Questo studio è stato sostenuto dalla Guangdong Provincial High-level Clinical Key Specialties (SZGSP014) e dalla Shenzhen Natural Science Foundation (JCYJ20210324125805012).

Tutti gli esperimenti sugli animali eseguiti seguendo questo protocollo sono eseguiti sotto l'approvazione del Comitato Istituzionale per la Cura e l'Uso degli Animali (IACUC).
1. Preparazione dell'animale
<ol><li>Prepara 12 ratti femmine Wistar sani di 6 settimane con SPF del peso di 160 g ± 20 g.</li>
	<li>Utilizzare una lampada a fessura e un oftalmoscopio per esaminare le condizioni degli occhi di tutti i ratti, assicurandosi che non vi siano malattie del segmento anteriore o della retina.</li>
	<li>Alleva tutti i ratti per 1 settimana con sufficienti fonti di cibo e acqua.</li>
	<li>Tutti i ratti sono stati divisi in modo casuale in gruppi normali, con concentrazione del farmaco scopolamina 2,5 mg/mL, concentrazione del farmaco scopolamina 5 mg/mL e concentrazione del farmaco scopolamina 7,5 mg/mL, con tre animali in ciascun gruppo.</li>
</ol>2. Preparazione della soluzione
<ol><li>Preparare il bromuro di scopolamina sciogliendolo in una soluzione di cloruro di sodio allo 0,9% per ottenere una soluzione con concentrazioni di 7,5 mg/mL, 5 mg/mL e 2,5 mg/mL.</li>
	<li>Preparare una soluzione di cloruro di sodio allo 0,9% senza bromuro di scopolamina da utilizzare come iniezione per il gruppo di controllo dei ratti.</li>
</ol>3. Preparazione dell'attrezzatura e del materiale
<ol><li>Prepara un microscopio per piccoli animali.</li>
	<li>Preparare i materiali per l'esperimento, tra cui una siringa monouso da 1 mL con ago (26 G); strisce oftalmiche di fluoresceina sodica; Striscia reattiva per lacrime di Schirmer; etanolo assoluto; 4% paraformaldeide; xilene; balsamo neutro; ematossilina, eosina; e kit periodico di colorazione acido-Schiff.</li>
</ol>4. Iniezione sottocutanea
NOTA: Questa procedura richiede l'assistenza di una seconda persona per aiutare a proteggere i ratti.
<ol><li>Tieni fermo il corpo del ratto e afferra e allunga le zampe posteriori sinistre (o destre). NOTA: Un assistente può aiutare a tenere l'animale.</li>
	<li>Pulire il sito di iniezione con alcool.</li>
	<li>Inserire una siringa monouso da 1 mL con ago (26 G) alla base della piega cutanea tra il pollice e l'indice.</li>
	<li>Aspirare la siringa tirando indietro lo stantuffo della siringa. L'eventuale presenza di sangue nella siringa indica un posizionamento errato dell'ago; Rimuovere e riposizionare l'ago.</li>
	<li>Somministrare una soluzione di cloruro di sodio allo 0,9% con o senza bromuro di scopolamina con un movimento costante e fluido.</li>
	<li>Iniettare tutti i ratti in base a diverse concentrazioni, iniettando 0,5 ml ogni volta e quattro volte al giorno (alle 9:00, 12:00, 15:00 e 18:00) per un periodo consecutivo di 19 giorni, alternando gli arti sinistro e destro. NOTA: i gruppi sono denominati come segue: Gruppo senza bromuro di scopolamina: 0 gruppo (controllo) Gruppo con scopolamina bromuro 2,5 mg/mL: gruppo 2,5 Gruppo con bromuro di scopolamina 5 mg/mL: gruppo 5 Gruppo con bromidrato di scopolamina 7,5 mg/mL: gruppo 7,5</li>
	<li>Rimetti l'animale nella sua gabbia e monitora la respirazione e il comportamento per 5-10 minuti.</li>
</ol>5. Test della secrezione lacrimale (test lacrimale di Schirmer, STT)
<ol><li>Creare una striscia di carta da filtro modificata per i ratti11. Tagliare metà della striscia di carta da filtro utilizzata per gli esseri umani lungo la linea centrale (1 mm × 15 mm) e tagliare la testa della striscia per renderla liscia. NOTA: Prima di eseguire il test della secrezione lacrimale, trattenere manualmente il corpo del ratto per impedirne il movimento e garantire l'esposizione degli occhi del ratto.</li>
	<li>Posizionare la striscia di carta da filtro sul 1/3 esterno del sacco congiuntivale della palpebra inferiore del ratto.</li>
	<li>Cronometrare il test per 5 min. Controllare la chiusura degli occhi del ratto durante la procedura.</li>
	<li>Dopo la misurazione, utilizzare una pinzetta per bloccare la striscia di carta da filtro in una provetta per microcentrifuga e registrare il volume lacrimale tracciando un segno sulla parete della provetta.</li>
	<li>Misura la secrezione lacrimale il giorno 0, il giorno 1, il giorno 3, il giorno 5, il giorno 7, il giorno 11, il giorno 15 e il giorno 19.</li>
</ol>6. Colorazione con fluoresceina corneale
<ol><li>Far cadere 0,5 μL di soluzione di fluoresceina sodica allo 0,5% nel sacco congiuntivale inferiore di ciascun ratto.</li>
	<li>Osservare la cornea sotto la luce blu per 3 minuti dopo l'instillazione di fluoresceina.</li>
	<li>Registrare la colorazione fluorescente della cornea di ciascun ratto e osservare se c'è un difetto corneale.</li>
	<li>Eseguire la colorazione con fluoresceina corneale il giorno 0, il giorno 1, il giorno 3, il giorno 5, il giorno 7, il giorno 11, il giorno 15 e il giorno 19.</li>
</ol>7. Osservazione istologica del tessuto congiuntivale
<ol><li>Dopo aver completato lo sviluppo del modello, anestetizzare i ratti in profondità con un'iniezione intraperitoneale di 0,4 ml/100 g di idrato acquoso di cloralio al 10% per alleviare la tensione degli animali. Quindi, sopprimere i ratti mediante lussazione cervicale.</li>
	<li>Prelevare la congiuntiva bulbare dalle stesse regioni di ciascun ratto, con una dimensione di circa 2 mm x 2 mm.</li>
	<li>Fissare immediatamente i tessuti in paraformaldeide al 4% per 24 ore e incorporare in paraffina13.</li>
	<li>Tagliare sezioni di spessore 5 μm e colorare con ematossilina ed eosina (HE)14 e colorante periodico acido-Schiff (PAS) (seguire le istruzioni del produttore).</li>
</ol>8. Osservazione istologica del tessuto corneale e lacrimale
<ol><li>Dopo aver completato lo sviluppo del modello, sopprimere il ratto come descritto al punto 7.1.</li>
	<li>Prendi la cornea sul lato destro di ogni ratto e fissala immediatamente in una soluzione di paraformaldeide al 4%.</li>
	<li>Tagliare l'epidermide cefalica e il tessuto sottocutaneo lungo la linea che collega l'orecchio e l'angolo esterno dell'occhio, espandere l'incisione su entrambi i lati e isolare ulteriormente la ghiandola extraorbitaria giallastra.</li>
	<li>Rimuovere accuratamente il pelo del ratto e separare la ghiandola extraorbitaria con una soluzione di cloruro di sodio allo 0,9%.</li>
	<li>Porre le ghiandole extraorbitali isolate in una soluzione di paraformaldeide al 4% per 24 ore e incorporare in paraffina.</li>
	<li>Tagliare sezioni continue di ~5 μm di spessore e colorarle con HE per campioni di tessuto corneale ed extraorbitale.</li>
</ol>9. Analisi statistica
<ol><li>Utilizzare software appropriati per l'analisi statistica dei dati.<ol><li>Eseguire l'analisi unidirezionale della varianza (ANOVA) per analizzare i dati e il test delle differenze meno significative (LSD) per il confronto tra i gruppi. Impostare il livello di significatività statistica su α = 0,05, con P < 0,05 che indica la significatività statistica. NOTA: Per l'analisi statistica dei dati sperimentali è stato utilizzato il software SPSS 20.</li>
	</ol></li>
</ol>

Disfunzione della ghiandola lacrimale indotta da scopolamina nei ratti

<ol>
	<li>Papas, E. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+global+prevalence+of+dry+eye+disease:+A+Bayesian+view.">The global prevalence of dry eye disease: A Bayesian view.</a> Ophthalmic Physiol Opt. 41 (6), 1254-1266 (2021).</li><li>Sy, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Expert+opinion+in+the+management+of+aqueous+deficient+dry+eye+disease+(DED).">Expert opinion in the management of aqueous deficient dry eye disease (DED).</a> BMC Ophthalmol. 15 (1), 133 (2015).</li><li>Seo, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Activation+of+HIF-1alpha+(hypoxia+inducible+factor-1alpha)+prevents+dry+eye-induced+acinar+cell+death+in+the+lacrimal+gland.">Activation of HIF-1alpha (hypoxia inducible factor-1alpha) prevents dry eye-induced acinar cell death in the lacrimal gland.</a> Cell Death Dis. 5 (6), 1309 (2014).</li><li>Rahman, M. M., Kim, D. H., Park, C. -. K., Kim, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+models,+induction+protocols,+and+measured+parameters+in+dry+eye+disease:+Focusing+on+practical+implications+for+experimental+research.">Experimental models, induction protocols, and measured parameters in dry eye disease: Focusing on practical implications for experimental research.</a> Int J Mol Sci. 22 (22), 12102 (2021).</li><li>Sullivan, D. A., Bloch, K. J., Allansmith, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+influence+on+the+secretory+immune+system+of+the+eye:+androgen+regulation+of+secretory+component+levels+in+rat+tears.">Hormonal influence on the secretory immune system of the eye: androgen regulation of secretory component levels in rat tears.</a> J Immunol. 132 (3), 1130-1135 (1984).</li><li>Sullivan, D. A., Allansmith, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hormonal+modulation+of+tear+volume+in+the+rat.">Hormonal modulation of tear volume in the rat.</a> Exp Eye Res. 42 (2), 131-139 (1986).</li><li>Maitchouk, D. Y., Beuerman, R. W., Ohta, T., Stern, M., Varnell, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tear+production+after+unilateral+removal+of+the+main+lacrimal+gland+in+squirrel+monkeys.">Tear production after unilateral removal of the main lacrimal gland in squirrel monkeys.</a> Arch Ophthalmol. 118 (2), 246-252 (2000).</li><li>Barabino, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+controlled-environment+chamber:+a+new+mouse+model+of+dry+eye.">The controlled-environment chamber: a new mouse model of dry eye.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 46 (8), 2766-2771 (2005).</li><li>Viau, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Time+course+of+ocular+surface+and+lacrimal+gland+changes+in+a+new+scopolamine-induced+dry+eye+model.">Time course of ocular surface and lacrimal gland changes in a new scopolamine-induced dry eye model.</a> Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 246 (6), 857-867 (2008).</li><li>Altinors, D. D., Bozbeyoglu, S., Karabay, G., Akova, Y. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+ocular+surface+changes+in+a+rabbit+dry+eye+model+using+a+modified+impression+cytology+technique.">Evaluation of ocular surface changes in a rabbit dry eye model using a modified impression cytology technique.</a> Curr Eye Res. 32 (4), 301-307 (2007).</li><li>Daull, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficacy+of+a+new+topical+cationic+emulsion+of+cyclosporine+A+on+dry+eye+clinical+signs+in+an+experimental+mouse+model+of+dry+eye.">Efficacy of a new topical cationic emulsion of cyclosporine A on dry eye clinical signs in an experimental mouse model of dry eye.</a> Exp Eye Res. 153, 159-164 (2016).</li><li>Dursun, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+model+of+keratoconjunctivitis+sicca.">A mouse model of keratoconjunctivitis sicca.</a> Invest Ophthalmol Vis Sci. 43 (3), 632-638 (2002).</li><li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cutting+sections+of+paraffin-embedded+tissues.">Cutting sections of paraffin-embedded tissues.</a> CSH Protoc. 2008, (2008).</li><li>Fischer, A. H., Jacobson, K. A., Rose, J., Zeller, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hematoxylin+and+eosin+staining+of+tissue+and+cell+sections.">Hematoxylin and eosin staining of tissue and cell sections.</a> CSH Protoc. 2008, (2008).</li><li>Shinomiya, K., Ueta, M., Kinoshita, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+new+dry+eye+mouse+model+produced+by+exorbital+and+intraorbital+lacrimal+gland+excision.">A new dry eye mouse model produced by exorbital and intraorbital lacrimal gland excision.</a> Sci Rep. 8 (1), 1483 (2018).</li><li>Ramos, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonproliferative+and+Proliferative+Lesions+of+the+Rat+and+Mouse+Special+Sense+Organs(Ocular+[eye+and+glands],+Olfactory+and+Otic).">Nonproliferative and Proliferative Lesions of the Rat and Mouse Special Sense Organs(Ocular [eye and glands], Olfactory and Otic).</a> J Toxicol Pathol. 31, (2018).</li><li>Stapleton, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TFOS+DEWS+II+Epidemiology+report.">TFOS DEWS II Epidemiology report.</a> Ocul Surf. 15 (3), 334-365 (2017).</li><li>Foulks, G. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Clinical+guidelines+for+management+of+dry+eye+associated+with+Sjogren+disease.">Clinical guidelines for management of dry eye associated with Sjogren disease.</a> Ocul Surf. 13 (2), 118-132 (2015).</li><li>Huang, W., Tourmouzis, K., Perry, H., Honkanen, R. A., Rigas, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+dry+eye+disease:+Useful,+varied+and+evolving+(Review).">Animal models of dry eye disease: Useful, varied and evolving (Review).</a> Exp Ther Med. 22 (6), 1394 (2021).</li><li>Brayer, J. B., Humphreys-Beher, M. G., Peck, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sjogren's+syndrome:+immunological+response+underlying+the+disease.">Sjogren's syndrome: immunological response underlying the disease.</a> Arch Immunol Ther Exp (Warsz. 49 (5), 353-360 (2001).</li><li>Lin, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+mouse+dry+eye+model+induced+by+topical+administration+of+benzalkonium+chloride).">A mouse dry eye model induced by topical administration of benzalkonium chloride).</a> Mol Vis. 17, 257-264 (2011).</li></ol>

Gli autori non hanno potenziali conflitti di interesse relativi ai farmaci e ai materiali utilizzati in questa procedura.

L'occhio secco da carenza acquosa (ADDE) è un importante tipo di occhio secco, che rappresenta circa 1/3 della popolazione totale di occhio secco17 e la causa principale dell'ADDE è il danno patologico e l'infiammazione della ghiandola lacrimale13. Per questo tipo di occhio secco, i metodi di trattamento clinico più comuni sono le lacrime artificiali per alleviare i sintomi o l'applicazione topica di steroidi o ciclosporina18, mentre ci sono poche...

Entro il 2021, circa il 12% delle persone è significativamente colpito dalla secchezza oculare1, rendendola una delle malattie croniche degli occhi più comuni. L'occhio secco può essere suddiviso in due tipi: l'occhio secco da carenza acquosa (ADDE) e l'occhio secco evaporativo (EDE)2, a seconda dei diversi fattori che influenzano la malattia. L'ADDE è ulteriormente suddivisa in sindrome di Sjögren (SS) e non-SS, ma la maggior parte dei pazienti con occhio secco sono pazienti non SS nella clinica3. I sintomi cronici dell'occhio secco compromettono seriamente la qualità visiva dei pazienti. Attualmente, il trattamento convenzionale della DED prevede l'applicazione di lacrime artificiali per lubrificare la superficie oculare e la terapia fisica delle palpebre. Tuttavia, la sindrome dell'occhio secco potrebbe non offrire una cura completa in molti casi. Pertanto, lo studio della patogenesi della malattia dell'occhio secco è fondamentale per lo sviluppo di nuove terapie e farmaci. I modelli animali della sindrome dell'occhio secco forniscono una base per ulteriori ricerche.
Esistono molti modi per costruire modelli animali della sindrome dell'occhio secco4, tra cui la modifica dei livelli di secrezione lacrimale alterando i livelli ormonali. Ad esempio, la rimozione dei testicoli dei ratti può ridurre la secrezione di androgeni, aumentare la secrezione lacrimale e diminuire la concentrazione di componente secretorio libero (SC) e IgA nelle lacrime 5,6. Un altro metodo consiste nell'indicare le reazioni autoimmuni nella ghiandola lacrimale rimuovendo i nervi della superficie oculare che controllano la ghiandola. Inoltre, è possibile ridurre direttamente la secrezione lacrimale rimuovendo chirurgicamente la ghiandola lacrimale7. Anche le mutevoli condizioni ambientali possono accelerare l'evaporazione delle lacrime. Ad esempio, la coltura di animali in condizioni di bassa umidità e ventilazione asciutta può stabilire un modello di eccessiva secchezza oculare evaporativa8, che può essere combinato con altri metodi per aumentare la gravità dell'occhio secco. I principali farmaci utilizzati per indurre modelli sperimentali di occhio secco sono l'atropina e la scopolamina9. Come inibitori parasimpatici, entrambi possono indurre il blocco farmacologico dei recettori colinergici (muscarinici) nella ghiandola lacrimale e inibire la secrezione lacrimale. Rispetto alla secchezza oculare causata dall'iniezione muscolare di atropina10, la scopolamina ha un effetto inibitorio più forte sulle ghiandole della secrezione, una durata più lunga dell'azione del farmaco ed effetti più deboli sulla muscolatura liscia cardiaca, dell'intestino tenue e bronchiale. È uno dei farmaci più maturi per i modelli animali di occhio secco.
Diversi metodi possono essere utilizzati per indurre l'occhio secco con scopolamina, come l'iniezione sottocutanea, la pompa del farmaco o l'applicazione di cerotti 4,11,12. Al fine di ridurre la frequenza di somministrazione di farmaci agli animali da esperimento, molti ricercatori applicano cerotti transdermici alla coda dei topi o utilizzano pompe per farmaci. Tuttavia, entrambi questi metodi hanno delle limitazioni. Ad esempio, l'assorbimento dei cerotti transdermici deve tenere conto dell'assorbimento individuale dei topi, che può portare a un dosaggio incoerente del farmaco. Sebbene le pompe per farmaci siano in grado di controllare con precisione il dosaggio di ogni somministrazione, non sono sempre compatibili con il farmaco erogato o con la concentrazione utilizzata. Devono anche essere posizionati chirurgicamente, il che è più invasivo per l'animale, richiedendo un evento anestetico e c'è il potenziale per complicanze post-chirurgiche come la deiscenza. L'iniezione sottocutanea, sebbene più ingombrante, può garantire un dosaggio accurato per ogni somministrazione e mantenere la coerenza nella somministrazione del farmaco tra i diversi ratti. Allo stesso tempo, ha un costo inferiore ed è adatto per condurre un gran numero di esperimenti sugli animali.
Questo studio applica ripetute iniezioni sottocutanee di scopolamina per stabilire un modello di ratto a occhio secco. Analizziamo gli indicatori dell'occhio secco come i difetti corneali, i livelli di secrezione lacrimale e la morfologia patologica della cornea, della congiuntiva e della ghiandola lacrimale. Combinando la concentrazione del farmaco, le manifestazioni patologiche e i sintomi dell'occhio secco, elaboriamo ulteriormente il modello di ratto dell'occhio secco in dettaglio, fornendo dati sperimentali più accurati per lo studio del trattamento dell'occhio secco e dei meccanismi patologici. Descriviamo anche il processo di modellazione in dettaglio per i futuri ricercatori.

<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td>0.9% sodium chloride solution</td>
			<td>SJZ No.4 Pharmaceutical</td>
			<td>H13023201</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>4% paraformaldehyde</td>
			<td>Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd</td>
			<td>G1113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Absolute ethanol</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.</td>
			<td>10009218</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorescein sodium ophthalmic strips</td>
			<td>Tianjin Yinuoxinkang Medical Device Tech Co., Ltd</td>
			<td>YN-YG-I</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hematoxylin and eosin</td>
			<td>Nanjing Jiancheng Bioengineering Institute</td>
			<td>D006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Neutral balsam</td>
			<td>Beijing Solarbio Science &#38; Technology Co., Ltd.&#160;</td>
			<td>G8590</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Paraffin</td>
			<td>Beijing Solarbio Science &#38; Technology Co., Ltd.</td>
			<td>YA0012</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Periodic Acid-Schiff Staining Kit</td>
			<td>Beyotime Biotechnology</td>
			<td>C0142S</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Schirmer tear test strips</td>
			<td>Tianjin Yinuoxinkang Medical Device Tech Co., Ltd</td>
			<td>YN-LZ-I</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Scopolamine hydrobromide</td>
			<td>Shanghai Macklin Biochemical Co., Ltd</td>
			<td>S860151</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small animal microscope</td>
			<td>Head Biotechnology Co,. Ltd</td>
			<td>ZM191</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Xylene</td>
			<td>Sinopharm Chemical Reagent Co., Ltd.</td>
			<td>10023418</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a rat dry eye model with lacrimal gland dysfunction induced by scopolamine

L'occhio secco da carenza acquosa (ADDE) è un tipo di malattia dell'occhio secco che può comportare la riduzione della quantità e della qualità della secrezione lacrimale. La produzione anomala prolungata di lacrime può portare a un disturbo nell'ambiente della superficie oculare, inclusi danni corneali e infiammazioni. Nei casi più gravi, l'ADDE può causare la perdita della vista o addirittura la cecità. Attualmente, il trattamento dell'occhio secco è limitato a colliri o terapia fisica, che possono solo alleviare i sintomi del disagio oculare e non possono curare fondamentalmente la sindrome dell'occhio secco. Per ripristinare la funzione della ghiandola lacrimale nell'occhio secco, abbiamo creato un modello animale di disfunzione della ghiandola lacrimale nei ratti indotta dalla scopolamina. Attraverso la valutazione completa della ghiandola lacrimale, delle cornee, delle congiuntive e di altri fattori, miriamo a fornire una piena comprensione dei cambiamenti patologici dell'ADDE. Rispetto all'attuale modello murino a occhio secco, questo modello animale ADDE include una valutazione funzionale della ghiandola lacrimale, fornendo una piattaforma migliore per studiare la disfunzione della ghiandola lacrimale nell'ADDE.

By 2021, approximately 12% of people are significantly affected by dry eyes1, making it one of the most common chronic eye diseases. Dry eye can be divided into two types: aqueous-deficient dry eye (ADDE) and evaporative dry eye (EDE)2, depending on the different factors that affect the disease. ADDE is further divided into Sj&#246;gren&#39;s syndrome (SS) and non-SS, but the majority of dry eye patients are non-SS patients in clinical3. Chronic dry eye symptoms seriously affect the visual quality of patients. Currently, the conventional treatment of DED involves the application of artificial tears to lubricate the ocular surface and physical therapy of the eyelids. However, dry eye syndrome may not offer a complete cure in many cases. Therefore, studying the pathogenesis of dry eye disease is crucial for the development of new therapies and drugs. Animal models of dry eye syndrome provide a foundation for further research.
There are many ways to construct animal models of dry eye syndrome4, including changing tear secretion levels by altering hormone levels. For example, removing the testes of rats can reduce androgen secretion, increase tear secretion, and decrease the concentration of free secretory component (SC) and IgA in tears5,6. Another method is to indicate autoimmune reactions in the lacrimal gland by removing the eye surface nerves that control the gland. Additionally, directly reducing tear secretion can be achieved by surgically removing the lacrimal gland7. Changing environmental conditions can also accelerate tear evaporation. For example, culturing animals in low humidity and dry ventilation conditions can establish a model of excessive evaporative dry eye8, which can be combined with other methods to increase the severity of dry eye. The main drugs used to induce dry eye experimental models are atropine and scopolamine9. As parasympathetic inhibitors, both can induce pharmacological blockade of cholinergic (muscarinic) receptors in the lacrimal gland and inhibit tear secretion. Compared with dry eyes caused by atropine muscle injection10, scopolamine has a stronger inhibitory effect on secretion glands, a longer duration of drug action, and weaker effects on cardiac, small intestinal, and bronchial smooth muscles. It is one of the most mature drugs for dry-eye animal models.
Different methods can be used to induce dry eye with scopolamine, such as subcutaneous injection, drug pump, or patch application4,11,12. In order to reduce the frequency of drug administration to experimental animals, many researchers apply transdermal patches to the tails of mice or use drug pumps. However, both of these methods have limitations. For example, the absorption of transdermal patches needs to take into account the individual absorption of mice, which can lead to inconsistent drug dosage. Although drug pumps can accurately control the dosage of each administration, they are not always compatible with the drug being delivered or the concentration being used. They also need to be placed surgically &#8211; which is more invasive to the animal, requiring an anesthetic event, and there is potential for post-surgical complications such as dehiscence. Subcutaneous injection, although more cumbersome, can ensure accurate dosage for each administration and maintain consistency in drug administration among different rats. At the same time, it has a lower cost and is suitable for conducting a large number of animal experiments.
This study applies repeated subcutaneous injection of scopolamine to establish a dry eye rat model. We analyze dry eye indicators such as corneal defects, tear secretion levels, and pathological morphology of the cornea, conjunctiva, and lacrimal gland. By combining drug concentration, pathological manifestations, and dry eye symptoms, we further elaborate on the dry eye rat model in detail, providing more accurate experimental data for the study of dry eye treatment and pathological mechanisms. We also describe the modeling process in detail for future researchers.

Autore in primo piano: Sfide nello sviluppo di modelli animali di occhio secco e direzioni future della ricerca

Un modello di occhio secco di ratto con disfunzione della ghiandola lacrimale indotta dalla scopolamina

Schirmer I prova, SIT I Il volume lacrimale dei ratti è stato misurato nei giorni 0, 3, 5, 7, 11, 15 e 19 dopo l'inizio dell'esperimento. I risultati sperimentali hanno mostrato che la secrezione lacrimale del gruppo scopolamina (gruppo 2,5, gruppo 5, gruppo 7,5), rispetto al gruppo di controllo (gruppo 0), era significativamente diminuita e la differenza era statisticamente significativa (P < 0,01). Non c'è stata alcuna significatività statistica tra il gruppo 2,5, il gruppo 5 e il gruppo 7,5 (P >...

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Qui, stabiliamo un modello di ratto di disfunzione della ghiandola lacrimale per fornire una base per lo studio dell'occhio secco con deficit acquoso.

Aqueous-deficient dry eye (ADDE) is a type of dry eye disease that can result in the reduction of tear secretion quantity and quality. Prolonged abnormal ...

Il processo di sviluppo di un modello animale di occhio secco è lungo. Richiede un'iniezione sottocutanea continua di scopolamina nelle zampe posteriori del riso per sopprimere la secrezione della ghiandola lacrimale nel riso. Quindi, gli sperimentatori devono avere abbastanza pazienza per somministrare il farmaco regolarmente per un lungo periodo di tempo.Il nostro protocollo è un metodo molto utile che può creare diversi gradi di modelli di occhio secco in base alle diverse concentrazioni di farmaco. Può rendere più facile per i futuri ricercatori studiare il trattamento della malattia dell'occhio secco. Il nostro team continuerà ad esplorare il campo della rigenerazione delle ghiandole lacrimali, molto entusiasta di lavorare sulla ricostruzione 3D e di condurre esperimenti di trapianto.Il nostro obiettivo finale è quello di sviluppare opzioni di trattamento più avanzate ed efficienti per le persone che soffrono di sindrome dell'occhio secco.

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Research

JoVE Journal

Medicine

A Rat Dry Eye Model with Lacrimal Gland Dysfunction Induced by Scopolamine

1.4K Views.  Jinan University. Il processo di sviluppo di un modello animale di occhio secco è lungo. Richiede un'iniezione sottocutanea continua di scopolamina nelle zampe posteriori del riso per sopprimere la secrezione della ghiandola lacrimale nel riso. Quindi, gli sperimentatori devono avere abbastanza pazienza per somministrare il farmaco regolarmente per un lungo periodo di tempo.Il nostro protocollo è un metodo molto utile che può creare diversi gradi di modelli di occhio secco in base alle diverse concen...

Video: Autore in primo piano: Sfide nello sviluppo di modelli animali di occhio secco e direzioni future della ricerca

Aqueous-deficient dry eye (ADDE) is a type of dry eye disease that can result in the reduction of tear secretion quantity and quality. Prolonged abnormal tear production can lead to a disturbance in the ocular surface environment, including corneal damage and inflammation. In severe cases, ADDE can cause vision loss or even blindness. Currently, dry eye treatment is limited to eye drops or physical therapy, which can only alleviate eye discomfort symptoms and cannot fundamentally cure dry eye syndrome. To restore the function of the lacrimal gland in dry eye, we have created an animal model of lacrimal gland dysfunction in rats induced by scopolamine. Through the comprehensive evaluation of the lacrimal gland, corneas, conjunctivas, and other factors, we aim to provide a full understanding of the pathological changes of ADDE. Compared with the current dry eye mouse model, this ADDE animal model includes a functional evaluation of the lacrimal gland, providing a better platform for studying lacrimal gland dysfunction in ADDE.

Here, we establish a rat model of lacrimal gland dysfunction to provide a basis for the study of aqueous-deficient dry eye.