Diese Arbeit wurde unterstützt, zum Teil durch einen Zuschuss aus dem NIH (RO1 HL098228), um CKB.

HINWEIS: Alle Tierversuche wurden von der Nationwide Kinderkrankenhaus Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt. 1. Graft Fertigungs <ol><li> Machen Sie das ε-Caprolacton und L-Lactid-Copolymer P (LA / CL) Lösung durch Zugabe von 100 mg P (LA / CL) in 2 ml Dioxan unter einer Abzugshaube. Legen Sie die Lösung auf einem Vortex mischen und kontinuierlich für 1-1,5 Stunden vollständig auflösen. </li><li> In der Zwischenzeit, entfernen Sie ein Blatt Polyglykolsäure (PGA) fühlte sich aus dem Gefrierschrank und schneiden Sie mehrere 5 x 8 mm Abschnitte. Auch die Spitze eines 0,1-10 ul Pipette knapp über dem Filter abgeschnitten. </li><li> Legen Sie eine 19 G-Nadel (1,5 Länge) in das distale Ende einer Pipettenspitze und wickeln die PGA mit Mikro Pinzette gefühlt rund um die Nadel. </li><li> Drücken Sie vorsichtig den Filz zum distalen Ende der Pipettenspitze, wo das Lumen gerader als im proximalen Teil, mit einer stumpfen Nadel 18 G, 19 G, während die Nadel in sie eingefügt. </li><li> Pipette40 ul P (CL / LA)-Lösung in die Pipettenspitze von der Spitze. Tränken Sie den PGA fühlte mit der Lösung. Dann drücken Sie Luftblasen aus mit einer Pipette Dispenser. Wiederholen Sie diesen Vorgang, wenn nötig. </li><li> Platz Transplantate in einem 50-ml-Tube und legen Sie sie in einem -80 ° C Gefrierschrank für 20 min. Stellen Sie sicher, dass der Kopf der Nadeln nach unten weisen. </li><li> Übertragen Sie das Rohr in einen Gefriertrockner und Vakuum für 24 Stunden. Achten Sie darauf, den Deckel der Röhre zu öffnen, um Luftzirkulation zu haben. </li><li> Nehmen Sie die Transplantate und entfernen Sie sie von den Nadeln. Schneiden Sie die beiden Enden des Transplantats Verlassen eines ~ 5 mm Abschnitt und setzte sie wieder auf die Nadeln, um ihre Form zu halten. Halten Sie die Transplantate in einem Exsikkator. </li><li> Legen Sie das Gerüst unter UV-Licht in einem biologischen Sicherheitshaube O / N vor der Zellaussaat. </li></ol> 2. Knochenmark mononukleären Zellernte und Isolation <ol><li> Euthanize die Mäuse mit Ketamin / Xylazin Dosierung (Ketamin 200 mg / kg und Xylazin, 20 mg / kg). </li><li> Entfernen Knochen (Oberschenkelknochen eind Schienbeinknochen) von 3 Mäusen für 10 Graft-Implantationen und in eine Petrischale mit 10 ccm RPMI. Schneiden beide Enden der Knochen und Knochenmark bündig mit einer Spritze mit einer 25 G-Nadel in eine neue Petrischale mit 3 ml RPMI. Sammeln Knochenmark und RPMI-Lösung in einem 15 ccm Rohr und waschen Sie die Petrischale mit zusätzlichen 2 ccm RPMI um den Rest der BM zu sammeln. </li><li> Nehmen Probe (5-10 ul) und zählen Zelle mit Hilfe eines automatisierten Zellzähler oder Hämozytometers. Notieren Sie das Ergebnis. </li><li> Setzen Sie 5 ccm Ficoll in einem 15 ccm-Zentrifugenröhrchen und fügen Knochenmark und RPMI Lösung. Fügen Sie die Lösung ganz sanft, um es von dem Mischen mit Ficoll verhindern. </li><li> Zentrifugieren bei 528 g für 30 min mit &quot;NO BRAKE&quot; bei 24 ° C </li><li> Entfernen Sie die obere Schicht rosa. Sammeln Sie die Mitte klare Schicht 1, die die MNC-Schicht und verdünnen Sie es mit PBS 01.01. </li><li> Zentrifugieren der verdünnten Lösung bei MNC 528 × g für 10 min bei 24 ° C. </li><li> Entfernen Sie den Überstand und diLaute das Pellet mit 5 ml PBS. </li><li> Zentrifugieren Sie das Pellet-Lösung bei 528 × g für 10 min bei 24 ° C. </li><li> Entfernen Sie den Überstand. Verdünnen Sie die Pellets mit dem entsprechenden Volumen RPMI (~ 200 ul). </li><li> Werfen Sie einen 5-10 ul Probe und zählen Zellen mit Hilfe eines automatisierten Zellzähler oder Hämozytometers. Notieren Sie das Ergebnis. Wiederholen Sie den Zellzählung ein weiteres Mal und berechnen die durchschnittliche Zellzahl. </li><li> Verdünnen Zellkonzentration zu 1.000.000 Zellen/10 ul RPMI mit. </li></ol> 3. Zellaussaat <ol><li> Prewet Gerüst durch Zugabe von 5 ul RPMI luminal für 5 Minuten, dann entfernen RPMI. </li><li> In 10 ul Knochenmark stammMonoNuklearZellen in RPMI aus Schritt 2.12 bis Gerüst Lumen und 10 Minuten warten, damit Zellen auf dem Gerüst zu befestigen. </li><li> Schneiden Sie ein 19 G-Nadel zu 1 cm Länge und legte die Nadel in das Lumen des Gerüst, um die Form des Gerüsts zu halten. Legen Sie die Probe in einer 24-Well-Platte. &lt;/ Li&gt; <li> In 1000 ul RPMI in jede Vertiefung und Inkubation O / N in einem Inkubator. </li></ol> 4. Graft-Implantation <ol><li> Autoklav alle chirurgischen Werkzeugen vor der Operation: 1x feinen Schere, 3x Mikropinzette, 2x Mikrogefäßklemmen, 1x Klemmanlegezange, 1x Mikro-Nadelhalter, 1x Feder Schere, 1x Aufroller. </li><li> 6-8 Wochen alte weibliche C57BL / 6 als Gewebezüchtungen Gefäßtransplantat-Empfänger verwendet. Entfernen Sie die Maus aus dem Käfig und gewogen, dann durch eine intraperitoneale Injektion betäuben in der rechten unteren Quadranten des Bauches mit einer Ketamin / Xylazin-Cocktail (Ketamin 100 mg / kg Xylazin und 10 mg / kg). Ketoprofen (5 mg / kg, IP) als Pre-Anästhesie Analgetikum. </li><li> Überprüfen Sie die Höhe der Sedierung durch Einklemmen Geschichte, klemmen Sie dann das Bauch Haar. Schmieren Sie die Augen mit einer sterilen Augensalbe, und legen Sie die Maus in einem dorsalen recumbence Position auf einer Unterlage. Desinfizieren Sie den Bauch mit Betadine und Alkohol-Pads. Cover die Maus mit einem sterilen Tuch und setzen nur die Schnittbereich. </li><li> Machen Sie eine Mittellinie Laparotomieschnitts von unterhalb des Schwertfortsatz an der suprapubischen Region, und legen Sie eine Wundspreizer. Wickeln Sie den Darm in Kochsalzlösung befeuchtet Gaze. Unverblümt definieren die infrarenale Aorta und Vena Cava. </li><li> Legen Sie zwei Mikrogefäßklemmen auf beiden proximalen und distalen Seiten der Aorta und Vena Cava dann unverblümt trennen die Aorta von der Vena Cava Transect der Vena Cava. Wenn nötig, ligieren die Bauch-Aorten-Filialen mit einem 10-0 Monofilamentnahtmaterialien auf verjüngten Nadeln. </li><li> Implantieren eine untere Hohlvene Zwischen Transplantat mit proximalen und distalen Ende Anastomosen mit einem sterilen Naht 10-0 beenden. Schneiden Sie das Transplantat, in der Regel 1-2 mm, abhängig von der Anatomie der Maus. Sichern Sie das Transplantat mit einer Masche auf beiden proximalen und distalen Ende und beginnen, kontinuierlich mit 4-5 Stichen von der anderen Seite des Transplantats zu nähen. Nach Abschluss der Frontseite, drehen Sie die Klemmen und Transplantateauf die andere Seite und die Naht der Rückseite des Transplantats. Während der Implantation, spülen Sie das Transplantat mit Heparin-Lösung häufig zu akuten Thrombose zu verhindern. </li><li> Entfernen Sie die proximale Klemme und die Blutung steuern, indem eine topische sterile resorbierbare Gefäßklemme Mittel. Wenn die Blutung vollständig stoppt, entfernen Sie den distalen Klemme und die Kontrolle der Blutung die gleiche Weise. Stellen Sie sicher, Blut fließt durch die Prothese. </li><li> Schließen Sie die Bauchmuskulatur und die Haut in zwei Schichten mit einem 6-0 schwarzem Polyamid Monofilamentnahtmaterial mit einbezogen Gewinde Nadel. </li><li> Spritzen Sie 0,5 ml Kochsalzlösung subkutan und legen Sie die Maus in einem Käfig auf einer Recovery-Erwärmung bis die Maus-Pad ist voll mobil. Nach Wiederaufnahme, kehren Sie die Maus auf einen neuen Käfig mit Papier Betten. Geben Sie Schmerzmittel (Ibuprofen, 30 mg / kg, Trinkwasser) für 48 Stunden. </li></ol>

<ol>
	<li>Heart Association, A. m. e. r. i. c. a. n. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Heart+Disease+and+Stroke+Statistics&#8212;2012+Update.">Heart Disease and Stroke Statistics&#8212;2012 Update.</a> Circulation. 125, (2012).</li><li>Shinoka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Creation+Of+Viable+Pulmonary+Artery+Autografts+Through+Tissue+Engineering.">Creation Of Viable Pulmonary Artery Autografts Through Tissue Engineering.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 115, 536-546 (1998).</li><li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Late-term+results+of+tissue-engineered+vascular+grafts+in+humans.">Late-term results of tissue-engineered vascular grafts in humans.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 139, 431-436 (2010).</li><li>Shin'oka, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Midterm+clinical+result+of+tissue-engineered+vascular+autografts+seeded+with+autologous+bone+marrow+cells.">Midterm clinical result of tissue-engineered vascular autografts seeded with autologous bone marrow cells.</a> The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 129, 1330-1338 (2005).</li><li>Brennan, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts+demonstrate+evidence+of+growth+and+development+when+implanted+in+a+juvenile+animal+model.">Tissue-engineered vascular grafts demonstrate evidence of growth and development when implanted in a juvenile animal model.</a> Ann Surg. 248, 370-377 (2008).</li><li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Construction+of+an+autologous+tissue-engineered+venous+conduit+from+bone+marrow-derived+vascular+cells:+optimization+of+cell+harvest+and+seeding+techniques.">Construction of an autologous tissue-engineered venous conduit from bone marrow-derived vascular cells: optimization of cell harvest and seeding techniques.</a> Journal of Pediatric Surgery. 42, 198-202 (2007).</li><li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts+form+neovessels+that+arise+from+regeneration+of+the+adjacent+blood+vessel.">Tissue-engineered vascular grafts form neovessels that arise from regeneration of the adjacent blood vessel.</a> The FASEB Journal. 25, 2731-2739 (2011).</li><li>Hibino, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+critical+role+for+macrophages+in+neovessel+formation+and+the+development+of+stenosis+in+tissue-engineered+vascular+grafts.">A critical role for macrophages in neovessel formation and the development of stenosis in tissue-engineered vascular grafts.</a> The FASEB Journal. 25, 4253-4263 (2011).</li><li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+the+Natural+History+of+Extracellular+Matrix+Production+in+Tissue-Engineered+Vascular+Grafts+during+Neovessel+Formation.">Characterization of the Natural History of Extracellular Matrix Production in Tissue-Engineered Vascular Grafts during Neovessel Formation.</a> Cells Tissues Organs. 195, 60-72 (2012).</li><li>Naito, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Beyond+Burst+Pressure:+Initial+Evaluation+of+the+Natural+History+of+the+Biaxial+Mechanical+Properties+of+Tissue+Engineered+Vascular+Grafts+in+the+Venous+Circulation+Using+a+Murine+Model.">Beyond Burst Pressure: Initial Evaluation of the Natural History of the Biaxial Mechanical Properties of Tissue Engineered Vascular Grafts in the Venous Circulation Using a Murine Model.</a> Tissue Eng. Part A. 20, (2013).</li><li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts:+does+cell+seeding+matter.">Tissue-engineered vascular grafts: does cell seeding matter.</a> Journal of Pediatric Surgery. 45, 1299-1305 (2010).</li><li>Roh, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+vascular+grafts+transform+into+mature+blood+vessels+via+an+inflammation-mediated+process+of+vascular+remodeling.">Tissue-engineered vascular grafts transform into mature blood vessels via an inflammation-mediated process of vascular remodeling.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 4669-4674 (2010).</li><li>Mirensky, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+arterial+grafts:+long-term+results+after+implantation+in+a+small+animal+model.">Tissue-engineered arterial grafts: long-term results after implantation in a small animal model.</a> Journal of Pediatric Surgery. 44, 1127-1133 (2009).</li><li>Lee, Y. U., Naito, Y., Kurobe, H., Breuer, C. K., Humphrey, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biaxial+mechanical+properties+of+the+inferior+vena+cava+in+C57BL/6+and+CB-17+SCID/bg+mice.">Biaxial mechanical properties of the inferior vena cava in C57BL/6 and CB-17 SCID/bg mice.</a> Journal of Biomechanics. 46, 2277-2282 (2013).</li></ol>

Die Autoren haben nichts zu offenbaren.

Das Mausmodell der TEVG ist ein wertvolles Werkzeug, um zelluläre und molekulare Mechanismen der neotissue Bildung und der Entwicklung der Stenose zu studieren. Die beimpften BM-MNC wurde in beiden histologischen und SEM-Bilder der beimpften Zellen auf dem Transplantat 11 gezeigt. Zellansiedlungseffizienz wurde auch unter Verwendung eines DNA-Assay 7 gezeigt. Mit diesem Modellsystem haben wir gezeigt, dass Zellaussaat verringert die Häufigkeit der Entwicklung der TEVG Stenose, die die primäre Fo...

Angeborene Herzfehler sind schwere Erkrankungen, die fast 8% der Lebendgeburten in den Vereinigten Staaten zu beeinflussen. Etwa 25% der Kinder mit angeborenen Herzfehlern oder 2,4 pro 1.000 Lebendgeburten, erfordern invasive Behandlung im ersten Jahr ihres Lebens ein. Die wirksamste Behandlung für angeborene Herzkrankheit ist die rekonstruktive Chirurgie. Leider Komplikationen, die aus der Verwendung von gegenwärtig verfügbaren Gefäßleitungen sind die häufigste Ursache von postoperativen Morbidität und Mortalität. Um dieses Problem anzugehen, für den klinischen Einsatz entwickelt 2 haben wir die ersten Gewebezüchtungen Gefäßprothesen (TEVGs). TEVGs wurden aus biologisch abbaubaren Polyesterrohre mit autologen Knochenmark-mononuklearen Zellen (BM-MNU) ausgesät und wie venösen Leitungen für angeborene Herzchirurgie implantiert errichtet. Die Ergebnisse zeigten eine ausgezeichnete Offenheitsrate bei 1-3 Jahren Follow-up, aber mit bedeutenden Vorkommen von Stenosen <sbis&gt; 3,4. Es war klar, dass ein besseres Verständnis der vaskulären neotissue Bildung und der Mechanismus der Entwicklung der zugrunde liegenden Stenose TEVG benötigt wurde. Um die Entwicklung der TEVGs und den Mechanismus der Stenose Entwicklung besser zu verstehen, wurde ein Schaf-Modell 5,6 erstellt. In diesem Modell werden die TEVGs erfolgreich in die Wohnschiffe umgewandelt und waren in beiden Morphologie und Funktion des nativen Adern. Diese Verwendung von Großtiermodell war ein guter erster Schritt, um wichtige präklinische Informationen, die klinische Nutzung von TEVGs unterstützt. Jedoch volles Verständnis der zellulären und molekularen Mechanismen der Gefäßbildung in neotissue TEVGs mit Großtiermodell aufgrund von Einschränkungen in die molekulare Charakterisierung der Gefäßzell Phänotypen aufgrund des Fehlens von speziesspezifischen molekularen Werkzeugen begrenzt. Um diese Nachteile zu überwinden, wurde ein Mausmodell der TEVGs wegen des rasanten Fortschritt in der Mausgenetik und ihre umfangreiche molecula entwickeltr Charakterisierung mit dem zusätzlichen Vorteil eines verkürzten Zeitskala. Die murine IVC Zwischenmodell treu rekapituliert den Prozess der Bildung neovessel, die in großen Tieren und Menschen auftritt, sondern über einen viel kürzeren Zeitverlauf 9.6. Hier wird ein detailliertes Protokoll für kleine Fertigungs Transplantat mit biologisch abbaubaren Gerüste, BM-MNC Ernte und Isolation, BM-MNC Aussaat auf Gerüst und Graft-Implantation in einem Mausmodell beschrieben wurden.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:616px;" width="615">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Name</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:133px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:168px;">Comments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">polyglycolic acid (PGA) felt</td>
			<td>Biomedical Structures</td>
			<td></td>
			<td>Custome ordered</td>
		</tr>
		<tr height="45">
			<td height="45" style="height:45px;width:176px;">&#603;-caprolactone and L- 
			lactide copolymer P(LA/CL)&#160;</td>
			<td>Gunze Inc.</td>
			<td></td>
			<td>Custome ordered</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Pipet tip, 0.1-10 &#956;l&#160;</td>
			<td>Fisher Sientific</td>
			<td>02-707-456</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">Lyophilizer&#160;</td>
			<td>Labconco</td>
			<td>7070020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">RPMI medium 1604</td>
			<td>gibco</td>
			<td>11875-093</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Petri dish</td>
			<td>BD</td>
			<td>353003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="34">
			<td height="34" style="height:34px;width:176px;">24 well plate</td>
			<td>Corning</td>
			<td>3526</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;">15cc tube&#160;</td>
			<td>BD</td>
			<td>352096</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Ficoll</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>10831-100ml</td>
			<td>Also called &#39;Histopaque&#39;</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">DPBS</td>
			<td>gibco</td>
			<td>14190-144</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">Littauer Bone Cutter 4.5&#34; Straight</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-8480</td>
			<td>For BM harvesting</td>
		</tr>
		<tr height="27">
			<td height="27" style="height:27px;width:176px;">Forceps 4.5&#34;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-8120</td>
			<td>For BM harvesting</td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Scissors 4.5&#34;</td>
			<td>Roboz</td>
			<td>RS-5912</td>
			<td>For BM harvesting</td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:176px;">Microscope</td>
			<td style="width:139px;">Leica</td>
			<td style="width:133px;">M80</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;width:176px;">C57BL/6J (H-2b), Female</td>
			<td style="width:139px;">Jackson Laboratories&#160;</td>
			<td style="width:133px;">664</td>
			<td style="width:168px;">8-12 weeks</td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">Ketamine Hydrochloride Injection</td>
			<td style="width:139px;">Hospira Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0409-2053</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Xylazine Sterile Solution</td>
			<td style="width:139px;">Akorn Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NADA# 139-236</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:176px;">ketoprofen</td>
			<td style="width:139px;">Fort Dodge Animal Health</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0856-4396-01</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="36">
			<td height="36" style="height:36px;width:176px;">Ibuprofen</td>
			<td style="width:139px;">PrecisionDose</td>
			<td style="width:133px;">NDC 68094-494-59</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="37">
			<td height="37" style="height:37px;width:176px;">Heparin Sodium</td>
			<td style="width:139px;">Sagent Pharmaceticals</td>
			<td style="width:133px;">NDC 25021-400</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">Saline solution (Sterile 0.9% Sodium Chloride)</td>
			<td style="width:139px;">Hospira Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0409-0138-22</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="39">
			<td height="39" style="height:39px;width:176px;">0.9% Sodium Chloride Injection</td>
			<td style="width:139px;">Hospira Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 0409-4888-10</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="41">
			<td height="41" style="height:41px;width:176px;">Petrolatum Ophthalmic Ointment</td>
			<td style="width:139px;">Dechra Veterinary Products</td>
			<td style="width:133px;">NDC 17033-211-38</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Iodine Prep Pads</td>
			<td style="width:139px;">Triad Disposables, Inc.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 50730-3201-1</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Alcohol Prep Pads</td>
			<td style="width:139px;">McKesson Corp.</td>
			<td style="width:133px;">NDC 68599-5805-1</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Cotton tipped applicators</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Sientific</td>
			<td style="width:133px;">23-400-118</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:176px;">Fine Scissor</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">14028-10</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Micro-Adson Forcep</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11018-12</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:176px;">Clamp Applying Forcep</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">00072-14</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">S&#38;T Vascular Clamp</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">00396-01</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:176px;">Spring Scissors</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">15008-08</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Colibri Retractors</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">17000-04</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Dumont #5 Forcep</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11251-20&#160;</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Dumont #7 - Fine Forceps</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11274-20</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Dumont #5/45 Forceps</td>
			<td style="width:139px;">FST</td>
			<td style="width:133px;">11251-35</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Tish Needle Holder/Forceps</td>
			<td style="width:139px;">Micrins</td>
			<td style="width:133px;">MI1540</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="38">
			<td height="38" style="height:38px;width:176px;">Black Polyamide Monofilament Suture, 10-0</td>
			<td style="width:139px;">AROSurgical Instruments Corporation</td>
			<td style="width:133px;">TI638402</td>
			<td style="width:168px;">For sutureing the graft</td>
		</tr>
		<tr height="37">
			<td height="37" style="height:37px;width:176px;">Black Polyamide Monofilament Suture, 6-0</td>
			<td style="width:139px;">AROSurgical Instruments&#160;</td>
			<td style="width:133px;">SN-1956</td>
			<td style="width:168px;">For musculature and skin closure</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Non-Woven Songes</td>
			<td style="width:139px;">McKesson Corp.</td>
			<td style="width:133px;">94442000</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Absorbable hemostat</td>
			<td style="width:139px;">Ethicon</td>
			<td style="width:133px;">1961</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:176px;">1 ml Syringe</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">309659</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:176px;">3 ml Syringe</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">309657</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="24">
			<td height="24" style="height:24px;width:176px;">10 ml Syringe</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">309604</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">18G 1 1/2 in, Needle</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">305190</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">25G 1 in., Needle</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">305125</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">30G 1 in., Needle</td>
			<td style="width:139px;">BD</td>
			<td style="width:133px;">305106</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Warm Water Recircultor</td>
			<td style="width:139px;">Gaymar</td>
			<td style="width:133px;">TP-700</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:176px;">Warming Pad</td>
			<td style="width:139px;">Gaymar</td>
			<td style="width:133px;">TP-22G</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:176px;">Trimmer</td>
			<td style="width:139px;">Wahl</td>
			<td style="width:133px;">9854-500</td>
			<td style="width:168px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

implantation of inferior vena cava interposition graft in mouse model

Biologisch abbaubare Gerüste mit Knochenmark-mononuklearen Zellen (BMC) ausgesät werden oft für die rekonstruktive Chirurgie verwendet werden, um angeborene Herzfehler zu behandeln. Die langfristigen klinischen Ergebnisse zeigten ausgezeichnete Offenheitsrate, jedoch mit erheblichen Inzidenz von Stenose. Um die zellulären und molekularen Mechanismen der Gefäß neotissue Bildung zu untersuchen und zu verhindern Stenose Entwicklung in Gewebezüchtungen Gefäßprothesen (TEVGs), ein Mausmodell des Transplantats entwickelten wir mit ca. 1 mm Innendurchmesser. Zunächst wurden die TEVGs aus biologisch abbaubaren Rohrgerüste aus einer Polyglykolsäure Vlies hergestellt gebaut Filz kämmen mit ε-Caprolacton und L-Lactid-Copolymer beschichtet. Die Gerüste wurden dann in einem Gefriertrockner angeordnet ist, für 24 h abgesaugt und im Exsikkator bis zur Zellbesiedelung gespeichert. Zweitens, wurde Knochenmark aus Spendermäusen gesammelt und mononukleäre Zellen wurden durch Dichtegradientenzentrifugation isoliert. Drittens waren etwa eine Million Zellenauf einem Gerüst ausgesät und inkubiert O / N. Schließlich wurden die beimpften Scaffolds dann als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Die implantierten Grafts zeigten hervorragende Durchgängigkeit (&gt; 90%) ohne Nachweis von thromboembolischen Komplikationen oder Aneurysmabildung. Dieses Mausmodell wird uns beim Verständnis und bei der Quantifizierung der zellulären und molekularen Mechanismen der neotissue Bildung in der TEVG.

Eine schematische Darstellung TEVG Implantation ist in Fig. 1 gezeigt. Knochenmark wurde von einem Spender Maus geerntet und Mononuklearzellen wurden mittels Dichtezentrifugation isoliert und ausgesät auf einem biologisch abbaubaren Gerüst dann. Die Gerüste wurden entkernt inkubiert O / N und an eine Empfängermaus als untere Hohlvene Zwischen Graft implantiert. Figur 2 zeigt die Rasterelektronenmikroskopie des PGA-P (CL / LA) Gerüst. Der Innendurchmesse...

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Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Nach unserer Kenntnis der zellulären und molekularen neotissue Bildung zu verbessern, wurde ein Maus-Modell der TEVG vor kurzem entwickelt. Die Transplantate wurden als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Dieses Modell erzielt ähnliche Ergebnisse wie in unserer klinischen Untersuchung erreicht wird, sondern über einen weit verkürzt Zeitverlauf.

Die Implantation von Vena Cava Interposition Graft in Maus-Modell

Biodegradable scaffolds seeded with bone marrow mononuclear cells (BMCs) are often used for reconstructive surgery to treat congenital cardiac anomalies. ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

11.8K Aufrufe.  Nationwide Children's Hospital.  Nach unserer Kenntnis der zellulären und molekularen neotissue Bildung zu verbessern, wurde ein Maus-Modell der TEVG vor kurzem entwickelt. Die Transplantate wurden als infrarenalen Vena cava Zwischen Transplantate in C57BL / 6 Mäusen implantiert. Dieses Modell erzielt ähnliche Ergebnisse wie in unserer klinischen Untersuchung erreicht wird, sondern über einen weit verkürzt Zeitverlauf. 

Serie: Implantation of Inferior Vena Cava Interposition Graft in Mouse Model

Electrolytic Inferior Vena Cava Model (EIM) of Venous Thrombosis

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential therapeutic compounds (1). New compounds to be utilized in the treatment and prevention of DVT are currently being developed. The delivery of potential therapeutic antagonist compounds to an affected thrombosed vein has been problematic. In the context of therapeutic applications, a model that uses partial stasis and consistently generates thrombi within a major vein has been recently established. The Electrolytic Inferior vena cava Model (EIM) is mouse model of DVT that permits thrombus formation in the presence of continuous blood flow. This model allows therapeutic agents to be in contact with the thrombus in a dynamic fashion, and is more sensitive than other models of DVT (1). In addition, this thrombosis model closely simulates clinical situations of thrombus formation and is ideal to study venous endothelial cell activation, leukocyte migration, venous thrombogenesis, and to test therapeutic applications (1). The EIM model is technically simple, easily reproducible, creates consistent thrombi sizes and allows for a large sample (i.e. thrombus and vein wall) which is required for analytical purposes.

Electrolytic Inferior Vena Cava Model EIM of Venous Thrombosis

The electrolytic induction of endothelial activation to the internal surface of the Inferior Vena Cava results in venous type thrombus formation due to endothelial activation and partial blood stasis, two components of Virchow's triad.

Elektrolytische Inferior Vena Cava Model (EIM) von Venenthrombosen

Animal models serve a vital role in deep venous thrombosis (DVT) research in order to study thrombus formation, thrombus resolution and to test potential ...

Forschung

Medizin

Mouse Complete Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombosis

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE). In the United States (U.S.), the high morbidity and mortality rates make VTE a serious health concern 1-2. After heart disease and stroke, VTE is the third most common vascular disease 3. In the U.S. alone, there is an estimated 900,000 people affected each year, with 300,000 deaths occurring annually 3. A reliable in vivo animal model to study the mechanisms of this disease is necessary.
The advantages of using the mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis are several. The mouse model allows for the administration of very small volumes of limited availability test agents, reducing costs dramatically. Most promising is the potential for mice with gene knockouts that allow specific inflammatory and coagulation factor functions to be delineated. Current molecular assays allow for the quantitation of vein wall, thrombus, whole blood, and plasma for assays. However, a major concern involving this model is the operative size constraints and the friability of the vessels. Also, due to the small IVC sample weight (mean 0.005 grams) it is necessary to increase animal numbers for accurate statistical analysis for tissue, thrombus, and blood assays such as real-time polymerase chain reaction (RT-PCR), western blot, enzyme-linked immunosorbent (ELISA), zymography, vein wall and thrombus cellular analysis, and whole blood and plasma assays 4-8.
The major disadvantage with the stasis model is that the lack of blood flow inhibits the maximal effect of administered systemic therapeutic agents on the thrombus and vein wall.

The mouse complete stasis model of inferior vena cava thrombosis yields quantifiable amounts of vein wall tissue and thrombus. It has proven useful for evaluating interactions between the vein wall and the occlusive thrombus and in assessing the progression from acute to chronic inflammation.

Maus Komplette Stasis Model of Inferior Vena Cava Thrombose

Venous thromboembolism (VTE) includes both deep vein thrombosis (DVT) and pulmonary embolism (PE).  In the United States (U.S.), the high morbidity and ...

Training a Sophisticated Microsurgical Technique: Interposition of External Jugular Vein Graft in the Common Carotid Artery in Rats

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in peripheral arterial bypass surgery as well as in arteriovenous fistulas.1-5 The experimental procedure of vein graft interposition in the common carotid artery by using the cuff-technique has been applied in several research projects to examine the aetiology of neointimal hyperplasia and therapeutic options to address it. 6-8 The cuff prevents vessel anastomotic remodeling and induces turbulence within the graft and thereby the development of neointimal hyperplasia.
Using the superior caval vein graft is an established small-animal model for venous arterialization experiment.9-11 This current protocol refers to an established jugular vein graft interposition technique first described by Zou et al., 9 as well as others.12-14 Nevertheless, these cited small animal protocols are complicated.
To simplify the procedure and to minimize the number of experimental animals needed, a detailed operation protocol by video training is presented. This video should help the novice surgeon to learn both the cuff-technique and the vein graft interposition. Hereby, the right external jugular vein was grafted in cuff-technique in the common carotid artery of 21 female Sprague Dawley rats categorized in three equal groups that were sacrificed on day 21, 42 and 84, respectively. Notably, no donor animals were needed, because auto-transplantations were performed. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice. In addition, the graft patency rate was 60 % for the first 10 operated animals and 82 % for the remaining 11 animals. The blood flow at the time of sacrifice was 8&plusmn;3 ml/min. In conclusion, this surgical protocol considerably simplifies, optimizes and standardizes this complicated procedure. It gives novice surgeons easy, step-by-step instruction, explaining possible pitfalls, thereby helping them to gain expertise fast and avoid useless sacrifice of experimental animals.

Neointimal hyperplasia is the primary cause of stenosis in arterialized veins. We propose a new protocol whereby the right external jugular vein is grafted using the cuff technique in the common carotid artery of Sprague Dawley rats. The survival rate was 100 % at the time point of sacrifice.

Trainieren eines Sophisticated mikrochirurgische Technik: Interposition der Vena jugularis externa Graft in der Arteria carotis communis bei Ratten

Neointimal hyperplasia is one the primary causes of stenosis in arterialized veins that are of great importance in arterial coronary bypass surgery, in ...

Vein Interposition Model: A Suitable Model to Study Bypass Graft Patency

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. Research models for bypass graft failure are essential for a better understanding of pathobiological and pathophysiological processes during graft patency loss. Large animal models, such as pigs or sheep, resemble human anatomical structures but require special facilities and equipment. This video describes a rat vein interposition model to investigate vein graft patency loss. Rats are inexpensive and easy to handle. Compared to mouse models, the convenient size of rats permits better operability and enables a sufficient amount of material to be obtained for further diverse analysis. In brief, the inferior epigastric vein of a donor rat is harvested and used to replace a segment of the femoral artery. Anastomosis is conducted via single stitches and sealed with fibrin glue. Graft patency can be monitored non-invasively using duplex sonography. Myointimal hyperplasia, which is the main cause for graft patency loss, develops progressively over time and can be calculated from histological cross sections.

This video demonstrates a model to study the development of myointimal hyperplasia after venous interposition surgery in rats.

Vein Interposition Modell: ein geeignetes Modell zur Untersuchung Bypass Graft Durchgängigkeit

Bypass grafting is an established treatment method for coronary artery disease. Graft patency continues to be the Achilles heel of saphenous vein grafts. ...

Patch Angioplasty in the Rat Aorta or Inferior Vena Cava

Pericardial patches are commonly used in vascular surgery to close vessels. To facilitate studies of the neointimal hyperplasia that forms on the patch, we developed a rat model of patch angioplasty that can be used in either a vein or an artery, creating a patch venoplasty or a patch arterioplasty, respectively. Technical aspects of this model are discussed. The infra-renal IVC or aorta are dissected and then clamped proximally and distally. A 3 mm venotomy or arteriotomy is performed in the infrarenal inferior vena cava or aorta of 6 to 8 week-old Wistar rats. A bovine pericardial patch (3 mm x 1.5 mm x 0.6 mm) is then used to close the site using a 10-0 nylon suture. Compared to arterial patches, venous patches show increased neointimal thickness on postoperative day 7. This novel model of pericardial patch angioplasty can be used to examine neointimal hyperplasia on vascular biomaterials, as well as to compare the differences between the arterial and venous environments.

We have established a model of pericardial patch angioplasty that can be used in either small-diameter veins or arteries. This model can be used to compare venous and arterial neointimal hyperplasia formation.

Patch-Angioplastie in der Ratte Aorta oder Vena Cava

Pericardial patches are commonly used in vascular surgery to close vessels. To facilitate studies of the neointimal hyperplasia that forms on the patch, ...

A Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation Using a Novel Magnetic Anastomosis Technique for Suprahepatic Vena Cava Reconstruction

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep learning curve. The introduction of the cuff technique for anastomosis of the portal vein (PV) and infrahepatic vena cava (IHVC) has significantly simplified the transplant procedure in rats. However, due to the short anterior wall of the recipients' suprahepatic vena cava (SHVC), the cuff technique is very difficult to use for the reconstruction of the SHVC. Most researchers in this field still use the hand-suture technique for SHVC reconstruction, which makes it the bottleneck step in rat orthotopic liver transplantation. The magnetic anastomosis technique (i.e., magnamosis) is a method of connecting two vessels using the attractive force between two magnets. Our recent study has shown that the magnetic anastomosis technique is superior to the hand-suture technique for SHVC reconstruction in rats. In this article, we show a step-by-step protocol for SHVC reconstruction in rats using the novel magnetic anastomosis technique. In this model, the reconstruction of the PV and IHVC was performed by the standard cuff technique, while the reconstruction of the bile duct (BD) was performed by a stent technique. The hepatic re-arterialization was not performed. The magnetic anastomosis technique made SHVC reconstruction much easier and significantly shortened the anphepatic phase. After a reasonable learning curve, even researchers without advanced microsurgical skills can produce reliable and reproducible results using this rat model of OLT.

The reconstruction of the suprahepatic vena cava (SHVC) remains a difficult step in rat orthotopic liver transplantation. In this article, we show a step-by-step protocol for SHVC reconstruction in rats using a novel magnetic anastomosis technique.

Einem Rattenmodell der orthotopen Lebertransplantation mit einer neuartigen magnetischen Anastomose-Technik für Suprahepatic Vena Cava Wiederaufbau

The rat model of orthotopic liver transplantation (OLT) is essential for transplant research. It is a very sophisticated animal model and requires a steep ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Messung der isometrischen Kontraktilität der Maus mesenterialen Arterie mit Draht Myographie

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

A Rodent Model of The Ross Operation: Syngeneic Pulmonary Artery Graft Implantation in A Systemic Position

The Ross operation for aortic valve disease has regained new interest due to its outstanding long-term results. Nonetheless, when employed as freestanding root replacement, the possible dilation of the pulmonary autograft and subsequent aortic regurgitation is described. Several animal models have been proposed. However, these are usually limited to ex-vivo models or in-vivo experiments with relatively expensive large animal models. In this study, we sought to establish a rodent model of pulmonary artery graft (PAG) implantation in a systemic position. A total of 39 adult Lewis rats were included. Immediately after euthanasia, the pulmonary root was harvested from a donor animal (n=17). Syngeneic recipient (n=17) and sham-operated (n=5) rats were sedated and ventilated. In the recipient group, the PAG was implanted with an end-to-end anastomosis in infra-renal abdominal aortic position. Sham-operated rats underwent only transection and re-anastomosis of the aorta. Animals were followed with serial ultrasound studies for two months and post-mortem histological analysis. The median PAG diameter in the native position was 3.20 mm (IQR=3.18-3.23). At follow-up, the median diameter of the PAG was 4.03 mm (IQR=3.74-4.13) at 1 week, 4.07 mm (IQR=3.80-4.28) at 1 month, and 4.27 mm (IQR=3.90-4.35) at 2 months (p&lt;0.01). Peak systolic velocity was 220.07 mm/s (IQR=210.43-246.41) at 1 week, 430.88 mm/s (IQR=375.28-495.56) at 1 month, and 373.68 mm/s (IQR=305.78-429.81) at 2 months (p=0.02) and did not differ from the sham-operated group at the end of the experiment (p=0.5). Histological analysis did not show any sign of endothelial thrombosis. This study showed that rodent models may allow for the evaluation of the long-term adaptation of the pulmonary root to a high-pressure system. A systemically placed syngeneic PAG implantation represents a simple and feasible platform for the development and evaluation of novel surgical techniques and drug therapies to further improve the outcomes of the Ross operation.

We demonstrate how to establish a murine model of pulmonary root implantation into the descending aorta to simulate the Ross procedure. This model enables the medium/long-term evaluation of pulmonary autograft remodeling in a systemic position, representing the basis of developing therapeutic strategies to promote its adaptation.

Ein Nagetiermodell der Ross-Operation: Syngene Lungenarterientransplantatimplantation in einer systemischen Position

The Ross operation for aortic valve disease has regained new interest due to its outstanding long-term results. Nonetheless, when employed as freestanding ...

Image Acquisition Method for the Sonographic Assessment of the Inferior Vena Cava

Over the past several decades, clinicians have incorporated several applications of diagnostic point-of-care ultrasound (POCUS) into medical decision-making. Among the applications of POCUS, imaging the inferior vena cava (IVC) is practiced by a wide variety of specialties, such as nephrology, emergency medicine, internal medicine, critical care, anesthesiology, pulmonology, and cardiology. Although each specialty uses IVC data in slightly different ways, most medical specialties, at minimum, attempt to use IVC data to make predictions about intravascular volume status. While the relationship between IVC sonographic data and intravascular volume status is complex and highly context-dependent, all clinicians should collect the sonographic data in standardized ways to ensure repeatability. This paper describes standardized IVC image acquisition including patient positioning, transducer selection, probe placement, image optimization, and the pitfalls and limitations of IVC sonographic imaging.&#160;This paper also describes the commonly performed anterior IVC long-axis view and three other views of the IVC that can each provide helpful diagnostic information when the anterior long-axis view is difficult to obtain or interpret.

Point-of-care ultrasound evaluation of the inferior vena cava (IVC) is commonly utilized to identify, among other things, the volume status. Imaging should be performed systematically to ensure repeatability. This manuscript reviews the methods and pitfalls of sonographic IVC examination.

Bildaufnahmeverfahren zur sonographischen Beurteilung der Vena cava inferior

Over the past several decades, clinicians have incorporated several applications of diagnostic point-of-care ultrasound (POCUS) into medical ...

Strategien für eine effiziente vaskuläre Anastomose bei der Lebertransplantation der Maus

Vascular Reconstruction with the Cuff Technique in Mouse Orthotopic Liver Transplantation

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. However, the technical challenges pose a barrier to utilizing this valuable experimental model and passing on these skills to the next generation. The most challenging aspect of this procedure is vascular reconstruction, including the portal vein (PV), infrahepatic inferior vena cava (IHIVC), and suprahepatic inferior vena cava. The use of plastic cuffs, rather than sutures, allows for smoother PV and IHIVC reconstruction. Vessels are reconstructed by attaching a cuff made from an intravenous catheter to the tip of the graft vessel and interposing the cuff into the recipient vessel. The two most crucial aspects are properly visualizing the inner lumen of the vessel and avoiding the use of excessive force. Our aim is to provide a technical overview of vascular reconstructions using the cuff technique in recipient surgery. These technical tips for the cuff technique are expected to help microsurgeons facilitate vascular reconstruction and advance their research.

Autor im Rampenlicht: Erforschung der kalten Ischämie und der warmen Reperfusionsschädigung bei der Fettlebertransplantation

This protocol provides technical information for vessel reconstruction using the cuff technique in mouse orthotopic liver transplantation.

Gefäßrekonstruktion mit der Manschettentechnik bei der orthotopen Lebertransplantation der Maus

Mouse orthotopic liver transplantation is an effective methodology for investigating the underlying mechanisms of liver ischemia and reperfusion injury. ...