell EMC</td>
			<td style="width:119px;">000A3467</td>
			<td>Base should be detached when working in a BSC</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Operating Otoscope Head</td>
			<td style="width:160px;">Welch Allyn</td>
			<td style="width:119px;">21700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Otoscope 3.5 V Li Battery</td>
			<td style="width:160px;">Welch Allyn</td>
			<td style="width:119px;">71900</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:311px;">Mouse Intubation Specula short, Autoclaveable</td>
			<td style="width:160px;">Hallowell EMC</td>
			<td style="width:119px;">200A3589S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Incisor Loops</td>
			<td style="width:160px;">Hallowell EMC</td>
			<td style="width:119px;">210A3490A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Cotton fine tip applicator</td>
			<td style="width:160px;">Puritan</td>
			<td style="width:119px;">871-PC DBL&#160;</td>
			<td>Used for tongue retraction</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">I.V. Catheter, 20G</td>
			<td style="width:160px;">Exel Int</td>
			<td style="width:119px;">26741</td>
			<td>Optional: fit a silicon sleeve with 10mm exposed catheter surface</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Gas tight syringe, 250ul</td>
			<td style="width:160px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">81120</td>
			<td>Used for delivery of liquid inoculum by IMIT</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Blunt Needle, 22G</td>
			<td style="width:160px;">Hamilton</td>
			<td style="width:119px;">91022</td>
			<td>Trim to length to protrude 1mm from 20G catheter</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:311px;">Guide wire (Fiber optic wire, 0.5mm)</td>
			<td style="width:160px;">TheFiberOpticStore.com</td>
			<td style="width:119px;">FOF .50</td>
			<td>Cut to 6&#34; length: used as guide wire for intubation</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Tuberculin syringe, 1ml</td>
			<td style="width:160px;">Becton Dickinson</td>
			<td style="width:119px;">309659</td>
			<td>Assemble with fiber optic wire as guide wire</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Brilliant Blue R (Coomassie)</td>
			<td style="width:160px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">B0149</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Tygon tubing, 1/16&#34;</td>
			<td style="width:160px;">Saint Gobain</td>
			<td style="width:119px;">ALC00002&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Male luer 1/16&#34; barb</td>
			<td style="width:160px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:119px;">45503-22</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Female luer 1/16&#34; barb</td>
			<td style="width:160px;">Cole Parmer</td>
			<td style="width:119px;">45500-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Lidocaine, USP</td>
			<td style="width:160px;">Spectrum</td>
			<td style="width:119px;">LI102</td>
			<td>pH lidocaine into solution at 2%(w/v) pH7.0</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">Sample bag, 1oz</td>
			<td style="width:160px;">Whirl-Pak</td>
			<td style="width:119px;">B01067</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:311px;">U-bottom 96 well plate, sterile</td>
			<td style="width:160px;">Greiner</td>
			<td style="width:119px;">650161</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

intubation-mediated intratracheal (imit) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system

Atemwegserkrankungen Studien beinhalten typischerweise die Verwendung von murinen Modellen als Ersatzsysteme. Es gibt jedoch signifikante physiologische Unterschiede zwischen dem murinen und menschlichen Atemwege, insbesondere in ihren oberen Atemwege (URT). In einigen Modellen können diese Unterschiede in der murinen Nasenhöhle einen signifikanten Einfluss auf den Krankheitsverlauf und die Darstellung in der unteren Atemwege (LRT) haben bei Verwendung intranasale Instillation Techniken, die Nützlichkeit der Mausmodell limitierender um diese Krankheiten zu untersuchen. Aus diesen Gründen wäre es vorteilhaft, ein Verfahren, um Bakterien direkt in den Mäuselungen um LRT Erkrankung in Abwesenheit der Beteiligung des URT studieren vermitteln zu entwickeln. Wir haben diesen Lungen bestimmte Liefer Technik Intubation vermittelte intratracheale (IMIT) Instillation bezeichnet. Dieses nichtinvasive Technik minimiert das Potential zur Instillation in die Blutbahn, die während invasiver Servier auftreten kannonal chirurgischen intratrachealer Infektion Ansätze, und begrenzt die Möglichkeit der zufälligen Verdauungstrakt Lieferung. IMIT ist ein zweistufiges Verfahren, bei dem Mäuse werden zunächst intubiert, mit einem Zwischenschritt, um die korrekte Platzierung des Katheters in der Luftröhre zu gewährleisten, gefolgt von Einführen einer stumpfen Nadel in den Katheter zur direkten Abgabe von Bakterien in den Lungen zu vermitteln. Dieser Ansatz ermöglicht eine&gt; 98% Wirksamkeit der Zustellung in die Lunge mit hervorragenden Verteilung der Reagenzien in der gesamten Lunge. Somit stellt IMIT einen neuartigen Ansatz zur LRT Krankheit und therapeutische Abgabe direkt in die Lunge zu untersuchen, die Verbesserung bei der Fähigkeit, Mäuse als Surrogate für die menschliche Atemwegserkrankung zu untersuchen verwenden. Darüber hinaus macht die Genauigkeit und Reproduzierbarkeit dieses Abgabesystem es auch zugänglich Good Laboratory Practice Standards (GLPS), sowie die Lieferung von einer Vielzahl von Reagenzien, die hohe Effizienz in der Lunge erforderlich.

Um die Verteilung des Materials über die instilliert IMIT Verfahren zu visualisieren, wurden 50 ul 0,1% Coomassie Brilliant Blue-Farbstoff in die Lungen eines anästhesierten Maus eingeimpft. Die Maus wurde sofort getötet und die Lungen wurden durch sterile Nekropsie entnommen. 1 zeigt, dass der Farbstoff zu allen Lappen der Lunge zugeführt. Um die Menge der Bakterien in die Lunge über den IMIT Verfahren geliefert, drei Gruppen von Mäusen (n = 3) wurden mit drei verschiedenen Konzentrationen von P. eingeflößt bestimmen, aeruginosa (1,21 x 10 8, 1.21x10 7, und 1,21 x 10 6 koloniebildenden Einheiten [CFU] pro 50 ul). Unmittelbar nach IMIT Instillation wurden die Mäuse getötet, die Lungen entfernt und Bakterienzahlen wurden gezählt und auf die Impfkulturen (2) verglichen. Lieferung des Inokulums ist hoch effizient mittels diesem Verfahren bei&gt; 98% des Inokulums von den Lungen zurückgewonnen von eingeflößtTiere. Weiterhin wurde IMIT Instillation unabhängig von der Konzentration des Inokulums (R 2 = 0,9951) hoch reproduzierbar. <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52261/52261fig1highres.jpg" /> Abbildung 1: IMIT Instillation verteilt Inokulum in den Lungen von Lungen von Mäusen, die mit 50 ul 0,1% Coomassie Brilliant Blue zeigen blaue Farbstoff in allen Lappen verteilt tropft.. <img alt="Figur 2" src="/files/ftp_upload/52261/52261fig2highres.jpg" /> Abbildung 2:. IMIT Einträufeln von Bakterien in die Lungen Mäuse wurden mit P. eingeflößt aeruginosa und die Anzahl der Bakterien in die Lunge eingeträufelt (Log 10 CFU - gewonnen) wurden auf die geschätzte Inokulum Vergleich (Log 10 CFU - geliefert). Jeder Kreis stellt die CFU / Lunge eines einzelnen Maus (n = 3 für jedeBakteriendosis).

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Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

Intubation vermittelte intratracheale (IMIT) Instillation von Reagenzien ist ein ausgezeichnetes, nicht-invasive Methode zur Untersuchung Atemwegserkrankungen, sowie ein Verfahren zum Einträufeln therapeutische Reagenzien direkt in die Lunge. Es ist eine schnelle und hoch reproduzierbare Methode, die sich für vorklinische Tests ist.

Intubation vermittelte Intratracheale (IMIT) Instillation: eine nichtinvasive, lungenspezifischen Delivery System

Respiratory disease studies typically involve the use of murine models as surrogate systems. However, there are significant physiologic differences ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Intubation-mediated Intratracheal (IMIT) Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

24.0K Aufrufe.  University of Louisville Medical School.  Intubation vermittelte intratracheale (IMIT) Instillation von Reagenzien ist ein ausgezeichnetes, nicht-invasive Methode zur Untersuchung Atemwegserkrankungen, sowie ein Verfahren zum Einträufeln therapeutische Reagenzien direkt in die Lunge. Es ist eine schnelle und hoch reproduzierbare Methode, die sich für vorklinische Tests ist. 

Serie: Intubation-mediated Intratracheal IMIT Instillation: A Noninvasive, Lung-specific Delivery System

A Novel Surgical Approach for Intratracheal Administration of Bioactive Agents in a Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and acquired diseases. Apart from congenital or inherited abnormalities with the requirement for long-term expression of the delivered gene, several non-inherited perinatal conditions, where short-term gene expression or pharmacological intervention is sufficient to achieve therapeutic effects, are considered as potential future indications for this kind of approach. Candidate diseases for the application of short-term prenatal therapy could be the transient neonatal deficiency of surfactant protein B causing neonatal respiratory distress syndrome1,2 or hyperoxic injuries of the neonatal lung3. Candidate diseases for permanent therapeutic correction are Cystic Fibrosis (CF)4, genetic variants of surfactant deficiencies5 and &alpha;1-antitrypsin deficiency6.
Generally, an important advantage of prenatal gene therapy is the ability to start therapeutic intervention early in development, at or even prior to clinical manifestations in the patient, thus preventing irreparable damage to the individual. In addition, fetal organs have an increased cell proliferation rate as compared to adult organs, which could allow a more efficient gene or stem cell transfer into the fetus. Furthermore, in utero gene delivery is performed when the individual's immune system is not completely mature. Therefore, transplantation of heterologous cells or supplementation of a non-functional or absent protein with a correct version should not cause immune sensitization to the cell, vector or transgene product, which has recently been proven to be the case with both cellular and genetic therapies7.
In the present study, we investigated the potential to directly target the fetal trachea in a mouse model. This procedure is in use in larger animal models such as rabbits and sheep8, and even in a clinical setting9, but has to date not been performed before in a mouse model. When studying the potential of fetal gene therapy for genetic diseases such as CF, the mouse model is very useful as a first proof-of-concept because of the wide availability of different transgenic mouse strains, the well documented embryogenesis and fetal development, less stringent ethical regulations, short gestation and the large litter size.
Different access routes have been described to target the fetal rodent lung, including intra-amniotic injection10-12, (ultrasound-guided) intrapulmonary injection13,14 and intravenous administration into the yolk sac vessels15,16 or umbilical vein17. Our novel surgical procedure enables researchers to inject the agent of choice directly into the fetal mouse trachea which allows for a more efficient delivery to the airways than existing techniques18.

We developed a novel surgical approach for intratracheal administration of bioactive agents into the mouse fetus. The delivery route is more efficient in targeting the fetal mouse lungs than the commonly used intra-amniotic injection. This procedure has to date not been described in a mouse model.

A Novel Surgical Ansatz intratracheale Verabreichung von Wirkstoffen in einem Fetal Mouse Model

Prenatal pulmonary delivery of cells, genes or pharmacologic agents could provide the basis for new therapeutic strategies for a variety of genetic and ...

Forschung

Medizin

Intraoperative Detection of Subtle Endometriosis: A Novel Paradigm for Detection and Treatment of Pelvic Pain Associated with the Loss of Peritoneal Integrity

Endometriosis is a common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this study was to demonstrate the use of a blue dye (methylene blue) to stain peritoneal surfaces during laparoscopy (L/S) to detect the loss of peritoneal integrity in patients with pelvic pain and suspected endometriosis. Forty women with CPP and 5 women without pain were evaluated in this pilot study. During L/S, concentrated dye was sprayed onto peritoneal surfaces, then aspirated and rinsed with Lactated Ringers solution. Areas of localized dye uptake were evaluated for the presence of visible endometriotic lesions. Areas of intense peritoneal staining were resected and some fixed in 2.5% buffered gluteraldehyde and examined by scanning (SEM) electron microscopy. Blue dye uptake was more common in women with endometriosis and chronic pelvic pain than controls (85% vs. 40%). Resection of the blue stained areas revealed endometriosis by SEM and loss of peritoneal cell-cell contact compared to normal, non-staining peritoneum. Affected peritoneum was associated with visible endometriotic implants in most but not all patients. Subjective pain relief was reported in 80% of subjects. Based on scanning electron microscopy, we conclude that endometrial cells extend well beyond visible implants of endometriosis and appear to disrupt the underlying mesothelium. Subtle lesions of endometriosis could therefore cause pelvic pain by disruption of peritoneal integrity, allowing menstrual or ovulatory blood and associated pain factors access to underlying sensory nerves. Complete resection of affected peritoneum may provide a better long-term treatment for endometriosis and CPP. This simple technique appears to improve detection of subtle or near invisible endometriosis in women with CPP and minimal visual findings at L/S and may serve to elevate diagnostic accuracy for endometriosis at laparoscopy.

Loss of peritoneal integrity provides a new paradigm to understand and treat chronic pelvic pain in women with mild forms of endometriosis and can be easily detected using intraoperative instillation of dye at the time of laparoscopy.

Intraoperative Detektion von Subtle Endometriosis: A Novel Paradigm for Detection und Behandlung von Pelvic Pain mit dem Loss of Peritoneal Integrity-Zustellbare

Endometriosis is a  common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic  pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this ...

Noninvasive Intratracheal Intubation to Study the Pathology and Physiology of Mouse Lung

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. With the increasing availability of knockout and transgenic derivatives, together with a vast amount of genetic information, mice provide one of the best models to study the molecular mechanisms underlying the pathology and physiology of lung diseases. Inhalation, intranasal instillation, intratracheal instillation, and intratracheal intubation are the most widely used techniques by a number of investigators to administer materials of interest to mouse lungs. There are pros and cons for each technique depending on the goals of a study. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented. This technique was applied to administer bleomycin to mouse lungs as a model to study pulmonary fibrosis.

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular disease and for developing therapeutic intervention. Here a noninvasive intratracheal intubation method that can directly deliver exogenous materials to mouse lungs is presented.

Nichtinvasive Intratracheale Intubation, die Pathologie und Physiologie der Maus Lung Study

The use of a model that mimics the condition of lung diseases in humans is critical for studying the pathophysiology and/or etiology of a particular ...

Implantation of Fibrin Gel on Mouse Lung to Study Lung-specific Angiogenesis

Recent significant advances in stem cell research and bioengineering techniques have made great progress in utilizing biomaterials to regenerate and repair damage in simple tissues in the orthopedic and periodontal fields. However, attempts to regenerate the structures and functions of more complex three-dimensional (3D) organs such as lungs have not been very successful because the biological processes of organ regeneration have not been well explored. It is becoming clear that angiogenesis, the formation of new blood vessels, plays key roles in organ regeneration. Newly formed vasculatures not only deliver oxygen, nutrients and various cell components that are required for organ regeneration but also provide instructive signals to the regenerating local tissues. Therefore, to successfully regenerate lungs in an adult, it is necessary to recapitulate the lung-specific microenvironments in which angiogenesis drives regeneration of local lung tissues. Although conventional in vivo angiogenesis assays, such as subcutaneous implantation of extracellular matrix (ECM)-rich hydrogels (e.g., fibrin or collagen gels or Matrigel - ECM protein mixture secreted by Engelbreth-Holm-Swarm mouse sarcoma cells), are extensively utilized to explore the general mechanisms of angiogenesis, lung-specific angiogenesis has not been well characterized because methods for orthotopic implantation of biomaterials in the lung have not been well established. The goal of this protocol is to introduce a unique method to implant fibrin gel on the lung surface of living adult mouse, allowing for the successful recapitulation of host lung-derived angiogenesis inside the gel. This approach enables researchers to explore the mechanisms by which the lung-specific microenvironment controls angiogenesis and alveolar regeneration in both normal and pathological conditions. Since implanted biomaterials release and supply physical and chemical signals to adjacent lung tissues, implantation of these biomaterials on diseased lung can potentially normalize the adjacent diseased tissues, enabling researchers to develop new therapeutic approaches for various types of lung diseases.

Recapitulation of the organ-specific microenvironment, which stimulates local angiogenesis, is indispensable for successful regeneration of damaged tissues. This report demonstrates a novel method to implant fibrin gels on the lung surface of living mouse in order to explore how the lung-specific microenvironment modulates angiogenesis and alveolar regeneration in adult mouse.

Die Implantation von Fibrin Gel auf Maus Lung Lung spezifischen Angiogenese Studieren

Recent significant advances in stem cell research and bioengineering techniques have made great progress in utilizing biomaterials to regenerate and ...

Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer research. Although there are a number of methods that have been published showing how to intubate mice for pulmonary function measurements, none are without potential problems for rapid tracheal instillation in large cohorts of mice. In the present paper, a simple and quick method is described that enables an investigator to carry out such instillations in an efficient manner. The method does not require any special tools or lighting and can be learned with very little practice. It involves anesthetizing a mouse, making a small incision in the neck to visualize the trachea, and then inserting an intravenous catheter directly. The small incision is quickly closed with tissue adhesive, and the mice are allowed to recover. A skilled student or technician can do instillations at an average rate of 2 min/mouse. Once the cancer is established, there is frequently a need for quantitative histologic analysis of the lungs. Traditionally pathologists usually do not bother to standardize lung inflation during fixation, and analyses are often based on a scoring system that can be quite subjective. While this may sometime be sufficiently adequate for gross estimates of the size of a lung tumor, any proper stereological quantification of lung structure or cells requires a reproducible fixation procedure and subsequent lung volume measurement. Here we describe simple reliable procedures for both fixing the lungs under pressure and then accurately measuring the fixed lung volume. The only requirement is a laboratory balance that is accurate over a range of 1 mg&#8211;300 g. The procedures presented here thus could greatly improve the ability to create, treat, and analyze lung cancers in mice.

The goal of this paper is to describe simple methods that will greatly aid in the setup and analysis of mouse lungs with lung cancer or other pathologies. We present 3 protocols to simply and reliably carry out lung instillations, fixation, and lung volume measurements.

Instillation und Fixationsmethoden Nützlich in Maus Lung Cancer Research

The ability to instill live agents, cells, or chemicals directly into the lung without injuring or killing the mice is an important tool in lung cancer ...

A Multimodal Imaging- and Stimulation-based Method of Evaluating Connectivity-related Brain Excitability in Patients with Epilepsy

Resting-state functional connectivity MRI (rs-fcMRI) is a technique that identifies connectivity between different brain regions based on correlations over time in the blood-oxygenation level dependent signal. rs-fcMRI has been applied extensively to identify abnormalities in brain connectivity in different neurologic and psychiatric diseases. However, the relationship among rs-fcMRI connectivity abnormalities, brain electrophysiology and disease state is unknown, in part because the causal significance of alterations in functional connectivity in disease pathophysiology has not been established. Transcranial Magnetic Stimulation (TMS) is a technique that uses electromagnetic induction to noninvasively produce focal changes in cortical activity. When combined with electroencephalography (EEG), TMS can be used to assess the brain's response to external perturbations. Here we provide a protocol for combining rs-fcMRI, TMS and EEG to assess the physiologic significance of alterations in functional connectivity in patients with neuropsychiatric disease. We provide representative results from a previously published study in which rs-fcMRI was used to identify regions with abnormal connectivity in patients with epilepsy due to a malformation of cortical development, periventricular nodular heterotopia (PNH). Stimulation in patients with epilepsy resulted in abnormal TMS-evoked EEG activity relative to stimulation of the same sites in matched healthy control patients, with an abnormal increase in the late component of the TMS-evoked potential, consistent with cortical hyperexcitability. This abnormality was specific to regions with abnormal resting-state functional connectivity. Electrical source analysis in a subject with previously recorded seizures demonstrated that the origin of the abnormal TMS-evoked activity co-localized with the seizure-onset zone, suggesting the presence of an epileptogenic circuit. These results demonstrate how rs-fcMRI, TMS and EEG can be utilized together to identify and understand the physiological significance of abnormal brain connectivity in human diseases.

Resting-state functional-connectivity MRI has identified abnormalities in patients with a wide range of neuropsychiatric disorders, including epilepsy due to malformations of cortical development. Transcranial Magnetic Stimulation in combination with EEG can demonstrate that patients with epilepsy have cortical hyperexcitability in regions with abnormal connectivity.

Ein Multimodal Imaging- und Stimulations-basierte Verfahren zur Bewertung der Connectivity-bezogenen Erregbarkeit des Gehirns bei Patienten mit Epilepsie

Resting-state functional connectivity MRI (rs-fcMRI) is a technique that identifies connectivity between different brain regions based on correlations ...

Retroductal Submandibular Gland Instillation and Localized Fractionated Irradiation in a Rat Model of Salivary Hypofunction

Normal tissues that lie within the portals of radiation are inadvertently damaged. Salivary glands are often injured during head and neck radiotherapy. Irreparable cell damage results in a chronic loss of salivary function that impairs basic oral activities, and increases the risk of oral infections and dental caries. Salivary hypofunction and its complications gravely impact a patient's comfort. Current symptomatic management of the condition is ineffective, and newer therapies to assuage the condition are needed. 
Salivary glands are exocrine glands, which expel their secretions into the mouth via excretory ducts. Cannulation of these ducts provides direct access to the glands. Retroductal delivery of a contrast agent to major salivary glands is a routine out-patient procedure for diagnostic imaging. Using a similar procedure, localized treatment of the glands is feasible. However, performing this technique in preclinical studies with small animals poses unique challenges. In this study we describe the technique of retroductal administration in rat submandibular glands, a procedure that was refined in Dr. Bruce Baum's laboratory (NIH)1, and lay out a procedure for local gland irradiation.

Salivary gland hypofunction, a major adverse effect of head and neck radiotherapy diminishes a patient's quality of life. The demonstration of efficacy of new therapies in animal models is a prerequisite before clinical transition. This protocol describes retroductal administration and local irradiation of rat submandibular glands.

Retroductal Submandibulardrüse Einträufeln und Lokalisierte fraktionierten Bestrahlung in einem Rattenmodell von Speichel- Unterfunktion

Normal tissues that lie within the portals of radiation are inadvertently damaged. Salivary glands are often injured during head and neck radiotherapy. ...

A Pleural Effusion Model in Rats by Intratracheal Instillation of Polyacrylate/Nanosilica

Pleural effusion is a prevalent clinical finding of many pulmonary diseases. Having a useful animal pleural effusion model is very important to study these pulmonary diseases. Previous pleural effusion models paid more attention to biological factors rather than nanoparticles in the environment. Here, we introduce a model to make pleural effusion in rats by intratracheal instillation of polyacrylate/nanosilica, and a method of nanoparticle isolation in the pleural effusion. By intratracheal instillation of polyacrylate/nanosilica with concentrations of 3.125, 6.25 and 12.5 mg/kg&#8729;mL, the pleural effusion in rats presented on day 3, peaked at days 7-10 in 6.25 and 12.5 mg/kg&#8729;mL groups, then slowly decreased and disappeared on day 14. When the concentration of polyacrylate/nanosilica increased, the pleural effusion is produced more and faster. This pleural fluid was detected by ultrasound examination or CT chest scanning and confirmed by dissection of rats. Silica nanoparticles were observed in the rats' pleural effusion by transmission electron microscope. These results showed that the exposure to polyacrylate/nanosilica leads to the induction of pleural effusion, which was consistent with our previous report in humans. Additionally, this model is beneficial for the further study of nanotoxicology and the pleural effusion diseases.

Here, we present a protocol to construct a pleural effusion model in rats by intratracheal instillation of polyacrylate/nanosilica.

Ein Pleuraerguss Modell bei Ratten durch intratracheale Instillation von Polyacrylat/Nanosilica

Pleural effusion is a prevalent clinical finding of many pulmonary diseases. Having a useful animal pleural effusion model is very important to study ...

Inducing Acute Lung Injury in Mice by Direct Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. Various approaches have been described, such as the inhalation of aerosolized LPS as well as nasal or intratracheal instillation. The presented protocol describes a detailed step-by-step procedure to induce ALI in mice by direct intratracheal LPS instillation and perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage (BAL) fluid, and lung tissue. After intraperitoneal sedation, the trachea is exposed and LPS is administered via a 22 G venous catheter. A robust and reproducible inflammatory reaction with leukocyte invasion, upregulation of proinflammatory cytokines, and disruption of the alveolo-capillary barrier is induced within hours to days, depending on the LPS dosage used. Collection of blood samples, BAL fluid, and lung harvesting, as well as the processing for FACS analysis, are described in detail in the protocol. Although the use of the sterile LPS is not suitable to study pharmacologic interventions in infectious diseases, the described approach offers minimal invasiveness, simple handling, and good reproducibility to answer mechanistic immunological questions. Furthermore, dose titration as well as the use of alternative LPS preparations or mouse strains allow modulation of the clinical effects, which can exhibit different degrees of ALI severity or early vs. late onset of disease symptoms.

Presented here is a step-by-step procedure to induce acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation and to perform FACS analysis of blood samples, bronchoalveolar lavage fluid, and lung tissue. Minimal invasiveness, simple handling, good reproducibility, and titration of disease severity are advantages of this approach.

Induzieren akute Lungenschädigung bei Mäusen durch direkte intratracheale Lipopolysaccharid-Instillation

Airway administration of lipopolysaccharide (LPS) is a common way to study pulmonary inflammation and acute lung injury (ALI) in small animal models. ...

Development of a Noninvasive, Laser-Assisted Experimental Model of Corneal Endothelial Cell Loss

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the optical breakdown at the laser focus. Acoustic shock waves and cavitation bubbles are generated, causing tissue rupture. Bubble sizes and pressure amplitudes vary with pulse energy and position of the focal point. In this study, enucleated porcine eyes were positioned in front of a commercially available Nd:YAG laser. Variable pulse energies as well as different positions of the focal spots posterior to the cornea were tested. Resulting lesions were evaluated by two-photon microscopy and histology to determine the best parameters for an exclusive detachment of corneal endothelial cells (CEC) with minimum collateral damage. The advantages of this method are the precise ablation of CEC, reduced collateral damage, and above all, the non-contact treatment.

Here, we present a protocol to detach corneal endothelial cells (CEC) from Descemet&#8217;s membrane (DM) using a neodymium:YAG (Nd:YAG) laser as an ex vivo disease model for bullous keratopathy (BK).

Entwicklung eines nichtinvasiven, laserunterstützten Versuchsmodells des cornealen Endotheliaalzellverlustes

Nd:YAG lasers have been used to perform noninvasive intraocular surgery, such as capsulotomy for several decades now. The incisive effect relies on the ...