Cette étude a été soutenue par les spécialités cliniques clés de haut niveau de la province du Guangdong (SZGSP014) et la Fondation des sciences naturelles de Shenzhen (JCYJ20210324125805012).

Toutes les expériences sur les animaux effectuées selon ce protocole sont effectuées sous l’approbation du Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux (IACUC).
1. Préparation des animaux
<ol><li>Préparez 12 rats femelles Wistar SPF en bonne santé âgés de 6 semaines pesant 160 g ± 20 g.</li>
	<li>Utilisez une lampe à fente et un ophtalmoscope pour examiner l’état oculaire de tous les rats, en vous assurant qu’il n’y a pas de maladie du segment antérieur ou de la rétine.</li>
	<li>Élevez tous les rats pendant 1 semaine avec suffisamment de nourriture et d’eau.</li>
	<li>Tous les rats ont été divisés au hasard en groupes normaux, concentration de médicament scopolamine 2,5 mg/mL, concentration de médicament scopolamine 5 mg/mL et concentration de médicament scopolamine 7,5 mg/mL, avec trois animaux dans chaque groupe.</li>
</ol>2. Préparation de la solution
<ol><li>Préparer le bromhydrate de scopolamine en le dissolvant dans une solution de chlorure de sodium à 0,9 % pour obtenir une solution à des concentrations de 7,5 mg/mL, 5 mg/mL et 2,5 mg/mL.</li>
	<li>Préparer une solution de chlorure de sodium à 0,9 % sans bromhydrate de scopolamine à utiliser comme injection pour le groupe témoin de rats.</li>
</ol>3. Équipement et préparation du matériel
<ol><li>Préparez un microscope pour petits animaux.</li>
	<li>Préparer le matériel pour l’expérience, y compris une seringue jetable de 1 mL avec aiguille (26 G) ; bandelettes ophtalmiques à la fluorescéine sodique ; bandelette de test de déchirure de Schirmer ; éthanol absolu ; 4 % de paraformaldéhyde ; xylène; baume neutre ; hématoxyline, éosine ; et kit de coloration périodique à l’acide Schiff.</li>
</ol>4. Injection sous-cutanée
REMARQUE : Cette procédure nécessite l’aide d’une deuxième personne pour aider à sécuriser les rats.
<ol><li>Maintenez le corps du rat stable et attrapez et étirez ses pattes arrière gauche (ou droite). REMARQUE : Un assistant peut aider à tenir l’animal.</li>
	<li>Nettoyer le site d’injection avec de l’alcool.</li>
	<li>Insérer une seringue jetable de 1 ml avec une aiguille (26 G) à la base du pli cutané entre le pouce et l’index.</li>
	<li>Aspirez la seringue en tirant sur le piston de la seringue. Tout sang dans la seringue indique un mauvais placement de l’aiguille ; Retirez et repositionnez l’aiguille.</li>
	<li>Administrer une solution de chlorure de sodium à 0,9 % avec ou sans bromhydrate de scopolamine dans un mouvement régulier et fluide.</li>
	<li>Injecter tous les rats selon différentes concentrations, à raison de 0,5 mL injecté à chaque fois et quatre fois par jour (à 9h00, 12h00, 15h00 et 18h00) pendant une période consécutive de 19 jours, en alternance entre les membres gauche et droit. NOTE : Les groupes sont nommés comme suit : Groupe sans bromhydrate de scopolamine : 0 groupe (témoin) Groupe avec bromhydrate de scopolamine 2,5 mg/mL : groupe 2,5 Groupe avec bromhydrate de scopolamine 5 mg/mL : 5 groupes Groupe avec bromhydrate de scopolamine 7,5 mg/mL : groupe 7,5</li>
	<li>Remettez l’animal dans sa cage et surveillez sa respiration et son comportement pendant 5 à 10 minutes.</li>
</ol>5. Test de sécrétion lacrymale (test lacrymal de Schirmer, STT)
<ol><li>Créer une bande de papier filtre modifiée pour les rats11. Coupez la moitié de la bande de papier filtre utilisée pour les humains le long de la ligne médiane (1 mm × 15 mm) et coupez la tête de la bande pour la rendre lisse. REMARQUE : Avant d’effectuer le test de sécrétion lacrymale, immobilisez manuellement le corps du rat pour l’empêcher de bouger et assurer l’exposition des yeux du rat.</li>
	<li>Placez la bande de papier filtre sur le 1/3 externe du sac conjonctival de la paupière inférieure du rat.</li>
	<li>Chronométrez le test pendant 5 min. Contrôlez la fermeture des yeux du rat tout au long de la procédure.</li>
	<li>Après la mesure, utilisez une pince à épiler pour serrer la bande de papier filtre dans un tube de microcentrifugation et notez le volume de déchirure en faisant une marque sur la paroi du tube.</li>
	<li>Mesurez la sécrétion lacrymale le jour 0, le jour 1, le jour 3, le jour 5, le jour 7, le jour 11, le jour 15 et le jour 19.</li>
</ol>6. Coloration cornéenne à la fluorescéine
<ol><li>Déposer 0,5 μL de solution de fluorescéine sodique à 0,5 % dans le sac conjonctival inférieur de chaque rat.</li>
	<li>Observez la cornée sous lumière bleue pendant 3 min après l’instillation de fluorescéine.</li>
	<li>Enregistrer la coloration par fluorescence de la cornée de chaque rat et observer s’il y a un défaut cornéen.</li>
	<li>Effectuez une coloration cornéenne à la fluorescéine le jour 0, le jour 1, le jour 3, le jour 5, le jour 7, le jour 11, le jour 15 et le jour 19.</li>
</ol>7. Observation histologique du tissu conjonctival
<ol><li>Après avoir terminé le développement du modèle, anesthésier profondément les rats avec une injection intrapéritonéale de 0,4 mL/100 g d’hydrate de chloral aqueux à 10 % pour soulager la tension des animaux. Ensuite, euthanasier les rats par luxation cervicale.</li>
	<li>Prélevez la conjonctive bulbaire dans les mêmes régions de chaque rat, d’une taille d’environ 2 mm x 2 mm.</li>
	<li>Fixer immédiatement les tissus dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 24 h et les incorporer dans de la parodine13.</li>
	<li>Couper des sections de 5 μm d’épaisseur et colorer avec de l’hématoxyline et de l’éosine (HE)14 et une coloration périodique à l’acide de Schiff (PAS) (suivre les instructions du fabricant).</li>
</ol>8. Observation histologique du tissu cornéen et lacrymal
<ol><li>Après avoir terminé l’élaboration du modèle, euthanasier le rat comme décrit à l’étape 7.1.</li>
	<li>Prenez la cornée du côté droit de chaque rat et fixez-la immédiatement dans une solution de paraformaldéhyde à 4%.</li>
	<li>Coupez l’épiderme céphalique et le tissu sous-cutané le long de la ligne reliant l’oreille et le coin externe de l’œil, élargissez l’incision des deux côtés et isolez davantage la glande extra-orbitaire jaunâtre.</li>
	<li>Retirez soigneusement la fourrure du rat et séparez la glande extraorbitaire avec une solution de chlorure de sodium à 0,9 %.</li>
	<li>Placer les glandes extraorbitaires isolées dans une solution de paraformaldéhyde à 4 % pendant 24 h et les incorporer dans de la paraffine.</li>
	<li>Couper des sections continues de ~5 μm d’épaisseur et les colorer avec de l’HE pour les échantillons de tissu cornéen et glandulaire extraorbitaire.</li>
</ol>9. Analyse statistique
<ol><li>Utiliser un logiciel approprié pour l’analyse statistique des données.<ol><li>Effectuer une analyse de variance à un facteur (ANOVA) pour analyser les données et le test de la différence la moins significative (LSD) pour la comparaison entre les groupes. Fixer le niveau de signification statistique à α = 0,05, P < 0,05 indiquant la signification statistique. NOTE : Le logiciel SPSS 20 a été utilisé pour l’analyse statistique des données expérimentales.</li>
	</ol></li>
</ol>

Dysfonctionnement de la glande lacrymale induit par la scopolamine chez le rat

<ol>
	<li>Papas, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+global+prevalence+of+dry+eye+disease:+A+Bayesian+view.">The global prevalence of dry eye disease: A Bayesian view.</a> Ophthalmic Physiol Opt. 41 (6), 1254-1266 (2021).</li><li>Sy, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expert+opinion+in+the+management+of+aqueous+deficient+dry+eye+disease+(DED).">Expert opinion in the management of aqueous deficient dry eye disease (DED).</a> BMC Ophthalmol. 15 (1), 133 (2015).</li><li>Seo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+HIF-1alpha+(hypoxia+inducible+factor-1alpha)+prevents+dry+eye-induced+acinar+cell+death+in+the+lacrimal+gland.">Activation of HIF-1alpha (hypoxia inducible factor-1alpha) prevents dry eye-induced acinar cell death in the lacrimal gland.</a> Cell Death Dis. 5 (6), 1309 (2014).</li><li>Rahman, M. M., Kim, D. H., Park, C. -. K., Kim, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+models,+induction+protocols,+and+measured+parameters+in+dry+eye+disease:+Focusing+on+practical+implications+for+experimental+research.">Experimental models, induction protocols, and measured parameters in dry eye disease: Focusing on practical implications for experimental research.</a> Int J Mol Sci. 22 (22), 12102 (2021).</li><li>Sullivan, D. A., Bloch, K. J., Allansmith, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+influence+on+the+secretory+immune+system+of+the+eye:+androgen+regulation+of+secretory+component+levels+in+rat+tears.">Hormonal influence on the secretory immune system of the eye: androgen regulation of secretory component levels in rat tears.</a> J Immunol. 132 (3), 1130-1135 (1984).</li><li>Sullivan, D. A., Allansmith, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+modulation+of+tear+volume+in+the+rat.">Hormonal modulation of tear volume in the rat.</a> Exp Eye Res. 42 (2), 131-139 (1986).</li><li>Maitchouk, D. Y., Beuerman, R. W., Ohta, T., Stern, M., Varnell, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tear+production+after+unilateral+removal+of+the+main+lacrimal+gland+in+squirrel+monkeys.">Tear production after unilateral removal of the main lacrimal gland in squirrel monkeys.</a> Arch Ophthalmol. 118 (2), 246-252 (2000).</li><li>Barabino, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+controlled-environment+chamber:+a+new+mouse+model+of+dry+eye.">The controlled-environment chamber: a new mouse model of dry eye.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 46 (8), 2766-2771 (2005).</li><li>Viau, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+course+of+ocular+surface+and+lacrimal+gland+changes+in+a+new+scopolamine-induced+dry+eye+model.">Time course of ocular surface and lacrimal gland changes in a new scopolamine-induced dry eye model.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 246 (6), 857-867 (2008).</li><li>Altinors, D. D., Bozbeyoglu, S., Karabay, G., Akova, Y. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+ocular+surface+changes+in+a+rabbit+dry+eye+model+using+a+modified+impression+cytology+technique.">Evaluation of ocular surface changes in a rabbit dry eye model using a modified impression cytology technique.</a> Curr Eye Res. 32 (4), 301-307 (2007).</li><li>Daull, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+a+new+topical+cationic+emulsion+of+cyclosporine+A+on+dry+eye+clinical+signs+in+an+experimental+mouse+model+of+dry+eye.">Efficacy of a new topical cationic emulsion of cyclosporine A on dry eye clinical signs in an experimental mouse model of dry eye.</a> Exp Eye Res. 153, 159-164 (2016).</li><li>Dursun, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+keratoconjunctivitis+sicca.">A mouse model of keratoconjunctivitis sicca.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 43 (3), 632-638 (2002).</li><li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cutting+sections+of+paraffin-embedded+tissues.">Cutting sections of paraffin-embedded tissues.</a> CSH Protoc. 2008, (2008).</li><li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hematoxylin+and+eosin+staining+of+tissue+and+cell+sections.">Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections.</a> CSH Protoc. 2008, (2008).</li><li>Shinomiya, K., Ueta, M., Kinoshita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+dry+eye+mouse+model+produced+by+exorbital+and+intraorbital+lacrimal+gland+excision.">A new dry eye mouse model produced by exorbital and intraorbital lacrimal gland excision.</a> Sci Rep. 8 (1), 1483 (2018).</li><li>Ramos, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonproliferative+and+Proliferative+Lesions+of+the+Rat+and+Mouse+Special+Sense+Organs(Ocular+[eye+and+glands],+Olfactory+and+Otic).">Nonproliferative and Proliferative Lesions of the Rat and Mouse Special Sense Organs(Ocular [eye and glands], Olfactory and Otic).</a> J Toxicol Pathol. 31, (2018).</li><li>Stapleton, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TFOS+DEWS+II+Epidemiology+report.">TFOS DEWS II Epidemiology report.</a> Ocul Surf. 15 (3), 334-365 (2017).</li><li>Foulks, G. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+guidelines+for+management+of+dry+eye+associated+with+Sjogren+disease.">Clinical guidelines for management of dry eye associated with Sjogren disease.</a> Ocul Surf. 13 (2), 118-132 (2015).</li><li>Huang, W., Tourmouzis, K., Perry, H., Honkanen, R. A., Rigas, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+dry+eye+disease:+Useful,+varied+and+evolving+(Review).">Animal models of dry eye disease: Useful, varied and evolving (Review).</a> Exp Ther Med. 22 (6), 1394 (2021).</li><li>Brayer, J. B., Humphreys-Beher, M. G., Peck, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sjogren's+syndrome:+immunological+response+underlying+the+disease.">Sjogren's syndrome: immunological response underlying the disease.</a> Arch Immunol Ther Exp (Warsz. 49 (5), 353-360 (2001).</li><li>Lin, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+dry+eye+model+induced+by+topical+administration+of+benzalkonium+chloride).">A mouse dry eye model induced by topical administration of benzalkonium chloride).</a> Mol Vis. 17, 257-264 (2011).</li></ol>

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts potentiel lié aux médicaments et au matériel utilisés dans cette procédure.

La sécheresse oculaire carencée en eau (ADDE) est un type important de sécheresse oculaire, représentant environ 1/3 de la population totale des yeux secs17, et la principale cause de l’ADDE est une lésion pathologique et une inflammation des glandes lacrymales13. Pour ce type de sécheresse oculaire, les méthodes de traitement clinique les plus courantes sont les larmes artificielles pour soulager les symptômes ou l’application topique de stéroïdes ou de cyclo...

En 2021, environ 12 % des personnes sont touchées de manière significative par la sécheresse oculaire1, ce qui en fait l’une des maladies oculaires chroniques les plus courantes. La sécheresse oculaire peut être divisée en deux types : la sécheresse oculaire carencée en eau (ADDE) et la sécheresse oculaire par évaporation (EDE)2, en fonction des différents facteurs qui affectent la maladie. L’ADDE est divisé en syndrome de Sjögren (SS) et non-SS, mais la majorité des patients atteints de sécheresse oculaire sont des patients non SS en clinique3. Les symptômes de sécheresse oculaire chronique affectent gravement la qualité visuelle des patients. Actuellement, le traitement conventionnel de la DED implique l’application de larmes artificielles pour lubrifier la surface oculaire et la physiothérapie des paupières. Cependant, le syndrome de l’œil sec peut ne pas offrir une guérison complète dans de nombreux cas. Par conséquent, l’étude de la pathogenèse de la sécheresse oculaire est cruciale pour le développement de nouveaux traitements et médicaments. Les modèles animaux du syndrome de l’œil sec constituent une base pour d’autres recherches.
Il existe de nombreuses façons de construire des modèles animaux du syndrome de l’œil sec4, notamment en modifiant les niveaux de sécrétion lacrymale en modifiant les niveaux d’hormones. Par exemple, l’ablation des testicules de rats peut réduire la sécrétion d’androgènes, augmenter la sécrétion lacrymale et diminuer la concentration de composants sécrétoires libres (SC) et d’IgA dans les larmes 5,6. Une autre méthode consiste à indiquer les réactions auto-immunes dans la glande lacrymale en enlevant les nerfs de la surface de l’œil qui contrôlent la glande. De plus, une réduction directe de la sécrétion lacrymale peut être obtenue en enlevant chirurgicalement la glande lacrymale7. Les conditions environnementales changeantes peuvent également accélérer l’évaporation des larmes. Par exemple, l’élevage d’animaux dans des conditions de faible humidité et de ventilation sèche peut établir un modèle de sécheresse oculaire par évaporation excessive8, qui peut être combiné à d’autres méthodes pour augmenter la gravité de la sécheresse oculaire. Les principaux médicaments utilisés pour induire des modèles expérimentaux de sécheresse oculaire sont l’atropine et la scopolamine9. En tant qu’inhibiteurs parasympathiques, les deux peuvent induire un blocage pharmacologique des récepteurs cholinergiques (muscariniques) dans la glande lacrymale et inhiber la sécrétion de larmes. Comparée à la sécheresse oculaire causée par l’injection d’atropine10, la scopolamine a un effet inhibiteur plus fort sur les glandes sécrétionnelles, une durée d’action plus longue et des effets plus faibles sur les muscles lisses cardiaques, intestinaux grêles et bronchiques. C’est l’un des médicaments les plus matures pour les modèles animaux de sécheresse oculaire.
Différentes méthodes peuvent être utilisées pour induire la sécheresse oculaire avec la scopolamine, telles que l’injection sous-cutanée, la pompe à médicament ou l’application de patchs 4,11,12. Afin de réduire la fréquence d’administration de médicaments aux animaux de laboratoire, de nombreux chercheurs appliquent des patchs transdermiques sur la queue des souris ou utilisent des pompes à médicaments. Cependant, ces deux méthodes ont des limites. Par exemple, l’absorption des patchs transdermiques doit tenir compte de l’absorption individuelle des souris, ce qui peut entraîner un dosage incohérent des médicaments. Bien que les pompes à médicaments puissent contrôler avec précision la posologie de chaque administration, elles ne sont pas toujours compatibles avec le médicament administré ou la concentration utilisée. Ils doivent également être placés chirurgicalement, ce qui est plus invasif pour l’animal, nécessite un événement anesthésique et peut entraîner des complications post-chirurgicales telles que la déhiscence. L’injection sous-cutanée, bien que plus lourde, peut assurer un dosage précis pour chaque administration et maintenir la cohérence de l’administration du médicament entre les différents rats. En même temps, il a un coût inférieur et convient à la réalisation d’un grand nombre d’expériences sur les animaux.
Cette étude applique des injections sous-cutanées répétées de scopolamine pour établir un modèle de rat à œil sec. Nous analysons les indicateurs de la sécheresse oculaire tels que les défauts cornéens, les niveaux de sécrétion lacrymale et la morphologie pathologique de la cornée, de la conjonctive et de la glande lacrymale. En combinant la concentration de médicaments, les manifestations pathologiques et les symptômes de la sécheresse oculaire, nous développons en détail le modèle de rat à œil sec, fournissant des données expérimentales plus précises pour l’étude du traitement de la sécheresse oculaire et des mécanismes pathologiques. Nous décrivons également le processus de modélisation en détail pour les futurs chercheurs.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.9% sodium chloride solution</td>
			<td>SJZ No.4 Pharmaceutical</td>
			<td>H13023201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% paraformaldehyde</td>
			<td>Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd</td>
			<td>G1113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absolute ethanol</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.</td>
			<td>10009218</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescein sodium ophthalmic strips</td>
			<td>Tianjin Yinuoxinkang Medical Device Tech Co., Ltd</td>
			<td>YN-YG-I</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin and eosin</td>
			<td>Nanjing Jiancheng Bioengineering Institute</td>
			<td>D006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neutral balsam</td>
			<td>Beijing Solarbio Science &#38; Technology Co., Ltd.&#160;</td>
			<td>G8590</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin</td>
			<td>Beijing Solarbio Science &#38; Technology Co., Ltd.</td>
			<td>YA0012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Periodic Acid-Schiff Staining Kit</td>
			<td>Beyotime Biotechnology</td>
			<td>C0142S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schirmer tear test strips</td>
			<td>Tianjin Yinuoxinkang Medical Device Tech Co., Ltd</td>
			<td>YN-LZ-I</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scopolamine hydrobromide</td>
			<td>Shanghai Macklin Biochemical Co., Ltd</td>
			<td>S860151</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal microscope</td>
			<td>Head Biotechnology Co,. Ltd</td>
			<td>ZM191</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.</td>
			<td>10023418</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a rat dry eye model with lacrimal gland dysfunction induced by scopolamine

La sécheresse oculaire carencée en eau (ADDE) est un type de sécheresse oculaire qui peut entraîner une réduction de la quantité et de la qualité de la sécrétion lacrymale. Une production anormale prolongée de larmes peut entraîner une perturbation de l’environnement de la surface oculaire, y compris des lésions cornéennes et une inflammation. Dans les cas graves, l’ADDE peut entraîner une perte de vision ou même la cécité. Actuellement, le traitement de la sécheresse oculaire se limite aux gouttes ophtalmiques ou à la physiothérapie, qui ne peuvent que soulager les symptômes de l’inconfort oculaire et ne peuvent pas guérir fondamentalement le syndrome de l’œil sec. Pour restaurer la fonction de la glande lacrymale dans la sécheresse oculaire, nous avons créé un modèle animal de dysfonctionnement des glandes lacrymales chez le rat induit par la scopolamine. Grâce à l’évaluation complète de la glande lacrymale, des cornées, des conjonctives et d’autres facteurs, nous visons à fournir une compréhension complète des changements pathologiques de l’ADDE. Comparé au modèle actuel de souris œil sec, ce modèle animal ADDE comprend une évaluation fonctionnelle de la glande lacrymale, offrant une meilleure plate-forme pour étudier le dysfonctionnement des glandes lacrymales dans ADDE.

By 2021, approximately 12% of people are significantly affected by dry eyes1, making it one of the most common chronic eye diseases. Dry eye can be divided into two types: aqueous-deficient dry eye (ADDE) and evaporative dry eye (EDE)2, depending on the different factors that affect the disease. ADDE is further divided into Sj&#246;gren&#39;s syndrome (SS) and non-SS, but the majority of dry eye patients are non-SS patients in clinical3. Chronic dry eye symptoms seriously affect the visual quality of patients. Currently, the conventional treatment of DED involves the application of artificial tears to lubricate the ocular surface and physical therapy of the eyelids. However, dry eye syndrome may not offer a complete cure in many cases. Therefore, studying the pathogenesis of dry eye disease is crucial for the development of new therapies and drugs. Animal models of dry eye syndrome provide a foundation for further research.
There are many ways to construct animal models of dry eye syndrome4, including changing tear secretion levels by altering hormone levels. For example, removing the testes of rats can reduce androgen secretion, increase tear secretion, and decrease the concentration of free secretory component (SC) and IgA in tears5,6. Another method is to indicate autoimmune reactions in the lacrimal gland by removing the eye surface nerves that control the gland. Additionally, directly reducing tear secretion can be achieved by surgically removing the lacrimal gland7. Changing environmental conditions can also accelerate tear evaporation. For example, culturing animals in low humidity and dry ventilation conditions can establish a model of excessive evaporative dry eye8, which can be combined with other methods to increase the severity of dry eye. The main drugs used to induce dry eye experimental models are atropine and scopolamine9. As parasympathetic inhibitors, both can induce pharmacological blockade of cholinergic (muscarinic) receptors in the lacrimal gland and inhibit tear secretion. Compared with dry eyes caused by atropine muscle injection10, scopolamine has a stronger inhibitory effect on secretion glands, a longer duration of drug action, and weaker effects on cardiac, small intestinal, and bronchial smooth muscles. It is one of the most mature drugs for dry-eye animal models.
Different methods can be used to induce dry eye with scopolamine, such as subcutaneous injection, drug pump, or patch application4,11,12. In order to reduce the frequency of drug administration to experimental animals, many researchers apply transdermal patches to the tails of mice or use drug pumps. However, both of these methods have limitations. For example, the absorption of transdermal patches needs to take into account the individual absorption of mice, which can lead to inconsistent drug dosage. Although drug pumps can accurately control the dosage of each administration, they are not always compatible with the drug being delivered or the concentration being used. They also need to be placed surgically &#8211; which is more invasive to the animal, requiring an anesthetic event, and there is potential for post-surgical complications such as dehiscence. Subcutaneous injection, although more cumbersome, can ensure accurate dosage for each administration and maintain consistency in drug administration among different rats. At the same time, it has a lower cost and is suitable for conducting a large number of animal experiments.
This study applies repeated subcutaneous injection of scopolamine to establish a dry eye rat model. We analyze dry eye indicators such as corneal defects, tear secretion levels, and pathological morphology of the cornea, conjunctiva, and lacrimal gland. By combining drug concentration, pathological manifestations, and dry eye symptoms, we further elaborate on the dry eye rat model in detail, providing more accurate experimental data for the study of dry eye treatment and pathological mechanisms. We also describe the modeling process in detail for future researchers.

Pleins feux sur l’auteur : Les défis de la mise au point de modèles animaux sur la sécheresse oculaire et les orientations futures de la recherche

Un modèle de rat de sécheresse oculaire avec un dysfonctionnement de la glande lacrymale induit par la scopolamine

Schirmer I teste, SIT I Le volume lacrymal des rats a été mesuré les jours 0, 3, 5, 7, 11, 15 et 19 après le début de l’expérience. Les résultats expérimentaux ont montré que la sécrétion lacrymale du groupe scopolamine (groupe 2,5, groupe 5, groupe 7,5), par rapport au groupe témoin (groupe 0), était significativement diminuée, et la différence était statistiquement significative (P < 0,01). Il n’y avait pas de signification statistique entre le groupe 2,5, le groupe 5 et le group...

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Ici, nous établissons un modèle de dysfonctionnement des glandes lacrymales chez le rat pour fournir une base pour l’étude de la sécheresse oculaire carencée en eau.

Aqueous-deficient dry eye (ADDE) is a type of dry eye disease that can result in the reduction of tear secretion quantity and quality. Prolonged abnormal ...

Le processus de développement d’un modèle animal de sécheresse oculaire est long. Il nécessite une injection sous-cutanée continue de scopolamine dans les pattes arrière du riz pour supprimer la sécrétion de la glande lacrymale chez le riz. Les expérimentateurs doivent donc avoir suffisamment de patience pour administrer le médicament régulièrement sur une longue période.Notre protocole est une méthode très utile qui permet de créer différents degrés de modèles de sécheresse oculaire en fonction de différentes concentrations de médicaments. Cela peut faciliter l’étude du traitement de la sécheresse oculaire pour les futurs chercheurs. Notre équipe continuera d’explorer le domaine de la régénération des glandes lacrymales, très enthousiaste à l’idée de travailler sur la reconstruction 3D et de mener des expériences de transplantation.Notre objectif ultime est de développer des options de traitement plus avancées et plus efficaces pour les personnes souffrant du syndrome de l’œil sec.

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Research

JoVE Journal

Medicine

A Rat Dry Eye Model with Lacrimal Gland Dysfunction Induced by Scopolamine

1.4K vues.  Jinan University. Le processus de développement d’un modèle animal de sécheresse oculaire est long. Il nécessite une injection sous-cutanée continue de scopolamine dans les pattes arrière du riz pour supprimer la sécrétion de la glande lacrymale chez le riz. Les expérimentateurs doivent donc avoir suffisamment de patience pour administrer le médicament régulièrement sur une longue période.Notre protocole est une méthode très utile qui permet de créer différents degrés de modèles de ...

Vidéo: Pleins feux sur l’auteur : Les défis de la mise au point de modèles animaux sur la sécheresse oculaire et les orientations futures de la recherche

Aqueous-deficient dry eye (ADDE) is a type of dry eye disease that can result in the reduction of tear secretion quantity and quality. Prolonged abnormal tear production can lead to a disturbance in the ocular surface environment, including corneal damage and inflammation. In severe cases, ADDE can cause vision loss or even blindness. Currently, dry eye treatment is limited to eye drops or physical therapy, which can only alleviate eye discomfort symptoms and cannot fundamentally cure dry eye syndrome. To restore the function of the lacrimal gland in dry eye, we have created an animal model of lacrimal gland dysfunction in rats induced by scopolamine. Through the comprehensive evaluation of the lacrimal gland, corneas, conjunctivas, and other factors, we aim to provide a full understanding of the pathological changes of ADDE. Compared with the current dry eye mouse model, this ADDE animal model includes a functional evaluation of the lacrimal gland, providing a better platform for studying lacrimal gland dysfunction in ADDE.

Here, we establish a rat model of lacrimal gland dysfunction to provide a basis for the study of aqueous-deficient dry eye.