Diese Studie wurde von Guangdong Provincial High-level Clinical Key Specialties (SZGSP014) und der Shenzhen Natural Science Foundation (JCYJ20210324125805012) unterstützt.

Alle Tierversuche, die nach diesem Protokoll durchgeführt werden, werden mit Genehmigung des Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) durchgeführt.
1. Tierische Vorbereitung
<ol><li>Bereiten Sie 12 gesunde, 6 Wochen alte Wistar-Ratten mit einem Gewicht von 160 g ± 20 g vor.</li>
	<li>Verwenden Sie eine Spaltlampe und ein Ophthalmoskop, um den Augenzustand aller Ratten zu untersuchen und sicherzustellen, dass keine Erkrankungen des vorderen Augenabschnitts oder der Netzhaut vorliegen.</li>
	<li>Ziehen Sie alle Ratten 1 Woche lang mit ausreichenden Nahrungs- und Wasserquellen auf.</li>
	<li>Alle Ratten wurden nach dem Zufallsprinzip in normale Gruppen mit einer Scopolamin-Wirkstoffkonzentration von 2,5 mg / ml, einer Scopolamin-Wirkstoffkonzentration von 5 mg / ml und einer Scopolamin-Wirkstoffkonzentration von 7,5 mg / ml mit drei Tieren in jeder Gruppe eingeteilt.</li>
</ol>2. Vorbereitung der Lösung
<ol><li>Bereiten Sie Scopolamin Hydrobromid vor, indem Sie es in 0,9% iger Natriumchloridlösung auflösen, um eine Lösung mit Konzentrationen von 7,5 mg/ml, 5 mg/ml und 2,5 mg/ml herzustellen.</li>
	<li>Bereiten Sie eine 0,9% ige Natriumchloridlösung ohne Scopolaminhydrobromid vor, die als Injektion für die Kontrollgruppe von Ratten verwendet wird.</li>
</ol>3. Ausrüstungs- und Materialvorbereitung
<ol><li>Bereiten Sie ein Kleintiermikroskop vor.</li>
	<li>Bereiten Sie Materialien für das Experiment vor, einschließlich 1 ml Einwegspritze mit Nadel (26 g); Fluorescein-Natrium-Augenstreifen; Schirmer-Tränenteststreifen; absolutes Ethanol; 4% Paraformaldehyd; Xylol; neutraler Balsam; Hämatoxylin, Eosin; und periodisches Säure-Schiff-Färbekit.</li>
</ol>4. Subkutane Injektion
HINWEIS: Dieses Verfahren erfordert die Unterstützung einer zweiten Person, um die Ratten zu sichern.
<ol><li>Halten Sie den Körper der Ratte ruhig und fangen und strecken Sie ihre linken (oder rechten) Hinterbeine. HINWEIS: Ein Assistent kann beim Halten des Tieres helfen.</li>
	<li>Injektionsstelle mit Alkohol reinigen.</li>
	<li>Führen Sie 1 ml Einmalspritze mit Nadel (26 g) an der Basis der Hautfalte zwischen Daumen und Finger ein.</li>
	<li>Saugen Sie die Spritze an, indem Sie den Spritzenkolben zurückziehen. Jegliches Blut in der Spritze weist auf eine unsachgemäße Platzierung der Nadel hin; Entfernen Sie die Nadel und positionieren Sie sie neu.</li>
	<li>Verabreichen Sie 0,9% ige Natriumchloridlösung mit oder ohne Scopolaminhydrobromid in einer gleichmäßigen, flüssigen Bewegung.</li>
	<li>Injizieren Sie alle Ratten in unterschiedlichen Konzentrationen, wobei jedes Mal und viermal täglich (um 9:00, 12:00, 15:00 und 18:00 Uhr) über einen aufeinanderfolgenden Zeitraum von 19 Tagen abwechselnd 0,5 ml injiziert werden. HINWEIS: Die Gruppen werden wie folgt benannt: Gruppe ohne Scopolamin Hydrobromid: 0 Gruppe (Kontrolle) Gruppe mit Scopolamin Hydrobromid 2,5 mg/ml: 2,5 Gruppe Gruppe mit Scopolamin Hydrobromid 5 mg/ml: 5 Gruppe Gruppe mit Scopolamin Hydrobromid 7,5 mg/ml: 7,5 Gruppe</li>
	<li>Bringen Sie das Tier in seinen Käfig zurück und überwachen Sie Atmung und Verhalten für 5-10 Minuten.</li>
</ol>5. Tränensekretionstest (Schirmer-Tränentest, STT)
<ol><li>Erstellen Sie einen modifizierten Filterpapierstreifen für Ratten11. Schneiden Sie die Hälfte des für den Menschen verwendeten Filterpapierstreifens entlang der Mittellinie (1 mm × 15 mm) ab und schneiden Sie den Kopf des Streifens ab, um ihn glatt zu machen. HINWEIS: Halten Sie vor der Durchführung des Tränensekretionstests den Körper der Ratte manuell fest, um Bewegungen zu verhindern und sicherzustellen, dass die Augen der Ratte freigelegt werden.</li>
	<li>Legen Sie den Filterpapierstreifen auf das äußere 1/3 des Bindehautsacks des unteren Augenlids der Ratte.</li>
	<li>Planen Sie den Test für 5 Minuten. Kontrollieren Sie das Schließen der Augen der Ratte während des gesamten Eingriffs.</li>
	<li>Klemmen Sie den Filterpapierstreifen nach der Messung mit einer Pinzette in ein Mikrozentrifugenröhrchen und zeichnen Sie das Tränenvolumen auf, indem Sie eine Markierung an der Wand des Röhrchens anbringen.</li>
	<li>Messen Sie die Tränensekretion an Tag 0, Tag 1, Tag 3, Tag 5, Tag 7, Tag 11, Tag 15 und Tag 19.</li>
</ol>6. Hornhaut-Fluorescein-Färbung
<ol><li>Tropfen Sie 0,5 μl 0,5%ige Fluorescein-Natriumlösung in den unteren Bindehautsack jeder Ratte.</li>
	<li>Beobachten Sie die Hornhaut nach der Fluorescein-Instillation 3 Minuten lang unter blauem Licht.</li>
	<li>Zeichnen Sie die Fluoreszenzfärbung der Hornhaut jeder Ratte auf und beobachten Sie, ob ein Hornhautdefekt vorliegt.</li>
	<li>Führen Sie die Hornhautfluoreszeinfärbung an Tag 0, Tag 1, Tag 3, Tag 5, Tag 7, Tag 11, Tag 15 und Tag 19 durch.</li>
</ol>7. Histologische Betrachtung des Bindehautgewebes
<ol><li>Nach Abschluss der Modellentwicklung werden die Ratten mit einer intraperitonealen Injektion von 0,4 ml/100 g 10% wässrigem Chloralhydrat tief betäubt, um die Verspannungen der Tiere zu lindern. Dann die Ratten durch Zervixluxation einschläfern.</li>
	<li>Nehmen Sie die bulbäre Bindehaut aus den gleichen Regionen jeder Ratte mit einer Größe von ca. 2 mm x 2 mm.</li>
	<li>Fixieren Sie das Gewebe sofort 24 h lang in 4% Paraformaldehyd und betten Sie es in Paraffin13 ein.</li>
	<li>Schneiden Sie 5 μm dicke Abschnitte und färben Sie sie mit Hämatoxylin und Eosin (HE)14 und periodischer Säure-Schiff (PAS)-Färbung (befolgen Sie die Anweisungen des Herstellers).</li>
</ol>8. Histologische Betrachtung von Hornhaut- und Tränendrüsengewebe
<ol><li>Nach Abschluss der Modellentwicklung wird die Ratte wie in Schritt 7.1 beschrieben eingeschläfert.</li>
	<li>Nehmen Sie die Hornhaut auf der rechten Seite jeder Ratte und fixieren Sie sie sofort in 4% iger Paraformaldehydlösung.</li>
	<li>Schneiden Sie die cephale Epidermis und das Unterhautgewebe entlang der Linie, die das Ohr und den äußeren Augenwinkel verbindet, erweitern Sie den Schnitt zu beiden Seiten und isolieren Sie die gelbliche Extraorbitaldrüse weiter.</li>
	<li>Entfernen Sie das Fell der Ratte gründlich und trennen Sie die extraorbitale Drüse mit 0,9% iger Natriumchloridlösung.</li>
	<li>Legen Sie die isolierten extraorbitalen Drüsen für 24 h in 4%ige Paraformaldehydlösung und betten Sie sie in Paraffin ein.</li>
	<li>Schneiden Sie durchgehende Abschnitte von ~5 μm Dicke und färben Sie sie mit HE für Hornhaut- und extraorbitale Drüsengewebeproben.</li>
</ol>9. Statistische Auswertung
<ol><li>Verwenden Sie geeignete Software für die statistische Analyse der Daten.<ol><li>Führen Sie eine unidirektionale Varianzanalyse (ANOVA) durch, um die Daten zu analysieren, und den LSD-Test (Least Significant Difference) für den Vergleich zwischen Gruppen. Legen Sie das statistische Signifikanzniveau auf α = 0,05 fest, wobei P < 0,05 die statistische Signifikanz angibt. HINWEIS: Für die statistische Analyse der experimentellen Daten wurde die SPSS 20-Software verwendet.</li>
	</ol></li>
</ol>

Scopolamin-induzierte Tränendrüsenfunktionsstörung bei Ratten

<ol>
	<li>Papas, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+global+prevalence+of+dry+eye+disease:+A+Bayesian+view.">The global prevalence of dry eye disease: A Bayesian view.</a> Ophthalmic Physiol Opt. 41 (6), 1254-1266 (2021).</li><li>Sy, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expert+opinion+in+the+management+of+aqueous+deficient+dry+eye+disease+(DED).">Expert opinion in the management of aqueous deficient dry eye disease (DED).</a> BMC Ophthalmol. 15 (1), 133 (2015).</li><li>Seo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+HIF-1alpha+(hypoxia+inducible+factor-1alpha)+prevents+dry+eye-induced+acinar+cell+death+in+the+lacrimal+gland.">Activation of HIF-1alpha (hypoxia inducible factor-1alpha) prevents dry eye-induced acinar cell death in the lacrimal gland.</a> Cell Death Dis. 5 (6), 1309 (2014).</li><li>Rahman, M. M., Kim, D. H., Park, C. -. K., Kim, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+models,+induction+protocols,+and+measured+parameters+in+dry+eye+disease:+Focusing+on+practical+implications+for+experimental+research.">Experimental models, induction protocols, and measured parameters in dry eye disease: Focusing on practical implications for experimental research.</a> Int J Mol Sci. 22 (22), 12102 (2021).</li><li>Sullivan, D. A., Bloch, K. J., Allansmith, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+influence+on+the+secretory+immune+system+of+the+eye:+androgen+regulation+of+secretory+component+levels+in+rat+tears.">Hormonal influence on the secretory immune system of the eye: androgen regulation of secretory component levels in rat tears.</a> J Immunol. 132 (3), 1130-1135 (1984).</li><li>Sullivan, D. A., Allansmith, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+modulation+of+tear+volume+in+the+rat.">Hormonal modulation of tear volume in the rat.</a> Exp Eye Res. 42 (2), 131-139 (1986).</li><li>Maitchouk, D. Y., Beuerman, R. W., Ohta, T., Stern, M., Varnell, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tear+production+after+unilateral+removal+of+the+main+lacrimal+gland+in+squirrel+monkeys.">Tear production after unilateral removal of the main lacrimal gland in squirrel monkeys.</a> Arch Ophthalmol. 118 (2), 246-252 (2000).</li><li>Barabino, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+controlled-environment+chamber:+a+new+mouse+model+of+dry+eye.">The controlled-environment chamber: a new mouse model of dry eye.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 46 (8), 2766-2771 (2005).</li><li>Viau, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+course+of+ocular+surface+and+lacrimal+gland+changes+in+a+new+scopolamine-induced+dry+eye+model.">Time course of ocular surface and lacrimal gland changes in a new scopolamine-induced dry eye model.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 246 (6), 857-867 (2008).</li><li>Altinors, D. D., Bozbeyoglu, S., Karabay, G., Akova, Y. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+ocular+surface+changes+in+a+rabbit+dry+eye+model+using+a+modified+impression+cytology+technique.">Evaluation of ocular surface changes in a rabbit dry eye model using a modified impression cytology technique.</a> Curr Eye Res. 32 (4), 301-307 (2007).</li><li>Daull, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+a+new+topical+cationic+emulsion+of+cyclosporine+A+on+dry+eye+clinical+signs+in+an+experimental+mouse+model+of+dry+eye.">Efficacy of a new topical cationic emulsion of cyclosporine A on dry eye clinical signs in an experimental mouse model of dry eye.</a> Exp Eye Res. 153, 159-164 (2016).</li><li>Dursun, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+keratoconjunctivitis+sicca.">A mouse model of keratoconjunctivitis sicca.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 43 (3), 632-638 (2002).</li><li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cutting+sections+of+paraffin-embedded+tissues.">Cutting sections of paraffin-embedded tissues.</a> CSH Protoc. 2008, (2008).</li><li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hematoxylin+and+eosin+staining+of+tissue+and+cell+sections.">Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections.</a> CSH Protoc. 2008, (2008).</li><li>Shinomiya, K., Ueta, M., Kinoshita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+dry+eye+mouse+model+produced+by+exorbital+and+intraorbital+lacrimal+gland+excision.">A new dry eye mouse model produced by exorbital and intraorbital lacrimal gland excision.</a> Sci Rep. 8 (1), 1483 (2018).</li><li>Ramos, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonproliferative+and+Proliferative+Lesions+of+the+Rat+and+Mouse+Special+Sense+Organs(Ocular+[eye+and+glands],+Olfactory+and+Otic).">Nonproliferative and Proliferative Lesions of the Rat and Mouse Special Sense Organs(Ocular [eye and glands], Olfactory and Otic).</a> J Toxicol Pathol. 31, (2018).</li><li>Stapleton, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TFOS+DEWS+II+Epidemiology+report.">TFOS DEWS II Epidemiology report.</a> Ocul Surf. 15 (3), 334-365 (2017).</li><li>Foulks, G. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+guidelines+for+management+of+dry+eye+associated+with+Sjogren+disease.">Clinical guidelines for management of dry eye associated with Sjogren disease.</a> Ocul Surf. 13 (2), 118-132 (2015).</li><li>Huang, W., Tourmouzis, K., Perry, H., Honkanen, R. A., Rigas, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+dry+eye+disease:+Useful,+varied+and+evolving+(Review).">Animal models of dry eye disease: Useful, varied and evolving (Review).</a> Exp Ther Med. 22 (6), 1394 (2021).</li><li>Brayer, J. B., Humphreys-Beher, M. G., Peck, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sjogren's+syndrome:+immunological+response+underlying+the+disease.">Sjogren's syndrome: immunological response underlying the disease.</a> Arch Immunol Ther Exp (Warsz. 49 (5), 353-360 (2001).</li><li>Lin, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+dry+eye+model+induced+by+topical+administration+of+benzalkonium+chloride).">A mouse dry eye model induced by topical administration of benzalkonium chloride).</a> Mol Vis. 17, 257-264 (2011).</li></ol>

Die Autoren haben keine potenziellen Interessenkonflikte im Zusammenhang mit den in diesem Verfahren verwendeten Medikamenten und Materialien.

Das wässrig-defiziente trockene Auge (ADDE) ist eine wichtige Art des trockenen Auges, die etwa 1/3 der gesamten Population des trockenen Auges ausmacht17, und die Hauptursache für ADDE ist eine pathologische Schädigung und Entzündung der Tränendrüse13. Für diese Art von trockenem Auge sind die häufigsten klinischen Behandlungsmethoden künstliche Tränen zur Linderung der Symptome oder die topische Anwendung von Steroiden oder Cyclosporin18,...

Bis 2021 sind etwa 12 % der Menschen erheblich von trockenen Augenbetroffen 1, was sie zu einer der häufigsten chronischen Augenkrankheiten macht. Trockenes Auge kann in zwei Arten unterteilt werden: Kammerwassermangel trockenes Auge (ADDE) und verdunstungsarmes trockenes Auge (EDE)2, abhängig von den verschiedenen Faktoren, die die Krankheit beeinflussen. ADDE wird weiter in Sjögren-Syndrom (SS) und Nicht-SS unterteilt, aber die Mehrheit der Patienten mit trockenem Auge sind Nicht-SS-Patienten in Klinik3. Chronische Symptome des trockenen Auges beeinträchtigen die Sehqualität der Patienten erheblich. Derzeit umfasst die konventionelle Behandlung von DED die Anwendung künstlicher Tränen zur Befeuchtung der Augenoberfläche und die physikalische Therapie der Augenlider. Das Syndrom des trockenen Auges bietet jedoch in vielen Fällen möglicherweise keine vollständige Heilung. Daher ist die Untersuchung der Pathogenese des trockenen Auges für die Entwicklung neuer Therapien und Medikamente von entscheidender Bedeutung. Tiermodelle des Syndroms des trockenen Auges bilden eine Grundlage für weitere Forschungen.
Es gibt viele Möglichkeiten, Tiermodelle für das Syndrom des trockenen Auges4 zu konstruieren, einschließlich der Änderung der Tränensekretion durch Veränderung des Hormonspiegels. Beispielsweise kann das Entfernen der Hoden von Ratten die Androgensekretion reduzieren, die Tränensekretion erhöhen und die Konzentration der freien sekretorischen Komponente (SC) und IgA in Tränen verringern 5,6. Eine andere Methode besteht darin, Autoimmunreaktionen in der Tränendrüse anzuzeigen, indem die Nerven der Augenoberfläche entfernt werden, die die Drüse steuern. Zusätzlich kann eine direkte Reduzierung der Tränensekretion durch chirurgische Entfernung der Tränendrüseerreicht werden 7. Wechselnde Umgebungsbedingungen können auch die Tränenverdunstung beschleunigen. Beispielsweise kann die Kultivierung von Tieren bei niedriger Luftfeuchtigkeit und trockener Belüftung ein Modell für übermäßige Verdunstung des trockenen Auges8 erstellen, das mit anderen Methoden kombiniert werden kann, um den Schweregrad des trockenen Auges zu erhöhen. Die wichtigsten Medikamente, die zur Induktion von experimentellen Modellen für trockene Augen verwendet werden, sind Atropin und Scopolamin9. Als parasympathische Inhibitoren können beide eine pharmakologische Blockade cholinerger (muskarinischer) Rezeptoren in der Tränendrüse induzieren und die Tränensekretion hemmen. Im Vergleich zu trockenen Augen, die durch Atropin-Muskelinjektion verursacht werden10, hat Scopolamin eine stärkere hemmende Wirkung auf die Sekretdrüsen, eine längere Wirkungsdauer des Arzneimittels und eine schwächere Wirkung auf die glatte Herz-, Darm- und Bronchialmuskulatur. Es ist eines der ausgereiftesten Medikamente für Tiermodelle mit trockenen Augen.
Es können verschiedene Methoden verwendet werden, um trockene Augen mit Scopolamin zu induzieren, wie z. B. subkutane Injektion, Medikamentenpumpe oder Pflasteranwendung 4,11,12. Um die Häufigkeit der Medikamentenverabreichung an Versuchstiere zu reduzieren, bringen viele Forscher transdermale Pflaster an den Schwänzen von Mäusen an oder verwenden Medikamentenpumpen. Beide Methoden haben jedoch Einschränkungen. Beispielsweise muss die Resorption von transdermalen Pflastern die individuelle Resorption von Mäusen berücksichtigen, was zu einer inkonsistenten Medikamentendosierung führen kann. Obwohl Medikamentenpumpen die Dosierung jeder Verabreichung genau steuern können, sind sie nicht immer mit dem verabreichten Medikament oder der verwendeten Konzentration kompatibel. Sie müssen auch chirurgisch platziert werden – was für das Tier invasiver ist, eine Anästhesie erfordert und es besteht die Möglichkeit von postoperativen Komplikationen wie Dehiszenz. Die subkutane Injektion ist zwar umständlicher, kann aber eine genaue Dosierung für jede Verabreichung sicherstellen und die Konsistenz der Arzneimittelverabreichung bei verschiedenen Ratten aufrechterhalten. Gleichzeitig hat es geringere Kosten und eignet sich für die Durchführung einer Vielzahl von Tierversuchen.
In dieser Studie wird wiederholte subkutane Injektion von Scopolamin angewendet, um ein Rattenmodell mit trockenem Auge zu etablieren. Wir analysieren Indikatoren für trockene Augen wie Hornhautdefekte, Tränensekretion und pathologische Morphologie der Hornhaut, der Bindehaut und der Tränendrüse. Durch die Kombination von Arzneimittelkonzentration, pathologischen Manifestationen und Symptomen des trockenen Auges führen wir das Modell der Ratte mit trockenen Augen weiter im Detail aus und liefern genauere experimentelle Daten für die Untersuchung der Behandlung des trockenen Auges und pathologischer Mechanismen. Wir beschreiben auch den Modellierungsprozess für zukünftige Forscher im Detail.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.9% sodium chloride solution</td>
			<td>SJZ No.4 Pharmaceutical</td>
			<td>H13023201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% paraformaldehyde</td>
			<td>Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd</td>
			<td>G1113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absolute ethanol</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.</td>
			<td>10009218</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescein sodium ophthalmic strips</td>
			<td>Tianjin Yinuoxinkang Medical Device Tech Co., Ltd</td>
			<td>YN-YG-I</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin and eosin</td>
			<td>Nanjing Jiancheng Bioengineering Institute</td>
			<td>D006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neutral balsam</td>
			<td>Beijing Solarbio Science &#38; Technology Co., Ltd.&#160;</td>
			<td>G8590</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin</td>
			<td>Beijing Solarbio Science &#38; Technology Co., Ltd.</td>
			<td>YA0012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Periodic Acid-Schiff Staining Kit</td>
			<td>Beyotime Biotechnology</td>
			<td>C0142S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schirmer tear test strips</td>
			<td>Tianjin Yinuoxinkang Medical Device Tech Co., Ltd</td>
			<td>YN-LZ-I</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scopolamine hydrobromide</td>
			<td>Shanghai Macklin Biochemical Co., Ltd</td>
			<td>S860151</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal microscope</td>
			<td>Head Biotechnology Co,. Ltd</td>
			<td>ZM191</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.</td>
			<td>10023418</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a rat dry eye model with lacrimal gland dysfunction induced by scopolamine

Das wässrig-defiziente trockene Auge (ADDE) ist eine Art von Erkrankung des trockenen Auges, die zu einer Verringerung der Quantität und Qualität der Tränensekretion führen kann. Eine längere abnormale Tränenproduktion kann zu einer Störung der Augenoberfläche führen, einschließlich Hornhautschäden und Entzündungen. In schweren Fällen kann ADDE zu Sehverlust oder sogar Erblindung führen. Derzeit beschränkt sich die Behandlung des trockenen Auges auf Augentropfen oder Physiotherapie, die nur die Symptome von Augenbeschwerden lindern und das Syndrom des trockenen Auges nicht grundlegend heilen können. Um die Funktion der Tränendrüse bei trockenem Auge wiederherzustellen, haben wir ein Tiermodell der durch Scopolamin induzierten Tränendrüsenfunktionsstörung bei Ratten erstellt. Durch die umfassende Bewertung der Tränendrüse, der Hornhaut, der Bindehaut und anderer Faktoren wollen wir ein vollständiges Verständnis der pathologischen Veränderungen der ADDE vermitteln. Im Vergleich zum aktuellen Mausmodell für trockene Augen enthält dieses ADDE-Tiermodell eine funktionelle Bewertung der Tränendrüse und bietet eine bessere Plattform für die Untersuchung der Tränendrüsenfunktionsstörung bei ADDE.

By 2021, approximately 12% of people are significantly affected by dry eyes1, making it one of the most common chronic eye diseases. Dry eye can be divided into two types: aqueous-deficient dry eye (ADDE) and evaporative dry eye (EDE)2, depending on the different factors that affect the disease. ADDE is further divided into Sj&#246;gren&#39;s syndrome (SS) and non-SS, but the majority of dry eye patients are non-SS patients in clinical3. Chronic dry eye symptoms seriously affect the visual quality of patients. Currently, the conventional treatment of DED involves the application of artificial tears to lubricate the ocular surface and physical therapy of the eyelids. However, dry eye syndrome may not offer a complete cure in many cases. Therefore, studying the pathogenesis of dry eye disease is crucial for the development of new therapies and drugs. Animal models of dry eye syndrome provide a foundation for further research.
There are many ways to construct animal models of dry eye syndrome4, including changing tear secretion levels by altering hormone levels. For example, removing the testes of rats can reduce androgen secretion, increase tear secretion, and decrease the concentration of free secretory component (SC) and IgA in tears5,6. Another method is to indicate autoimmune reactions in the lacrimal gland by removing the eye surface nerves that control the gland. Additionally, directly reducing tear secretion can be achieved by surgically removing the lacrimal gland7. Changing environmental conditions can also accelerate tear evaporation. For example, culturing animals in low humidity and dry ventilation conditions can establish a model of excessive evaporative dry eye8, which can be combined with other methods to increase the severity of dry eye. The main drugs used to induce dry eye experimental models are atropine and scopolamine9. As parasympathetic inhibitors, both can induce pharmacological blockade of cholinergic (muscarinic) receptors in the lacrimal gland and inhibit tear secretion. Compared with dry eyes caused by atropine muscle injection10, scopolamine has a stronger inhibitory effect on secretion glands, a longer duration of drug action, and weaker effects on cardiac, small intestinal, and bronchial smooth muscles. It is one of the most mature drugs for dry-eye animal models.
Different methods can be used to induce dry eye with scopolamine, such as subcutaneous injection, drug pump, or patch application4,11,12. In order to reduce the frequency of drug administration to experimental animals, many researchers apply transdermal patches to the tails of mice or use drug pumps. However, both of these methods have limitations. For example, the absorption of transdermal patches needs to take into account the individual absorption of mice, which can lead to inconsistent drug dosage. Although drug pumps can accurately control the dosage of each administration, they are not always compatible with the drug being delivered or the concentration being used. They also need to be placed surgically &#8211; which is more invasive to the animal, requiring an anesthetic event, and there is potential for post-surgical complications such as dehiscence. Subcutaneous injection, although more cumbersome, can ensure accurate dosage for each administration and maintain consistency in drug administration among different rats. At the same time, it has a lower cost and is suitable for conducting a large number of animal experiments.
This study applies repeated subcutaneous injection of scopolamine to establish a dry eye rat model. We analyze dry eye indicators such as corneal defects, tear secretion levels, and pathological morphology of the cornea, conjunctiva, and lacrimal gland. By combining drug concentration, pathological manifestations, and dry eye symptoms, we further elaborate on the dry eye rat model in detail, providing more accurate experimental data for the study of dry eye treatment and pathological mechanisms. We also describe the modeling process in detail for future researchers.

Autor im Rampenlicht: Herausforderungen bei der Entwicklung von Tiermodellen für das trockene Auge und zukünftige Forschungsrichtungen

Ein Rattenmodell für trockenes Auge mit durch Scopolamin induzierter Funktionsstörung der Tränendrüse

Schirmer I test, SIT I Das Tränenvolumen der Ratten wurde an den Tagen 0, 3, 5, 7, 11, 15 und 19 nach Beginn des Experiments gemessen. Die experimentellen Ergebnisse zeigten, dass die Tränensekretion der Scopolamin-Gruppe (2,5-Gruppe, 5-Gruppe, 7,5-Gruppe) im Vergleich zur Kontrollgruppe (0-Gruppe) signifikant verringert war und der Unterschied statistisch signifikant war (P < 0,01). Es gab keine statistische Signifikanz zwischen der 2,5-Gruppe, der 5-Gruppe und der 7,5-Gruppe (P > 0,05). Es gab kei...

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Hier etablieren wir ein Rattenmodell der Tränendrüsendysfunktion, um eine Grundlage für die Untersuchung des wässrig-defizienten trockenen Auges zu schaffen.

Aqueous-deficient dry eye (ADDE) is a type of dry eye disease that can result in the reduction of tear secretion quantity and quality. Prolonged abnormal ...

Der Prozess der Entwicklung eines Tiermodells für trockene Augen ist langwierig. Es erfordert eine kontinuierliche subkutane Injektion von Scopolamin in die Hinterbeine von Reis, um die Sekretion der Tränendrüse in Reis zu unterdrücken. Experimentatoren müssen also genügend Geduld haben, um das Medikament über einen längeren Zeitraum regelmäßig zu verabreichen.Unser Protokoll ist eine sehr nützliche Methode, mit der Modelle für trockene Augen unterschiedlicher Grade basierend auf unterschiedlichen Arzneimittelkonzentrationen erstellt werden können. Es kann es zukünftigen Forschern erleichtern, die Behandlung von Krankheiten des trockenen Auges zu untersuchen. Unser Team wird das Gebiet der Tränendrüsenregeneration weiter erforschen und sich sehr darauf freuen, an der Rekonstruktion von 3D zu arbeiten und Transplantationsexperimente durchzuführen.Unser oberstes Ziel ist es, fortschrittlichere und effizientere Behandlungsmöglichkeiten für Menschen zu entwickeln, die am Syndrom des trockenen Auges leiden.

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Research

JoVE Journal

Medicine

A Rat Dry Eye Model with Lacrimal Gland Dysfunction Induced by Scopolamine

1.4K Aufrufe.  Jinan University. Der Prozess der Entwicklung eines Tiermodells für trockene Augen ist langwierig. Es erfordert eine kontinuierliche subkutane Injektion von Scopolamin in die Hinterbeine von Reis, um die Sekretion der Tränendrüse in Reis zu unterdrücken. Experimentatoren müssen also genügend Geduld haben, um das Medikament über einen längeren Zeitraum regelmäßig zu verabreichen.Unser Protokoll ist eine sehr nützliche Methode, mit der Modelle für trockene Augen unterschiedlicher Grade basiere...

Serie: Autor im Rampenlicht: Herausforderungen bei der Entwicklung von Tiermodellen für das trockene Auge und zukünftige Forschungsrichtungen

Aqueous-deficient dry eye (ADDE) is a type of dry eye disease that can result in the reduction of tear secretion quantity and quality. Prolonged abnormal tear production can lead to a disturbance in the ocular surface environment, including corneal damage and inflammation. In severe cases, ADDE can cause vision loss or even blindness. Currently, dry eye treatment is limited to eye drops or physical therapy, which can only alleviate eye discomfort symptoms and cannot fundamentally cure dry eye syndrome. To restore the function of the lacrimal gland in dry eye, we have created an animal model of lacrimal gland dysfunction in rats induced by scopolamine. Through the comprehensive evaluation of the lacrimal gland, corneas, conjunctivas, and other factors, we aim to provide a full understanding of the pathological changes of ADDE. Compared with the current dry eye mouse model, this ADDE animal model includes a functional evaluation of the lacrimal gland, providing a better platform for studying lacrimal gland dysfunction in ADDE.

Here, we establish a rat model of lacrimal gland dysfunction to provide a basis for the study of aqueous-deficient dry eye.