Die bisherigen Protokolle für Mausmodelle der Peritonealdialyse weisen Einschränkungen auf, die eine langfristige Anwendung ausschließen. Diese Einschränkungen, wie z. B. Katheterspiralen und -dislokationen, werden in dieser Studie behandelt. Diese Technik verhindert eine Fehlfunktion des PD-Katheters aus mechanischen Gründen und ermöglicht ihre Verwendung für eine längere Zeit, um Pathologien wie Peritonealfibrose zu untersuchen.
Diese Technik wird ein besseres Mausmodell zur Untersuchung der molekularen Pathogenese und neuartiger Therapeutika der Peritonealfibrose liefern. Eine wichtige Einschränkung der Parkinson-Krankheit beim Menschen. Parkinson ist die Hauptstütze der Nierenersatztherapie bei pädiatrischen Patienten mit ESKD.
Dieses optimierte Modell wird eine bessere Testumgebung bieten, um alle Probleme mit Parkinson beim Menschen zu untersuchen. Die Generierung eines Tiermodells hat eine Lernkurve. Dieses Schritt-für-Schritt-Video hilft einer Person bei der Implementierung dieser Technik, um ein dauerhaftes Modell für die Peritonealdialyse erfolgreich zu erstellen.
Legen Sie zunächst die acht bis 12 Wochen alte voll narkotisierte C57 black/6J Maus in eine linke Seitenposition. Nachdem Sie die Maus wie im Manuskript angegeben rasiert haben, desinfizieren Sie den Operationsbereich, indem Sie die rechte Flanke der Maus der Heizdecke aussetzen. Legen Sie dann den sterilen OP-Vorhang über die Maus.
Weisen Sie die Tasche für den Zugriffsanschluss einen Zentimeter über dem Mausende zu. Halten Sie das Installationssegment mit dem nicht dominanten Zeige- und Daumenfinger über den zugewiesenen Bereich in der Nähe des Endes. Platzieren Sie den Katheter über der Haut und schätzen Sie den Ort für das Einführen des Katheters in die Bauchhöhle.
Markieren Sie dann die zugewiesene Stelle für das Einführen des Tubus unter Berücksichtigung der minimalen Biegung des Tubus in der Nähe der vorderen Mittellinie. Stanzen Sie mit der Maus-Ohrmarke ein seitliches Loch über den Rahmen des Behälterabschnitts. Machen Sie einen horizontalen einen Zentimeter breiten Hautschnitt einen Zentimeter über dem Schwanz.
Dann sezieren Sie die subkutane Ebene stumpf von der darunter liegenden Muskelschicht, um einen Beutel für die Katheterplatzierung herzustellen, um sicherzustellen, dass sich die Installationsöffnung frei in der idealen Porttasche befindet. Vorbei an der 3:0-Naht aus dem maßgeschneiderten Seitenloch. Befestigen Sie den Zugangsanschluss zum Muskelbett, indem Sie die durchgelassene Naht festziehen und den Schlauchverlauf Kopfschmerz halten.
Machen Sie einen Schnitt von einem Zentimeter über den formal markierten Bereich in der Nähe der Mittellinie. Legen Sie eine lockere Geldbeutelnaht mit 4-0 runder, resorbierbarer Naht um den eingeschnittenen Bauchwandmuskel. Machen Sie einen Schnitt von einem Zentimeter über die Muskelschicht in der Nähe der rechten Mittellinie und führen Sie den proximalen Filz des Katheters in den Schnitt.
Führen Sie den Katheterschlauch durch den vorbereiteten Trakt. Ziehen Sie die vorbereitete Naht der Geldbeutelschnur um den Schlauch an, während Sie den zweiten Filz außerhalb der Geldbeutelschnur über der Muskelschicht halten, und schließen Sie die Haut mit 3-0 resorbierbaren Nähten. Stellen Sie sicher, dass der platzierte Katheter funktionsfähig ist.
Überprüfen Sie die Funktion mit einer Ein-Milliliter-Spritze, die an der spezifischen Huber-Nadel für den Port befestigt ist. Injizieren Sie normale Kochsalzlösung in den Installationsanschluss. Nachdem Sie einen reibungslosen Fluss mit einer Null-Toleranz für Widerstand bestätigt haben, schließen Sie die Hautschnitte um das Portreservoir mit 3-0 resorbierbaren Nähten.
Betreten Sie den Port mit der Huber-Nadel und injizieren Sie 100 Mikroliter normale Kochsalzlösung in den Port, um den Patentverlauf zu bestätigen. Dann injizieren Sie 200 Mikroliter Lipopolysaccharid, gefolgt von 100 Mikrolitern Kochsalzlösung für die Röhrchenspülung und stellen Sie sicher, dass keine Resistenz besteht. Nach sieben Tagen LPS-Injektionen und zwei Wochen Katheterimplantation planen Sie die Peritonealbiopsie.
Nachdem Sie die erfolgreiche Anästhesie bestätigt haben, machen Sie einen Hautschnitt in der Mittellinie von der Blase bis zum Subxiphoid. Dann perfundiert die subfasziale Ebene mit kaltem PBS. Stellen Sie sicher, dass das Flugzeug vollständig präpariert ist, ohne die Integrität des Peritoneums zu stören.
Die Analyse der Hämatoxylin- und Eosin-gefärbten Schnitte zeigte einen erheblichen Anstieg der extrazellulären Matrix (EZM) im subperitonealen Raum. Die durchschnittliche ECM im subperitonealen Raum der Kontrollmäuse war halb so hoch wie bei den LPS-exponierten Mäusen. Die Masson-Trichrom-Färbung erkennt Fibrose, gemessen als Intensitätsdichte, die auf die Oberfläche normiert ist.
Veränderte Vaskularität und Erweiterung des subperitonealen Raumes wurden unter Verwendung des Endothelzellmarkers CD31 analysiert und als integrierte Dichte in zufällig ausgewählten Hochleistungsfeldbildern gemessen. Im Vergleich zur Kontrolle zeigten LPS-induzierte Mäuse eine dreifache Zunahme der subperitonealen Fibrose, eine etwa acht- bis neunfache Zunahme der Vaskularität und eine zweifache Zunahme des subperitonealen Raums, der als SP gekennzeichnet ist. Legen Sie den Katheter über die Haut und markieren Sie den Punkt für die Kathetereinführung, während Sie das Verbiegen des Schlauchs vermeiden.
Der Einsatz sollte sich in der Nähe der inneren Mittellinie befinden. Die Bereitstellung der haltbareren murinen PD-Katheter-Platzierungsmethode wird es den Forschern ermöglichen, längerfristige Experimente zu entwerfen und durchzuführen, um das Versagen der Peritonealmembran zu untersuchen und zu bekämpfen.
